Modelo porcino adulto y pediátrico de sobrecarga aguda de volumen

Resumen

El protocolo aquí muestra cómo la administración continua de cristaloides en las venas centrales de un cerdo/lechón euvolémico permite la investigación adecuada de los efectos fisiológicos de la sobrecarga aguda de volumen.

Resumen

Este protocolo describe un modelo porcino de sobrecarga de volumen agudo para cerdos y lechones Yorkshire adultos. Ambas edades porcinas se someten a anestesia general, intubación endotraqueal y ventilación mecánica. Un catéter venoso central y un catéter arterial se colocan mediante corte quirúrgico en la vena yugular externa y la arteria carótida, respectivamente. Se coloca un catéter de la arteria pulmonar a través de una vaina introductora del catéter venoso central. A continuación, la solución cristaloide PlasmaLyte se administra a una velocidad de 100 mL/min en cerdos adultos y a 20 mL/kg en bolos durante 10 min en lechones. La hipervolemia se logra con una disminución del 15% en el gasto cardíaco o a 5 L en cerdos adultos y a 500 mL en lechones. Durante la experimentación se monitorizan los datos hemodinámicos, como la frecuencia cardíaca, la frecuencia respiratoria, el dióxido de carbono al final de la espiración, la fracción de hemoglobina saturada de oxígeno, la presión arterial, la presión venosa central, la presión de la arteria pulmonar, la presión en cuña capilar pulmonar, la presión parcial de oxígeno arterial, el lactato, el pH, el exceso de bases y la fracción de hemoglobina saturada de oxígeno de la arteria pulmonar. Los datos preliminares observados con este modelo han demostrado cambios estadísticamente significativos y fuertes regresiones lineales entre los parámetros hemodinámicos centrales y la sobrecarga de volumen aguda en cerdos adultos. Solo la presión en cuña capilar pulmonar demostró una regresión lineal y una significación estadística para la sobrecarga de volumen aguda en lechones. Estos modelos pueden ayudar a los científicos en el descubrimiento de estrategias terapéuticas y de seguimiento apropiadas para la edad para comprender y prevenir la sobrecarga aguda de volumen.

Introducción

La sobrecarga aguda de volumen, una afección caracterizada por un aumento brusco y excesivo en el volumen de líquidos corporales, es una preocupación médica crítica que amerita un estudio exhaustivo¹. A menudo se asocia con reanimación con líquidos agresiva y/o inadecuada, transfusión de sangre y comorbilidades como insuficiencia cardíaca e insuficiencia renal. Puede conducir a una morbilidad grave y a un aumento de la probabilidad de mortalidad ^1,2,3. A pesar de su importancia clínica, la fisiopatología de la sobrecarga aguda de volumen sigue siendo poco conocida ^3,4. Además, la falta de criterios diagnósticos específicos y de estrategias de seguimiento eficaces subraya aún más la necesidad de una investigación científica rigurosa. El estudio de la sobrecarga aguda de volumen no solo es crucial para mejorar los resultados de los pacientes, sino también para avanzar en nuestra comprensión de la fisiología humana. Proporciona una oportunidad única para explorar los mecanismos de homeostasis de los fluidos del cuerpo y sus respuestas al estrés extremo^. Los estudios que investigan la fluidoterapia dirigida a objetivos (GDFT) para prevenir la reanimación con líquidos liberales y promover un enfoque de reanimación más dirigido a objetivos han demostrado una mejora de la morbilidad y la mortalidad en entornos perioperatorios y en la sepsis ^1,3,4. Estos estudios utilizaron una variedad de dispositivos para monitorear el estado del volumen, incluidos catéteres venosos centrales con mediciones de presión venosa central, ScVO₂, mediciones de lactato en la línea arterial, mediciones del volumen sistólico/gasto cardíaco a través de Doppler transesofágico, gasto cardíaco por dilución de litio, análisis de contorno de pulso arterial, bioimpedancia eléctrica torácica y termodilución transpulmonar 1,3,4,5 . Los múltiples enfoques utilizados para evaluar el estado del volumen, cada uno con limitaciones en precisión y usabilidad, sugieren que hay margen para una mejora significativa en el GDFT al mejorar la evaluación del volumen intravascular ^3,4.

