Mediciones telemétricas continuas de la presión traqueal en el útero en corderos fetales

Resumen

La optimización de la presión y la duración de la oclusión necesaria para mejorar la hipoplasia pulmonar con oclusión traqueal es esencial para mejorar los tratamientos correctivos intrauterinos de la hernia diafragmática congénita (HDC). Este estudio reporta un nuevo método para la medición continua de la presión traqueal en un modelo quirúrgico de HDC de cordero fetal ocluido y no ocluido.

Resumen

El desarrollo y crecimiento pulmonar normal en el útero depende de la expansión del espacio aéreo y del flujo controlado de líquido pulmonar hacia el espacio amniótico. Los lactantes con hernia diafragmática congénita (HDC) también tienen hipoplasia pulmonar debido a la ocupación de la cavidad torácica por el estómago y el intestino y, en los casos más graves, por el hígado. La oclusión traqueal con balón reduce la gravedad de la hipoplasia pulmonar en fetos con HDC, pero aumenta el riesgo de parto prematuro. Comprender la presión de oclusión óptima y la duración requerida para mejorar la hipoplasia pulmonar con oclusión traqueal es esencial para mejorar los tratamientos correctivos en el útero para la HDC. El estudio reporta un nuevo método para la medición continua de las presiones intratraqueal y amniótica en un modelo quirúrgico de cordero fetal no ocluido y ocluido de HDC. Las ovejas Merino preñadas durante el tiempo se sometieron a dos histerotomías de recuperación: la primera a los ~80 días de gestación para crear el CDH, y la segunda a los ~101 días de gestación para ocluir la tráquea fetal e implantar un dispositivo de medición de la presión intratraqueal y amniótica. Los corderos se entregaron a los ~142 días, y el dispositivo de medición de presión se retiró y limpió. Los datos se descargaron y filtraron en una ventana de 6 h. Se calculó la presión transrespiratoria.

Introducción

El desarrollo y crecimiento pulmonar normal se basan en la expansión de los espacios aéreos potenciales con líquido pulmonar fetal y el flujo controlado del líquido pulmonar en el espacio amniótico 1,2,3,4,5. La producción de líquido pulmonar fetal y la resistencia de las vías respiratorias superiores crean una presión intratorácica intrauterina ¹. Históricamente, las mediciones de la presión de las vías respiratorias fetales en el útero se obtenían utilizando sensores de presión externos a través de catéteres tunelizados a través de la pared abdominal hasta la tráquea fetal 5,6,7,8,9,10,11,12,13 . El uso de estos catéteres y sensores externos (distales al sitio de medición) puede amortiguar la señal de presión y requerir un movimiento restringido de la oveja para la medición continua o las mediciones obtenidas a intervalos durante la gestación. Este estudio tuvo como objetivo desarrollar un método que permita el monitoreo continuo de la presión fetal intratraqueal y amniótica en animales preñados sin sujeción. Las mediciones continuas de la presión fetal intratraqueal y amniótica proporcionarán una comprensión completa de cómo cambian estas presiones a lo largo del día durante el transcurso de la gestación.

Los fetos humanos con hernia diafragmática congénita (HDC) tienen hipoplasia pulmonar debido a la herniación del estómago, el intestino y el hígado (en los casos más graves) en la cavidad torácica. La hiperplasia pulmonar en lactantes con atresia traqueal (estrechamiento de la tráquea) puso de manifiesto el potencial de la oclusión traqueal terapéutica para el tratamiento prenatal de la HDC¹⁴. La oclusión traqueal con balón intratraqueal reduce la gravedad de la hipoplasia pulmonar en fetos con HDC, pero a costa de un mayor riesgo de parto prematuro 15,16,17. Existe un riesgo adicional de aspiración o asfixia si el balón no se retira antes del nacimiento. En consecuencia, los protocolos actuales de oclusión traqueal requieren un segundo procedimiento fetal para retirar la oclusión con balón antes del nacimiento¹⁷. Se desconoce la presión de oclusión óptima y la duración requerida para mejorar la hipoplasia pulmonar con oclusión traqueal, pero este conocimiento es vital para la optimización de los tratamientos correctivos intrauterinos para la HDC.

