Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • תוצאות
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

מיקרו-סירקולציה בחוט השדרה ממלאת תפקיד מרכזי בפגיעה בחוט השדרה. רוב השיטות אינן מאפשרות הערכה בזמן אמת של מיקרו-סירקולציה של חוט השדרה, החיונית לפיתוח טיפולים ממוקדי מיקרו-סירקולציה. כאן, אנו מציעים פרוטוקול באמצעות לייזר-דופלר-זרימה מחט בדיקות במודל בעלי חיים גדול של איסכמיה / רפרפוזיה.

Abstract

פגיעה בחוט השדרה היא סיבוך הרסני של תיקון בוני העורקים. למרות ההתפתחויות במניעה וטיפול בפגיעה בחוט השדרה, שכיחותו עדיין גבוהה במידה ניכרת ולכן משפיעה על תוצאות המטופל. מיקרו-סירקולציה ממלאת תפקיד מרכזי בהזרמת רקמות ובאספקת חמצן ולעתים קרובות מנותקת ממקרוהמודינמיקה. לכן, הערכה ישירה של מיקרו-סירקולציה של חוט השדרה חיונית להתפתחות טיפולים ממוקדי מיקרו-סירקולציה ולהערכת גישות קיימות לגבי מיקרו-סירקולציה של חוט השדרה. עם זאת, רוב השיטות אינן מספקות הערכה בזמן אמת של מיקרו-סירקולציה של חוט השדרה. מטרת מחקר זה היא לתאר פרוטוקול סטנדרטי להערכה מיקרו-סירקולטורית של חוט השדרה בזמן אמת באמצעות בדיקות מחט לייזר-דופלר המוחדרות ישירות לחוט השדרה. השתמשנו במודל חזירי של איסכמיה/רפרפוזיה כדי לגרום להידרדרות של מיקרו-סירקולציה של חוט השדרה. בנוסף, נעשה שימוש בטכניקת הזרקת מיקרוספירה פלואורסצנטית. בתחילה, בעלי חיים היו מרדים ומאווררים מכנית. לאחר מכן, הכנסה מחט לייזר-דופלר בוצעה, ואחריו המיקום של ניקוז נוזל השדרתי. כריתת החזה החציונית בוצעה לחשיפת אב העורקים היורד לביצוע הידוק צולב של אב העורקים. איסכמיה/רפרפוזיה נגרמה על ידי הידוק אב העורקים של על-צליאק במשך 48 דקות בסך הכל, ואחריו רפרפוזיה וייצוב המודינמי. שטף לייזר-דופלר בוצע במקביל להערכה מקרוהמודינמית. בנוסף, ניקוז נוזל השדרתי אוטומטי שימש כדי לשמור על לחץ מוחי יציב. לאחר השלמת הפרוטוקול, בעלי חיים הוקרבו, וחוט השדרה נקצר לניתוח היסטופתולוגי ומיקרוספירה. הפרוטוקול חושף את ההיתכנות של מדידות מיקרופרפוזיה בחוט השדרה באמצעות בדיקות לייזר-דופלר ומראה ירידה ניכרת במהלך איסכמיה, כמו גם התאוששות לאחר reperfusion. התוצאות הראו התנהגות דומה להערכת מיקרוספרה פלואורסצנטית. לסיכום, פרוטוקול חדש זה עשוי לספק מודל בעלי חיים גדול שימושי למחקרים עתידיים באמצעות הערכת מיקרופרפוזיה של חוט השדרה בזמן אמת בתנאי איסכמיה/רפרפוזיה.

Introduction

פגיעה בחוט השדרה הנגרמת על ידי איסכמיה / רפרפוזיה (SCI) הוא אחד הסיבוכים ההרסניים ביותר של תיקון באטי העורקים הקשורים לתוצאה מופחתת1,2,3,4. אפשרויות מניעה וטיפול נוכחיות עבור SCI כוללות אופטימיזציה של פרמטרים מקרוהמודינמיים, כמו גם נורמליזציה של לחץ נוזל השדרתי (CSP) כדי לשפר את לחץ זלוף חוט השדרה2,5,6,7,8,9. למרות יישום תמרונים אלה, השכיחות של SCI עדיין נע בין 2% ל 31% בהתאם למורכבות של תיקון בוניהעורקים 10,11,12.

לאחרונה, מיקרו-סירקולציה זכתה לתשומת לב מוגברת13,14. מיקרו-סירקולציה היא אזור של ספיגת חמצן תאית וחילופי מטבוליים ולכן, ממלא תפקיד קריטי בתפקוד האיברים ושלמותהתאים 13. זרימת דם מיקרו-סירקולטורית לקויה היא דטרמיננטה עיקרית של איסכמיה של רקמות הקשורה לתמותה מוגברת15,16,17,18,19. פגיעה במיקרו-סירקולציה של חוט השדרה קשורה לתפקוד נוירולוגי מופחת ולתוצאה20,21,22,23. לכן, אופטימיזציה של microperfusion לטיפול SCI היא גישה מבטיחה ביותר. התמדה של הפרעות מיקרו-סירקולטוריות, למרות אופטימיזציה מקרו-סירקולטורית, תוארה26,27,28,29. אובדן זה של קוהרנטיות המודינמית מתרחש לעתים קרובות בתנאים שונים כולל איסכמיה / reperfusion, המדגיש את הצורך בהערכה מיקרו-סירקולטורית ישירה טיפולים ממוקדי מיקרו-סירקולציה26,27,30.

