Un protocolo modificado de trasplante de corazón heterotópico murino que coincide con los estándares contemporáneos de técnica aséptica, anestesia y analgesia

Resumen

El presente trabajo describe una técnica modificada para el trasplante cardíaco vascularizado heterotópico con técnica aséptica actualizada, analgesia y anestesia.

Resumen

El desarrollo de modelos experimentales de trasplante cardíaco en animales ha contribuido a muchos avances en los campos de la inmunología y el trasplante de órganos sólidos. Si bien el modelo heterotópico de trasplante cardíaco murino vascularizado se utilizó inicialmente en estudios de rechazo de injertos utilizando combinaciones de cepas de ratones endogámicos no coincidentes, el acceso a cepas modificadas genéticamente y modalidades terapéuticas puede proporcionar nuevos y poderosos conocimientos preclínicos. Fundamentalmente, la metodología quirúrgica para esta técnica no ha cambiado desde su desarrollo, especialmente con respecto a factores importantes como la técnica aséptica, la anestesia y la analgesia, que tienen impactos materiales en la morbilidad y mortalidad postquirúrgica. Además, se espera que las mejoras en el manejo perioperatorio proporcionen mejoras tanto en el bienestar animal como en los resultados experimentales. Este artículo informa sobre un protocolo desarrollado en colaboración con un experto en anestesia veterinaria y describe la técnica quirúrgica con énfasis en el manejo perioperatorio. Además, discutimos las implicaciones de estos refinamientos y proporcionamos detalles sobre la solución de problemas de pasos quirúrgicos críticos para este procedimiento.

Introducción

Debemos gran parte de nuestra comprensión de la inmunología y el trasplante a la investigación basada en modelos experimentales de trasplante de órganos sólidos utilizando sujetos animales. Desde la primera descripción del trasplante cardíaco vascularizado en mamíferos¹, tales modelos han contribuido al conocimiento en amplios dominios, incluyendo la aplicación terapéutica de la hipotermia², los beneficios del uso de suturas especializadas³ y técnicas para homotrasplantes totales de pulmón y corazón⁴. El desarrollo de modelos de trasplante cardíaco en ratas ^5,6 proporcionó un alcance más amplio para la experimentación inmunológica debido a la disponibilidad de diferentes líneas de reproducción. La gama sustancialmente más amplia de cepas de ratones endogámicos y mutantes disponibles llevó a Corry et ^al.7 a desarrollar una técnica de trasplante cardíaco heterotópico murino debido a las considerables ventajas que este rango aporta a la investigación del trasplante. Este modelo ha sido ampliamente utilizado y ha contribuido para una mayor comprensión del rechazo del injerto⁸ y de la terapéutica⁹. Desde su primera descripción, sin embargo, la técnica se ha mantenido prácticamente sin cambios, aparte de algunos detalles técnicos menores, como los ajustes en la posición de los sitios anastomóticos^10,11.

Desde la integración de la técnica de Corry et ^al.7 en nuestros experimentos, hemos identificado áreas prometedoras para mejorar el protocolo, a saber, las de la técnica aséptica, la anestesia y la analgesia. Se esperaba que las mejoras en estas áreas ofrecieran un impacto positivo en los resultados experimentales y mejoraran el bienestar animal. Esto ha sido demostrado previamente cuando la técnica aséptica es utilizada en cirugías de animales pequeños, ya que ayuda en la reducción de infecciones postoperatorias¹², lo que no sólo afecta la morbilidad y la mortalidad, sino que también puede comprometer los experimentos diseñados para evaluar la respuesta inmune después de la cirugía de trasplante. Desde un punto de vista anestesia y analgésico, el uso de un régimen refinado ayuda a reducir el costo para los animales y equilibrar el argumento ético de este modelo quirúrgico al mitigar el dolor y el sufrimiento de los sujetos experimentales. Además, la anestesia y la analgesia adecuadas limitan la respuesta al estrés asociado al dolor, mejorando la calidad de la recuperación postoperatoria y, en última instancia, aumentando la tasa de éxito quirúrgico¹³.