Probamos el método con corderos fetales con una hernia diafragmática creada quirúrgicamente con y sin tráquea ocluida.

Protocolo

El protocolo se adhirió al código australiano para el cuidado y uso de animales con fines científicos del Consejo Nacional Australiano de Salud e Investigación Médica¹⁸. El Comité de Ética Animal de la Universidad de Australia Occidental aprobó prospectivamente el protocolo (RA3/100/1596). Las ovejas se obtuvieron de la granja Ridgefield de la Universidad de Australia Occidental (UWA) (2018-2020). Las ovejas fueron introducidas en el Centro de Animales Grandes de la UWA, acreditado por la AAALAC, 2-3 semanas antes de la intervención quirúrgica. Inicialmente, las ovejas se alojaron en el interior en corrales compartidos de piso elevado, con el uso de corrales individuales en el período perioperatorio. Las ovejas fueron alimentadas con pellets, paja de avena y altramuces con una mezcla de minerales calculada según el peso corporal. Se controló la temperatura de las habitaciones (20,5-21,5 °C) y se mantuvo en un ciclo de luz-oscuridad de 12:12 h. El dolor y el bienestar se evaluaron en el período postoperatorio dos veces al día durante 7 días, luego diariamente hasta la finalización del estudio. Los parámetros postoperatorios monitoreados incluyeron signos de dolor, estiramiento orbitario, esfuerzo respiratorio, temperatura, frecuencia cardíaca, sitio quirúrgico, apetito e ingesta de agua, actividad, cojera, estado del pelaje, consistencia fecal, trabajo de parto prematuro, comportamiento y signos de toxemia del embarazo. Las puntuaciones atribuidas a cada parámetro desencadenaron una intervención cuando fue necesario.

NOTA: Se requirieron dos procedimientos quirúrgicos de recuperación: preparación de la oveja, abordaje quirúrgico y cierre, y la recuperación de la oveja es la misma para ambos procedimientos quirúrgicos. El primer procedimiento es la creación quirúrgica de la hernia diafragmática en el cordero fetal. El segundo procedimiento es la colocación del dispositivo de intervención fetal y control de la presión. El diseño del estudio requirió dos cirugías de supervivencia para permitir que el contenido abdominal se trasladara a la cavidad torácica después de la creación de la hernia diafragmática, de modo que se pudiera desarrollar hipoplasia pulmonar antes de la cirugía de intervención posterior.