עד כה, רק מחקרים מעטים השתמשו בבדיקות לייזר-דופלר להערכה בזמן אמת של התנהגות מיקרו-סירקולטורית בחוט השדרה20,31. מחקרים קיימים השתמשו לעתים קרובות בטכניקות הזרקת מיקרוספירה, המוגבלות על ידי שימוש לסירוגין וניתוח שלאחר המוות32,33. מספר המדידות השונות בטכניקת הזרקת מיקרוספירה מוגבל על ידי הזמינות של מיקרוספרות עם אורכי גל שונים. יתר על כן, בניגוד לטכניקות לייזר-דופלר, הערכה בזמן אמת של מיקרופרפוזיה אינה אפשרית, שכן עיבוד וניתוח רקמות לאחר המוות נדרשים לשיטה זו. כאן, אנו מציגים פרוטוקול ניסיוני להערכה בזמן אמת של מיקרו-סירקולציה בחוט השדרה במודל חייתי גדול חזירי של איסכמיה / רפרפוזיה.

מחקר זה היה חלק מפרויקט בעלי חיים גדול המשלב מחקר אקראי המשווה את ההשפעה של גבישים לעומת קולואידים על מיקרו-סירקולציה באיסכמיה/ רפרפוזיה, כמו גם מחקר אקראי חוקר על ההשפעות של נוזלים לעומת מסופרסורים על מיקרופרפוזיה בחוט השדרה. כיול גשושית זרימה 2 נקודות כמו גם כיול קטטר קצה לחץ תוארו בעבר34. בנוסף לפרוטוקול שדווח, מיקרוספרות פלואורסצנטיות שימשו למדידה של מיקרופרפוזיה בחוט השדרה, כפי שתואר בעבר, באמצעות 12 דגימות של רקמת חוט השדרה עבור כל בעל חיים, עם דגימות 1-6 המייצגות את חוט השדרה העליון ו 7-12 המייצגים את חוט השדרה התחתון35,36. הזרקת מיקרוספירה בוצעה עבור כל שלב מדידה לאחר השלמת הקלטות לייזר-דופלר והערכה מקרוהמודינמית. הערכה היסטופתולוגית בוצעה באמצעות ציון קליינמן כפי שתואר בעבר37.

Protocol

המחקר אושר על ידי הוועדה הממשלתית לטיפול ושימוש בבעלי חיים בעיר המבורג (Reference-No. 60/17). בעלי החיים קיבלו טיפול בהתאם ל'מדריך לטיפול ושימוש בחיות מעבדה' (פרסום NIH מס ' 86-23, תוקן בשנת 2011) וכן המלצות וניסויים של FELASA בוצעו על פי הנחיות ARRIVE24,25. מחקר זה היה ניסוי חריף, וכל בעלי החיים הומתו בסוף הפרוטוקול.

הערה: המחקר בוצע בשישה חזירים זכרים ונקבות בני שלושה חודשים (Landrace הגרמני) במשקל של כ -40 ק"ג. בעלי חיים הובאו למתקני הטיפול בבעלי חיים לפחות 7 ימים לפני הניסויים ושוכנו בהתאם להמלצות לרווחת בעלי החיים. לבעלי חיים ניתנו מזון ומים עד ליביטום, ומצבם הבריאותי נבדק באופן קבוע על ידי הווטרינר האחראי. זמן צום של 12 שעות נשמר לפני הניסויים. כל ההליך הניסיוני והטיפול בבעלי החיים היה בפיקוח הווטרינר האחראי.

1. אינדוקציה הרדמה ותחזוקה של הרדמה

  1. עבור אינדוקציה הרדמה ותחזוקה של הרדמה, premedicate בעלי החיים עמוקה מרגיע אותם באמצעות זריקה תוך שרירית ואחריו זריקות תוך ורידי, במידת הצורך, כדי לבצע צנרול אנדוטראצ'אל. לאחר מכן, לגרום ולשמור על הרדמה באמצעות שילוב של סוכן הרדמה נדיף עם יישום אופיואידים רציף השלים עם הזרקת בולוס אופיואידים נוספים.
  2. בצע זריקות תוך שריריות של קטמין 20 מ"ג-1, אזפרון 4 מ"ג-1, ו midazolam 0.1 מ"ג-1 עבור פרמדיקציה וסמיך.
  3. מניחים קטטר ורידי בווריד האוזן, מאבטחים קיבעון תקין, ולהעריך את הפונקציונליות על ידי יישום מהיר של 10 מ"ל של מלוחים.
  4. מניחים את החיה בתנוחה על שמיכת חימום כדי למנוע אובדן חום.
  5. להקים ניטור בסיסי עם אלקטרוקרדיוגרפיה (אק"ג) ואוקסימטריה דופק כדי לפקח על מצב הלבו-ריאתי של בעלי החיים, ולחבר אותו לחומרת הניטור הבסיסית.
  6. יש לתת 15 ליטר-1 של חמצן באמצעות מסכה בצורת חזיר עבור preoxygenation.
  7. הזריקו בולולי תוך ורידי של 0.1 מ"ג-1 של 1% פרופופול, במידת הצורך, ובצעו צנרוד אנדוטריאצ'אל.
  8. אבטח מיקום נכון עם קפנוגרפיה ו auscultation סוף גאות ושפל, לנהל 0.1 מ"ג• קילוגרם-1 של pancuronium, ולהבטיח קיבוע נאות של צינור אנדוטראצ'אל.
  9. להקים אוורור מבוקר נפח באמצעות נפחי גאות ושפל של 10 מ"ל-1 משקל גוף-1, לחץ חיובי תפוגת קצה של 10 ס"מH2O, שבריר של חמצן השראה (FiO2) של 0.3 באמצעות מכונת ההרדמה. התאם את תדירות מכונת ההנשמה כדי לשמור על מתח פחמן דו חמצני שפג תוקפו הסופי (etCO2)של 35-45 מ"מ ל"ג.
  10. הצג צינור קיבה, לבצע יניקה של נוזלי קיבה, כראוי לתקן את הצינור, ולחבר אותו לשקית איסוף. בזהירות לעצום את העיניים של החיה כדי למנוע יובש של העיניים במהלך הרדמה.
  11. לשמור על הרדמה על ידי עירוי רציף של פנטניל (10 מיקרוגרם-1·h-1) ו sevoflurane (3.0% ריכוז שפג תוקפו, נמסר על ידי האדים). להבטיח רמה נאותה של הרדמה על ידי התבוננות זהירה של סימנים חיוניים ופרמטרים אוורור, כמו גם על ידי היעדר תנועות במהלך הפרוטוקול כולו, תוך תשומת לב מיוחדת לשלבים של גירוי כירורגי. תן מינונים נוספים בולוס של פנטניל (50 מיקרוגרם) אם יש אינדיקציה כלשהי של כאב או מצוקה.
    הערה: יש להקפיד על נוכחותם של חוקרים המנוסים בהרדמה בבעלי חיים במהלך כל ההליך, ולהשתמש בפיקוח על ידי וטרינר מנוסה כדי להבטיח הרדמה נאותה.
  12. ניהול קצב עירוי בסיסי של 10 מ"ל-1·h-1 גבישים מאוזנים כדי לפצות על אובדן נוזלים במהלך הרדמה, הכנה כירורגית, וביצוע הפרוטוקול הניסיוני. השתמש מחמם נוזלים כדי למנוע אובדן חום.
  13. נקו בעדינות את עור החזיר באמצעות מי סבון. השתמש בתמיסת חיטוי עור המכילה פובידון-יוד כדי להפחית את זיהום העור. השתמש כפפות סטריליות להכנות כירורגיות. החל 300 מ ג של clindamycin כמו מניעת מיקרוביאלית, ולחזור על המינון לאחר 6 שעות.