Los modelos porcinos se han convertido en herramientas particularmente valiosas en el estudio de la fisiología cardiovascular humana⁶. Las similitudes anatómicas y fisiológicas entre los sistemas cardiovasculares porcino y humano, como el tamaño del corazón, la anatomía coronaria y los parámetros hemodinámicos, hacen que los cerdos sean modelos ideales para la investigación traslacional⁶. Además, los cerdos muestran una respuesta a la sobrecarga de volumen comparable a la de los humanos, lo que los convierte en excelentes modelos para estudiar la fisiopatología de la sobrecarga de volumen aguda y la eficacia de diversas intervenciones terapéuticas ^7,8. El uso de modelos porcinos también permite la recopilación de puntos de datos detallados y de alta calidad, como mediciones hemodinámicas en tiempo real y muestras de tejido, que a menudo son inalcanzables en estudios en humanos⁷. Esta superioridad de los puntos de datos proporciona una comprensión más completa de la sobrecarga aguda de volumen, lo que en última instancia podría contribuir al desarrollo de estrategias de seguimiento y prevención más eficaces.

El uso de modelos de lechones en el estudio de la sobrecarga aguda de volumen es de suma importancia, particularmente dada la escasez de investigación pediátrica en este campo. Los lechones, con sus similitudes fisiológicas y de desarrollo con los lactantes humanos, proporcionan un modelo invaluable, al igual que sus contrapartes adultas, para comprender la población pediátrica ^9,10,11. A pesar de la alta incidencia de condiciones de sobrecarga de volumen en pacientes pediátricos, como las relacionadas con cardiopatías congénitas o intervenciones en cuidados intensivos, la investigación en esta área ha sido marcadamente limitada, especialmente cuando se trata de modelos animales que representan con precisión a los lactantes humanos ^5,12,13. El uso de modelos de lechones puede ayudar a cerrar esta brecha, ofreciendo información sobre la fisiopatología pediátrica específica de la sobrecarga aguda de volumen y la eficacia de posibles estrategias terapéuticas ^7,11.

Este manuscrito describe un método que utiliza una infusión continua de solución cristaloide directamente en la vena yugular externa de cerdos adultos y pediátricos para inducir una sobrecarga aguda de volumen y para estudiar los efectos hemodinámicos de dichos cambios de volumen en puntos de datos periféricos y centrales comunes utilizados en la monitorización del estado del volumen. Este método descrito debería servir como una herramienta valiosa para ayudar a los futuros científicos a investigar los mecanismos fisiopatológicos subyacentes de la sobrecarga aguda de volumen y evaluar posibles modalidades de monitoreo superiores e innovaciones.

Protocolo

El protocolo del estudio fue aprobado por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales de la Universidad de Vanderbilt (protocolo M1800176-00) y se adhirió estrictamente a las Pautas del Instituto Nacional de Salud para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio. En este experimento se utilizan cerdos Yorkshire machos y hembras y lechones con un peso aproximado de 40-45 kg y 4-10 kg. El enfoque actual no abarca un cribado de condiciones médicas preexistentes en los cerdos ordenados. Reconociendo que esta práctica podría influir u oscurecer los resultados deseados, es esencial tener en cuenta que, según la información del proveedor, la probabilidad de que se produzca dicha interferencia es baja. La limitación es reconocida y aceptada como un aspecto inherente al procedimiento.