1. Creación quirúrgica de la hernia diafragmática en el cordero fetal

1. Preparación de la oveja
   1. A los ~80 días de gestación, premedicar a la oveja con una inyección intramuscular de acepromazina (0,04 mg/Kg) y morfina (0,3 mg/Kg).
   2. Inducir la anestesia por vía intravenosa con ketamina (5 mg/Kg) y midazolam (0,25 mg/Kg).
   3. Intubar la tráquea de la oveja con un tubo endotraqueal (8 mm de diámetro interior [ID]). Mantener la anestesia con isoflurano (1%-3% en oxígeno) administrada por ventilación con presión positiva (10-12 respiraciones/min, volumen corriente 8-10 mL/kg).
   4. Establecer la monitorización de la oveja con un electrocardiograma (ECG), presión arterial invasiva a través de un catéter arterial en el oído, CO₂ espirado, saturación de oxígeno periférico y temperatura durante la cirugía.
   5. Coloque la oveja en decúbito supino en la camilla. Enrolla cuerdas alrededor de las patas de la oveja y asegúralas suavemente a la mesa.
   6. Corta la lana del abdomen y el flanco de la oveja y luego córtala cerca de la piel.
   7. Elimine la suciedad y la lanolina del abdomen, el flanco y la ingle de la oveja con agua y jabón.
   8. Administre cefazolina (20 mg/Kg) por vía intravenosa cada 90 min durante la cirugía.
   9. Transfiera a la oveja al quirófano en una camilla.
   10. Traslade la oveja de la camilla de transporte a la mesa quirúrgica.
   11. Coloque a la oveja en decúbito dorsal sobre la mesa quirúrgica.
   12. Asegure todas las extremidades a la mesa quirúrgica con bridas de cuerda suaves.
   13. Preparación aséptica del abdomen expuesto: Lavar 3 veces con exfoliante quirúrgico de clorhexidina al 4%, eliminando la solución contaminada entre cada lavado con alcohol al 70%.
   14. Preparación estéril completa rociando ligeramente una solución de yodo al 10% en el abdomen, el flanco y las ingles.
   15. Cubra la oveja con un paño quirúrgico fenestrado estéril de modo que solo quede expuesto el sitio de la incisión abdominal. Asegúrese de que todos los instrumentos quirúrgicos, catéteres, jeringas y soluciones utilizados durante la cirugía sean estériles.
2. Abordaje quirúrgico
   1. Establecer anestesia local de bloqueo lineal mediante infiltración local subcutánea y muscular de bupivacaína (5%; 9,5 mL) con una jeringa de 10 mL y aguja de 22 G.
   2. Exponga el útero mediante una incisión abdominal para-media (8-11 cm) a través de la piel de la oveja, el tejido subcutáneo y la línea alba hecha con una cuchilla quirúrgica tamaño 10 con cauterio según sea necesario para minimizar el sangrado incisional.
3. Creación de hernia diafragmática
   1. Localice la cabeza/tórax fetal a través de la palpación.
   2. Cubra el útero con una envoltura de plástico estéril.
   3. Use tijeras quirúrgicas para hacer una ventana (6 cm x 4 cm) en la envoltura de plástico.
   4. Realizar una incisión uterina de 5-7 cm a través del útero y el saco amniótico con corte de cauterización, evitando vasos sanguíneos uterinos y cotiledones placentarios.
   5. Exteriorizar la cabeza y las extremidades anteriores del feto.
   6. Utilice las pinzas uterinas de Babcock para sellar los bordes de la incisión uterina y una envoltura de plástico estéril alrededor del abdomen fetal para evitar la pérdida de líquido amniótico.
