Autores
Contáctenos

Iniciar sesión

Se requiere una suscripción a JoVE para ver este contenido. Inicie sesión o comience su prueba gratuita.

En este artículo

  • Resumen
  • Resumen
  • Introducción
  • Protocolo
  • Resultados
  • Discusión
  • Divulgaciones
  • Agradecimientos
  • Materiales
  • Referencias
  • Reimpresiones y Permisos

Resumen

La microcirculación de la médula espinal juega un papel fundamental en la lesión de la médula espinal. La mayoría de los métodos no permiten la evaluación en tiempo real de la microcirculación de la médula espinal, que es esencial para el desarrollo de terapias dirigidas a la microcirculación. Aquí, proponemos un protocolo utilizando sondas Laser-Doppler-Flow Needle en un modelo animal grande de isquemia / reperfusión.

Resumen

La lesión de la médula espinal es una complicación devastadora de la reparación aórtica. A pesar de los avances para la prevención y el tratamiento de la lesión de la médula espinal, su incidencia sigue siendo considerablemente alta y, por lo tanto, influye en el resultado del paciente. La microcirculación juega un papel clave en la perfusión tisular y el suministro de oxígeno y a menudo se disocia de la macrohemodinámica. Por lo tanto, la evaluación directa de la microcirculación de la médula espinal es esencial para el desarrollo de terapias dirigidas a la microcirculación y la evaluación de los enfoques existentes con respecto a la microcirculación de la médula espinal. Sin embargo, la mayoría de los métodos no proporcionan una evaluación en tiempo real de la microcirculación de la médula espinal. El objetivo de este estudio es describir un protocolo estandarizado para la evaluación microcirculatoria de la médula espinal en tiempo real utilizando sondas de aguja Doppler con láser insertadas directamente en la médula espinal. Se utilizó un modelo porcino de isquemia/reperfusión para inducir el deterioro de la microcirculación de la médula espinal. Además, se utilizó una técnica de inyección de microesfera fluorescente. Inicialmente, los animales fueron anestesiados y ventilados mecánicamente. A partir de entonces, se realizó la inserción de la sonda de aguja Doppler con láser, seguida de la colocación del drenaje del líquido cefalorraquídeo. Se realizó una esternotomía mediana para la exposición de la aorta descendente para realizar el pinzamiento cruzado aórtico. La isquemia/reperfusión fue inducida por pinzamiento cruzado aórtico supracelíaco durante un total de 48 min, seguido de reperfusión y estabilización hemodinámica. El flujo láser-Doppler se realizó en paralelo con la evaluación macrohemodinámica. Además, se utilizó el drenaje automatizado del líquido cefalorraquídeo para mantener una presión cefalorraquídeo estable. Después de completar el protocolo, se sacrificaron animales y se recolectó la médula espinal para el análisis histopatológico y de microesferas. El protocolo revela la viabilidad de las mediciones de microperfusión de la médula espinal utilizando sondas Láser-Doppler y muestra una marcada disminución durante la isquemia, así como la recuperación después de la reperfusión. Los resultados mostraron un comportamiento comparable al de la evaluación de la microesfera fluorescente. En conclusión, este nuevo protocolo podría proporcionar un modelo animal grande útil para futuros estudios que utilicen la evaluación de microperfusión de la médula espinal en tiempo real en condiciones de isquemia / reperfusión.

Introducción

La lesión de la médula espinal inducida por isquemia/reperfusión (LME) es una de las complicaciones más devastadoras de la reparación aórtica asociada con un resultado reducido1,2,3,4. Las opciones actuales de prevención y tratamiento para la LME incluyen la optimización de los parámetros macrohemodinámicos, así como la normalización de la presión del líquido cefalorraquídeo (CSP) para mejorar la presión de perfusión de la médula espinal2,5,6,7,8,9. A pesar de la implementación de estas maniobras, la incidencia de LME todavía oscila entre el 2% y el 31% dependiendo de la complejidad de la reparación aórtica10,11,12.

Recientemente, la microcirculación ha ganado mayor atención13,14. La microcirculación es el área de captación de oxígeno celular e intercambio metabólico y, por lo tanto, desempeña un papel crítico en la función de los órganos y la integridad celular13. El deterioro del flujo sanguíneo microcirculatorio es un determinante importante de la isquemia tisular asociada con el aumento de la mortalidad15,16,17,18,19. El deterioro de la microcirculación de la médula espinal se asocia con una función neurológica reducida y el resultado20,21,22,23. Por lo tanto, la optimización de la microperfusión para el tratamiento de la LME es un enfoque muy prometedor. La persistencia de perturbaciones microcirculatorias, a pesar de la optimización macrocirculatoria, se ha descrito26,27,28,29. Esta pérdida de coherencia hemodinámica ocurre con frecuencia en diversas condiciones, incluyendo isquemia/reperfusión, enfatizando la necesidad de una evaluación microcirculatoria directa y terapias dirigidas a la microcirculación26,27,30.