Con el objetivo de mejorar tanto el bienestar animal como los resultados experimentales, se desarrolló un protocolo con ajustes para cerrar estas brechas. Este protocolo ha sido adaptado del descrito originalmente por Corry et ^al.7 con la consulta de un anestesista veterinario y teniendo debidamente en cuenta tanto los efectos como la duración de los efectos de las intervenciones farmacológicas utilizadas en el régimen anestésico y analgésico. El abordaje se basó en los principios de anestesia balanceada y analgesia multimodal para asegurar una adecuada atención perioperatoria¹⁴. Además de la aplicación de la técnica aséptica, el opioide buprenorfina y el anestésico local bupivacaína se administraron de forma preventiva. La anestesia general se realizó utilizando el agente anestésico inhalante isoflurano.

Protocolo

Esta investigación se realizó de acuerdo con el Código de Prácticas para el Cuidado y Uso de Animales con Fines Científicos¹⁵ y aprobado bajo los Protocolos de Ética Animal RA/3/100/1568 y AE173 (Comité de Ética Animal de la Universidad de Australia Occidental y Comité de Ética Animal del Instituto Harry Perkins de Investigación Médica, respectivamente). Consulte la Tabla de materiales para obtener detalles sobre todos los materiales, instrumentos y animales utilizados en este protocolo.

1. Preparación del animal para la cirugía

NOTA: El personal está dedicado a la función de realizar una cirugía o monitorear la anestesia durante todo el procedimiento.

1. Para la analgesia preoperatoria, administrar una dosis de buprenorfina (0,05-0,1 mg/kg, diluida a 0,03 mg/ml con cloruro de sodio al 0,9%) por vía subcutánea al ratón receptor al menos 1 h antes del inicio de la cirugía receptora. Ingrese todos los detalles relacionados con la administración de medicamentos, su dosis, el momento de administración y sus efectos en el registro anestésico.
   NOTA: Este enfoque no es necesariamente necesario para el donante, ya que es una cirugía sin recuperación, donde el donante es sacrificado bajo anestesia general inmediatamente después de la extracción del órgano.
2. Inducción de la anestesia
   1. Colocar el ratón en la cámara de inducción del sistema respiratorio anestésico con un flujo de oxígeno de 1-2 L·min⁻¹ con isoflurano al 4%. Confirme la anestesia adecuada observando la decúbito, la pérdida del reflejo de enderezamiento y una disminución de la frecuencia respiratoria.
   2. Una vez adecuadamente anestesiado, retire el ratón de la cámara de inducción y rasure bien el abdomen ventral con cortapelos para eliminar el vello. En el caso del donante, afeitar el área que se extiende desde los genitales hasta el margen superior del tórax ventral. En el caso del receptor, afeitar el área que se extiende desde los genitales hasta el margen costal. En ambos casos, asegúrese de que el área afeitada alcance la línea medioaxilar lateralmente.
3. Para mantener la anestesia, coloque el ratón en decúbito dorsal para recibir anestesia y oxígeno del cono nasal del sistema respiratorio (sin rerespiración), que suministra oxígeno a una velocidad de 1 L·min⁻¹ e isoflurano (1,5%-2,5%).
   NOTA: La superficie de trabajo quirúrgico es una tabla quirúrgica sobre una almohadilla térmica, y cada extremidad del ratón se asegura con cinta de microporos.
4. Dada la dificultad de monitorear exhaustivamente los cambios fisiológicos asociados con la anestesia en ratones, monitorear y registrar parámetros limitados. Controle la temperatura, la profundidad de la anestesia y la frecuencia respiratoria al menos cada 5 minutos durante la duración de la anestesia.
   1. Para prevenir la hipotermia severa y la hipertermia (por calentamiento activo por la almohadilla térmica), controle la temperatura corporal durante todo el procedimiento. Inserte una sonda rectal limpia y lubricada en el recto del animal y luego asegúrela a la placa quirúrgica con cinta de microporos.
      NOTA: Esta sonda se retroalimenta a un sistema dinámico (una característica del sistema de administración de anestesia), que modifica la temperatura de la almohadilla térmica para controlar la temperatura corporal.
   2. Haga que la persona responsable de la anestesia evalúe la profundidad anestésica observando las respuestas a la estimulación de la pata o la cola de la presión aplicada por fórceps atraumáticos, el reflejo palpebral y el tono muscular.
   3. Mida la frecuencia respiratoria observando el movimiento de la pared torácica mientras observa el esfuerzo respiratorio subjetivamente para evaluar el volumen corriente. Calcule la frecuencia respiratoria contando las respiraciones durante un período de 10-15 s y multiplicando por 6 o 4, respectivamente, para determinar una frecuencia respiratoria / min.
5. Para preparar la piel, desinfecte el sitio quirúrgico con aplicadores estériles con punta de algodón. Aplique clorhexidina en un movimiento circular y expansivo que trabaje desde el centro del sitio quirúrgico hasta los bordes. Repita este proceso 3 veces (con un nuevo aplicador con punta de algodón cada vez) antes de una aplicación final de una combinación de clorhexidina y etanol con un nuevo aplicador estéril con punta de algodón en el mismo patrón, moviéndose desde el centro del sitio quirúrgico hasta el borde.
6. Haga que el cirujano aplique un gel para manos a base de etanol antes de ponerse una bata quirúrgica estéril y guantes quirúrgicos estériles.
7. Para preparar el campo quirúrgico, coloque cortinas quirúrgicas estériles (precortadas a 25 cm x 25 cm) a cada lado de la placa quirúrgica, que sirvan como sitio para colocar instrumentos estériles. Use tijeras estériles para fenestrar una cortina estéril más ancha de 25 cm x 40 cm para cortar una abertura pequeña (ligeramente más larga que el sitio de la incisión), de forma ovalada. Coloque esta cortina sobre la parte superior del animal de tal manera que la fenestración se encuentre en el sitio de incisión propuesto. Asegúrese de que los extremos laterales de este tercer paño se superpongan a las dos cortinas más pequeñas a cada lado para crear un campo quirúrgico continuo.