1. Anestesia y ventilación

1. Modelo porcino adulto
   1. Anestesiar al cerdo inyectando lentamente ketamina (2,2 mg/kg)/xilacina (2,2 mg/kg)/telazol (4,4 mg/kg) por vía intramuscular (IM). Inmediatamente después de la inducción, se coloca un catéter intravenoso (IV) de 18-24G en la vena central o marginal del oído en el lado posterior de la aurícula. Asegure la vía intravenosa con cinta adhesiva de 1 pulgada.
   2. Coloque el cerdo en la mesa del quirófano, en posición supina. Pídale a un técnico independiente de laboratorio de animales, responsable de supervisar parámetros específicos, que evalúe la profundidad de la anestesia determinada por factores que incluyen los signos vitales, la capacidad de respuesta a los estímulos, la presencia o ausencia de movimiento, la laxitud del tono de la mandíbula, las fluctuaciones en la frecuencia cardíaca, los cambios en los niveles de CO₂ al final de la espiración y las variaciones en la frecuencia respiratoria. Estas evaluaciones guían los ajustes a la dosis de anestésico inhalado.
   3. Intubar endotraquealmente al cerdo con un tubo endotraqueal de 6,5 mm, mediante laringoscopia directa, e inflar el manguito endotraqueal con 3-5 mL de aire. Mantener al cerdo en ventilación de volumen controlado con un volumen corriente de 8 mL/kg, frecuencia respiratoria ajustada a un CO₂ al final de la espiración de 35-40 mmHg y presión positiva al final de la espiración de 5 cm H₂O. Mantener la anestesia mediante la inhalación de isoflurano al 1%.
   4. Colocar un catéter de Foley en la uretra para monitorizar el volumen de diuresia en cerdos hembras y colocarlo quirúrgicamente en cerdos machos debido a la dificultad anatómica de la colocación de Foley a través de la uretra.
2. Modelo de lechón
   1. Inyecte una solución anestésica de ketamina (2,2 mg/kg)/xilacina (2,2 mg/kg)/telazol (4,4 mg/kg)/dexmedetomidina (0,005 mg/kg) en un lechón de aproximadamente 5 semanas de edad (equivalente a un humano de aproximadamente 12 meses) mediante una inyección intramuscular (IM). Luego, coloque inmediatamente una vía intravenosa 22-24G en la mejor vena disponible, probablemente en el lado posterior de la aurícula.
   2. Coloque el lechón en la mesa del quirófano, en posición supina.
   3. Mediante laringoscopia directa, se intuba endotraquealmente al lechón con un tubo endotraqueal de 4,5-5,5 mm. Infle el manguito del tubo endotraqueal con 3-5 ml de aire usando una jeringa sin aguja conectada a él. Mantener la anestesia con isoflurano al 1% con o sin readministración de dexmedetomidina (0,005 - 0,01 mg/kg IV) cada 2 h según sea necesario en función de la profundidad de la anestesia apreciada en el momento de la redosis.
   4. Mantener con ventilación controlada por volumen un volumen corriente de 8 mL/kg, una frecuencia respiratoria ajustada a un CO₂ al final de la espiración de 35-40 mmHg y una presión positiva al final de la espiración de 5 cm H₂O.
   5. Colocar un catéter de Foley en la uretra para controlar el volumen de producción de orina en lechones hembras. Colocar quirúrgicamente el catéter de Foley en lechones machos debido a la dificultad anatómica de la colocación de Foley a través de la uretra.
      NOTA: Además, la administración de analgésicos con buprenorfina/dexmedetomidina se realizará mediante la administración en bolo según se considere necesario. Para mantener la consistencia, la frecuencia respiratoria en el ventilador mecánico se ajustará para mantener el nivel de CO₂ al final de la espiración dentro del rango de 35-40 mmHg durante todo el experimento.