Hasta ahora, solo unos pocos estudios han utilizado sondas láser-Doppler para la evaluación en tiempo real del comportamiento microcirculatorio de la médula espinal20,31. Los estudios existentes han utilizado a menudo técnicas de inyección de microesferas, que están limitadas por el uso intermitente y el análisis post mortem32,33. El número de mediciones diferentes utilizando la técnica de inyección de microesferas está limitado por la disponibilidad de microesferas con diferentes longitudes de onda. Además, a diferencia de las técnicas Láser-Doppler, la evaluación en tiempo real de la microperfusión no es posible, ya que el procesamiento y análisis de tejidos post mortem es necesario para este método. Aquí, presentamos un protocolo experimental para la evaluación en tiempo real de la microcirculación de la médula espinal en un modelo animal grande porcino de isquemia / reperfusión.

Este estudio fue parte de un gran proyecto en animales que combinó un estudio aleatorizado que comparó la influencia de los cristaloides frente a los coloides en la microcirculación en la isquemia / reperfusión, así como un estudio aleatorizado exploratorio sobre los efectos de los líquidos frente a los vasopresores en la microperfusión de la médula espinal. La calibración de la sonda de flujo de 2 puntos, así como la calibración del catéter de punta de presión, se han descrito previamente34. Además del protocolo reportado, se utilizaron microesferas fluorescentes para la medición de la microperfusión de la médula espinal, como se describió anteriormente, utilizando 12 muestras de tejido de la médula espinal para cada animal, con muestras 1-6 que representan la médula espinal superior y 7-12 que representan la médula espinal inferior35,36. La inyección de microesfera se realizó para cada paso de medición después de la finalización de los registros Láser-Doppler y la evaluación macrohemodinámica. La evaluación histopatológica se realizó utilizando el Kleinman-Score como se describió anteriormente37.

Protocolo

El estudio fue aprobado por la Comisión Gubernamental sobre el Cuidado y Uso de Animales de la Ciudad de Hamburgo (Referencia-No. 60/17). Los animales recibieron cuidados de conformidad con la 'Guía para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio' (publicación de los NIH No. 86-23, revisada en 2011), así como las recomendaciones y experimentos de FELASA se llevaron a cabo de acuerdo con las pautas ARRIVE24,25. Este estudio fue un ensayo agudo, y todos los animales fueron sacrificados al final del protocolo.

NOTA: El estudio se realizó en seis cerdos machos y hembras de tres meses de edad (Landrace alemán) con un peso aproximado de 40 kg. Los animales fueron llevados a las instalaciones de cuidado de animales al menos 7 días antes de los experimentos y fueron alojados de acuerdo con las recomendaciones de bienestar animal. A los animales se les proporcionó comida y agua ad libitum, y su estado de salud fue evaluado regularmente por el veterinario responsable. Se mantuvo un tiempo de ayuno de 12 h antes de los experimentos. Todo el procedimiento experimental y el manejo de los animales fue supervisado por el veterinario responsable.

1. Inducción de la anestesia y mantenimiento de la anestesia

  1. Para la inducción de la anestesia y el mantenimiento de la anestesia, premedicalar a los animales y sedarlos profundamente utilizando una inyección intramuscular seguida de inyecciones intravenosas, si es necesario, para realizar la intubación endotraqueal. A partir de entonces, induzca y mantenga la anestesia mediante el uso de una combinación de un agente anestésico volátil con una aplicación continua de opioides complementada con una inyección adicional en bolo de opioides.
  2. Realizar inyecciones intramusculares de ketamina 20 mg·kg-1,azaperona 4 mg·kg-1,y midazolam 0,1 mg·kg-1 para premedicación y sedación.
  3. Coloque un catéter venoso en una vena del oído, asegure la fijación adecuada y evalúe la funcionalidad mediante la aplicación rápida de 10 ml de solución salina.
  4. Coloque al animal en posición supina sobre una manta de calentamiento para evitar la pérdida de calor.
  5. Establecer monitorización básica con electrocardiografía (ECG) y oximetría de pulso para monitorizar el estado cardiopulmonar de los animales, y conectarla al hardware básico de monitorización.
  6. Administrar 15 L·min-1 de oxígeno a través de una máscara en forma de cerdo para la preoxigenación.
  7. Inyectar boli intravenoso de 0,1 mg·kg-1 de propofol al 1%, si es necesario, y realizar intubación endotraqueal.
  8. Asegure la colocación correcta con capnografía de marea final y auscultación, administre 0,1 mg•kg-1 de pancuronio y asegure la fijación adecuada del tubo endotraqueal.
  9. Establecer ventilación controlada por volumen utilizando volúmenes corrientes de 10 mL·kg-1 peso corporal-1,una presión positiva al final de la espiración de 10 cmH2O, y una fracción de oxígeno inspirado (FiO2)de 0,3 utilizando la máquina de anestesia. Ajuste la frecuencia del ventilador para mantener una tensión de dióxido de carbono al final de la espiración (etCO2) de 35-45 mmHg.
  10. Introduzca una sonda gástrica, realice la succión de los fluidos gástricos, fije correctamente la sonda y conéctela a una bolsa de recolección. Cierre cuidadosamente los ojos del animal para evitar la sequedad de los ojos durante la anestesia.
  11. Mantener la anestesia mediante infusión continua de fentanilo (10 μg·kg-1·h-1) y sevoflurano (concentración de 3,0% de expiración, suministrada por el vapor). Asegurar un nivel adecuado de anestesia mediante la observación cuidadosa de los signos vitales y los parámetros de ventilación, así como por la ausencia de movimientos durante todo el protocolo, prestando especial atención a las fases del estímulo quirúrgico. Administre dosis adicionales en bolo de fentanilo (50 μg) si hay alguna indicación de dolor o angustia.
    NOTA: Asegúrese de la presencia de investigadores con experiencia en anestesia animal durante todo el procedimiento y utilice la supervisión de un veterinario experimentado para asegurar la anestesia adecuada.
  12. Administrar una velocidad de perfusión basal de 10 mL·kg-1·h-1 cristaloides equilibrados para compensar las pérdidas de líquido durante la anestesia, la preparación quirúrgica y la ejecución del protocolo experimental. Use un calentador de líquidos para evitar la pérdida de calor.
  13. Limpie suavemente la piel del cerdo con agua jabonosa. Use una solución de desinfección de la piel que contenga povidona yodada para disminuir la contaminación de la piel. Use guantes estériles para preparaciones quirúrgicas. Aplicar 300 mg de clindamicina como profilaxis antimicrobiana, y repetir la dosis después de 6 h.

