Modello suino adulto e pediatrico di sovraccarico di volume acuto

Riepilogo

Il protocollo mostra come la somministrazione continua di cristalloidi nelle vene centrali di un suino/suinetto euvolemico consenta un'indagine appropriata degli effetti fisiologici del sovraccarico di volume acuto.

Abstract

Questo protocollo descrive un modello suino con sovraccarico di volume acuto per suini e suinetti adulti dello Yorkshire. Entrambi i suini di età sono sottoposti ad anestesia generale, intubazione endotracheale e ventilazione meccanica. Un catetere venoso centrale e un catetere arterioso vengono posizionati tramite taglio chirurgico rispettivamente nella vena giugulare esterna e nell'arteria carotide. Un catetere dell'arteria polmonare viene posizionato attraverso una guaina introduttrice del catetere venoso centrale. La soluzione cristalloide PlasmaLyte viene quindi somministrata a una velocità di 100 mL/min nei suini adulti e a 20 mL/kg di boli nell'arco di 10 min nei suinetti. L'ipervolemia si ottiene con una riduzione del 15% della gittata cardiaca o con 5 L nei suini adulti e con 500 mL nei suinetti. Durante la sperimentazione vengono monitorati i dati emodinamici, come la frequenza cardiaca, la frequenza respiratoria, l'anidride carbonica di fine espirazione, la frazione di emoglobina satura di ossigeno, la pressione arteriosa, la pressione venosa centrale, la pressione dell'arteria polmonare, la pressione di incuneamento capillare polmonare, la pressione parziale dell'ossigeno arterioso, il lattato, il pH, l'eccesso di basi e la frazione arteriosa polmonare dell'emoglobina satura di ossigeno. I dati preliminari osservati con questo modello hanno dimostrato cambiamenti statisticamente significativi e forti regressioni lineari tra i parametri emodinamici centrali e il sovraccarico di volume acuto nei suini adulti. Solo la pressione di incuneamento capillare polmonare ha dimostrato sia una regressione lineare che una significatività statistica per il sovraccarico di volume acuto nei suinetti. Questi modelli possono aiutare gli scienziati nella scoperta di strategie terapeutiche e di monitoraggio adeguate all'età per comprendere e prevenire il sovraccarico acuto di volume.

Introduzione

Il sovraccarico acuto di volume, una condizione caratterizzata da un aumento brusco ed eccessivo del volume dei liquidi corporei, è un problema medico critico che giustifica uno studio completo¹. È spesso associata a rianimazione aggressiva e/o inappropriata con fluidi, trasfusioni di sangue e comorbilità come insufficienza cardiaca e insufficienza renale. Può portare a grave morbilità e ad un aumento della probabilità di mortalità ^1,2,3. Nonostante il suo significato clinico, la fisiopatologia del sovraccarico di volume acuto rimane poco conosciuta ^3,4. Inoltre, la mancanza di criteri diagnostici specifici e di strategie di monitoraggio efficaci sottolinea ulteriormente la necessità di una rigorosa indagine scientifica. Lo studio del sovraccarico di volume acuto non è solo fondamentale per migliorare gli esiti dei pazienti, ma anche per far progredire la nostra comprensione della fisiologia umana. Offre un'opportunità unica per esplorare i meccanismi di omeostasi dei fluidi del corpo e le loro risposte allo stress estremo¹. Gli studi che studiano la fluidoterapia mirata (GDFT) per prevenire la rianimazione con fluidi liberali e promuovere un approccio di rianimazione più mirato hanno dimostrato un miglioramento della morbilità e della mortalità in contesti perioperatori e nella sepsi ^1,3,4. Questi studi hanno utilizzato una varietà di dispositivi per monitorare lo stato del volume, tra cui cateteri venosi centrali con misurazioni della pressione venosa centrale, ScVO₂, misurazioni del lattato della linea arteriosa, misurazioni del volume sistolico/gittata cardiaca tramite Doppler transesofageo, diluizione del litio gittata cardiaca, analisi del contorno del polso arterioso, bioimpedenza elettrica toracica e termodiluizione transpolmonare 1,3,4,5 . I molteplici approcci utilizzati per valutare lo stato del volume, ciascuno con limitazioni in termini di accuratezza e usabilità, suggeriscono che c'è spazio per un miglioramento significativo della GDFT migliorando la valutazione del volume intravascolare ^3,4.