2. Cirugía del donante

NOTA: Consulte la Figura Suplementaria S1 para conocer los aspectos clave de la cirugía del donante.

1. Realizar la cirugía del donante con la ayuda de un microscopio binocular quirúrgico. Para comenzar, use un aumento de 8x y realice una incisión ventral en la línea media de la piel con una hoja de bisturí quirúrgica (# 23). Asegúrese de que la incisión se extienda desde el extremo caudal del área afeitada hasta el margen costal con un margen intacto de piel preparada en cada extremo.
   NOTA: El aumento inicial de 8x se elige para permitir una visualización suficiente de la macroestructura del sujeto al comienzo de la cirugía. A partir de este momento, la ampliación queda a discreción del operador y debe seleccionarse para proporcionar un equilibrio adecuado entre la conciencia situacional proporcionada por una ampliación más baja y el detalle fino que se puede visualizar con una mayor ampliación.
2. Usando dos aplicadores estériles con punta de algodón humedecidos con solución salina normal calentada, cambie el intestino delgado para exponer la aorta abdominal y la vena cava inferior (VCI). Use los aplicadores para diseccionar sin rodeos estos vasos del tejido circundante.
3. Utilice una jeringa de 3,0 ml con una aguja de 30 G, 0,5 pulgadas para extraer 2,5 ml de 100 UI·mL⁻¹ de solución heparinizada de cloruro sódico al 0,9% (mantenida a 4 °C hasta que sea necesario durante la cirugía). Usando pinzas de sutura de cuerpo redondo de punta recta con la mano no dominante para asegurar la aorta abdominal en el área infradiafragmática, use la mano dominante para inyectar 1,5 ml de solución en la aorta en dirección al corazón. Selle la aortotomía resultante con la presión de un aplicador con punta de algodón.
4. Use tijeras microquirúrgicas de punta recta para transectar la VCI y permitir la exanguinación.
5. Realizar una toracotomía con tijeras quirúrgicas para hacer dos incisiones en las líneas bilaterales del medio axilar. En este punto, confirme la muerte del animal y apague el vaporizador de isoflurano.
6. Asegure el segmento mediano resultante de la pared torácica con una pinza micro-bulldog. Pase esto al asistente quirúrgico no estéril que puede asegurarlo al cono de la nariz con cinta quirúrgica de microporos.
   NOTA: El objetivo es proporcionar tracción en este segmento del tórax, lo que ayuda con la exposición de los tejidos cardíacos.
7. Usando pinzas de sutura de cuerpo redondo, identifique y movilice la VCI intratorácica.
   NOTA: Idealmente, las pinzas de punta recta deben estar en la mano no dominante y las pinzas curvas en la mano dominante.
8. Con la VCI asegurada en las pinzas de la mano no dominante, use la mano dominante para inyectar el 1,5 ml restante de solución heparinizada de cloruro de sodio al 0,9 % de 100 UI·mL⁻¹ en el corazón.
9. Usando ambos juegos de fórceps, ligar la IVC usando seda trenzada 7/0 de 2 cm de longitud. Use un nudo de cirujano de corbata de instrumento con dos lanzamientos adicionales por seguridad. Haga este nudo lo más próximo posible a lo largo del vaso hasta el corazón.
10. Asegure los dos extremos de este nudo con pinzas arteriales. Coloque estas pinzas de manera que proporcionen una tracción suave del corazón en la dirección caudal para facilitar el posicionamiento óptimo de los vasos para la disección posterior.
11. Identificar el timo en la cara anterosuperior del corazón. Use fórceps para diseccionar este órgano del donante para identificar la vena cava superior (VCS).
12. Extirpar la adventicia y los tejidos asociados de la VCS con fórceps. Use fórceps curvos para diseccionar sin rodeos y hacer un pequeño canal posterior al vaso. Asegúrese de que este canal sea lo más próximo posible al corazón.
13. Pasar una pieza de seda trenzada 7/0 de 2 cm de longitud a través de este canal con fórceps y luego atarlo utilizando la técnica antes mencionada.
14. En un punto aproximadamente a 2 mm de esta ligadura (en el lado opuesto al corazón), divida la VCS con tijeras microquirúrgicas curvas.
15. Usando aplicadores con punta de algodón, voltee el corazón hacia la derecha anatómica.
16. Identificar la vena ácigota en la anatomía izquierda del corazón. Usando fórceps, diseccionarlo sin rodeos de las estructuras circundantes. Como antes, use pinzas de punta curva para crear un pequeño canal posterior a este vaso.
17. Use una tercera pieza de seda trenzada 7/0 cortada a 2 cm para ligar la vena ácigota en la máxima proximidad al corazón utilizando la misma técnica de atado de nudos. Corte el vaso a 2 mm de la ligadura en el lado opuesto al corazón.
18. Usando aplicadores con punta de algodón, voltee el ápice del corazón hacia la izquierda anatómica. Use fórceps para identificar y movilizar la aorta ascendente. Pase las pinzas curvas debajo del arco aórtico para crear un canal entre la aorta ascendente y descendente.
19. Usando tijeras microquirúrgicas de punta recta, transecto del arco aórtico proximal a sus ramas.
20. Usando fórceps, identifique y movilice la arteria pulmonar. Usando fórceps curvos, haga un canal posterior al vaso.
21. Usando tijeras microquirúrgicas de punta recta, transecto de la arteria en un punto justo proximal a su bifurcación.
22. Utilice una cánula de irrigación de Rycroft para inyectar suavemente 2 ml de 10 UI·mL⁻¹ de cloruro de sodio heparinizado al 0,9% a través de la arteria pulmonar y la aorta ascendente para eliminar cualquier resto de sangre del corazón.
    NOTA: Un lavado adecuado está indicado por la eliminación de sangre visible de los vasos coronarios.
23. Usando una pieza de 3 cm de seda trenzada 7/0, liga los vasos posteriores restantes (las venas pulmonares) en bloque usando un nudo de cirujano con dos lanzamientos posteriores. Separe el corazón de la pared torácica posterior cortando cuidadosamente con tijeras quirúrgicas.
24. Retire suavemente el corazón del tórax, sumérjalo en la solución de la Universidad de Wisconsin (UWS) y luego colóquelo en hielo para almacenarlo (a 4 ° C).