2. Colocación de dispositivos de canulación y monitoreo

1. Modelo porcino adulto
   1. Desinfectar toda la parte anterior del cuello con una solución exfoliante de clorohexidina al 2% y seguir con una pulverización de solución de povidona yodada al 5%¹⁴.
   2. Exponer quirúrgicamente las venas yugulares externas (EJ) derecha e izquierda y las arterias carótidas internas (CA) con incisiones verticales bilaterales inmediatamente laterales a la tráquea, y diseccionar hasta la vasculatura con cauterio monopolar.
   3. Diseccione los músculos y el tracto de la correa según sea necesario con tijeras de tejido Kelly y retractores Lahey y/o pinzas de tejido¹⁴. Exponga las EJ y las CA bilaterales.
   4. Coloque dos cánulas de 8.5 French (Fr) en el EJ derecho utilizando la técnica de Seldinger¹⁵. Una vez canulado, colocar un catéter de arteria pulmonar (PAC) de 7 Fr a través del introductor de la EJ derecha. Utilice este catéter EJ derecho y PAC para la monitorización hemodinámica.
   5. Cánula la EJ izquierda con una cánula de 10 Fr y conéctela a un tubo de bomba de rodillo dedicado cebado con solución PlasmaLyte.
      NOTA: Las venas yugulares externas tienden a ser de mayor diámetro y con un ángulo más apropiado para el cateterismo cardíaco. Es por estas razones que elegimos canular la EJ sobre la yugular interna (IJ) en los experimentos porcinos¹.
   6. Utilizando la técnica de Seldinger¹⁵ , coloque una línea arterial de 4 Fr en el CA derecho para la monitorización invasiva de la presión arterial durante todo el experimento.
   7. Conecte el monitoreo deseado al cerdo.
      1. Controle la frecuencia cardíaca (FC) con derivaciones de telemetría y la presión arterial sistólica (PAS), la presión arterial diastólica (PAD) y la presión arterial media (PAM) conectando un transductor de presión conectado a un amplificador de presión arterial al catéter de CA.
      2. Controle la presión media de la arteria pulmonar (MPAP), la presión sistólica de la arteria pulmonar (SPAP), la presión diastólica de la arteria pulmonar (DPAP) y la presión venosa central (CVP) conectando un transductor de presión conectado a un amplificador de presión arterial a los puertos PAC apropiados.
      3. Determine la presión de pulso encontrando la varianza entre SBP y DBP. Para calcular la variabilidad de la presión del pulso (VPP), calcule la variación entre los niveles máximos de presión del pulso durante la inspiración y la espiración a lo largo del ciclo respiratorio.
      4. Calcule las mediciones de PPV utilizando el módulo de presión arterial de LabChart 8 y ejecutándolo en un sistema PowerLab. En esta configuración, seleccione 3 minutos de datos en el canal de la línea arterial, donde la altura mínima del pico se establece en 10 mmHg y los ciclos se promedian durante 10 ciclos. En el módulo del software, los picos de cada ciclo de pulso se pueden calcular automáticamente y confirmar visualmente. La presión de pulso mínima y la presión de pulso máxima resultantes se utilizan para calcular el VPP.