2. מיקום בדיקה

  1. מניחים את החיה במצב לרוחב הנכון, ומכופפים את גב החיה כדי להרחיב את הרווח בין החוליות.
  2. חשיפה כירורגית של האזור הפרוורת-חולייתי להכנת תהליכים ספיניים וקשתות חוליות(איור 1A).
  3. מניחים פרמדיה של כלי דם 14 גרם וריד היקפי בחוט השדרה ברמה של חוליית בית החזה (Th) 13/14 או חוליה מותנית (L) 1/2 בין שתי קשתות חוליות(איור 1B).
  4. הסר את המחט, הכנס את בדיקת מחט הלייזר/דופלר מעל צנתר הוורידים (איור 1C), ובדוק את איכות האות באמצעות חיבור לתוכנה הקשה והתוכנה המיועדת. ודא כי יש אות יציב עם pulsatility מתון.
  5. תקן בקפידה את הגשוש בתפרים (איור 1D) והשתמש בריפוד כדי למנוע נקע או קינקיה של הגשוש.
  6. עבור מיקום עורי של ניקוז נוזל השדרתי למדידה ושליטה בלחץ השדרתי, לזהות את הרמה של L 4/5 או L 5/6, לנקב את העור ואת החלל התת עורי עם מחט המציג, ולהסיר את מחט שיבוץ.
  7. מניחים מזרק מלא מלוח על המחט, ומכניסים בזהירות את המחט עם לחץ מתמיד על המזרק המלא בנוזל.
  8. לאחר אובדן ההתנגדות מורגש כראיה לתנוחת אפידורל, להציג מחדש את מחט שיבוץ, ולהציג את המחט 2-3 מ"מ עוד יותר כדי לנקב את dura mater ולהסיר את מחט שיבוץ.
  9. אמת את המיקום התוך-תיא-תקלי על-ידי טפטוף מהיר של משקאות שקופים. הציגו את הניקוז בעומק של עד 20 ס"מ, חברו את מתאם מנעול הלואר ואמתו את המיקום על ידי שאיפה זהירה של משקאות חריפים.
  10. בזהירות לתקן את הניקוז עם תפרים, ולחבר אותו למערכת ניקוז נוזל השדרתי.
  11. לחשוף את הגולגולת מאחורי האוזן השמאלית, ולבצע בזהירות trepanation חור מקדחה של העור באמצעות קובץ מצורף מקדחה 6 מ"מ.
  12. הציגו גשושית דופלר לייזר שנייה ישירות למוח. תקן בזהירות את הבדיקה עם תפרים, ובדוק את איכות האות על ידי חיבור לתוכנה הקשה והתוכנה המיועדת. שוב, לוודא שיש אות יציב עם פולסאוויליות מתונה.
  13. נתק את כל הבדיקות, מקם בזהירות את החיה בתנוחה על-מינית, והבטח תנוחת בדיקה לא מושפעת. ודא כי לפחות 4-5 חוקרים לבצע את התמרון הזה.
  14. חבר מחדש את הבדיקות ובדוק מחדש את איכות האות.
  15. חבר את ערוצי הפלט של חומרת הלייזר-דופלר לחומרה ותוכנה לרכישה מגברת וסינכרונית כדי להקליט בנוסף את שטף הלייזר/דופלר בו זמנית עם אותות מקרוהמודינמיים.
  16. כייל שטף לפי יחידה (PU) עם כיול של 2 נקודות.
    1. הקש Enter כדי לפתוח את התפריט ולבחור את הגדרת הפלט האנלוגי.
    2. השתמש במקדם ההמרה המוצג (5.0 V = 1000 PU) כדי לכייל את Flux עם כיול של 2 נקודות לשימוש עם תוכנת הרכישה הסינכרונית.
    3. בחרו 'חזור' כדי לחזור לתפריט הקודם ובחרו 'מדידה' כדי להמשיך עם המידה.
    4. פתח את תוכנת הרכישה הסינכרונית. בחר אפס את כל הקלטים מתפריט התקנה. חבר את כל הקלטים עם ההתקנים והבדיקות המשמשים.
    5. בצע כיול של 2 נקודות עבור Flux על ידי לחיצה על התפריט הנפתח של ערוץ Flux. בחר כיול של 2 נקודות. הגדר/י את ״המרת יחידות״ ל״ת״ ובחר/י BPU כיחידות. עבור נקודה 1, הגדר 0 V ל- 0 BPU. לנקודה 2, הגדר 5.0 V עד 1000 BPU. בחר יחידות מוגדרות עבור כל הנתונים החדשים . לחץ על אישור כדי לסגור את התפריט.
  17. התחל ניקוז נוזל השדרתי מתמשך עם לחץ יעד של 10 מ"מ כ"ג ונפח ניקוז של 20 mL ·h-1.