2. Colocación de la sonda

  1. Coloque al animal en la posición lateral derecha y flexione la espalda del animal para ensanchar el espacio entre las vértebras.
  2. Exponer quirúrgicamente el área paravertebral para la preparación de procesos espinosos y arcos vertebrales (Figura 1A).
  3. Coloque un catéter vascular de vena periférica de 14 G paramedian en la médula espinal a nivel de la vértebra torácica (Th) 13/14 o la vértebra lumbar (L) 1/2 entre dos arcos vertebrales(Figura 1B).
  4. Retire la aguja, inserte la sonda de aguja láser/Doppler sobre el catéter venoso(Figura 1C)y pruebe la calidad de la señal mediante la conexión al hardware y al software designados. Asegúrese de que haya una señal estable con pulsatilidad moderada.
  5. Fije cuidadosamente la sonda con suturas (Figura 1D) y use acolchado para evitar la dislocación o torcedura de la sonda.
  6. Para la colocación percutánea de drenaje de líquido cefalorraquídeo para medir y controlar la presión cefalorraquídeo, identifique el nivel de L 4/5 o L 5/6, perfore la piel y el espacio subcutáneo con la aguja introductora y retire la aguja incrustada.
  7. Coloque una jeringa llena de solución salina en la aguja e introduzca cuidadosamente la aguja con presión constante sobre la jeringa llena de líquido.
  8. Una vez que se siente una pérdida de resistencia como evidencia de la posición epidural, vuelva a introducir la aguja incrustada e introduzca la aguja 2-3 mm más para perforar la duramadre y quitar la aguja incrustada.
  9. Verifique la posición intratecal mediante goteo rápido de licor claro. Introduzca el drenaje hasta 20 cm de profundidad, conecte el adaptador Luer-lock y verifique la posición mediante una aspiración cuidadosa del licor.
  10. Fije cuidadosamente el drenaje con suturas y conéctelo al sistema de drenaje del líquido cefalorraquídeo.
  11. Exponga el cráneo detrás de la oreja izquierda y realice cuidadosamente una trepanación de la piel con un accesorio de perforación de 6 mm.
  12. Introduzca una segunda sonda doppler láser directamente en el cerebro. Fije cuidadosamente la sonda con suturas y pruebe la calidad de la señal mediante la conexión a hardware y software designados. Una vez más, asegúrese de que haya una señal estable con pulsatilidad moderada.
  13. Desconecte todas las sondas, coloque cuidadosamente al animal en posición supina, asegurando que la posición de la sonda no se vea afectada. Asegúrese de que al menos 4-5 investigadores realicen esta maniobra.
  14. Vuelva a conectar las sondas y vuelva a comprobar la calidad de la señal.
  15. Conecte los canales de salida del hardware láser-Doppler al amplificador y al hardware y software de adquisición síncrona para grabar adicionalmente el flujo láser/Doppler simultáneamente con señales macrohemodin dinámicas.
  16. Calibre el flujo según la unidad (PU) con calibración de 2 puntos.
    1. Pulse Intro para abrir el menú y seleccionar la configuración de salida analógica.
    2. Utilice el factor de conversión mostrado (5.0 V = 1000 PU) para calibrar Flux con calibración de 2 puntos para su uso con el software de adquisición síncrona.
    3. Seleccione Retorno para volver al menú anterior y seleccione Medición para continuar con la medición.
    4. Abra el software de adquisición sincrónica. Seleccione cero todas las entradas en el menú Configuración. Conecte todas las entradas con los dispositivos y sondas utilizados.
    5. Realice la calibración de 2 puntos para Flux haciendo clic en el menú desplegable del canal Flux. Seleccione Calibración de 2 puntos. Establezca la conversión de unidades en activado y seleccione BPU como unidades. Para el punto 1, establezca 0 V en 0 BPU. Para el punto 2, establezca 5.0 V en 1000 BPU. Seleccione establecer unidades para todos y nuevos datos. Pulse OK para cerrar el menú.
  17. Iniciar el drenaje continuo del líquido cefalorraquídeo con una presión objetivo de 10 mmHg y un volumen de drenaje de 20 mL·h-1.

