Se requiere una suscripción a JoVE para ver este contenido. Inicie sesión o comience su prueba gratuita.
Method Article
El presente protocolo describe todo el procedimiento de análisis para el transporte axonal. En particular, aquí se muestra el cálculo de la velocidad de transporte, sin incluir la pausa, y el método de visualización utilizando el software de acceso abierto "KYMOMAKER".
Las células neuronales son células altamente polarizadas que albergan estereotipadamente varias dendritas y un axón. La longitud de un axón requiere un transporte bidireccional eficiente por parte de las proteínas motoras. Diversos informes han sugerido que los defectos en el transporte axonal están asociados con enfermedades neurodegenerativas. Además, el mecanismo de coordinación de múltiples proteínas motoras ha sido un tema atractivo. Dado que el axón tiene microtúbulos unidireccionales, es más fácil determinar qué proteínas motoras están involucradas en el movimiento. Por lo tanto, comprender los mecanismos que subyacen al transporte de la carga axonal es crucial para descubrir el mecanismo molecular de las enfermedades neurodegenerativas y la regulación de las proteínas motoras. Aquí, presentamos todo el proceso del análisis de transporte axonal, incluido el cultivo de neuronas corticales primarias de ratón, la transfección de plásmidos que codifican proteínas de carga y análisis direccionales y de velocidad sin el efecto de pausas. Además, se introduce el software de acceso abierto "KYMOMAKER", que permite la generación de un quimógrafo para resaltar las trazas de transporte según su dirección y facilitar la visualización del transporte axonal.
Los miembros de la familia de la kinesina y la dineína citoplasmática son proteínas motoras que se mueven a lo largo de los microtúbulos de las células para transportar su carga. La mayoría de las kinesinas se mueven hacia el extremo positivo, mientras que la dineína se mueve hacia el extremo negativo de un microtúbulo. Las funciones y mecanismos del transporte de carga en el axón neuronal se han investigado ampliamente. Debido a su longitud, los axones requieren un transporte estable a larga distancia para mantener la salud de las neuronas. Se han descrito defectos en el transporte de mitocondrias, autofagosomas y vesículas que contienen precursores de proteínas β amiloide (APP) como causas de enfermedades neurodegenerativas 2,3. Numerosas investigaciones in vitro han revelado los mecanismos que subyacen al transporte coordinado de las proteínas motoras, y varios estudios con proteínas motoras purificadas y microtúbulos han descubierto cómo se mueven las moléculas motoras a lo largo de los microtúbulos 4,5. Por lo general, varios motores están involucrados en una sola carga6. Sin embargo, hay algunos modelos de cómo los motores opuestos determinan la dirección del transporte de carga. Uno es el "modelo de asociación/disociación"; En este, solo los motores unidireccionales están asociados con la carga durante el transporte unidireccional. En el segundo, el "modelo de coordinación", ambos motores están unidos a la misma carga y solo se activa un lado del motor. En el tercer "modelo de tira y afloja", el equilibrio de fuerzas entre quinesinas y dineínas determina la dirección del transporte 7,8,9. Además, varios reportes han sugerido que el equilibrio y el número de proteínas motoras activadas influyen en la velocidad del transporte de carga in vitro 8,10.
Una pregunta sin respuesta es cómo se regulan estas actividades de las quinesinas o dineínas en las células vivas. Informes previos han demostrado la acetilación de los microtúbulos en los axones y los factores neurotróficos aumentan el transporte axonal11,12. Además, varios tipos de carga y adaptadores de carga funcionan como activadores de motor de manera correspondiente13,14. Muchos están asociados a la membrana de las vesículas transportadoras y sus funciones están reguladas por señales como las modificaciones postraduccionales15. Por lo tanto, la observación de la dirección y la velocidad del transporte en células vivas ofrece información valiosa sobre la regulación molecular del transporte de carga en experimentos in vitro. La observación del transporte axonal permite distinguir entre el transporte basado en kinesina y el transporte basado en dineína. Debido a que los axones albergan microtúbulos unidireccionales de extremo positivo16, la carga es transportada anterógradamente (es decir, del soma al terminal del axón) por quinesinas y retrógradamente (es decir, del terminal del axón al soma) por las dineínas.