3. מיקום צנתר

  1. לחשוף את שני עורקי הירך.
  2. ליג את החלק הדיסטלי של עורק הירך הימני, חסם באופן זמני את הלומן הפרוקסימלי של העורק באמצעות לולאת כלי דם, בצע חתך של 2 מ"מ של הכלי באמצעות מספריים של פוטס, ולהציג את חוט המדריך.
  3. הצג את חוט המדריך עוד יותר, הבטחת החדרה ללא התנגדות והימנעות מכל קינקיה של החוט; להציג את הצנתר מעל החוט.
  4. תקן את הצנתר עם תפרים.
  5. ודא מיקום נכון על ידי שאיפה של דם עורקי מאומת עם ניתוח גז דם ומדידת אותות עורקים לאחר חיבור נכון ללחץ הדם וניטור חוצה קרדיו-ריאות קשה - ותוכנה.
  6. הנח בדיקת זרימה של 5 מ"מ על עורק הירך השמאלי, ובדוק את איכות האות על ידי חיבור למדידת הזרימה.
  7. סגור את שתי המפשעות עם תפרים.
  8. לחשוף את העורק הראשי הנכון, כמו גם את וריד הצוואר הפנימי הנכון למיקום של 8 Fr. מציג נדן.
  9. למיקום צנתר, המשך באותו אופן כמתואר ב 3.2-3.4.
  10. חבר את לומן הצד של העורק הראשי מציג נדן לניטור הלחץ הבסיסי וחומרת תרמודילוציה ריאתית למדידת לחץ עורקי.
  11. הכניסו קטטר קצה לחץ לאוה העורקים העולה, ואמתו את המיקום באמצעות חיבור למגבר ולרכישה הסינכרונית קשה ותוכנה.
  12. מניחים צנתר עורק ריאות של ברבור-גנץ דרך הנדן הווריארי בעורק הריאות על ידי ניפוח הבלון בעומק 20 ס"מ והכנסתו בעדינות עד שנראה לחץ טריז בעקומה המודינמית. מנפחים את הבלון ומושכים את הקטטר 2 ס"מ אחורה. ודאו איכות אות מספקת של לחץ עורקי הריאות. חבר את התרמיסטורים לניטור לחץ בסיסי ולחומרת תרמודילולציה ריאתית.
  13. השתמש הדרכה סונוגרפית למיקום עורי של 12 Fr. 5-לומן צנתר ורידים מרכזי עבור ניהול תרופות ומדידת לחץ ורידים מרכזי לתוך וריד הצוואר הימני החיצוני. השתמש בגישה של 6 שלבים למיקום סונוגרף38
  14. חברו את הלומן הדיסטלי של הקטטר ללחץ הדם ולניטור הטרנס-קרדיו-רילוקימוני. להעביר את כל התרופות והחליטות לקטטר ורידים מרכזי. השתמש לומן שונים עבור כלאי סכר, נוזלים, קטכולאמין, ולחסוך את לומן הגדול לניהול של קולואידים במהלך שלבי טעינת נפח.

4. הכנה כירורגית

  1. בצע מיני לפרוסטומיה, לגייס את שלפוחית השתן, להכניס קטטר פולי לניקוז שתן, לנפח את הבלון עם מלוחים, ולתקן את הצנתר עם תפרים כיס.
  2. חבר את הקטטר לשקית איסוף שתן המציגה את כמות השתן ב- mL.
  3. הגדל את ה- FiO2 עד 1.0, ונהל מחדש 0.1 מ"ג-1 פנאקורוניום תוך ורידי.
  4. בצע סטרנוטומיה חציונית באמצעות אלקטרו-קטרים להכנה עד ליר החזה. מנתחים בעדינות את החזה מהרקמה שמסביב. בצע מיקום רטרוסטרלי של דחיסה כדי למנוע פציעות.
  5. להפסיק אוורור ולחלק את העצם עם מסור מתנדנד. המשך אוורור והפחת את FiO2 ל- 0.3. השתמש electrocautery כדי להפחית את הדימום, ולאטום את עצם החזה עם שעוות עצם.
  6. בזהירות לגייס את פסגת הריאה השמאלית, ולחלק את החלק לרוחב השמאלי של הסרעפת כדי להקל על חשיפה כירורגית.
  7. חשפו את אב העורקים היורד פרוקסימלי לתא המטען הצליאק על ידי נסיגה עדינה של הריאה השמאלית, הבטחת אוורור ללא הפרעה והימנעות מטראומה לריאה השמאלית(איור 2A)וחלוקת הרקמה שמסביב(איור 2B). יש צורך לבצע קולואיד עמילן הידרוקסיאתיל 7 מ"ל-1 אם יש צורך בייצוב המודינמי.
  8. הניחו דריסת יתר סביב העורקים היורד כדי להבטיח חשיפה נאותה(איור 2C).
  9. חברו גשושית זרימה סביב ביש העורקים החזי היורד(איור 2D). ודא איכות אותות נאותה על-ידי חיבור למודול הזרימה והרכישה הסינכרונית הקשה והתוכנה. השתמש בג'ל מגע כדי לשפר את איכות האות במידת הצורך.
  10. חבר לולאת חללית סביב אב העורקים היורד, דיסטלי לגשושית הזרימה כדי לסמן את האזור של הידוק צולב בתחום העורקים.