3. Cirugía del receptor

1. Después de la preparación del animal como se describe en la sección 1., aplicar lubricante para los ojos. Inyecte una dosis basada en el peso (8 mg/kg) de bupivacaína (0,25% diluido a 0,625 mg/ml en solución de cloruro de sodio al 0,9%) en el tejido subcutáneo del abdomen ventral a lo largo del sitio de incisión planificado. Use una jeringa de insulina de 29 g para esta inyección y busque una línea recta de ampollo visible que cubra la extensión de la incisión planificada (Figura suplementaria S2A-C).
   NOTA: Se deben dar de cinco a siete minutos para dar tiempo al efecto máximo de la anestesia local.
2. Con el microscopio ajustado a un aumento de 8x, haga una incisión ventral en la línea media de la piel usando una hoja de bisturí quirúrgica estéril (# 23). Asegúrese de que la laparotomía se extienda desde la parte inferior del abdomen hasta el margen costal. Inserte un retractor para maximizar el campo quirúrgico (Figura suplementaria S2D).
3. Humedezca un segmento de 5 cm x 5 cm de gasa estéril con solución calentada de cloruro de sodio al 0,9% y colóquelo en el aspecto superior del sitio quirúrgico. Usando bastoncillos de algodón estériles humedecidos, eviscerar suavemente los intestinos, colocarlos encima de esta gasa y envolver la gasa alrededor del órgano (Figura suplementaria S3A).
   NOTA: Este procedimiento ayuda a reducir la pérdida de líquidos insensibles durante la cirugía y ayuda en la retracción.
4. Libere y movilice la aorta abdominal y la VCI de los tejidos circundantes mediante una técnica de disección roma. Use una combinación de aplicadores con punta de algodón y pinzas de sutura de cuerpo redondo para este paso. Asegúrese de que el área de aclaramiento esté entre el aspecto infrarrenal de los vasos y justo por encima de la bifurcación de la aorta (Figura suplementaria S3B).
   NOTA: La visualización adecuada en este punto facilitará las anastomosis vasculares de alta calidad.
5. Identificar los vasos abdominales posteriores. Usando fórceps, tracción suave de la aorta en una dirección alejada de la columna vertebral (es decir, longitudinal al eje de los vasos abdominales).
   NOTA: Es importante que solo la aorta y no la VCI se maneje de tal manera debido a la friabilidad de esta última.
6. Ligate cada vaso abdominal identificado en la zona anastomótica planificada. Haga un canal a cada lado de estos vasos cefalocaudalmente pasando las pinzas curvas posteriores a los vasos abdominales a cada lado. Ligar cada vaso identificado y movilizado de esta manera utilizando longitudes de nylon 10/0 atadas con instrumentos en los nudos del cirujano con un tiro adicional (Figura Suplementaria S3C).
7. Aislar el sitio anastomótico de la circulación. Para hacerlo, instale una pinza quirúrgica tanto en la cabeza como en los extremos caudales de los vasos abdominales (lo que es más importante, en ese orden preciso). Asegúrese de que las abrazaderas atraviesen ambos vasos en un grado suficiente para garantizar una oclusión completa.
8. Usando fórceps en la mano no dominante para estabilizar la aorta, realice una aortotomía con una aguja de 30 G en la cara anterior de la aorta. Extiéndalo con tijeras microquirúrgicas de punta recta (Figura suplementaria S3D).
9. Realizar una venotomía. Usando fórceps rectos, aplique una tracción anterior suave a la VCI en el punto en línea con el centro de la aortotomía. Use tijeras microquirúrgicas curvas con el lado cóncavo mirando hacia atrás para extraer un segmento de VCI de igual longitud a la aortotomía (Figura suplementaria S4A).
10. Con 10 UI·mL⁻¹ de solución de cloruro de sodio heparinizado, lavar el interior de los vasos abiertos de sangre restante.