I modelli suini sono emersi come strumenti particolarmente preziosi nello studio della fisiologia cardiovascolare umana⁶. Le somiglianze anatomiche e fisiologiche tra i sistemi cardiovascolari suini e umani, come le dimensioni del cuore, l'anatomia coronarica e i parametri emodinamici, rendono i suini modelli ideali per la ricerca traslazionale⁶. Inoltre, i suini mostrano una risposta al sovraccarico di volume paragonabile a quella degli esseri umani, rendendoli modelli eccellenti per studiare la fisiopatologia del sovraccarico di volume acuto e l'efficacia di vari interventi terapeutici ^7,8. L'uso di modelli suini consente inoltre la raccolta di dati dettagliati e di alta qualità, come misurazioni emodinamiche in tempo reale e campioni di tessuto, che sono spesso irraggiungibili negli studi sull'uomo⁷. Questa superiorità dei punti dati fornisce una comprensione più completa del sovraccarico acuto di volume, che potrebbe in ultima analisi contribuire allo sviluppo di strategie di monitoraggio e prevenzione più efficaci.

L'uso di modelli di suinetti nello studio del sovraccarico di volume acuto è di fondamentale importanza, in particolare data la scarsità di ricerca pediatrica in questo campo. I suinetti, con le loro somiglianze fisiologiche e di sviluppo con i neonati umani, forniscono un modello inestimabile, come le loro controparti adulte, per comprendere la popolazione pediatrica ^9,10,11. Nonostante l'elevata incidenza di condizioni di sovraccarico di volume nei pazienti pediatrici, come quelle legate a cardiopatie congenite o interventi di terapia intensiva, la ricerca in questo settore è stata marcatamente limitata, soprattutto quando si tratta di modelli animali che rappresentano accuratamente i neonati umani ^5,12,13. L'utilizzo di modelli di suinetti può aiutare a colmare questa lacuna, offrendo informazioni sulla fisiopatologia pediatrica specifica del sovraccarico di volume acuto e sull'efficacia di potenziali strategie terapeutiche ^7,11.

Questo manoscritto descrive un metodo per utilizzare un'infusione continua di soluzione cristalloide direttamente nella vena giugulare esterna di suini adulti e pediatrici per indurre un sovraccarico di volume acuto e per studiare gli effetti emodinamici di tali variazioni di volume su punti di dati periferici e centrali comuni utilizzati nel monitoraggio dello stato del volume. Questo metodo delineato dovrebbe fungere da strumento prezioso per aiutare i futuri scienziati a studiare i meccanismi fisiopatologici alla base del sovraccarico di volume acuto e a valutare potenziali modalità e innovazioni di monitoraggio superiori.

Protocollo

Il protocollo di studio è stato approvato dal Comitato istituzionale per la cura e l'uso degli animali della Vanderbilt University (protocollo M1800176-00) e ha aderito rigorosamente alle linee guida del National Institute of Health per la cura e l'uso degli animali da laboratorio. In questo esperimento vengono utilizzati suini e suinetti dello Yorkshire maschi e femmine del peso di circa 40-45 kg e 4-10 kg. Il presente approccio non comprende uno screening per condizioni mediche preesistenti nei suini ordinati. Riconoscendo che questa pratica potrebbe potenzialmente influenzare o oscurare i risultati desiderati, è essenziale notare che, secondo le informazioni del fornitore, la probabilità di tale interferenza è bassa. La limitazione è riconosciuta e accettata come un aspetto intrinseco della procedura.