      5. Lleve a cabo el gasto cardíaco (CO) por termodilución mediante el uso de la calibración de volumen/temperatura específica del dispositivo. Obtener presión de cuña capilar pulmonar (PCWP) inflando el balón PAC con 1,5 mL de aire y avanzando el catéter hasta que haya visualización de las ondas V y A, que representan el flujo sanguíneo restringido de derecha a izquierda. Lea el PCWP en el valor de la onda A al final de la expiración.
   8. Administrar PlasmaLyte¹⁶ a una velocidad de aproximadamente 100 mL/min para obtener un PCWP inicial de 8-10 mmHg (euvolemia) antes del inicio de la sobrecarga de volumen aguda.
      NOTA: El volumen total necesario para lograr la euvolemia varía en función de una multitud de variables cubiertas en la Discusión. Se necesitan aproximadamente 500 mL, en promedio, en cerdos sometidos a este protocolo experimental en el Centro Médico de la Universidad de Vanderbilt. Este modelo utiliza PlasmaLyte como solución cristaloide tamponada equilibrada. Es probable que cualquier otro cristaloide tamponado equilibrado (por ejemplo, Normosol-R, Ringer lactado) ofrezca resultados similares. La solución salina normal ácida no tamponada es y debe evitarse en este modelo para evitar la pérdida conocida de la integridad de la membrana celular endotelial, la disfunción endotelial y la acidosis causadas por la solución salina normal¹⁶.
2. Modelo de lechón
   1. Al igual que los cerdos adultos, los lechones, una vez anestesiados y ventilados mecánicamente, desinfectan todo el cuello anterior con una solución exfoliante de clorohexidina al 2% y siguen con una pulverización de solución de povidona yodada al 5%¹⁴. Solo canular la EJ derecha, la carótida y la femoral izquierda en lechones.
   2. Exponer quirúrgicamente la vena EJ derecha y la CA interna con una incisión vertical del lado derecho inmediatamente lateral a la tráquea y diseccionar hasta la vasculatura con cauterio monopolar.
   3. Diseccione los músculos y el tracto de la correa según sea necesario con tijeras de tejido Kelly y retractores Lahey y/o pinzas de tejido¹⁴. Exponga el lado derecho EJ y CA.
   4. Desinfecte la parte inferior del abdomen y el área púbica del lechón con una solución exfoliante de clorohexidina al 2% y siga con un rociado de solución de povidona yodada al 5%. Exponer quirúrgicamente la arteria femoral izquierda (AF) con una técnica longitudinal clásica como se describe en¹⁷.
   5. Colocar un introductor de catéter venoso central de 6 Fr en la EJ derecha, seguido de la colocación de un PAC de 5 Fr en la arteria pulmonar.
   6. Coloque dos catéteres arteriales de 3 Fr: uno en el CA derecho y otro en el FA izquierdo. Dedique el catéter FA izquierdo a la extracción de sangre para el análisis frecuente de la gasometría arterial. Utilice el puerto abierto asociado con el introductor de PAC para la administración de volumen con una jeringa de 60 ml.
   7. Administrar un bolo de PlasmaLyte¹⁶ de 10 mL/kg utilizando una jeringa de 60 mL a una velocidad de empuje constante, deteniéndose después de cada bolo para obtener un PCWP y deteniéndose una vez alcanzado un valor de 8-10 mmHg (euvolemia).
      NOTA: El volumen total necesario para lograr la euvolemia varía en función de una multitud de variables cubiertas en la Discusión de este manuscrito. Se necesitan aproximadamente 50-100 mL, en promedio, en los lechones que se someten a este protocolo experimental en el Centro Médico de la Universidad de Vanderbilt.