5. הערכה ורכישת נתונים

  1. אפס את כל הצנתרים וצנתרים ברמה באמצעות קווים מלאים בנוזלים הממוקמים ברמת האיתור הימנית.
  2. הניחו אלקטרודות א.ק.ג. מחט וקשרו אותן לרכישה הסינכרונית הקשה והתוכנה.
  3. הערכה של תרמודילוציה טרנס-קרדיו-ריאה, כמו גם זרימה ומדידת לחץ של העורקים תוארו בעבר 34.
  4. למדידת פלט לב באמצעות תרמודילולציה של עורק הריאות, בצע 3 זריקות עם 10 מ"ל של תמיסת מלח קרה, ושים לב לערך הממוצע המוצג על ידי חומרת ניטור בסיסית.
  5. הפעל את תוכנת הלייזר-דופלר על-ידי לחיצה פשוטה על Start, והגדר סימן עבור כל שלב מדידה על-ידי סימון קפדני של השלבים כ- M0 עד M5.

6. פרוטוקול ניסיוני

  1. ביצוע מדידות בסיסיות (M0).
  2. בצע אופטימיזציה המודינמית באמצעות שלבי טעינת נפח של 7 מ"ל-1 קולואיד עמילן הידרוקסיאתיל. בצע כל שלב טעינת נפח מעל 5 דקות באמצעות חליטות בלחץ. לאחר השלמת כל שלב טעינת נפח, אפשר 5 דקות עבור שאיון. התחל טעינת נפח עד העלייה בפלט הלב הוא <15%.
  3. חזור על מדידות (M1) לאחר השלמת המיטוב המודינמי.
  4. לגרום איסכמיה / reperfusion בסך הכל 48 דקות של מהדק אב העורקים supra-צליאק על ידי הצבת מלחציים אב העורקים באזור המסומן.
  5. החל מהדק אב העורקים בסדר עולה של מרווחי זמן של 1, 2, 5, 10 ו-30 דקות כדי לשפר את הישרדותם של בעלי החיים במהלך פרוטוקול המחקר.
  6. המשך הידוק צולב אב העורקים לאחר כל מרווח לאחר מקסימום של 5 דקות או לאחר נורמליזציה של זרימת עורק הירך.
  7. בצע זרימה ידנית של הוועד הנתון הנחות כדי למנוע עליות לחץ דם של > 100 מ"מ ליש"ט לחץ עורקי ממוצע.
  8. ניהול זריקות בולוס של נוראדרנלין או אפינפרין במהלך שלב הידוק, במידת הצורך, כדי למנוע ירידות בלחץ העורקים הממוצע מתחת 40 מ"מ כ"ג.
  9. חזור על מדידות בסוף מרווח הידוק של 30 דקות לפני השיפוץ (M2).
  10. פתח בהדרגה את המלחציים כדי להבטיח יציבות המודינמית. סגור את המלחציים אם לחץ הדם יורד מהר מדי ולאפשר ייצוב.
  11. ניהול 7 mL·kg-1 של קולואידים עמילן הידרוקסיאתיל, כמו גם זריקות בולוס נוספות של 10-20 מיקרוגרם של נוראדרנלין ו/או אפינפרין לייצוב. יש לתת 2 מ"ל ק"ג-1 של 8.4% נתרן ביקרבונט אם ה- pH יורד מתחת ל -7.1. להבטיח התאמה נכונה של קצב הנשימה כדי להבטיח normocapnia.
  12. יש לחזור על מדידות שעה לאחר השיפוץ (M3).
  13. חזור על אופטימיזציה המודינמית כמתואר תחת 6.2, ומדידות חוזרות (M4).
  14. בצע מדידות סופיות 4.5 שעות לאחר האינדוקציה של איסכמיה / רפרפוזיה (M5).

7. המתת חסד

  1. יש צורך ב-40 מ"מ של אשלגן כלורי תוך ורידי להמתת חסד כדי לגרום לפרפור חדרי ולאסיסטולה.
  2. יש להפסיק את האוורור ולהסיר את כל הצנתרים.

8. קצירת איברים

  1. מניחים את החיה בתנוחה נוטה, ולהסיר את בדיקות המחט, כמו גם את הניקוז.
  2. לחשוף את עמוד השדרה על ידי חתכים בעור והסרה של רקמת שריר באמצעות אזמל ומלקחיים.
  3. השתמש מסור מתנדנד כדי לחלק את קשת החוליות paramedian משני הצדדים, ולהסיר את החלק החלק החלקי של עצם החוליות על ידי הזזה זהירה של התהליך הסיבובי הצידה כדי לשחרר את החיבורים הנותרים.
  4. השתמש במלקחיים כדי להרים בזהירות את חוט השדרה מהקב"ה לקצוות הגולגולתיים, והשתמש באזמל כדי לחתוך את עצבי עמוד השדרה כדי להסיר את חוט השדרה.
  5. לאחסן את חוט השדרה ב 4% פורמלין עד ניצול נוסף להערכה היסטופתולוגית או כימות מיקרוספירה.