   7. Coloque al feto sobre su lado derecho y asegure una segunda envoltura de plástico estéril sobre el feto exteriorizado para reducir la pérdida de calor y humedad. Identifique el espacio intercostal entre la^9ª y la^10ª costilla de la izquierda y haga un agujero en la envoltura de plástico con unas tijeras quirúrgicas para acceder al sitio de la incisión fetal.
   8. Establecer anestesia local de bloqueo lineal en el feto por infiltración subcutánea y muscular local de bupivacaína (5%; 0,25 mL diluido a 0,5 mL con solución salina estéril; 1 mL de jeringa estéril y aguja de 27 G) en el^9º espacio intercostal inmediatamente adyacente al borde superior de la^10ª costilla para evitar los vasos subcostales.
   9. Use una jeringa estéril de 60 mL para bañar la piel fetal expuesta con solución tibia de Hartmann (5-10 mL cada 5-10 min) para mantener la piel fetal húmeda durante los pasos subsiguientes.
   10. Cree una toracotomía posterolateral izquierda haciendo una incisión cutánea de 2-4 cm con electrocauterio en el 9º espacio intercostal inmediatamente adyacente al borde craneal de la 10ª costilla.
   11. Use hemostáticos de mosquitos para diseccionar sin rodeos el tejido subcutáneo, los músculos intercostales y la membrana pleural para acceder al diafragma.
   12. Use dos pequeños hemostáticos para mosquitos para recoger el diafragma en cada extremo del sitio de la hernia de 1 cm de largo y eleve cranealmente el diafragma para mantenerlo alejado del estómago, el hígado y el bazo subyacentes.
   13. Haga una incisión de 1 cm entre los dos hemostáticos con unas tijeras pequeñas en ángulo.
   14. Suelte los hemostáticos que sujetan el diafragma.
   15. Use pinzas de Potts atraumáticas para jalar el estómago hacia arriba a través del orificio en el diafragma.
   16. Utilice un solo lazo de monofilamento de polidioxanona 5-0 absorbible (aguja de punta cónica RB-1) para envolver cuidadosamente las costillas^9ª y^10ª para oponerse a las costillas fetales, evitando el pulmón subyacente.
   17. Incisión cerrada de la toracotomía con una sutura de colchón (monofilamento de polidioxanona 5-0 reabsorbible).
4. Cierre quirúrgico
   1. Regrese el feto al saco amniótico.
   2. Administrar meloxicam intraoperatorio (0,25 mg/Kg; por vía subcutánea) a la oveja para la analgesia postoperatoria.
   3. Reemplace el líquido amniótico perdido con solución de Hartmann tibia (~50 mL) junto con piperacilina/tazobactam intraamniótico (1000 mg/125 mg).
   4. Aplique las superficies opuestas del corioamnios y las paredes uterinas adyacentes y use una sutura 2-0 trenzada de poliglactina 910 absorbible con una sutura de colchón invertida para cerrar el útero y el saco amniótico juntos.
   5. Cierre la línea alba, el tejido subcutáneo y la piel de la oveja (monofilamento de polidioxanona absorbible 1, monofilamento de poliglecaprona 25 absorbible 3-0 y monofilamento de polipropileno no absorbible 2-0 respectivamente).
5. Recuperación y seguimiento de ovejas
   1. Rocíe la herida abdominal después de la operación con cinta de retención de apósito impermeable y cúbrala con un apósito para reducir el riesgo de infección de la herida postoperatoria.
   2. Aplique un parche transdérmico de fentanilo (100 μg/h) en la ingle para una analgesia postoperatoria adicional.
   3. Recupere a la oveja y excúbrala cuando respire espontáneamente, luego permita que se despierte.
   4. Monitoree a las ovejas diariamente hasta el parto para la cirugía de intervención fetal.
   5. Retire las suturas después de 14 días.