1. Anestesia e ventilazione

1. Modello anatomico di suino adulto
   1. Anestetizzare il maiale iniettando lentamente ketamina (2,2 mg/kg)/xilazina (2,2 mg/kg)/telazol (4,4 mg/kg) per via intramuscolare (IM). Immediatamente dopo l'induzione, un catetere endovenoso (IV) 18-24G viene posizionato nella vena dell'orecchio centrale o marginale sul lato posteriore del padiglione auricolare. Fissare la flebo con nastro adesivo da 1 pollice.
   2. Posizionare il maiale sul tavolo della sala operatoria, in posizione supina. Chiedi a un tecnico di laboratorio animale indipendente, responsabile della supervisione di parametri specifici, di valutare la profondità dell'anestesia determinata da fattori tra cui segni vitali, reattività agli stimoli, presenza o assenza di movimento, lassità del tono della mascella, fluttuazioni della frequenza cardiaca, variazioni dei livelli di CO₂ di fine espirazione e variazioni della frequenza respiratoria. Queste valutazioni guidano gli aggiustamenti al dosaggio dell'anestetico per via inalatoria.
   3. Intubare endotrachealmente il maiale con un tubo endotracheale da 6,5 mm, attraverso la laringoscopia diretta, e gonfiare la cuffia endotracheale con 3-5 ml di aria. Mantenere il suino in ventilazione a volume controllato con un volume corrente di 8 mL/kg, una frequenza respiratoria titolata a una CO₂ di fine espirazione di 35-40 mmHg e una pressione positiva di fine espirazione di 5 cm H₂O. Mantenere l'anestesia attraverso l'inalazione di isoflurano all'1%.
   4. Posizionare un catetere di Foley nell'uretra per monitorare il volume di produzione di urina nelle femmine di suino e posizionarlo chirurgicamente nei suini maschi in base alla difficoltà anatomica del posizionamento di Foley attraverso l'uretra.
2. Modello anatomico di suinetto
   1. Iniettare una soluzione anestesiologica di ketamina (2,2 mg/kg)/xilazina (2,2 mg/kg)/telazol (4,4 mg/kg)/dexmedetomidina (0,005 mg/kg) in un suinetto di circa 5 settimane (equivalente a un essere umano di circa 12 mesi) tramite un'iniezione intramuscolare (IM). Quindi, posizionare immediatamente una flebo 22-24G nella migliore vena disponibile, probabilmente sul lato posteriore del padiglione auricolare.
   2. Posizionare il maialino sul tavolo della sala operatoria, in posizione supina.
   3. Utilizzando la laringoscopia diretta, intubare endotrachealmente il suinetto con un tubo endotracheale da 4,5-5,5 mm. Gonfiare la cuffia del tubo endotracheale con 3-5 ml di aria utilizzando una siringa senza ago attaccato ad essa. Mantenere l'anestesia con isoflurano all'1% con o senza risomministrazione di dexmedetomidina (0,005 - 0,01 mg/kg EV) ogni 2 ore secondo necessità in base alla profondità dell'anestesia apprezzata al momento della ridosatura.
   4. Mantenere con ventilazione a volume controllato un volume corrente di 8 mL/kg, una frequenza respiratoria titolata a una CO₂ di fine espirazione di 35-40 mmHg e una pressione positiva di fine espirazione di 5 cm H₂O.
   5. Posizionare un catetere di Foley nell'uretra per monitorare il volume di produzione di urina nelle suinette. Posizionare chirurgicamente il catetere di Foley nei suinetti maschi in base alla difficoltà anatomica del posizionamento di Foley attraverso l'uretra.
      NOTA: Inoltre, la somministrazione di analgesici buprenorfina/dexmedetomidina avverrà tramite somministrazione in bolo, se ritenuto necessario. Per mantenere la coerenza, la frequenza respiratoria sul ventilatore meccanico sarà regolata per mantenere il livello di CO₂ di fine espirazione entro l'intervallo di 35-40 mmHg durante l'esperimento.

2. Posizionamento del dispositivo di incannulamento e monitoraggio

1. Modello anatomico di suino adulto
   1. Disinfettare l'intero collo anteriore con una soluzione scrub di clorexidina al 2% e seguire con uno spruzzo di soluzione di iodio povidone al 5%¹⁴.
   2. Esporre chirurgicamente le vene giugulari esterne (EJ) destra e sinistra e le arterie carotidi interne (CA) con incisioni verticali bilaterali immediatamente laterali alla trachea e sezionare fino al sistema vascolare con cauterizzazione monopolare.
   3. Sezionare i muscoli e il tratto della cinghia secondo necessità utilizzando le forbici per tessuti Kelly e i divaricatori Lahey e/o le pinze per tessuti¹⁴. Esporre EJ e CA bilaterali.
   4. Posizionare due cannule francesi (Fr) 8,5 nell'EJ destro utilizzando la tecnica di Seldinger¹⁵. Una volta incannulato, posizionare un catetere arterioso polmonare (PAC) da 7 Fr attraverso l'introduttore dell'EJ destro. Utilizzare questo catetere EJ destro e PAC per il monitoraggio emodinamico.
   5. Cannulare l'EJ sinistro con una cannula da 10 Fr e collegarlo a un tubo dedicato della pompa a rulli innescato con la soluzione PlasmaLyte.
      NOTA: Le vene giugulari esterne tendono ad essere di diametro maggiore e più adeguatamente angolate per il cateterismo cardiaco. È per questi motivi che abbiamo scelto di incannulare l'EJ sopra la giugulare interna (IJ) negli esperimenti suini¹.
   6. Utilizzando la tecnica di Seldinger¹⁵ posizionare una linea arteriosa di 4 Fr nel CA destro per il monitoraggio invasivo della pressione sanguigna durante l'esperimento.
   7. Collegare il monitoraggio desiderato al maiale.
      1. Monitorare la frequenza cardiaca (FC) con gli elettrocateteri per telemetria e la pressione arteriosa sistolica (SBP), la pressione arteriosa diastolica (DBP) e la pressione arteriosa media (MAP) collegando un trasduttore di pressione collegato a un amplificatore di pressione sanguigna al catetere CA.
      2. Monitorare la pressione arteriosa polmonare media (MPAP), la pressione arteriosa polmonare sistolica (SPAP), la pressione arteriosa polmonare diastolica (DPAP) e la pressione venosa centrale (CVP) collegando un trasduttore di pressione collegato a un amplificatore di pressione sanguigna alle porte PAC appropriate.
      3. Determinare la pressione del polso trovando la varianza tra SBP e DBP. Per calcolare la variabilità della pressione del polso (PPV), calcolare la variazione tra i livelli di pressione del polso di picco durante l'inspirazione e l'espirazione durante il ciclo respiratorio.
      4. Calcola le misurazioni PPV utilizzando il modulo di pressione sanguigna di LabChart 8 e in esecuzione su un sistema PowerLab. In questa impostazione, selezionare 3 minuti di dati nel canale della linea arteriosa in cui l'altezza minima del picco è impostata su 10 mmHg e i cicli sono in media su 10 cicli. Nel modulo del software è possibile calcolare e confermare automaticamente i picchi di ogni ciclo di impulsi. La pressione minima e la pressione massima dell'impulso risultanti vengono quindi utilizzate per calcolare il PPV.
      5. Eseguire la gittata cardiaca (CO) per termodiluizione utilizzando la calibrazione di volume/temperatura specifica del dispositivo. Ottenere la pressione di incuneamento capillare polmonare (PCWP) gonfiando il palloncino PAC con 1,5 mL di aria e facendo avanzare il catetere fino alla visualizzazione delle onde V e A, che rappresentano un flusso sanguigno limitato da destra a sinistra. Leggere il PCWP al valore dell'onda A alla fine della scadenza.
   8. Somministrare PlasmaLyte¹⁶ a una velocità di circa 100 ml/min per ottenere una PCWP iniziale di 8-10 mmHg (euvolemia) prima dell'inizio del sovraccarico di volume acuto.
      NOTA: Il volume totale necessario per raggiungere l'euvolemia varia in base a una moltitudine di variabili trattate nella discussione. Circa 500 mL sono necessari, in media, nei suini sottoposti a questo protocollo sperimentale presso il Vanderbilt University Medical Center. Questo modello utilizza PlasmaLyte come soluzione cristalloide tamponata bilanciata. È probabile che qualsiasi altro cristalloide tamponato bilanciato (ad esempio, Normosol-R, Ringer lattato) offra risultati simili. La soluzione fisiologica acida non tamponata è e deve essere evitata in questo modello per evitare la nota perdita di integrità della membrana delle cellule endoteliali, la disfunzione endoteliale e l'acidosi causate dalla soluzione fisiologica¹⁶.
2. Modello anatomico di suinetto
   1. Simile ai suini adulti, i suinetti, una volta anestetizzati e ventilati meccanicamente, disinfettano su tutto il collo anteriore con una soluzione di scrub di clorexidina al 2% e seguono con uno spray di soluzione di iodio povidone al 5%¹⁴. Incannulare solo l'EJ destro, la carotide e le arterie femorali sinistra nei suinetti.
   2. Esporre chirurgicamente la vena EJ destra e il CA interno con un'incisione verticale sul lato destro immediatamente laterale alla trachea e sezionare fino al sistema vascolare con cauterizzazione monopolare.
   3. Sezionare i muscoli e il tratto della cinghia secondo necessità utilizzando le forbici per tessuti Kelly e i divaricatori Lahey e/o le pinze per tessuti¹⁴. Esporre il lato destro EJ e CA.
   4. Disinfettare il basso addome e l'area pubica del suinetto con una soluzione scrub di clorexidina al 2% e seguire con uno spruzzo di soluzione di iodio povidone al 5%. Esporre chirurgicamente l'arteria femorale sinistra (FA) con una tecnica longitudinale classica come descritto in¹⁷.
   5. Posizionare un introduttore di catetere venoso centrale da 6 Fr nell'EJ destro, seguito dal posizionamento di un PAC da 5 Fr nell'arteria polmonare.
   6. Posizionare due cateteri arteriosi da 3 Fr: uno nell'area arteriosa destra e l'altro nell'area arteriosa sinistra. Dedicare il catetere all'analisi dell'area arteriosa per l'analisi frequente dei gas nel sangue arterioso. Utilizzare la porta aperta associata all'introduttore PAC per la somministrazione del volume con una siringa da 60 ml.
   7. Somministrare un bolo PlasmaLyte¹⁶ da 10 mL/kg utilizzando una siringa da 60 mL a una velocità di spinta costante, fermandosi dopo ogni bolo per ottenere una PCWP e fermandosi una volta raggiunto un valore di 8-10 mmHg (euvolemia).
      NOTA: Il volume totale necessario per raggiungere l'euvolemia varia in base a una moltitudine di variabili trattate nella Discussione di questo manoscritto. Circa 50-100 mL sono necessari, in media, nei suinetti sottoposti a questo protocollo sperimentale presso il Vanderbilt University Medical Center.

3. Amministrazione del volume

1. Modello anatomico di suino adulto
   1. Una volta completata l'incannulamento e raggiunta l'euvolemia, infondere la soluzione cristalloide calda di PlasmaLyte con incrementi di 500 mL a una velocità di 100 mL/min (Figura 1).
   2. Confermare la registrazione degli endpoint emodinamici: HR, frazione di emoglobina satura di ossigeno (SpO₂), frequenza respiratoria (RR), anidride carbonica di fine espirazione (ETCO₂), CVP, SBP, DBP, MAP, PPV, SPAP, DPAP e MPAP.
   3. Eseguire le procedure necessarie per ottenere le misure statiche (CO e PCWP) dopo ogni 500 mL di volume fino all'eutanasia, che avverrà a 5 L di volume totale o fino a quando non si verifica una diminuzione del 15% di CO rispetto alla misurazione precedente, a seconda di quale evento si verifichi per primo.
      NOTA: La caduta di CO rappresenta l'inizio del ramo discendente della curva di Starling¹⁸. A questo punto, il sovraccarico di volume porta alla dilatazione del cuore oltre la lunghezza ottimale per la contrazione delle fibre muscolari, con conseguente alterata contrazione e diminuzione della CO¹⁸.
   4. All'euvolemia, e al termine della somministrazione del volume totale, eseguire un'emogasanalisi arteriosa per ottenere la pressione parziale arteriosa di ossigeno (PaO₂), il pH, il lattato e l'eccesso basico del suino.
   5. Registrare la produzione di urina (mL) dopo ogni incremento di 500 mL della soluzione cristalloide PlasmaLyte. Si consiglia di azzerare l'urina una volta raggiunta l'euvolemia. Sopprimere il suino a un volume totale di 5 L o quando si osserva una diminuzione del 15% di CO, a seconda di quale evento si verifichi per primo.
2. Modello anatomico di suinetto
   1. Dopo il successo dell'incannulamento e il raggiungimento dell'euvolemia, somministrare PlasmaLyte con incrementi di 20 ml/kg tramite bolo di siringa ogni 10 minuti (Figura 1).
   2. Confermare la registrazione dei parametri emodinamici (HR, RR, SpO₂, EtCO₂, CVP, SBP, DBP, MPAP, PPV e MPAP). Misurare la PCWP dopo ogni bolo da 10 ml/kg.
      NOTA: A causa del volume richiesto e della resistenza creata dal piccolo diametro interno del PAC da 5 Fr, la termodiluizione del CO non viene eseguita nei suinetti. Invece, il metodo di Fick^19,20 viene impiegato per calcolare il CO. Ciò comporta l'ottenimento di una frazione di emoglobina satura di ossigeno dal sangue dell'arteria polmonare (SvO₂), che viene eseguita in concomitanza con l'emogasanalisi arteriosa.
   3. Eseguire l'emogasanalisi arteriosa dopo ogni bolo di volume di 20 ml/kg per ottenere l'eccesso di PaO₂, pH, lattato e basi.
      NOTA: Dati i limiti di molti di questi punti dati invasivi nell'assistenza clinica di routine, l'ecocardiografia transtoracica (TTE) viene eseguita dopo ogni bolo di 20 ml/kg nel modello di suinetto per misurare il flusso sanguigno aortico Picco di velocità sistolica (PSV) e i diametri del tratto di efflusso ventricolare sinistro (LVOT), due punti dati utilizzati nella pratica clinica pediatrica per stimare lo stato del volume di un paziente.
   4. Eseguire TTE per misurare i punti dati del diametro PSV e LVOT dopo ogni bolo da 20 ml/kg. Registrare la produzione di urina dopo ogni bolo da 20 ml/kg. Sopprimere il suinetto a un volume totale di 500 ml o quando si osserva una diminuzione del 15% del CO, a seconda di quale evento si verifichi per primo.

4. Eutanasia sia per i suini adulti che per i suinetti

1. Confermare il mantenimento dell'isoflurano all'1%. Indurre l'arresto cardiaco mediante iniezione endovenosa di pentobarbital sodico (125 mg/kg). Confermare la mancanza di segni vitali dopo l'iniezione per confermare la morte.

Risultati

I dati preliminari rappresentativi del pilota dopo l'analisi di regressione lineare per il modello di suino adulto hanno dimostrato la linearità della somministrazione del volume nei primi otto suini (Figura 2). Mentre molti altri punti dati, e il volume oltre i 2,5 L, sono stati misurati durante questo esperimento, questi dati rappresentano l'analisi fino ad oggi. I due segni vitali più utilizzati per la valutazione del volume, HR (R²=0,15) e M...

Discussione

Ci sono due passaggi critici in questo protocollo. Innanzitutto, è imperativo che si prenda del tempo per ottenere un'incannulamento appropriata e garantire il posizionamento del monitoraggio emodinamico/volumetrico. Sia nei modelli adulti che in quelli di suinetto, il taglio chirurgico è necessario per incannulare il vaso richiesto in modo appropriato e introdurre il catetere richiesto. Gli approcci percutanei guidati da ultrasuoni si sono dimostrati impegnativi e traumatici intorno a...

Materiali

Name	Company	Catalog Number	Comments
1% Isoflurane	Primal, Boston, MA, USA	26675-46-7	https://www.sigmaaldrich.com/US/en/product/aldrich/792632?gclid=Cj0KCQjw9fqnBhDSARIsAHl cQYS_W-q6tS2s6LQw2Qn7Roa3TGIpTLPf5 2351vrhgp44foEcRozPqtYaAtvfEAL w_wcB
Arterial Catheter	Merit Medical, South Jordan, UT, USA	MAK401	MAK Mini Access Kit 4F
Arterial Catheter	Cook Medical, Bloomington, IN, USA	C-PMS-300-RA/G01908	Radial Artery Catheter Set 3.0Fr./5cm
Blood Pressure Amp	AD Instruments, Colorado Springs, CO, USA	FE117	https://www.adinstruments.com/products/bp-blood-pressure-amp
Central Venous Catheter Introducer	Arrow International Inc, Reading, PA, USA	AK-09800	8.5 Fr. x 4" (10 cm) Arrow-Flex
Central Venous Catheter-Introducer	Arrow International	CP-07611-P	Super Arrow-Flex Percutaneous Sheath Introducer Kit 6Fr./7.5cm
Disposable BP Transducers	AD Instruments, Colorado Springs, CO, USA	MLT0670	https://www.adinstruments.com/products/disposable-bp-transducers
Kendall 930 FoamElectrodes	Covidien, Mansfield, MA, USA	22935	https://www.cardinalhealth.com/en/product-solutions/medical/patient-monitoring/electrocardiography/monitoring-ecg-electrodes/radiolucent-electrodes/kendall-930-series-radiolucent-foam-electrodes.html
LabChart 8 software	AD Instruments, Colorado Springs, CO, USA	N/A	https://www.adinstruments.com/products/labchart
Peripheral IV Catheter Angiocath 18-24 Gauge 1.16 inch	McKesson, Irving, TX, USA	329830	https://mms.mckesson.com/product/329830/Becton-Dickinson-381144
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PowerLab	ADInstruments, Colorado Springs, CO, USA	N/A	https://www.adinstruments.com/products/powerlab/c?creative=532995768429&keyword= powerlab&matchtype=e&network= g&device=c&gclid=CjwKCAjwysipB hBXEiwApJOcu-ulfO0bfCc-j6B7PpO kOAGur8IZ4SWNkhNZ7mORGstO vKON6plWLxoCigsQAvD_BwE
Pulmonary Artery Catheter	Edwards Life Sciences, Irvine, CA, USA	TS105F5	True Size Thermodilution Catheter 24cm Proximal Port- Swan Ganz
Pulmonary Artery Catheter (7F)	Edwards Life Sciences, Irvine, CA, USA	131F7	Swan Ganz 7F x 110cm
Telazol (Tiletamine HCl and Zolazepam HCl), Injectable Solution, 5 mL	Patterson Veterinary, Loveland, CO 80538	07-801-4969	https://www.pattersonvet.com/ProductItem/078014969?omni=telazol
Terumo Sarns 8000 Roller Pump	Terumo Cardiovascular, Ann Arbor, MI, USA	16402	https://aamedicalstore.com/products/terumo-sarns%E2%84%A2-8000-roller-pump
Xylazine HCl 100 mg/mL, Injectable Solution, 50 mL	Patterson Veterinary, Loveland, CO 80538	07-894-5244	https://www.pattersonvet.com/ProductItem/078945244
Yorkshire Adult Pigs	Oak Hill Genetics, Ewing, IL, USA	N/A	Yorkshire/Landrace 81-100lbs
Yorkshire Piglets	Oak Hill Genetics	N/A	Female "piglet", specify age 5 weeks with a correlating healthy weight range (approximately 10-20lbs.)