3. Administración de volúmenes

1. Modelo porcino adulto
   1. Una vez que se complete la canulación y se logre la euvolemia, infunda la solución cristaloide tibia de PlasmaLyte en incrementos de 500 ml a una velocidad de 100 mL/min (Figura 1).
   2. Confirmar el registro de los criterios de valoración hemodinámicos: FC, fracción de hemoglobina saturada de oxígeno (SpO₂), frecuencia respiratoria (RR), dióxido de carbono al final de la espiración (ETCO₂), CVP, SBP, DBP, MAP, PPV, SPAP, DPAP y MPAP.
   3. Realizar los procedimientos necesarios para obtener las medidas estáticas (CO y PCWP) después de cada 500 mL de volumen hasta la eutanasia, que se llevará a cabo a 5 L de volumen total o hasta que exista una disminución del 15% de CO con respecto a la medición anterior, lo que ocurra primero.
      NOTA: La caída de CO representa el inicio de la rama descendente de la curva¹⁸ de Starling. En este punto, la sobrecarga de volumen conduce a la dilatación del corazón más allá de la longitud óptima para la contracción de la fibra muscular, lo que resulta en una contracción deteriorada y una disminución del CO¹⁸.
   4. En la euvolemia, y al final de la administración del volumen total, realizar una gasometría arterial para obtener la presión arterial parcial de oxígeno (_PaO2), el pH, el lactato y el exceso de bases del cerdo.
   5. Registre la producción de orina (ml) después de cada incremento de 500 ml de solución cristaloide PlasmaLyte. Es aconsejable poner a cero la orina una vez que se haya logrado la euvolemia. Sacrificar al cerdo a un volumen total de 5 L o cuando se observe una disminución del 15% en el CO, lo que ocurra primero.
2. Modelo de lechón
   1. Después de una canulación exitosa y el logro de la euvolemia, administre PlasmaLyte en incrementos de 20 mL/kg a través de un bolo de jeringa cada 10 min (Figura 1).
   2. Confirmar el registro de los parámetros hemodinámicos (FC, RR, SpO₂, EtCO₂, CVP, SBP, DBP, MPAP, PPV y MPAP). Mida el PCWP después de cada bolo de 10 mL/kg.
      NOTA: Debido al volumen requerido y a la resistencia creada por el pequeño diámetro interno del PAC de 5 Fr, no se realiza la termodilución de CO en los lechones. En su lugar, se emplea el método de Fick^19,20 para calcular el CO. Consiste en obtener una fracción de hemoglobina saturada de oxígeno de la sangre de la arteria pulmonar (SvO₂), que se realiza simultáneamente con el análisis de gases arteriales.
   3. Realizar gasometría arterial después de cada bolo de 20 mL/kg de volumen para obtener la_PaO2, el pH, el lactato y el exceso de bases.
      NOTA: Dadas las limitaciones de muchos de estos puntos de datos invasivos en la atención clínica de rutina, la ecocardiografía transtorácica (TTE) se realiza después de cada bolo de 20 mL/kg en el modelo de lechón para medir los diámetros del flujo sanguíneo aórtico, la velocidad sistólica máxima (PSV) y el tracto de salida del ventrículo izquierdo (TSVI), dos puntos de datos utilizados en la práctica clínica pediátrica para estimar el estado de volumen de un paciente.
   4. Realice TTE para medir los puntos de datos de diámetro de PSV y TSVI después de cada bolo de 20 mL/kg. Registre la diuresis después de cada bolo de 20 mL/kg. Eutanasiar al lechón ya sea a un volumen total de 500 mL o cuando se observe una disminución del 15% en el CO, lo que ocurra primero.

4. Eutanasia tanto para cerdos adultos como para lechones

1. Confirmar el mantenimiento de isoflurano al 1%. Inducir un paro cardíaco mediante inyección intravenosa de pentobarbital sódico (125 mg/kg). Confirme la ausencia de signos vitales después de la inyección para confirmar el fallecimiento.

Resultados

Los datos piloto representativos preliminares después del análisis de regresión lineal para el modelo de cerdo adulto demostraron la linealidad de la administración de volumen en los primeros ocho cerdos (Figura 2). Si bien durante este experimento se midieron muchos otros puntos de datos y un volumen superior a 2,5 L, estos datos representan el análisis realizado hasta la fecha. Los dos signos vitales más utilizados para la evaluación del volumen, la...

Discusión

Hay dos pasos críticos en este protocolo. En primer lugar, es imperativo que se tome el tiempo necesario para obtener la canulación adecuada y garantizar el posicionamiento de la monitorización hemodinámica/volumétrica. Tanto en modelos adultos como en lechones, es necesario un corte quirúrgico para canular adecuadamente el vaso requerido e introducir el catéter requerido. Los abordajes percutáneos guiados por ultrasonido han demostrado ser desafiantes y traumáticos alrededor de...