11. Coloque el corazón del donante en el abdomen. Asegúrese de que la posición sea tal que la aorta ascendente esté directamente junto a la aortografía abdominal y que el corazón se gire para que la arteria pulmonar se pueda cruzar para la segunda anastomosis.
12. Usando nylon 10/0, coloque una sutura de estancia entre la posición de las 12 en punto de la aortotomía y la extremidad correspondiente de la luz de la aorta ascendente. Realice esto usando pinzas de punta recta y un soporte de aguja microquirúrgico y átelo usando un nudo de cirujano con tres lanzamientos posteriores. Cortar los extremos para dejar aproximadamente 2 mm de sutura.
13. Coloque una segunda sutura de estancia entre la posición de las 6 en punto de la aortotomía y el aspecto correspondiente de la aorta ascendente. Como esta sutura también servirá como base para suturas de carrera posteriores, deje al menos 10 mm de la cola para el amarre final.
14. Coloque una sutura continua de nylon 10/0 de manera ascendente para oponerse al borde derecho anatómico de la aortatomía y al borde libre correspondiente de la aorta ascendente. Utilice aproximadamente cuatro lanzamientos para esta línea.
15. Pase el extremo libre de la sutura alrededor de la sutura distal antes de colocar una segunda sutura continua por el lado anatómico izquierdo para afectar la aposición con el borde libre restante de la aortotomía. Ate la sutura a la cola usando un nudo de cirujano con dos lanzamientos adicionales.
16. Coloque una sutura de estancia entre la posición de las 12 en punto de la venotomía IVC y la extremidad correspondiente de la luz de la arteria pulmonar.
17. Desde este punto de anclaje, coloque una sutura de carrera continua de manera descendente entre el borde anatomo izquierdo de la arteria pulmonar y el borde correspondiente de la venotomía. Use un promedio de cuatro lanzamientos para esta línea seguidos de uno entre la posición de las 6 en punto de la venotomía y la extremidad correspondiente de la luz de la arteria pulmonar. Haga cuatro lanzamientos más para dibujar los bordes libres finales de la arteria pulmonar y la venotomía juntos.
18. Ate el extremo libre de la sutura al extremo del anclaje usando un nudo del cirujano de atado de instrumento con dos lanzamientos adicionales.
19. Reposicione el corazón para que se siente centralmente en el abdomen usando bastoncillos de algodón. Revise los vasos en busca de torsión, lo que interferiría con el flujo sanguíneo.
20. Coloque espuma de gel sobre todas las líneas de sutura (Figura suplementaria S4B). Coloque y moldee dos piezas de aproximadamente 2 mm cada una alrededor de ellas de manera que todas las líneas de sutura visibles estén cubiertas.
21. Libere las pinzas vasculares: primero la pinza caudal y luego la cefalo-pinza. Como se espera una pequeña cantidad de hemorragia, coloque preventivamente los aplicadores con punta de algodón sobre los sitios anastomóticos para proporcionar presión.
22. Una vez libre de fugas observables, evalúe la pulsación del corazón (Figura suplementaria S4C). Si esto no ocurre, verifique que no se haya producido ninguna torsión de los vasos cardíacos (especialmente para la VCI).
23. Reposicione los intestinos ahora sobre y alrededor del corazón. Si aparece seco, humedezca la cavidad peritoneal con una solución de cloruro de sodio calentada.
24. Cerrar la cavidad abdominal utilizando monofilamento de proleno 6/0 no absorbible por capas:
    primero la capa muscular y luego la piel (Figura Suplementaria S4D). Utilice la técnica continua no interrumpida.
25. Retire suavemente al receptor de la placa quirúrgica y quíteselo de la anestesia.
26. Administrar 1 ml de solución salina tibia por vía subcutánea y colocar al receptor en una jaula preparada previamente con calentamiento para observación según los protocolos de recuperación postoperatoria (Figura suplementaria S4E).