3. Colocación del catéter

  1. Exponer ambas arterias femorales.
  2. Ligar la parte distal de la arteria femoral derecha, ocluir temporalmente la luz proximal de la arteria utilizando un asa de vaso, realizar un corte de 2 mm del vaso con una tijera de Potts e introducir el alambre guía.
  3. Introduzca el cable guía aún más, asegurando una inserción sin resistencia y evitando cualquier torcedura del cable; introducir el catéter sobre el alambre.
  4. Fije el catéter con suturas.
  5. Asegurar la posición correcta mediante aspiración de sangre arterial verificada con análisis de gases en sangre y medición de señal arterial después de la conexión adecuada a la presión arterial y monitoreo trans-cardiopulmonar duro y software.
  6. Coloque una sonda de flujo de 5 mm en la arteria femoral izquierda y pruebe la calidad de la señal mediante la conexión al medidor de flujo.
  7. Cierre ambas ingles con suturas.
  8. Exponga la arteria carótida derecha, así como la vena yugular interna derecha para la colocación de 8 vainas introductoras de Fr.
  9. Para la colocación del catéter, proceda de la misma manera que se describe en 3.2-3.4.
  10. Conecte la luz lateral de la vaina introductora de la arteria carótida al hardware básico de monitoreo de presión y termodilución pulmonar para la medición de la presión arterial.
  11. Introduzca un catéter de punta de presión en la aorta ascendente y verifique la posición mediante la conexión al amplificador y al hardware y software de adquisición sincrónica.
  12. Coloque un catéter de la arteria pulmonar Swan-Ganz a través de la vaina venosa en la arteria pulmonar inflando el balón con aire a 20 cm de profundidad e insertándolo suavemente hasta que se vea una presión de cuña en la curva hemodinámica. Desinfle el balón y tire del catéter hacia atrás 2 cm. Asegurar la calidad satisfactoria de la señal de la presión de la arteria pulmonar. Conecte los termistores al hardware básico de monitoreo de presión y termodilución pulmonar.
  13. Utilice la guía ecográfica para la colocación percutánea de un catéter venoso central de 12 Fr. 5-Lumen para la administración de fármacos y la medición de la presión venosa central en la vena yugular derecha externa. Utilice el enfoque de 6 pasos para la colocación ecográfica38
  14. Conecte la luz distal del catéter a la presión arterial y al software de monitoreo transcardiopulmonar. Cambie todos los medicamentos e infusiones al catéter venoso central. Use diferentes lúmenes para analgésicos, líquidos y catecolaminas, y ahorre el lumen grande para la administración de coloides durante los pasos de carga de volumen.

4. Preparación quirúrgica

  1. Realice una minilaparotomía, movilice la vejiga, inserte un catéter foley para el drenaje de orina, infle el balón con solución salina y fije el catéter con suturas de bolsa.
  2. Conecte el catéter a una bolsa de recolección de orina que muestre la cantidad de orina en ml.
  3. Aumentar la FiO2 a 1.0, y volver a administrar 0.1 mg·kg-1 pancuronio por vía intravenosa.
  4. Realice una esternotomía mediana mediante el uso de electrocauterización para prepararse hasta el esternón. Diseccione suavemente el esternón del tejido circundante. Realizar la colocación retroesternal de una compresa para prevenir lesiones.
  5. Detenga la ventilación y divida el hueso con una sierra oscilante. Continúe la ventilación y reduzca la FiO2 a 0.3. Use electrocauterización para reducir el sangrado y selle el esternón con cera ósea.
  6. Movilice cuidadosamente el ápice del pulmón izquierdo y divida la parte lateral izquierda del diafragma para facilitar la exposición quirúrgica.
  7. Exponer la aorta descendente proximal al tronco celíaco mediante una retracción suave del pulmón izquierdo, asegurando una ventilación sin perturbaciones y evitando traumatismos en el pulmón izquierdo (Figura 2A) y dividir el tejido circundante (Figura 2B). Administrar 7 mL·kg-1 hidroxietilalmidón coloide si se necesita estabilización hemodinámica.
  8. Coloque un overhold alrededor de la aorta descendente para garantizar una exposición adecuada(Figura 2C).
  9. Conecte una sonda de flujo alrededor de la aorta torácica descendente(Figura 2D). Garantice la calidad adecuada de la señal mediante la conexión al módulo de flujo y la adquisición síncrona de hardware y software. Use gel de contacto para mejorar la calidad de la señal si es necesario.
  10. Coloque un bucle de vaso alrededor de la aorta descendente, distal a la sonda de flujo para marcar el área de sujeción cruzada aórtica.

5. Evaluación y adquisición de datos

  1. Cero todos los catéteres y catéteres de nivel utilizando líneas llenas de líquido colocadas en el nivel auricular derecho.
  2. Coloque los electrodos de ECG de la aguja y conéctelos al hardware y software de adquisición sincrónica.
  3. La evaluación de la termodilución transcardiopremonar, así como las mediciones de flujo y presión aórtica se han descrito previamente 34.
  4. Para la medición del gasto cardíaco mediante termodilución de la arteria pulmonar, realice 3 inyecciones con 10 ml de solución salina fría y observe el valor medio mostrado por el hardware de monitoreo básico.
  5. Inicie el software láser-Doppler simplemente presionando Inicioy establezca una marca para cada paso de medición etiquetando cuidadosamente los pasos como M0 a M5.