Materiales

Name	Company	Catalog Number	Comments
1% Isoflurane	Primal, Boston, MA, USA	26675-46-7	https://www.sigmaaldrich.com/US/en/product/aldrich/792632?gclid=Cj0KCQjw9fqnBhDSARIsAHl cQYS_W-q6tS2s6LQw2Qn7Roa3TGIpTLPf5 2351vrhgp44foEcRozPqtYaAtvfEAL w_wcB
Arterial Catheter	Merit Medical, South Jordan, UT, USA	MAK401	MAK Mini Access Kit 4F
Arterial Catheter	Cook Medical, Bloomington, IN, USA	C-PMS-300-RA/G01908	Radial Artery Catheter Set 3.0Fr./5cm
Blood Pressure Amp	AD Instruments, Colorado Springs, CO, USA	FE117	https://www.adinstruments.com/products/bp-blood-pressure-amp
Central Venous Catheter Introducer	Arrow International Inc, Reading, PA, USA	AK-09800	8.5 Fr. x 4" (10 cm) Arrow-Flex
Central Venous Catheter-Introducer	Arrow International	CP-07611-P	Super Arrow-Flex Percutaneous Sheath Introducer Kit 6Fr./7.5cm
Disposable BP Transducers	AD Instruments, Colorado Springs, CO, USA	MLT0670	https://www.adinstruments.com/products/disposable-bp-transducers
Kendall 930 FoamElectrodes	Covidien, Mansfield, MA, USA	22935	https://www.cardinalhealth.com/en/product-solutions/medical/patient-monitoring/electrocardiography/monitoring-ecg-electrodes/radiolucent-electrodes/kendall-930-series-radiolucent-foam-electrodes.html
LabChart 8 software	AD Instruments, Colorado Springs, CO, USA	N/A	https://www.adinstruments.com/products/labchart
Peripheral IV Catheter Angiocath 18-24 Gauge 1.16 inch	McKesson, Irving, TX, USA	329830	https://mms.mckesson.com/product/329830/Becton-Dickinson-381144
PlamaLyte Crystilloid Solution	Baxter International, Deerfield, IL USA	2B2544X	https://www.ciamedical.com/baxter-2b2544x-each-solution-plasma-lyte-a-inj-ph-7-4-1000ml
PowerLab	ADInstruments, Colorado Springs, CO, USA	N/A	https://www.adinstruments.com/products/powerlab/c?creative=532995768429&keyword= powerlab&matchtype=e&network= g&device=c&gclid=CjwKCAjwysipB hBXEiwApJOcu-ulfO0bfCc-j6B7PpO kOAGur8IZ4SWNkhNZ7mORGstO vKON6plWLxoCigsQAvD_BwE
Pulmonary Artery Catheter	Edwards Life Sciences, Irvine, CA, USA	TS105F5	True Size Thermodilution Catheter 24cm Proximal Port- Swan Ganz
Pulmonary Artery Catheter (7F)	Edwards Life Sciences, Irvine, CA, USA	131F7	Swan Ganz 7F x 110cm
Telazol (Tiletamine HCl and Zolazepam HCl), Injectable Solution, 5 mL	Patterson Veterinary, Loveland, CO 80538	07-801-4969	https://www.pattersonvet.com/ProductItem/078014969?omni=telazol
Terumo Sarns 8000 Roller Pump	Terumo Cardiovascular, Ann Arbor, MI, USA	16402	https://aamedicalstore.com/products/terumo-sarns%E2%84%A2-8000-roller-pump
Xylazine HCl 100 mg/mL, Injectable Solution, 50 mL	Patterson Veterinary, Loveland, CO 80538	07-894-5244	https://www.pattersonvet.com/ProductItem/078945244
Yorkshire Adult Pigs	Oak Hill Genetics, Ewing, IL, USA	N/A	Yorkshire/Landrace 81-100lbs
Yorkshire Piglets	Oak Hill Genetics	N/A	Female "piglet", specify age 5 weeks with a correlating healthy weight range (approximately 10-20lbs.)