2. Colocación del dispositivo de intervención fetal y control de la presión

1. Preparación de la oveja para la cirugía de intervención fetal a los 101 días de gestación
   1. Inyecte medroxiprogesterona (1 mL) por vía intramuscular a los ~85 días de gestación (término ~147 días) para reducir el riesgo de parto prematuro.
   2. Utilice el mismo procedimiento de preparación anestésica y quirúrgica que se utilizó para la cirugía inicial de creación del diafragma.
      1. Siga el enfoque quirúrgico de los pasos 2.1.2.2 y 2.1.2.3, similar a los pasos 1.2.1-1.2.2.
      2. Establecer anestesia local de bloqueo lineal por infiltración local subcutánea y muscular de bupivacaína (5 %; 9,5 mL) con una jeringa de 10 mL y aguja de 22 G.
      3. Con una incisión abdominal para-media (8 a 11 cm) adyacente al sitio de la incisión abdominal utilizada para la cirugía de creación del diafragma, exponga el útero con un a través de la piel de la oveja, el tejido subcutáneo y la línea alba hecha con una cuchilla quirúrgica de tamaño 10 con cauterización según sea necesario para minimizar el sangrado incisional.
   3. Además, administrar oxitetraciclina (20 mg/Kg) por vía intramuscular a la oveja para proporcionar protección antimicrobiana fetal contra el dispositivo de monitorización implantado crónicamente.
2. Activación del dispositivo
   1. Active el dispositivo de medición de presión¹⁹.
   2. Tubo de medición de presión de pinza con hemostáticos.
   3. Coloque todo el dispositivo en un recipiente estéril que contenga una mezcla de ácido peracético al 0,08 % y peróxido de hidrógeno al 1 % durante al menos 1 hora, asegurándose de que todo el dispositivo esté cubierto.
   4. Con una pinza estéril, mueva el dispositivo a un recipiente estéril que contenga agua estéril durante al menos 10 minutos antes de la implantación fetal. Asegúrese de que todo el dispositivo esté cubierto con agua estéril.
3. Abordaje quirúrgico e intervención fetal
   1. Exteriorizar la cabeza fetal mediante histerostomía utilizando el mismo abordaje quirúrgico utilizado para la cirugía inicial, pero con incisiones uterinas adyacentes (pasos 1.1-2.2).
   2. Mantenga la cabeza y el cuello fetal exteriorizados envueltos en el paño de plástico estéril para minimizar la pérdida de temperatura y líquido.
   3. Instrumentar la tráquea con un catéter para medir la presión (Figura 1).
      1. Para la tráquea no ocluida, siga los pasos 2.3.3.2-2.3.3.3.
      2. Intuble el cordero fetal con un catéter de succión de 5 French (1,67 mm de diámetro interior) con el conector de succión retirado a una profundidad de 14 cm en la comisura de la boca del cordero.
      3. Conecte el extremo externo del catéter con un conector de 1,59 mm (diámetro exterior, OD) a 3,18 mm (OD) a un tubo de silicona de 30 cm de largo y 3,18 mm (ID).
      4. Para la tráquea cluida, siga los pasos 2.3.3.5-2.3.3.6.
      5. Intuble el cordero fetal con un tubo endotraqueal de micromanguito 3.0 con el conector retirado a una profundidad de 14 cm hasta una comisura de la boca del cordero.
      6. Conecte el extremo externo del catéter con un conector de 3,18 mm (OD) a 3,18 mm (OD) a un tubo de silicona de 30 cm de largo y 3,18 mm (ID).
   4. Conecte el otro extremo del tubo de silicona de 30 cm de largo y 3,18 mm (ID) al dispositivo de medición de presión mediante un conector de 3,18 mm (OD) a 1,59 mm (OD) en el dispositivo de medición de presión.
   5. Suturar el catéter en la comisura de la boca y el cuello del cordero (monofilamento de nylon 4-0 no absorbible).
   6. Fije el dispositivo de medición de presión a la piel del cordero en el pecho (monofilamento de nailon no absorbible 4-0) (Figura 2).
4. Cierre las incisiones quirúrgicas del feto y la oveja según la cirugía inicial de creación de hernia diafragmática (pasos 1.4-1.5).
5. Dispositivo de prueba
   1. Pruebe si el dispositivo está transmitiendo la señal¹⁹.
6. Recuperación y seguimiento de ovejas
   1. Recuperar la oveja según la cirugía inicial.
   2. Monitoree las ovejas diariamente hasta el parto.
   3. Administre una segunda dosis de medroxiprogesterona (0,5 mL) por vía intramuscular a los ~120 días de gestación.
   4. Administre betametasona (5,7 mg) por vía intramuscular 48 h y 24 h antes del parto por cesárea para promover la maduración fetal para el cuidado postnatal.
7. Entrega de cordero
   1. A los ~142 días de gestación (término ~147-150 días), premedicar a la oveja mediante inyección intramuscular de acepromazina (0,03 mg/Kg) y morfina (0,3 mg/Kg).
   2. Inducir la anestesia por vía intravenosa con tiopental (10-15 mg/Kg), intubar la oveja con un tubo endotraqueal (tamaño 8,5 mm) y mantener la anestesia con isofluorano con el seguimiento adecuado de los anestésicos anteriores.
   3. Proceda con el parto quirúrgico del feto a través de histerostomía como en cirugías anteriores, con oveja en decúbito dorsal (pasos 1.1 - 2.2).
   4. Retire el dispositivo de monitoreo. Limpie el dispositivo con agua y etanol al 70%.
   5. Matar humanamente a la oveja con una inyección intravenosa de 160 mg/Kg de solución sódica de pentobarbitona.
   6. Reanimar y ventilar al cordero durante 2-3 h y luego matarlo humanamente (160 mg/Kg de solución sódica de pentobarbitona, inyección intravenosa).
8. Datos
   1. Descargue los datos en un ordenador portátil y analice¹⁹. Filtre los datos de presión utilizando una ventana de 6 horas. Calcule la diferencia de presión entre las presiones amniótica y traqueal.

Resultados

Se realizó la creación de hernia diafragmática congénita y la inserción de un dispositivo de medición de presión en 28 corderos fetales (14 no ocluidos y 14 ocluidos con balón). Quince corderos fetales (6 no ocluidos y 9 ocluidos con balón) sobrevivieron hasta casi el término (142 días de gestación; término ~147 días de gestación). Los registros de medición de presión de 14 días fueron exitosos en 8 corderos fetales (4 no ocluidos y 4 ocluidos con balón).