En el presente estudio se describe un método para observar y analizar el transporte axonal en neuronas primarias cultivadas. A modo de ejemplo, se describe el procedimiento para observar el transporte axonal de las proteínas de membrana-APP, calsintenina-1/alcadeína α (Alcα) y vesículas que contienen calsintenina-3/alcadeína β (Alcβ). Se sabe que el transporte anterógrado de las vesículas que contienen APP es considerablemente más rápido que el de las vesículas que contienen Alcα, aunque ambas son transportadas por la kinesina-1 17,18,19. En informes anteriores, se han utilizado varios métodos para medir la velocidad. El paso más variable es el manejo de las pausas durante el transporte. En las células vivas, el transporte a veces se ve obstaculizado por obstáculos a lo largo de los microtúbulos; Sin embargo, los motores pueden omitir una región con o sin pausa20. El cálculo de la velocidad durante un tiempo de observación más largo puede verse afectado por la pausa, lo que puede resultar en una estimación de velocidad más lenta. Aquí, se describe un método que utiliza el movimiento durante un período segmentado (200 ms) para excluir el efecto de la pausa física de los motores. Por último, se introduce un programa de software de acceso abierto (solo para Windows) llamado "KYMOMAKER"21. Los chimógrafos se utilizan ampliamente para visualizar el transporte vesicular y son útiles para visualizar la dirección de transporte de cada carga sin necesidad de una película. El software genera kymographs a partir de películas de lapso de tiempo mediante la aplicación de un algoritmo de cuenca hidrográfica unidimensional varias veces durante la rotación de las imágenes. Esto permite que el kymograph resultante muestre estructuras finas de manera eficiente y fácil. Además, KYMOMAKER detecta y resalta automáticamente los senderos según su dirección y permite la creación de diagramas fáciles de entender.
Los experimentos fueron aprobados por el Comité de Estudios Animales de la Universidad de Hokkaido, siguiendo las directrices de ARRIVE (Animal Research: Reporting of In Vivo Experiments). Para el presente estudio se utilizaron ratones hembra C57BL/6J (preñados, 15,5 días).
1. Preparación de neuronas corticales primarias cultivadas en ratones
2. Transfección de plásmidos a neurona primaria cultivada mediante el método del fosfato de calcio
NOTA: Los volúmenes mencionados corresponden a un pocillo de 0,8cm2 en una cámara de 8 pocillos con fondo de vidrio (ver Tabla de Materiales).
3. Observación del transporte axonal
4. Procesamiento de imágenes
5. Dibujar un kymograph y detectar rastros con KYMOMAKER
6. Determinación de la velocidad
Las neuronas primarias cultivadas de la corteza de ratón E15.5 se cultivaron en un plato con fondo de vidrio como se describe. Por ejemplo, APP-EGFP, Alcα-EGFP o Alcβ-EGFP se expresaron en las neuronas corticales primarias. Se sabe que APP y Alcα son transportados en el axón por la kinesina-1 2,17. APP se asocia con la kinesina-1 a través de la proteína adaptadora JIP1 (proteína 1 que interactúa con JNK), mientr...
Se describe un método de análisis para el transporte axonal, que incluye el cálculo de la velocidad segmentada y la generación de quimógrafos. Un paso crítico durante la etapa de transfección es mantener la salud de las neuronas cultivadas. El método de transfección descrito por Jiang y Chen29 fue seguido con pequeñas modificaciones. La mezcla suave de la solución de ADN/CaCl2 y 2x HBS aumentó la eficiencia de la transfección al reducir el ...
Los autores no tienen nada que revelar.