9. ניתוח סטטיסטי

  1. השתמש בתוכנה סטטיסטית.
  2. ודא הפצה רגילה על-ידי בדיקת היסטוגרמה ומשתנים לשינוי יומן רישום במידת הצורך.
  3. נושא משתנים תלויים- חוט השדרה שטף, תפוקת לב, קצב לב, נפח שבץ, לחץ עורקי סיסטולי, לחץ עורקי ממוצע, לחץ עורקי דיאסטולי, לחץ ורידי מרכזי, התנגדות כלי דם מערכתית - כמו גם microperfusion חוט השדרה העליון והתחתון כפי שהוערך עם מיקרוספרות פלואורסצנטיות אם תרצה - לנתחי מודל מעורב ליניארי כללי, באמצעות GENLIN מעורב השגרתי עבור נתונים רציפים עם פונקציית קישור זהות.
  4. השתמש בהתאמות בסיסיות.
  5. ציין מודלים עם אפקטים קבועים עבור קו בסיס משתנה ונקודת מידה. שקול נקודת מדידה כאמצעי חוזר ונשנים בתוך בעלי חיים.
  6. דווח על ערכי p של אפקטים קבועים עבור נקודת מדידה עבור כל פרמטר.
  7. לניתוח מיקרוספרה פלואורסצנטית של חוט השדרה, השתמש באזור (חוט השדרה התחתון, חוט השדרה העליון) בנוסף כהשפעה קבועה ואינטראקציה בין אזור לנקודת מדידה כדי להעריך אינטראקציות בין אזורים לנקודת מדידה, ולדווח על ערכי p של השפעות קבועות לאינטראקציה גם כן.
  8. חשב אמצעים שוליים מותאמים בסיסית עם מרווח ביטחון של 95% (CI) עבור כל המשתנים התלויים בנקודות המדידה M1-M5, ולאחר מכן השוואות בין זוגות באמצעות בדיקות הבדלים פחות משמעותיות.
  9. לבטא משתנים כממוצע (95% CI). לבטא משקל בעלי חיים כמו ממוצע ± סטיית התקן.
  10. הצג ערכי p לא מותאמים.

תוצאות

כל שש החיות שרדו עד להשלמת הפרוטוקול. משקל בעלי החיים היה 48.2 ± 2.9 ק"ג; חמש חיות היו זכרים, וחיה אחת הייתה נקבה. החדרת מחט חוט השדרה, כמו גם מדידת שטף חוט השדרה היה אפשרי בכל בעלי החיים.

דוגמאות להקלטות מיקרו-סירקולטוריות של חוט השדרה בזמן אמת ?...

Discussion

SCI המושרה על ידי איסכמיה חוט השדרה הוא סיבוך גדול של תיקון בוני העורקים עם השפעה עצומה על התוצאה החולה1,2,3,4,10,11,12. טיפולים ממוקדי מיקרו-סירקולציה כדי למנוע ולטפל ב-...

Disclosures

קונסטנטין ג'יי.C טרפטה קיבל אות כבוד על הרצאות של מקט. כל המחברים האחרים מצהירים שאין ניגוד אינטרסים. מחקר זה נתמך על ידי האגודה האירופית להרדמה חוקר צעיר סטארט-אפ גרנט 2018.

Acknowledgements

המחברים רוצים להודות לנה בריקס, V.M.D, המכון לחקר בעלי חיים, בית הספר לרפואה האנובר, כמו גם גברת ג'וטה דממן, מתקן המחקר לטיפול בבעלי חיים, המרכז הרפואי האוניברסיטאי המבורג-אפנדורף, גרמניה, על מתן טיפול בבעלי חיים לפני פריופרטיבי וסיוע טכני שלהם בטיפול בבעלי חיים. עוד מבקשים המחברים להודות לד"ר דניאל מנזוני, המחלקה לכירורגיית כלי דם, הופיטל קירצברג, לוקסמבורג, על הסיוע הטכני.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
CardioMed FlowmeterMedistim AS, Oslo, NorwayCM4000Flowmeter for Flow-Probe Femoral Artery
CardioMed Flow-Probe, 5mmMedistim AS, Oslo, NorwayPS100051Flow-Probe Femoral Artery
COnfidence probe, Transonic Systems Inc., Ithaca, NY, USAMA16PAUFlow-Probe Aorta
16 mm liners
DIVA Sevoflurane VaporDräger Medical, Lübeck, GermanyVapor
Hotline Level 1 Fluid WarmerSmiths Medical Germany GmbH, Grasbrunn, GermanyHL-90-DE-230Fluid Warmer
Infinity DeltaDräger Medical, Lübeck, GermanyBasic Monitoring Hardware
Infinity HemoDräger Medical, Lübeck, GermanyBasic Pressure Monitoring and Pulmonary Thermodilution Hardware
LabChart ProADInstruments Ltd., Oxford, UKv8.1.16Synchronic Laser-Doppler, Blood Pressure, ECG and Blood-Flow Aquisition Software
LiquoGuard 7Möller Medical GmbH, Fulda, GermanyCerebrospinal Fluid Drainage System
Millar Micro-Tip Pressure Catheter (5F, Single, Curved, 120cm, PU/WD)ADInstruments Ltd., Oxford, UKSPR-350Pressure-Tip Catheter Aorta
moor VMS LDFmoor Instruments, Devon, UKDesignated Laser-Doppler Hardware
moor VMS Research Softwaremoor Instruments, Devon, UKDesignated Laser-Doppler Software
Perivascular Flow ModuleTransonic Systems Inc., Ithaca, NY, USATS 420Flow-Module for Flow-Probe Aorta
PiCCO 2, Science VersionGetinge AB, Göteborg, Swedenv. 6.0Blood Pressure and Transcardiopulmonary Monitoring Hard- and Software
PiCCO 5 Fr. 20cmGetinge AB, Göteborg, SwedenThermistor-tipped Arterial Line 
PowerLabADInstruments Ltd., Oxford, UKPL 3516Synchronic Laser-Doppler, Blood Pressure, ECG and Blood-Flow Aquisition Hardware
QuadBridgeAmpADInstruments Ltd., Oxford, UKFE 224Four Channel Bridge Amplifier for Laser-Doppler and Invasive Blood Pressure Aquisition
SilverlineSpiegelberg, Hamburg, GermanyELD33.010.02Cerebrospinal Fluid Drainage
SPSS statistical software package IBM SPSS Statistics Inc., Armonk, New York, USAv. 27Statistical Software
Twinwarm Warming SystemMoeck & Moeck GmbH, Hamburg, Germany12TW921DEWarming System
Universal II Warming BlanketMoeck & Moeck GmbH, Hamburg, Germany906Warming Blanket
VP 3 Probe, 8mm length (individually manufactured)moor Instruments, Devon, UKLaser-Doppler Probe
ZeusDräger Medical, Lübeck, GermanyAnesthesia Machine