4. Cuidados postoperatorios

1. Inmediatamente después de la cirugía, coloque al receptor en una jaula limpia en una almohadilla térmica bajo estrecha observación durante al menos 3 h. Durante este período, controle varios parámetros (actividad, postura corporal, condición del pelaje, expresión facial, marcha, ventilación, apariencia del sitio quirúrgico, presencia de latidos cardíacos abdominales palpables) al menos cada 30 minutos. Atribuir una puntuación a cada parámetro (0 = normal, 1 = ligeramente o intermitentemente anormal, 2 = moderada o consistentemente anormal).
   NOTA: Las intervenciones se desencadenan por la suma de los parámetros monitoreados que exceden los puntajes de bienestar especificados por el protocolo ético relacionado con este modelo.
2. Mueva los recipientes a un gabinete calentado mantenido a 25 ° C, donde permanecen hasta el día postoperatorio 7. Durante los primeros 3 días, monitoréelos al menos 2 veces al día. Durante los 4 días restantes, monitoréelos al menos 1 vez al día. Para la analgesia postoperatoria, administrar una dosis de buprenorfina (0,5-0,1 mg/kg, diluida a 0,03 mg/ml con cloruro de sodio al 0,9%) por vía subcutánea al ratón receptor la noche postoperatoria y dos veces al día durante los próximos 3 días postoperatorios.
3. Una vez retirado del gabinete calentado, monitoree a los receptores al menos 2 veces por semana hasta el punto final experimental apropiado.