Este trabajo contó con el apoyo de KAKENHI (22K15270, Grant-in-Aid for Young Scientists) y la Fundación de Ciencias de la Vida Akiyama para YS. Nos gustaría expresar nuestro agradecimiento al Dr. Masataka Kinjo y al Dr. Akira Kitamura, del Laboratorio de Dinámica de Células Moleculares, Facultad de Ciencias Avanzadas de la Vida de la Universidad de Hokkaido, por proporcionar información crítica y experiencia que ayudaron en gran medida a la investigación. La observación con microscopía TIRF se realizó utilizando el instrumento instalado en el Laboratorio de Dinámica Celular Molecular de la Facultad de Ciencias Avanzadas de la Vida de la Universidad de Hokkaido. El instrumento está registrado en el sistema Open Facility gestionado por el Global Facility Center, Creative Research Institution, Hokkaido University (AP-100138). Agradecemos al Dr. Seiichi Uchida, Laboratorio de Interfaz Humana, Departamento de Tecnología de la Información Avanzada, Facultad de Ciencias de la Información e Ingeniería Eléctrica, Universidad de Kyushu, Fukuoka, Japón, por el montaje con la aplicación Kymomaker. El Laboratorio Avanzado de Prevención e Investigación de la Demencia de la Escuela de Graduados de Ciencias Farmacéuticas de la Universidad de Hokkaido cuenta con el apoyo de Japan Medical Leaf co., Ltd.
Name | Company | Catalog Number | Comments |
5-Fluoro-2-deoxyuridine | Sigma-Aldrich | F0503 | |
Apo TIRF 100x/1.49 OIL | Nikon | ||
B-27 Supplement (50x), serum free | Thermo fischer scientific | 17504044 | |
Bovine serum albumin | Wako | 013-25773 | |
CalPhos Mammalian Transfection Kit | Takara | 631312 | |
Cell strainer 40 µm Nylon | Falcon | 352340 | |
CoolSNAP HQ | Photometrics | ||
Deoxyribonuclease I | Sigma-Aldrich | DN-25 | |
D-Glucose | Wako | 041-00595 | |
DMEM/Ham’s F-12 | Wako | 042-30555 | |
Dumont No. 7 forceps | Dumont | No.7 | |
Feather surgical blade | Feather | No.11 | |
Feather surgical blade handle | Feather | No. 3 | |
Gentamicin | Wako | 079-02973 | |
Gentamicin Sulfate | Wako | 075-04913 | |
GlutaMAX Supplement | Thermo fischer scientific | 35050061 | |
HEPES | DOJINDO | 342-01375 | |
Horse Serum, heat inactivated | Thermo fischer scientific | 26050088 | |
KCl | Wako | 163-03545 | |
KH2PO4 | Wako | 169-04245 | |
KYMOMAKER | http://www.pharm.hokudai.ac.jp/shinkei/Kymomaker.html | ||
L-15 Medium (Leibovitz) | Sigma-Aldrich | L5520 | |
MetaMorph version 6.2r1 | Metamorph | ||
Na2HPO4 | Wako | 197-02865 | |
NaCl | Wako | 197-01667 | |
NaHCO3 | Wako | 191-01305 | |
Neurobasal Medium | Thermo fischer scientific | 21103049 | |
Nikon ECLIPSE TE 2000-E | Nikon | ||
Nunc Lab-Tek 8 well Chambered Coverglass | Thermo fischer scientific | 155411 | |
Papain | Worthington | LS003126 | |
Penicillin-Streptomycin (10,000 U/mL) | Thermo Fisher Scientific | 15140122 | |
Poly-L-lysine hydrobromide | Sigma-Aldrich | P2636-500MG | |
Trizma base | Merck | T1194-10PAK | solved with water to make 0.1 M Tris-HCl (pH.8.5) |
Solicitar permiso para reutilizar el texto o las figuras de este JoVE artículos
Solicitar permisoThis article has been published
Video Coming Soon
ACERCA DE JoVE
Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. Todos los derechos reservados