References

  1. Etz, C. D., et al. Contemporary spinal cord protection during thoracic and thoracoabdominal aortic surgery and endovascular aortic repair: a position paper of the vascular domain of the European Association for Cardio-Thoracic Surgerydagger. The European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 47 (6), 943-957 (2015).
  2. Schraag, S. Postoperative management. Best Practice & Research Clinical Anaesthesiology. 30 (3), 381-393 (2016).
  3. Cambria, R. P., et al. Thoracoabdominal aneurysm repair: results with 337 operations performed over a 15-year interval. Annals of Surgery. 236 (4), 471-479 (2002).
  4. Becker, D. A., McGarvey, M. L., Rojvirat, C., Bavaria, J. E., Messe, S. R. Predictors of outcome in patients with spinal cord ischemia after open aortic repair. Neurocritical Care. 18 (1), 70-74 (2013).
  5. McGarvey, M. L., et al. The treatment of spinal cord ischemia following thoracic endovascular aortic repair. Neurocritical Care. 6 (1), 35-39 (2007).
  6. Fukui, S., et al. Development of collaterals to the spinal cord after endovascular stent graft repair of thoracic aneurysms. European Journal of Vascular and Endovascular Surgery. 52 (6), 801-807 (2016).
  7. Augoustides, J. G., Stone, M. E., Drenger, B. Novel approaches to spinal cord protection during thoracoabdominal aortic interventions. Current Opinion in Anesthesiology. 27 (1), 98-105 (2014).
  8. Bicknell, C. D., Riga, C. V., Wolfe, J. H. Prevention of paraplegia during thoracoabdominal aortic aneurysm repair. European Journal of Vascular and Endovascular Surgery. 37 (6), 654-660 (2009).
  9. Feezor, R. J., Lee, W. A. Strategies for detection and prevention of spinal cord ischemia during TEVAR. Seminars in Vascular Surgery. 22 (3), 187-192 (2009).
  10. Heidemann, F., et al. Incidence, predictors, and outcomes of spinal cord ischemia in elective complex endovascular aortic repair: An analysis of health insurance claims. Journal of Vascular Surgery. , (2020).
  11. Rizvi, A. Z., Sullivan, T. M. Incidence, prevention, and management in spinal cord protection during TEVAR. Journal of Vascular Surgery. 52 (4), 86-90 (2010).
  12. Wortmann, M., Bockler, D., Geisbusch, P. Perioperative cerebrospinal fluid drainage for the prevention of spinal ischemia after endovascular aortic repair. Gefasschirurgie. 22, 35-40 (2017).
  13. Saugel, B., Trepte, C. J., Heckel, K., Wagner, J. Y., Reuter, D. A. Hemodynamic management of septic shock: is it time for "individualized goal-directed hemodynamic therapy" and for specifically targeting the microcirculation. Shock. 43 (6), 522-529 (2015).
  14. Moore, J. P., Dyson, A., Singer, M., Fraser, J. Microcirculatory dysfunction and resuscitation: why, when, and how. British Journal of Anaesthesia. 115 (3), 366-375 (2015).
  15. De Backer, D., Creteur, J., Preiser, J. C., Dubois, M. J., Vincent, J. L. Microvascular blood flow is altered in patients with sepsis. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 166 (1), 98-104 (2002).
  16. De Backer, D., Creteur, J., Dubois, M. J., Sakr, Y., Vincent, J. L. Microvascular alterations in patients with acute severe heart failure and cardiogenic shock. American Heart Journal. 147 (1), 91-99 (2004).
  17. Sakr, Y., Dubois, M. J., De Backer, D., Creteur, J., Vincent, J. L. Persistent microcirculatory alterations are associated with organ failure and death in patients with septic shock. Critical Care Medicine. 32 (9), 1825-1831 (2004).
  18. Trzeciak, S., et al. Early microcirculatory perfusion derangements in patients with severe sepsis and septic shock: relationship to hemodynamics, oxygen transport, and survival. Annals of Emergency Medicine. 49 (1), 88-98 (2007).
  19. Donati, A., et al. From macrohemodynamic to the microcirculation. Critical Care Research and Practice. 2013, 892710 (2013).
  20. Hamamoto, Y., Ogata, T., Morino, T., Hino, M., Yamamoto, H. Real-time direct measurement of spinal cord blood flow at the site of compression: relationship between blood flow recovery and motor deficiency in spinal cord injury. Spine. 32 (18), 1955-1962 (2007).
  21. Soubeyrand, M., et al. Real-time and spatial quantification using contrast-enhanced ultrasonography of spinal cord perfusion during experimental spinal cord injury. Spine. 37 (22), 1376-1382 (2012).
  22. Han, S., et al. Rescuing vasculature with intravenous angiopoietin-1 and alpha v beta 3 integrin peptide is protective after spinal cord injury. Brain. 133, 1026-1042 (2010).
  23. Muradov, J. M., Ewan, E. E., Hagg, T. Dorsal column sensory axons degenerate due to impaired microvascular perfusion after spinal cord injury in rats. Experimental Neurology. 249, 59-73 (2013).
  24. Guillen, J., , . FELASA guidelines and recommendations. J Am Assoc Lab Anim Sci. 51, 311-321 (2012).
  25. Kilkenny, C., Browne, W. J., Cuthill, I. C., Emerson, M., Altman, D. G. Improving bioscience research reporting: the ARRIVE guidelines for reporting animal research. Osteoarthritis Cartilage. 20, 256-260 (2012).
  26. Ospina-Tascon, G., et al. Effects of fluids on microvascular perfusion in patients with severe sepsis. Intensive Care Medicine. 36 (6), 949-955 (2010).