Resultados

Para determinar la efectividad de la técnica quirúrgica para promover buenos resultados de cicatrización de heridas y recuperación de ratones, los primeros experimentos en el laboratorio determinaron las características de supervivencia de una gama de injertos cardíacos de inmunogenicidad variable para el receptor. Estos incluyeron injertos congénicos (n = 5) y singénicos (n = 5), que comparten los mismos marcadores del complejo principal de histocompatibilidad (MHC) que el receptor, e injertos de desajuste mayor...

Discusión

El modelo de trasplante cardíaco ortotópico murino es un modelo preclínico robusto utilizado principalmente para investigar los efectos del desajuste del MHC sobre el nivel y la naturaleza del rechazo inmunológico y, más recientemente, el efecto del trasplante sobre la retención de la inmunidad residente en el tejido del injerto¹⁶. Aunque inicialmente seguimos de cerca el protocolo de Corry et ^al.7 , hemos refinado el protocolo para incorporar estándares de mejores p...

Materiales

Name	Company	Catalog Number	Comments
2030 Rycroft irrigating cannula 30 G	McFarlane	56005HU
Braided surgical silk 7-0
Bulldog clamp curved - 35 mm	Roboz	RS-7441-5
Bupivacaine 0.25%
Buprenorphine
Castroviejo needle holder catch curved -  145 mm	Haag-Streit	11.62.15
Chlorhexidine 5% solution	Ebos	JJ61371
Cotton-tipped applicator - 7.5 cm	Dove	SN109510
Ethanol 70% solution	Ebos	WH130192EE
Gauze 5 x 5 cm white	Aero	AGS50
Gelfoam 80 mm x 125 mm	Pfizer	7481D
Hair clipper	Wahl	9860L
Heparin 1,000 IU in 1 mL
Iris SuperCut scissors straight - 11.5 cm	Inka Surgical	11550.11
Isoflurane vaporiser	Darvall	9176
Micro bulldog clamp - 3.7 cm	Greman	14119-G
Micro scissors curved 105 mm
Micropore plain paper surgical tape - 2.5 cm wide	Ebos	7810L
Microsurgical scissors - curved tip
Monofilament polyprolene suture - 5/0	Surgipro	P-205-X
Myweigh i101 Precision Scale 100 g x 0.005 g	Myweigh	Kit00053
Needle - 30 G x 0.5 inch	BD	BD304000
Needleholder 15 cm curved "super fine"	Surgical Specialists	ST-B-15-8.2
Nylene 10/0 x 15 cm on 3.8 mm 3/8 circle round bodied taper (diam 0.07mm) CV300
Round body suture forceps curved 0.3 mm 120 mm	B. Braun	FD281R
Round body suture forceps straight 0.3 mm 120 mm	B. Braun	FD280R
Round handled vannas spring scissors-str/12.5 cm		15400-12
Spring scissors-Cvd Sm blades		15001-08
Stevens scissors blunt straight 110 mm
Surgical backboard			Rigid laminated cardboard. 15 x 15 cm
Surgical drapes			Cut into two sizes. 25 cm x 25 cm, and 25 cm x 40 cm
Surgical microscope
Syringe - 1 mL	BD	592696
Syringe - 3 mL	Leica	M651
Toothed forceps	BD	309657
University of Wisconsin Solution
Warming pad			Far infrared warming pad 20 x 25 cm
Westcott spring scissors
Yasargil clip applier bayonet	Aesculap	FE582K
Yasargil titanium clip perm 6.6 mm	Aesculap	A19FT222T
Mouse usage
Strain/SEX/Weight	Donor	Recipent
BALB/c, female, 19-23 g	7	21
C57BL/6, female, 17-20 g	7	0
CD45.1 BALB/c, female, 17-21 g	5	0