Discusión

El líquido pulmonar fetal llena los espacios aéreos potenciales durante la gestación y es vital para el desarrollo pulmonar normal¹. La alteración de la cantidad y la presión normales del líquido pulmonar afecta el crecimiento pulmonar fetal: el estrechamiento o la constricción de la tráquea fetal conduce a la hiperplasia pulmonar; Por el contrario, el oligohidramnios y el drenaje crónico de líquido pulmonar causan hipoplasia pulmonar 20,21,22,23.

Materiales

Name	Company	Catalog Number	Comments
1.59 mm (outside diameter, OD) to 3.18 mm (OD) connector	Qosina	11913
3.18 mm (OD) to 3.18 mm (OD) connector	Qosina	11684
70 % Alcohol	Henry Schein	1127067
Absorbable poliglecaprone 25 monofilament 3-0	Riverpoint Medical	Q316
Absorbable polydioxanone monofilament 1	Riverpoint Medical	D879
Absorbable polyglactin 910 braided 2-0	Riverpoint Medical	V317
Absorbable polydioxanone monofilament 5-0	Riverpoint Medical	D303
Acepromazine	Ceva Animal Health	APVMA No: 36680
Babcock, uterine forceps 6.25 inch	Roboz	RS-8022
Betamethasone	Merck Sharp & Dohme	Aust R 18777
Blade, size 10	Becton Dickinson	371110
Blade, size 15	Becton Dickinson	371115
Bupivacaine	Pfizer Australia Pty Ltd	AUST R 11312
Cefazolin	AFT pharmaceuticals	AUST R 171582
Chlorhexidine	Henry Schein	0404-0175-02
Endotracheal tube (size 8.0)	Jorgen Kruuse	272411
Forceps, Potts-Smith	Roboz	RS-5314
Iodine solution (10 %)	Henry Schein	6907281
Isoflurane	Piramal Critical Care	APVMA No: 53120/112272 M. L. No.:220/AP/MD/96/B&F/R
Ketamine	Ceva Animal Health	APVMA 37711/58317 KETALAB04
Hartmanns Solution	Baxter	AUST R 48510
Hemostats, Mosquito forceps curved delicate	Roboz	RS-7271
Medroxyprogesterone acetate	Pfizer Australia Pty Ltd	AUST R 12300
Meloxicam	Ilium	APVMA Approval No.: 62535/127884 LI0119V1
Methocel	Colorcon	ID34435
Microcuff endotracheal tube (3.0)	Halyard	35111
Midazolam	Mylan	AUST R 160205
Morphine	Pfizer Australia Pty Ltd	AUST R 101240
Needle, 22 G	Becton Dickinson	305155
Needle, 27 G	Becton Dickinson	305109
Nonabsorbable nylon monofilament 4-0	Riverpoint Medical	662BL
Nonabsorbable polypropylene monofilament 2-0	Riverpoint Medical	P8411
OpSite Transparent Film	Smith and Nephew	66000040
Oxytetracycline	Norbrook	APVMA Approval No: 53087/49616
Pentobarbitone sodium 300 mg/mL	Jurox	APVMA 36208
Peracetic acid/hydrogen peroxide	Medivators Inc	ref: 78401-649
Piperacillin/Tazobactam	Sandoz Pty Ltd	AUST R 140840
Scissors, Metzenbaum Surgical 7 inch straight	Roboz	RS-6955SC
Scissors, Vannas 0.15 mm tip width	Roboz	RS-5618
Silicone tubing (1.59 mm inside diameter)	Qosina	T2013
Suction catheter (5 French)	Covidien	30500
Syringe, 1 mL	Becton Dickinson	309659
Syringe, 10 mL	Becton Dickinson	309604
Syringe, 60 mL	Becton Dickinson	309654
Telemetry device	Politecnico di Milano	-	Not commercially available
Thiopentone sodium	Jurox Pty Ltd	APVMA No. 51520/5g/0809
Transdermal fentanyl patch	Janssen-Cilag Pty Ltd	AUST R 112371