6. Protocolo experimental

  1. Realizar mediciones basales (M0).
  2. Realizar la optimización hemodinámica utilizando pasos de carga de volumen de 7 mL·kg-1 hidroxietil almidón coloide. Realice cada paso de carga de volumen durante 5 minutos utilizando infusiones presurizadas. Después de completar cada paso de carga de volumen, espere 5 minutos para el equilibrio. Comience la carga de volumen hasta que el aumento en el gasto cardíaco sea <15%.
  3. Repetir las mediciones (M1) después de completar la optimización hemodinámica.
  4. Inducir isquemia/reperfusión durante un total de 48 min de pinzamiento cruzado aórtico supracelíaco colocando una pinza aórtica en el área marcada.
  5. Aplicar pinzamiento aórtico en orden ascendente de intervalos de 1, 2, 5, 10 y 30 minutos para mejorar la supervivencia de los animales durante el protocolo de estudio.
  6. Continúe el pinzamiento cruzado aórtico después de cada intervalo después de un máximo de 5 minutos o después de la normalización del flujo de la arteria femoral.
  7. Realizar la oclusión manual de la vena cava inferior para evitar aumentos de la presión arterial de > presión arterial media de 100 mmHg.
  8. Administrar inyecciones en bolo de norepinefrina o epinefrina durante la fase de pinzamiento, si es necesario, para evitar disminuciones de la presión arterial media por debajo de 40 mmHg.
  9. Repita las mediciones al final del intervalo de sujeción de 30 minutos antes de la reperfusión (M2).
  10. Abra gradualmente la abrazadera para garantizar la estabilidad hemodinámica. Cierre la pinza si la presión arterial cae demasiado rápido y permita la estabilización.
  11. Administrar 7 mL·kg-1 de coloides de hidroxietilalmidón, así como inyecciones adicionales en bolo de 10-20 μg de norepinefrina y/o epinefrina para la estabilización. Administrar 2 ml kg-1 de bicarbonato de sodio al 8,4% si el pH desciende por debajo de 7,1. Asegurar el ajuste adecuado de la frecuencia respiratoria para asegurar la normocinia.
  12. Repetir las mediciones 1 h después de la reperfusión (M3).
  13. Repetir la optimización hemodinámica como se describe en el punto 6.2 y repetir las mediciones (M4).
  14. Realizar mediciones finales 4,5 h después de la inducción de isquemia/reperfusión (M5).

7. Eutanasia

  1. Administrar 40 mmol de cloruro de potasio por vía intravenosa para la eutanasia para inducir fibrilación ventricular y asistolia.
  2. Terminar la ventilación y retirar todos los catéteres.

8. Sustracción de órganos

  1. Coloque al animal en una posición prona y retire las sondas de la aguja, así como el drenaje.
  2. Exponga la columna vertebral mediante incisión en la piel y extracción de tejido muscular con bisturí y fórceps.
  3. Use una sierra oscilante para dividir el arco vertebral paramediano en ambos lados, y retire la parte dorsal del hueso vertebral moviendo cuidadosamente el proceso espinoso hacia los lados para aflojar las conexiones restantes.
  4. Use fórceps para levantar cuidadosamente la médula espinal desde los extremos caudal hasta el craneal, y use un bisturí para cortar los nervios espinales para extirpar la médula espinal.
  5. Almacene la médula espinal en formalina al 4% hasta su posterior utilización para la evaluación histopatológica o la cuantificación de la microesfera.

9. Análisis estadístico

  1. Utilice software estadístico.
  2. Asegurar la distribución normal mediante la inspección de histogramas y variables de transformación logarítmica si es necesario.
  3. Someter las variables dependientes:flujo de la médula espinal, gasto cardíaco, frecuencia cardíaca, volumen sistólico, presión arterial sistólica, presión arterial media, presión arterial diastólica, presión venosa central, resistencia vascular sistémica, así como microperfusión de la médula espinal superior e inferior según lo evaluado con microesferas fluorescentes si se desea, a análisis de modelos mixtos lineales generales, utilizando la rutina GENLINMIXED para datos continuos con una función de enlace de identidad.
  4. Utilice ajustes de línea base.
  5. Especifique modelos con efectos fijos para la línea base variable y el punto de medición. Considere el punto de medición como medidas repetidas dentro de los animales.
  6. Informe los valores p de los efectos fijos para el punto de medición para cada parámetro.
  7. Para el análisis de la microesfera fluorescente de la médula espinal, use la región (médula espinal inferior, médula espinal superior) además como efecto fijo e interacción entre la región y el punto de medición para evaluar las interacciones entre las regiones y el punto de medición, e informe también los valores p de los efectos fijos para la interacción.
  8. Calcular las medias marginales ajustadas de referencia con un intervalo de confianza (IC) del 95% para todas las variables dependientes en los puntos de medición M1-M5, seguido de comparaciones por pares a través de pruebas de diferencia menos significativa.
  9. Expresar las variables como media (IC del 95%). Expresar el peso del animal como media ± desviación estándar.
  10. Presentar valores p no ajustados.

Resultados

Los seis animales sobrevivieron hasta la finalización del protocolo. El peso animal fue de 48,2 ± 2,9 kg; cinco animales eran machos y un animal era hembra. La inserción de la sonda de la aguja de la médula espinal, así como la medición del flujo de la médula espinal fue factible en todos los animales.