  27. Pottecher, J., et al. Both passive leg raising and intravascular volume expansion improve sublingual microcirculatory perfusion in severe sepsis and septic shock patients. Intensive Care Medicine. 36 (11), 1867-1874 (2010).
  28. De Backer, D., Ortiz, J. A., Salgado, D. Coupling microcirculation to systemic hemodynamics. Current Opinion in Critical Care. 16 (3), 250-254 (2010).
  29. van Genderen, M. E., et al. Microvascular perfusion as a target for fluid resuscitation in experimental circulatory shock. Critical care medicine. 42 (2), 96-105 (2014).
  30. Ince, C. Hemodynamic coherence and the rationale for monitoring the microcirculation. Critical care. 19, 8 (2015).
  31. Kise, Y., et al. Directly measuring spinal cord blood flow and spinal cord perfusion pressure via the collateral network: correlations with changes in systemic blood pressure. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 149 (1), 360-366 (2015).
  32. Haunschild, J., et al. Detrimental effects of cerebrospinal fluid pressure elevation on spinal cord perfusion: first-time direct detection in a large animal model. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 58 (2), 286-293 (2020).
  33. Wipper, S., et al. Impact of hybrid thoracoabdominal aortic repair on visceral and spinal cord perfusion: The new and improved SPIDER-graft. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 158 (3), 692-701 (2019).
  34. Kluttig, R., et al. Invasive hemodynamic monitoring of aortic and pulmonary artery hemodynamics in a large animal model of ARDS. Journal of Visualized Experiments. (141), e57405 (2018).
  35. Detter, C., et al. Fluorescent cardiac imaging: a novel intraoperative method for quantitative assessment of myocardial perfusion during graded coronary artery stenosis. Circulation. 116 (9), 1007-1014 (2007).
  36. Wipper, S., et al. Distinction of non-ischemia inducing versus ischemia inducing coronary stenosis by fluorescent cardiac imaging. International Journal of Cardiovascular Imaging. 32 (2), 363-371 (2016).
  37. Etz, C. D., et al. Spinal cord blood flow and ischemic injury after experimental sacrifice of thoracic and abdominal segmental arteries. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 33 (6), 1030-1038 (2008).
  38. Saugel, B., Scheeren, T. W. L., Teboul, J. L. Ultrasound-guided central venous catheter placement: a structured review and recommendations for clinical practice. Critical care. 21 (1), 225 (2017).
  39. Marty, B., et al. Partial inflow occlusion facilitates accurate deployment of thoracic aortic endografts. Journal of Endovascular Therapy. 11 (2), 175-179 (2004).
  40. Matyal, R., et al. Monitoring the variation in myocardial function with the Doppler-derived myocardial performance index during aortic cross-clamping. Journal of Cardiothoracic and Vascular Anesthesia. 26 (2), 204-208 (2012).
  41. Miller, R. D. . Miller'sanesthesia. 8th Edition. , (2015).
  42. Martikos, G., et al. Remote ischemic preconditioning decreases the magnitude of hepatic ischemia-reperfusion injury on a swine model of supraceliac aortic cross-clamping. Annals of Vascular Surgery. 48, 241-250 (2018).
  43. Lazaris, A. M., et al. Protective effect of remote ischemic preconditioning in renal ischemia/reperfusion injury, in a model of thoracoabdominal aorta approach. Journal of Surgical Research. 154 (2), 267-273 (2009).
  44. Ince, C., et al. Second consensus on the assessment of sublingual microcirculation in critically ill patients: results from a task force of the European Society of Intensive Care Medicine. Intensive Care Medicine. 44 (3), 281-299 (2018).
  45. Edul, V. S., et al. Dissociation between sublingual and gut microcirculation in the response to a fluid challenge in postoperative patients with abdominal sepsis. Annals of intensive care. 4, 39 (2014).
  46. Schierling, W., et al. Sonographic real-time imaging of tissue perfusion in a porcine haemorrhagic shock model. Ultrasound in Medicine and Biology. 45 (10), 2797-2804 (2019).
  47. Jing, Y., Bai, F., Chen, H., Dong, H. Using Laser Doppler Imaging and Monitoring to Analyze Spinal Cord Microcirculation in Rat. Journal of Visualized Experiments. (135), e56243 (2018).
  48. Jing, Y., Bai, F., Chen, H., Dong, H. Meliorating microcirculatory with melatonin in rat model of spinal cord injury using laser Doppler flowmetry. Neuroreport. 27 (17), 1248-1255 (2016).
  49. Jing, Y., Bai, F., Chen, H., Dong, H. Melatonin prevents blood vessel loss and neurological impairment induced by spinal cord injury in rats. Journal of Spinal Cord Medicine. 40 (2), 222-229 (2017).
  50. Phillips, J. P., Cibert-Goton, V., Langford, R. M., Shortland, P. J. Perfusion assessment in rat spinal cord tissue using photoplethysmography and laser Doppler flux measurements. Journal of Biomedical Optics. 18 (3), 037005 (2013).
  51. Glenny, R. W., Bernard, S. L., Lamm, W. J. Hemodynamic effects of 15-microm-diameter microspheres on the rat pulmonary circulation. Journal of Applied Physiology. 89 (1985), 499-504 (2000).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

166

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved