Modèle porcin adulte et pédiatrique de surcharge volumique aiguë

Résumé

Le protocole montre ici comment l’administration continue de cristalloïdes dans les veines centrales d’un porc/porcelet euvolémique permet d’étudier de manière appropriée les effets physiologiques d’une surcharge volumique aiguë.

Résumé

Ce protocole décrit un modèle porcin de surcharge volumique aiguë pour les porcs Yorkshire adultes et les porcelets. Les deux âges porcins subissent une anesthésie générale, une intubation endotrachéale et une ventilation mécanique. Un cathéter veineux central et un cathéter artériel sont placés par coupe chirurgicale dans la veine jugulaire externe et l’artère carotide, respectivement. Un cathéter artériel pulmonaire est placé à travers une gaine introductrice du cathéter veineux central. La solution cristalloïde de PlasmaLyte est ensuite administrée à raison de 100 mL/min chez les porcs adultes et à 20 mL/kg en bolus pendant 10 min chez les porcelets. L’hypervolémie est obtenue soit à une diminution de 15 % du débit cardiaque, soit à 5 L chez les porcs adultes et à 500 mL chez les porcelets. Les données hémodynamiques, telles que la fréquence cardiaque, la fréquence respiratoire, le dioxyde de carbone en fin d’expiration, la fraction d’hémoglobine saturée en oxygène, la pression artérielle, la pression veineuse centrale, la pression artérielle pulmonaire, la pression capillaire pulmonaire, la pression artérielle partielle en oxygène, le lactate, le pH, l’excès de base et la fraction artérielle pulmonaire d’hémoglobine saturée en oxygène, sont surveillées pendant l’expérimentation. Les données préliminaires observées avec ce modèle ont montré des changements statistiquement significatifs et de fortes régressions linéaires entre les paramètres hémodynamiques centraux et une surcharge volumique aiguë chez les porcs adultes. Seule la pression capillaire pulmonaire en coin a montré à la fois une régression linéaire et une signification statistique de la surcharge volumique aiguë chez les porcelets. Ces modèles peuvent aider les scientifiques à découvrir des stratégies thérapeutiques et de surveillance adaptées à l’âge pour comprendre et prévenir la surcharge volumique aiguë.

Introduction

La surcharge volumique aiguë, une affection caractérisée par une augmentation brutale et excessive du volume des fluides corporels, est un problème médical critique qui justifie une étude approfondie¹. Il est souvent associé à une réanimation liquidienne agressive et/ou inappropriée, à une transfusion sanguine et à des comorbidités telles que l’insuffisance cardiaque et l’insuffisance rénale. Elle peut entraîner une morbidité grave et une probabilité accrue de mortalité ^1,2,3. Malgré son importance clinique, la physiopathologie de la surcharge volémique aiguë reste mal comprise ^3,4. De plus, l’absence de critères de diagnostic spécifiques et de stratégies de surveillance efficaces souligne encore la nécessité d’une enquête scientifique rigoureuse. L’étude de la surcharge volumique aiguë est non seulement cruciale pour améliorer les résultats des patients, mais aussi pour faire progresser notre compréhension de la physiologie humaine. Il offre une occasion unique d’explorer les mécanismes d’homéostasie des fluides du corps et leurs réponses au stress extrême¹. Des études portant sur la fluidothérapie ciblée (GDFT) pour prévenir la réanimation liquidienne libérale et promouvoir une approche de réanimation plus ciblée ont démontré une amélioration de la morbidité et de la mortalité dans les contextes périopératoires et dans le sepsis ^1,3,4. Ces études ont utilisé une variété d’appareils pour surveiller l’état volumique, y compris les cathéters veineux centraux avec mesures de la pression veineuse centrale, ScVO₂, les mesures de lactate de la ligne artérielle, les mesures du volume systolique/du débit cardiaque par Doppler transœsophagien, la dilution du lithium du débit cardiaque, l’analyse du contour du pouls artériel, la bioimpédance électrique thoracique et la thermodilution transpulmonaire ^1,3,4,5. Les multiples approches utilisées pour évaluer l’état du volume, chacune avec des limites en termes de précision et de facilité d’utilisation, suggèrent qu’il est possible d’améliorer considérablement le GDFT en améliorant l’évaluation du volume intravasculaire ^3,4.

Les modèles porcins sont apparus comme des outils particulièrement précieux dans l’étude de la physiologie cardiovasculaire humaine⁶. Les similitudes anatomiques et physiologiques entre les systèmes cardiovasculaires porcin et humain, telles que la taille du cœur, l’anatomie coronaire et les paramètres hémodynamiques, font des porcs des modèles idéaux pour la recherche translationnelle⁶. De plus, les porcs présentent une réponse à la surcharge volumique comparable à celle des humains, ce qui en fait d’excellents modèles pour étudier la physiopathologie de la surcharge volumique aiguë et l’efficacité de diverses interventions thérapeutiques ^7,8. L’utilisation de modèles porcins permet également de collecter des points de données détaillés de haute qualité, tels que des mesures hémodynamiques en temps réel et des échantillons de tissus, qui sont souvent inaccessibles dans les études humaines⁷. Cette supériorité des points de données permet une compréhension plus complète de la surcharge de volume aiguë, ce qui pourrait contribuer à l’élaboration de stratégies de surveillance et de prévention plus efficaces.

L’utilisation de modèles de porcelets dans l’étude de la surcharge volumique aiguë est d’une importance capitale, en particulier compte tenu de la rareté de la recherche pédiatrique dans ce domaine. Les porcelets, avec leurs similitudes physiologiques et développementales avec les nourrissons humains, fournissent un modèle inestimable, comme leurs homologues adultes, pour comprendre la population pédiatrique ^9,10,11. Malgré l’incidence élevée de surcharge volémique chez les patients pédiatriques, telles que celles liées aux cardiopathies congénitales ou aux interventions de soins intensifs, la recherche dans ce domaine a été nettement limitée, en particulier lorsqu’il s’agit de modèles animaux représentant avec précision les nourrissons humains ^5,12,13. L’utilisation de modèles de porcelets peut aider à combler cette lacune, en offrant un aperçu de la physiopathologie pédiatrique spécifique de la surcharge volumique aiguë et de l’efficacité des stratégies thérapeutiques potentielles ^7,11.

Ce manuscrit décrit une méthode d’utilisation d’une perfusion continue d’une solution cristalloïde directement dans la veine jugulaire externe de porcs adultes et pédiatriques pour induire une surcharge volumique aiguë et pour étudier les effets hémodynamiques de tels changements de volume sur les points de données périphériques et centraux communs utilisés dans la surveillance de l’état du volume. Cette méthode devrait servir d’outil précieux pour aider les futurs scientifiques à étudier les mécanismes physiopathologiques sous-jacents de la surcharge volumique aiguë et à évaluer les modalités de surveillance supérieures potentielles et les innovations.

Protocole

Le protocole de l’étude a été approuvé par le Comité institutionnel de soin et d’utilisation des animaux de l’Université Vanderbilt (protocole M1800176-00) et a strictement respecté les directives de l’Institut national de la santé pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire. Des porcs Yorkshire mâles et femelles et des porcelets pesant environ 40 à 45 kg et 4 à 10 kg sont utilisés dans cette expérience. L’approche actuelle n’englobe pas le dépistage des affections médicales préexistantes chez les porcs commandés. Reconnaissant que cette pratique pourrait potentiellement influencer ou obscurcir les résultats souhaités, il est essentiel de noter que, selon les informations fournies par le fournisseur, la probabilité d’une telle interférence est faible. La limitation est reconnue et acceptée comme un aspect inhérent de la procédure.

1. Anesthésie et ventilation

1. Modèle porcin adulte
   1. Anesthésier le porc en injectant lentement de la kétamine (2,2 mg/kg)/xylazine (2,2 mg/kg)/télazol (4,4 mg/kg) par voie intramusculaire (IM). Immédiatement après l’induction, un cathéter intraveineux (IV) 18-24G est placé dans la veine centrale ou marginale de l’oreille sur la face postérieure du pavillon de l’oreille. Fixez l’IV avec du ruban adhésif de 1 pouce.
   2. Placez le porc sur la table de la salle d’opération, en position couchée. Demandez à un technicien de laboratoire animalier indépendant, chargé de superviser des paramètres spécifiques, d’évaluer la profondeur de l’anesthésie déterminée par des facteurs tels que les signes vitaux, la réactivité aux stimuli, la présence ou l’absence de mouvement, la laxité du tonus de la mâchoire, les fluctuations de la fréquence cardiaque, les changements dans les niveaux de CO₂ en fin d’expiration et les variations de la fréquence respiratoire. Ces évaluations guident les ajustements de la posologie de l’anesthésique inhalé.
   3. Intuber endotrachéalement le porc à l’aide d’une sonde endotrachéale de 6,5 mm, par laryngoscopie directe, et gonfler le ballonnet endotrachéal avec 3 à 5 ml d’air. Maintenir le porc sous ventilation à volume contrôlé avec un volume courant de 8 mL/kg, une fréquence respiratoire titrée à un CO₂ en fin d’expiration de 35 à 40 mmHg et une pression positive en fin d’expiration de 5 cm H₂O. Maintenir l’anesthésie par l’inhalation d’isoflurane à 1 %.
   4. Placez un cathéter de Foley dans l’urètre pour surveiller le volume d’urine chez les porcs femelles et placez-le chirurgicalement chez les porcs mâles en raison de la difficulté anatomique du placement de Foley dans l’urètre.
2. Modèle porcelet
   1. Injecter une solution anesthésique de kétamine (2,2 mg/kg)/xylazine (2,2 mg/kg)/télazol (4,4 mg/kg)/dexmédétomidine (0,005 mg/kg) à un porcelet d’environ 5 semaines (équivalent à un humain d’environ 12 mois) par injection intramusculaire (IM). Ensuite, placez immédiatement un IV 22-24G dans la meilleure veine disponible, probablement sur la face postérieure du pavillon de l’oreille.
   2. Placez le porcelet sur la table du bloc opératoire, en position couchée.
   3. À l’aide d’une laryngoscopie directe, intuber endotrachéalement le porcelet à l’aide d’une sonde endotrachéale de 4,5 à 5,5 mm. Gonflez le brassard de la sonde endotrachéale avec 3 à 5 ml d’air à l’aide d’une seringue sans aiguille attachée à celle-ci. Maintenir l’anesthésie avec de l’isoflurane à 1 % avec ou sans réadministration de dexmédétomidine (0,005 - 0,01 mg/kg IV) toutes les 2 heures au besoin en fonction de la profondeur de l’anesthésie appréciée au moment de la redose.
   4. Maintenir avec une ventilation à volume contrôlé un volume courant de 8 mL/kg, une fréquence respiratoire titrée à un CO₂ en fin d’expiration de 35-40 mmHg et une pression expiratoire positive de 5 cm H₂O.
   5. Placez un cathéter de Foley dans l’urètre pour surveiller le volume d’urine chez les porcelets femelles. Placez le cathéter de Foley chirurgicalement chez les porcelets mâles en raison de la difficulté anatomique du placement de Foley dans l’urètre.
      REMARQUE : De plus, l’administration d’analgésiques à base de buprénorphine/dexmédétomidine se fera par bolus si nécessaire. Pour maintenir la cohérence, la fréquence respiratoire sur le ventilateur mécanique sera ajustée pour maintenir le niveau de CO₂ en fin d’expiration dans la plage de 35 à 40 mmHg tout au long de l’expérience.

2. Placement du dispositif de canulation et de surveillance

1. Modèle porcin adulte
   1. Désinfectez l’ensemble de la partie antérieure du cou avec une solution de gommage à la chlorohexidine à 2 % et appliquez ensuite un spray de solution de povidone^{iodée à 5 % 14}.
   2. Exposer chirurgicalement les veines jugulaires externes (EJ) droite et gauche et les artères carotides internes (AC) avec des incisions verticales bilatérales immédiatement latérales à la trachée, et disséquer jusqu’au système vasculaire avec une cautérisation monopolaire.
   3. Disséquez les muscles et le tractus de la sangle au besoin à l’aide de ciseaux à tissus Kelly et d’écarteurs Lahey et/ou de pinces à tissus¹⁴. Dénoncer les EJ et les CA bilatéraux.
   4. Placez deux canules françaises 8,5 (Fr) dans l’EJ droit en utilisant la technique Seldinger¹⁵. Une fois canulé, placez un cathéter artériel pulmonaire (PAC) de 7 Fr à travers l’introducteur de l’EJ droit. Utilisez ce cathéter EJ et ce PAC appropriés pour la surveillance hémodynamique.
   5. Canulez l’EJ gauche à l’aide d’une canule de 10 Fr et connectez-la à un tube de pompe à rouleau dédié amorcé avec la solution PlasmaLyte.
      REMARQUE : Les veines jugulaires externes ont tendance à être de plus grand diamètre et plus appropriées pour le cathétérisme cardiaque. C’est pour ces raisons que nous avons choisi de canuler l’EJ sur la jugulaire interne (IJ) dans les expériences porcines¹.
   6. À l’aide de la technique Seldinger¹⁵ , placez une ligne artérielle de 4 Fr dans l’AC droit pour une surveillance invasive de la pression artérielle tout au long de l’expérience.
   7. Fixez la surveillance souhaitée au porc.
      1. Surveillez la fréquence cardiaque (FC) à l’aide de sondes de télémétrie et la pression artérielle systolique (TAS), la pression artérielle diastolique (PAD) et la pression artérielle moyenne (PAM) en connectant un transducteur de pression relié à un amplificateur de pression artérielle au cathéter CA.
      2. Surveillez la pression artérielle pulmonaire moyenne (MPAP), la pression artérielle pulmonaire systolique (SPAP), la pression artérielle pulmonaire diastolique (DPAP) et la pression veineuse centrale (CVP) en fixant un transducteur de pression fixé à un amplificateur de pression artérielle aux ports PAC appropriés.
      3. Déterminez la pression d’impulsion en trouvant l’écart entre la TAS et la TAD. Pour calculer la variabilité de la pression du pouls (VPP), calculez la variation entre les niveaux de pression du pouls pendant l’inspiration et l’expiration tout au long du cycle respiratoire.
      4. Calculez les mesures de PPV à l’aide du module de pression artérielle de LabChart 8 et exécutez-le sur un système PowerLab. Dans ce réglage, sélectionnez 3 min de données dans le canal de la ligne artérielle où la hauteur de crête minimale est définie sur 10 mmHg et les cycles moyennés sur 10 cycles. Dans le module du logiciel, les pics de chaque cycle d’impulsion peuvent être calculés automatiquement et confirmés visuellement. La pression d’impulsion minimale et la pression d’impulsion maximale résultantes sont ensuite utilisées pour calculer la VPP.
      5. Effectuez la thermodilution du débit cardiaque (CO) en utilisant l’étalonnage du volume/de la température spécifique à l’appareil. Obtenez la pression capillaire pulmonaire (PCWP) en gonflant le ballonnet PAC avec 1,5 mL d’air et en avançant le cathéter jusqu’à ce qu’il y ait une visualisation des ondes V et A, représentant un flux sanguin restreint de droite à gauche. Lire le PCWP à la valeur de la vague A à l’expiration finale.
   8. Administrer PlasmaLyte¹⁶ à un débit d’environ 100 mL/min pour obtenir une PCWP initiale de 8 à 10 mmHg (euvolémie) avant le début de la surcharge volumique aiguë.
      REMARQUE : Le volume total nécessaire pour obtenir une euvolémie varie en fonction d’une multitude de variables abordées dans la discussion. Environ 500 ml sont nécessaires, en moyenne, chez les porcs subissant ce protocole expérimental au centre médical de l’Université Vanderbilt. Ce modèle utilise PlasmaLyte comme solution cristalloïde tamponnée équilibrée. Il est probable que tout autre cristalloïde tamponné équilibré (par exemple, Normosol-R, Lactated Ringer’s) donnerait des résultats similaires. Une solution saline normale acide non tamponnée est et doit être évitée dans ce modèle pour éviter la perte connue d’intégrité de la membrane des cellules endothéliales, le dysfonctionnement endothélial et l’acidose causés par la solution saline^{normale 16}.
2. Modèle porcelet
   1. À l’instar des porcs adultes, les porcelets, une fois anesthésiés et ventilés mécaniquement, désinfectent toute la partie antérieure de leur cou avec une solution de gommage à la chlorohexidine à 2 % et suivent avec un spray de solution de povidone iodée à 5 %¹⁴. Ne canuler que l’EJ droite, la carotide et les artères fémorales gauches chez les porcelets.
   2. Exposez chirurgicalement la veine EJ droite et l’AC interne avec une incision verticale du côté droit immédiatement latérale à la trachée et disséquez jusqu’au système vasculaire avec cautérisation monopolaire.
   3. Disséquez les muscles et le tractus de la sangle au besoin à l’aide de ciseaux à tissus Kelly et d’écarteurs Lahey et/ou de pinces à tissus¹⁴. Exposez l’EJ et l’AC du côté droit.
   4. Désinfectez le bas-ventre et la région pubienne du porcelet avec une solution de gommage à la chlorohexidine à 2 % et appliquez ensuite un spray de solution de povidone iodée à 5 %. Exposer chirurgicalement l’artère fémorale gauche (AF) à l’aide d’une technique longitudinale classique décrite au^{point 17}.
   5. Placez un introducteur de cathéter veineux central de 6 Fr dans l’EJ droit, suivi de la mise en place d’un PAC de 5 Fr dans l’artère pulmonaire.
   6. Positionnez deux cathéters artériels 3 Fr : l’un dans l’AC droit et l’autre dans l’AC gauche. Consacrez le cathéter FA gauche au prélèvement sanguin pour une analyse fréquente des gaz du sang artériel. Utiliser l’orifice ouvert associé à l’introducteur de PAC pour l’administration du volume avec une seringue de 60 ml.
   7. Administrer un bolus PlasmaLyte¹⁶ de 10 mL/kg à l’aide d’une seringue de 60 mL à un débit de poussée constant, en s’arrêtant après chaque bolus pour obtenir un PCWP et en arrêtant une fois qu’une valeur de 8 à 10 mmHg (euvolémie) est atteinte.
      REMARQUE : Le volume total nécessaire pour atteindre l’euvolémie varie en fonction d’une multitude de variables couvertes dans la discussion de ce manuscrit. Environ 50 à 100 ml sont nécessaires, en moyenne, chez les porcelets subissant ce protocole expérimental au centre médical de l’Université Vanderbilt.