Ejemplos de registros microcirculatorios de la médula espinal en tiempo real en combinación con registros microcirculat...

Discusión

La LME inducida por la isquemia de la médula espinal es una complicación importante de la reparación aórtica con un tremendo impacto en el resultado del paciente1,2,3,4,10,11,12. Las terapias dirigidas a la microcirculación para prevenir y tratar la LME son las más prometedoras. El pro...

Divulgaciones

Constantin J.C. Trepte ha recibido un premio honorífico por las conferencias de Maquet. Todos los demás autores declaran no tener conflictos de intereses. Este estudio fue apoyado por la Sociedad Europea de Anestesiología Young Investigator Start-Up Grant 2018.

Agradecimientos

Los autores desean agradecer a Lena Brix, V.M.D, Instituto de Investigación Animal, Escuela de Medicina de Hannover, así como a la Sra. Jutta Dammann, Centro de Investigación de Cuidado de Animales, Centro Médico Universitario de Hamburgo-Eppendorf, Alemania, por proporcionar cuidado animal pre y perioperatorio y su asistencia técnica en el manejo de animales. Los autores desean además agradecer al Dr. Daniel Manzoni, Departamento de Cirugía Vascular, Hôpital Kirchberg, Luxemburgo, por su asistencia técnica.

Materiales

NameCompanyCatalog NumberComments
CardioMed FlowmeterMedistim AS, Oslo, NorwayCM4000Flowmeter for Flow-Probe Femoral Artery
CardioMed Flow-Probe, 5mmMedistim AS, Oslo, NorwayPS100051Flow-Probe Femoral Artery
COnfidence probe, Transonic Systems Inc., Ithaca, NY, USAMA16PAUFlow-Probe Aorta
16 mm liners
DIVA Sevoflurane VaporDräger Medical, Lübeck, GermanyVapor
Hotline Level 1 Fluid WarmerSmiths Medical Germany GmbH, Grasbrunn, GermanyHL-90-DE-230Fluid Warmer
Infinity DeltaDräger Medical, Lübeck, GermanyBasic Monitoring Hardware
Infinity HemoDräger Medical, Lübeck, GermanyBasic Pressure Monitoring and Pulmonary Thermodilution Hardware
LabChart ProADInstruments Ltd., Oxford, UKv8.1.16Synchronic Laser-Doppler, Blood Pressure, ECG and Blood-Flow Aquisition Software
LiquoGuard 7Möller Medical GmbH, Fulda, GermanyCerebrospinal Fluid Drainage System
Millar Micro-Tip Pressure Catheter (5F, Single, Curved, 120cm, PU/WD)ADInstruments Ltd., Oxford, UKSPR-350Pressure-Tip Catheter Aorta
moor VMS LDFmoor Instruments, Devon, UKDesignated Laser-Doppler Hardware
moor VMS Research Softwaremoor Instruments, Devon, UKDesignated Laser-Doppler Software
Perivascular Flow ModuleTransonic Systems Inc., Ithaca, NY, USATS 420Flow-Module for Flow-Probe Aorta
PiCCO 2, Science VersionGetinge AB, Göteborg, Swedenv. 6.0Blood Pressure and Transcardiopulmonary Monitoring Hard- and Software
PiCCO 5 Fr. 20cmGetinge AB, Göteborg, SwedenThermistor-tipped Arterial Line 
PowerLabADInstruments Ltd., Oxford, UKPL 3516Synchronic Laser-Doppler, Blood Pressure, ECG and Blood-Flow Aquisition Hardware
QuadBridgeAmpADInstruments Ltd., Oxford, UKFE 224Four Channel Bridge Amplifier for Laser-Doppler and Invasive Blood Pressure Aquisition
SilverlineSpiegelberg, Hamburg, GermanyELD33.010.02Cerebrospinal Fluid Drainage
SPSS statistical software package IBM SPSS Statistics Inc., Armonk, New York, USAv. 27Statistical Software
Twinwarm Warming SystemMoeck & Moeck GmbH, Hamburg, Germany12TW921DEWarming System
Universal II Warming BlanketMoeck & Moeck GmbH, Hamburg, Germany906Warming Blanket
VP 3 Probe, 8mm length (individually manufactured)moor Instruments, Devon, UKLaser-Doppler Probe
ZeusDräger Medical, Lübeck, GermanyAnesthesia Machine

Referencias

  1. Etz, C. D., et al. Contemporary spinal cord protection during thoracic and thoracoabdominal aortic surgery and endovascular aortic repair: a position paper of the vascular domain of the European Association for Cardio-Thoracic Surgerydagger. The European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 47 (6), 943-957 (2015).
  2. Schraag, S. Postoperative management. Best Practice & Research Clinical Anaesthesiology. 30 (3), 381-393 (2016).
  3. Cambria, R. P., et al. Thoracoabdominal aneurysm repair: results with 337 operations performed over a 15-year interval. Annals of Surgery. 236 (4), 471-479 (2002).
  4. Becker, D. A., McGarvey, M. L., Rojvirat, C., Bavaria, J. E., Messe, S. R. Predictors of outcome in patients with spinal cord ischemia after open aortic repair. Neurocritical Care. 18 (1), 70-74 (2013).
  5. McGarvey, M. L., et al. The treatment of spinal cord ischemia following thoracic endovascular aortic repair. Neurocritical Care. 6 (1), 35-39 (2007).
  6. Fukui, S., et al. Development of collaterals to the spinal cord after endovascular stent graft repair of thoracic aneurysms. European Journal of Vascular and Endovascular Surgery. 52 (6), 801-807 (2016).
  7. Augoustides, J. G., Stone, M. E., Drenger, B. Novel approaches to spinal cord protection during thoracoabdominal aortic interventions. Current Opinion in Anesthesiology. 27 (1), 98-105 (2014).
  8. Bicknell, C. D., Riga, C. V., Wolfe, J. H. Prevention of paraplegia during thoracoabdominal aortic aneurysm repair. European Journal of Vascular and Endovascular Surgery. 37 (6), 654-660 (2009).
  9. Feezor, R. J., Lee, W. A. Strategies for detection and prevention of spinal cord ischemia during TEVAR. Seminars in Vascular Surgery. 22 (3), 187-192 (2009).
  10. Heidemann, F., et al. Incidence, predictors, and outcomes of spinal cord ischemia in elective complex endovascular aortic repair: An analysis of health insurance claims. Journal of Vascular Surgery. , (2020).
  11. Rizvi, A. Z., Sullivan, T. M. Incidence, prevention, and management in spinal cord protection during TEVAR. Journal of Vascular Surgery. 52 (4), 86-90 (2010).
  12. Wortmann, M., Bockler, D., Geisbusch, P. Perioperative cerebrospinal fluid drainage for the prevention of spinal ischemia after endovascular aortic repair. Gefasschirurgie. 22, 35-40 (2017).
  13. Saugel, B., Trepte, C. J., Heckel, K., Wagner, J. Y., Reuter, D. A. Hemodynamic management of septic shock: is it time for "individualized goal-directed hemodynamic therapy" and for specifically targeting the microcirculation. Shock. 43 (6), 522-529 (2015).
  14. Moore, J. P., Dyson, A., Singer, M., Fraser, J. Microcirculatory dysfunction and resuscitation: why, when, and how. British Journal of Anaesthesia. 115 (3), 366-375 (2015).
  15. De Backer, D., Creteur, J., Preiser, J. C., Dubois, M. J., Vincent, J. L. Microvascular blood flow is altered in patients with sepsis. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 166 (1), 98-104 (2002).
  16. De Backer, D., Creteur, J., Dubois, M. J., Sakr, Y., Vincent, J. L. Microvascular alterations in patients with acute severe heart failure and cardiogenic shock. American Heart Journal. 147 (1), 91-99 (2004).
  17. Sakr, Y., Dubois, M. J., De Backer, D., Creteur, J., Vincent, J. L. Persistent microcirculatory alterations are associated with organ failure and death in patients with septic shock. Critical Care Medicine. 32 (9), 1825-1831 (2004).
  18. Trzeciak, S., et al. Early microcirculatory perfusion derangements in patients with severe sepsis and septic shock: relationship to hemodynamics, oxygen transport, and survival. Annals of Emergency Medicine. 49 (1), 88-98 (2007).
  19. Donati, A., et al. From macrohemodynamic to the microcirculation. Critical Care Research and Practice. 2013, 892710 (2013).
  20. Hamamoto, Y., Ogata, T., Morino, T., Hino, M., Yamamoto, H. Real-time direct measurement of spinal cord blood flow at the site of compression: relationship between blood flow recovery and motor deficiency in spinal cord injury. Spine. 32 (18), 1955-1962 (2007).
  21. Soubeyrand, M., et al. Real-time and spatial quantification using contrast-enhanced ultrasonography of spinal cord perfusion during experimental spinal cord injury. Spine. 37 (22), 1376-1382 (2012).
  22. Han, S., et al. Rescuing vasculature with intravenous angiopoietin-1 and alpha v beta 3 integrin peptide is protective after spinal cord injury. Brain. 133, 1026-1042 (2010).
  23. Muradov, J. M., Ewan, E. E., Hagg, T. Dorsal column sensory axons degenerate due to impaired microvascular perfusion after spinal cord injury in rats. Experimental Neurology. 249, 59-73 (2013).
  24. Guillen, J., , . FELASA guidelines and recommendations. J Am Assoc Lab Anim Sci. 51, 311-321 (2012).
  25. Kilkenny, C., Browne, W. J., Cuthill, I. C., Emerson, M., Altman, D. G. Improving bioscience research reporting: the ARRIVE guidelines for reporting animal research. Osteoarthritis Cartilage. 20, 256-260 (2012).
  26. Ospina-Tascon, G., et al. Effects of fluids on microvascular perfusion in patients with severe sepsis. Intensive Care Medicine. 36 (6), 949-955 (2010).
  27. Pottecher, J., et al. Both passive leg raising and intravascular volume expansion improve sublingual microcirculatory perfusion in severe sepsis and septic shock patients. Intensive Care Medicine. 36 (11), 1867-1874 (2010).
  28. De Backer, D., Ortiz, J. A., Salgado, D. Coupling microcirculation to systemic hemodynamics. Current Opinion in Critical Care. 16 (3), 250-254 (2010).
  29. van Genderen, M. E., et al. Microvascular perfusion as a target for fluid resuscitation in experimental circulatory shock. Critical care medicine. 42 (2), 96-105 (2014).
  30. Ince, C. Hemodynamic coherence and the rationale for monitoring the microcirculation. Critical care. 19, 8 (2015).
  31. Kise, Y., et al. Directly measuring spinal cord blood flow and spinal cord perfusion pressure via the collateral network: correlations with changes in systemic blood pressure. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 149 (1), 360-366 (2015).
  32. Haunschild, J., et al. Detrimental effects of cerebrospinal fluid pressure elevation on spinal cord perfusion: first-time direct detection in a large animal model. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 58 (2), 286-293 (2020).
  33. Wipper, S., et al. Impact of hybrid thoracoabdominal aortic repair on visceral and spinal cord perfusion: The new and improved SPIDER-graft. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 158 (3), 692-701 (2019).
  34. Kluttig, R., et al. Invasive hemodynamic monitoring of aortic and pulmonary artery hemodynamics in a large animal model of ARDS. Journal of Visualized Experiments. (141), e57405 (2018).
  35. Detter, C., et al. Fluorescent cardiac imaging: a novel intraoperative method for quantitative assessment of myocardial perfusion during graded coronary artery stenosis. Circulation. 116 (9), 1007-1014 (2007).
  36. Wipper, S., et al. Distinction of non-ischemia inducing versus ischemia inducing coronary stenosis by fluorescent cardiac imaging. International Journal of Cardiovascular Imaging. 32 (2), 363-371 (2016).
  37. Etz, C. D., et al. Spinal cord blood flow and ischemic injury after experimental sacrifice of thoracic and abdominal segmental arteries. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 33 (6), 1030-1038 (2008).
  38. Saugel, B., Scheeren, T. W. L., Teboul, J. L. Ultrasound-guided central venous catheter placement: a structured review and recommendations for clinical practice. Critical care. 21 (1), 225 (2017).
  39. Marty, B., et al. Partial inflow occlusion facilitates accurate deployment of thoracic aortic endografts. Journal of Endovascular Therapy. 11 (2), 175-179 (2004).
  40. Matyal, R., et al. Monitoring the variation in myocardial function with the Doppler-derived myocardial performance index during aortic cross-clamping. Journal of Cardiothoracic and Vascular Anesthesia. 26 (2), 204-208 (2012).
  41. Miller, R. D. . Miller'sanesthesia. 8th Edition. , (2015).
  42. Martikos, G., et al. Remote ischemic preconditioning decreases the magnitude of hepatic ischemia-reperfusion injury on a swine model of supraceliac aortic cross-clamping. Annals of Vascular Surgery. 48, 241-250 (2018).
  43. Lazaris, A. M., et al. Protective effect of remote ischemic preconditioning in renal ischemia/reperfusion injury, in a model of thoracoabdominal aorta approach. Journal of Surgical Research. 154 (2), 267-273 (2009).
  44. Ince, C., et al. Second consensus on the assessment of sublingual microcirculation in critically ill patients: results from a task force of the European Society of Intensive Care Medicine. Intensive Care Medicine. 44 (3), 281-299 (2018).
  45. Edul, V. S., et al. Dissociation between sublingual and gut microcirculation in the response to a fluid challenge in postoperative patients with abdominal sepsis. Annals of intensive care. 4, 39 (2014).
  46. Schierling, W., et al. Sonographic real-time imaging of tissue perfusion in a porcine haemorrhagic shock model. Ultrasound in Medicine and Biology. 45 (10), 2797-2804 (2019).
  47. Jing, Y., Bai, F., Chen, H., Dong, H. Using Laser Doppler Imaging and Monitoring to Analyze Spinal Cord Microcirculation in Rat. Journal of Visualized Experiments. (135), e56243 (2018).
  48. Jing, Y., Bai, F., Chen, H., Dong, H. Meliorating microcirculatory with melatonin in rat model of spinal cord injury using laser Doppler flowmetry. Neuroreport. 27 (17), 1248-1255 (2016).
  49. Jing, Y., Bai, F., Chen, H., Dong, H. Melatonin prevents blood vessel loss and neurological impairment induced by spinal cord injury in rats. Journal of Spinal Cord Medicine. 40 (2), 222-229 (2017).
  50. Phillips, J. P., Cibert-Goton, V., Langford, R. M., Shortland, P. J. Perfusion assessment in rat spinal cord tissue using photoplethysmography and laser Doppler flux measurements. Journal of Biomedical Optics. 18 (3), 037005 (2013).
  51. Glenny, R. W., Bernard, S. L., Lamm, W. J. Hemodynamic effects of 15-microm-diameter microspheres on the rat pulmonary circulation. Journal of Applied Physiology. 89 (1985), 499-504 (2000).

Reimpresiones y Permisos

Solicitar permiso para reutilizar el texto o las figuras de este JoVE artículos

Solicitar permiso

Explorar más artículos

MedicinaN mero 166Lesi n de la m dula espinalisquemia de la m dula espinalperfusi n de la m dula espinalterapia hemodin micamicrocirculaci npresi n del l quido cefalorraqu deoL ser Doppler

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacidad

Condiciones de uso

Políticas

Contáctenos

RECOMIENDE A LA BIBLIOTECA

BOLETINES de JoVE

Investigación

Educación

Autores

Bibliotecarios

ACERCA DE JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. Todos los derechos reservados