3. Administration du volume

1. Modèle porcin adulte
   1. Une fois la canulation terminée et l’euvolémie obtenue, perfuser la solution cristalline chaude de PlasmaLyte par incréments de 500 mL à un débit de 100 mL/min (figure 1).
   2. Confirmez l’enregistrement des paramètres hémodynamiques : FC, fraction d’hémoglobine saturée en oxygène (SpO₂), fréquence respiratoire (RR), dioxyde de carbone en fin d’expiration (ETCO₂), CVP, SBP, DBP, MAP, PPV, SPAP, DPAP et MPAP.
   3. Effectuer les procédures nécessaires pour obtenir les mesures statiques (CO et PCWP) après chaque 500 mL de volume jusqu’à l’euthanasie, qui aura lieu à 5 L de volume total ou jusqu’à ce qu’il y ait une diminution de 15 % de CO par rapport à la mesure précédente, selon la première éventualité.
      REMARQUE : La baisse de CO représente le début du limbe descendant de la courbe^{Starling 18}. À ce stade, la surcharge volumique entraîne une dilatation du cœur au-delà de la longueur optimale pour la contraction des fibres musculaires, ce qui entraîne une altération de la contraction et une diminution du CO¹⁸.
   4. Lors de l’euvolémie, et à la fin de l’administration du volume total, effectuez une analyse des gaz du sang artériel pour obtenir la pression artérielle partielle en oxygène (PaO₂), le pH, le lactate et l’excès de base du porc.
   5. Noter le débit urinaire (mL) après chaque incrément de 500 mL de solution cristalloïde de PlasmaLyte. Il est conseillé de remettre l’urine à zéro une fois l’euvolémie atteinte. Euthanasier le porc à un volume total de 5 L ou lorsqu’une diminution de 15 % du CO est observée, selon la première éventualité.
2. Modèle porcelet
   1. Une fois la canulation réussie et l’obtention de l’euvolémie, administrer PlasmaLyte par incréments de 20 mL/kg à l’aide d’un bolus de seringue toutes les 10 minutes (figure 1).
   2. Confirmez l’enregistrement des paramètres hémodynamiques (HR, RR, SpO₂, EtCO₂, CVP, SBP, DBP, MPAP, PPV et MPAP). Mesurer la PCWP après chaque bolus de 10 ml/kg.
      REMARQUE : En raison du volume requis et de la résistance créée par le petit diamètre intérieur du PAC 5 Fr, la thermodilution CO n’est pas effectuée chez les porcelets. Au lieu de cela, la méthode de Fick^19,20 est utilisée pour calculer le CO. Il s’agit d’obtenir une fraction de l’hémoglobine saturée en oxygène à partir du sang de l’artère pulmonaire (SvO₂), ce qui est effectué en même temps que l’analyse des gaz du sang artériel.
   3. Effectuer une analyse des gaz du sang artériel après chaque bolus de volume de 20 mL/kg pour obtenir l’excès de PaO₂, de pH, de lactate et de base.
      REMARQUE : Compte tenu des limites de bon nombre de ces points de données invasifs dans les soins cliniques de routine, l’échocardiographie transthoracique (ETT) est effectuée après chaque bolus de 20 mL/kg dans le modèle de porcelet pour mesurer les diamètres du débit sanguin systolique maximal (PSV) et de la voie d’éjection ventriculaire gauche (LVOT) - deux points de données utilisés dans la pratique clinique pédiatrique pour estimer l’état volumique d’un patient.
   4. Effectuer une TTE pour mesurer les points de données de diamètre PSV et LVOT après chaque bolus de 20 ml/kg. Consigner le débit urinaire après chaque bolus de 20 mL/kg. Euthanasier le porcelet soit à un volume total de 500 ml, soit lorsqu’une diminution de 15 % du CO est observée, selon la première éventualité.

4. Euthanasie pour les porcs adultes et les porcelets

1. Confirmer l’entretien de l’isoflurane à 1 %. Provoquer un arrêt cardiaque par injection IV de pentobarbital sodique (125 mg/kg). Confirmez l’absence de signes vitaux après l’injection pour confirmer le décès.

Résultats

Les données pilotes représentatives préliminaires après analyse de régression linéaire pour le modèle de porc adulte ont démontré la linéarité de l’administration en volume chez les huit premiers porcs (figure 2). Bien que de nombreux autres points de données, et un volume supérieur à 2,5 L, aient été mesurés au cours de cette expérience, ces données représentent l’analyse à ce jour. Les deux signes vitaux les plus utilisés pour l?...

Discussion

Ce protocole comporte deux étapes critiques. Tout d’abord, il est impératif de prendre le temps d’obtenir une canulation appropriée et d’assurer le positionnement du suivi hémodynamique/volumique. Chez les modèles adultes et porcelets, une coupe chirurgicale est nécessaire pour canuler le vaisseau requis de manière appropriée et introduire le cathéter requis. Les approches percutanées guidées par ultrasons se sont avérées difficiles et traumatisantes autour des vaissea...

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
1% Isoflurane	Primal, Boston, MA, USA	26675-46-7	https://www.sigmaaldrich.com/US/en/product/aldrich/792632?gclid=Cj0KCQjw9fqnBhDSARIsAHl cQYS_W-q6tS2s6LQw2Qn7Roa3TGIpTLPf5 2351vrhgp44foEcRozPqtYaAtvfEAL w_wcB
Arterial Catheter	Merit Medical, South Jordan, UT, USA	MAK401	MAK Mini Access Kit 4F
Arterial Catheter	Cook Medical, Bloomington, IN, USA	C-PMS-300-RA/G01908	Radial Artery Catheter Set 3.0Fr./5cm
Blood Pressure Amp	AD Instruments, Colorado Springs, CO, USA	FE117	https://www.adinstruments.com/products/bp-blood-pressure-amp
Central Venous Catheter Introducer	Arrow International Inc, Reading, PA, USA	AK-09800	8.5 Fr. x 4" (10 cm) Arrow-Flex
Central Venous Catheter-Introducer	Arrow International	CP-07611-P	Super Arrow-Flex Percutaneous Sheath Introducer Kit 6Fr./7.5cm
Disposable BP Transducers	AD Instruments, Colorado Springs, CO, USA	MLT0670	https://www.adinstruments.com/products/disposable-bp-transducers
Kendall 930 FoamElectrodes	Covidien, Mansfield, MA, USA	22935	https://www.cardinalhealth.com/en/product-solutions/medical/patient-monitoring/electrocardiography/monitoring-ecg-electrodes/radiolucent-electrodes/kendall-930-series-radiolucent-foam-electrodes.html
LabChart 8 software	AD Instruments, Colorado Springs, CO, USA	N/A	https://www.adinstruments.com/products/labchart
Peripheral IV Catheter Angiocath 18-24 Gauge 1.16 inch	McKesson, Irving, TX, USA	329830	https://mms.mckesson.com/product/329830/Becton-Dickinson-381144
PlamaLyte Crystilloid Solution	Baxter International, Deerfield, IL USA	2B2544X	https://www.ciamedical.com/baxter-2b2544x-each-solution-plasma-lyte-a-inj-ph-7-4-1000ml
PowerLab	ADInstruments, Colorado Springs, CO, USA	N/A	https://www.adinstruments.com/products/powerlab/c?creative=532995768429&keyword= powerlab&matchtype=e&network= g&device=c&gclid=CjwKCAjwysipB hBXEiwApJOcu-ulfO0bfCc-j6B7PpO kOAGur8IZ4SWNkhNZ7mORGstO vKON6plWLxoCigsQAvD_BwE
Pulmonary Artery Catheter	Edwards Life Sciences, Irvine, CA, USA	TS105F5	True Size Thermodilution Catheter 24cm Proximal Port- Swan Ganz
Pulmonary Artery Catheter (7F)	Edwards Life Sciences, Irvine, CA, USA	131F7	Swan Ganz 7F x 110cm
Telazol (Tiletamine HCl and Zolazepam HCl), Injectable Solution, 5 mL	Patterson Veterinary, Loveland, CO 80538	07-801-4969	https://www.pattersonvet.com/ProductItem/078014969?omni=telazol
Terumo Sarns 8000 Roller Pump	Terumo Cardiovascular, Ann Arbor, MI, USA	16402	https://aamedicalstore.com/products/terumo-sarns%E2%84%A2-8000-roller-pump
Xylazine HCl 100 mg/mL, Injectable Solution, 50 mL	Patterson Veterinary, Loveland, CO 80538	07-894-5244	https://www.pattersonvet.com/ProductItem/078945244
Yorkshire Adult Pigs	Oak Hill Genetics, Ewing, IL, USA	N/A	Yorkshire/Landrace 81-100lbs
Yorkshire Piglets	Oak Hill Genetics	N/A	Female "piglet", specify age 5 weeks with a correlating healthy weight range (approximately 10-20lbs.)