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Extracción de sangre II

Visión general

Fuente: Kay Stewart, RVT, RLATG, CMAR; Valerie A. Schroeder, RVT, RLATG. Universidad de Notre Dame, en

La recolección de sangre de ratones y ratas para el análisis puede realizarse a través de una variedad de métodos. Cada método de colección tiene variaciones en el tipo de retención requerida, la invasividad del procedimiento y la necesidad de anestesia general. 1 Históricamente, el uso de la cavidad sinusal retro-orbitales se ha utilizado, pero no sin debate. La controversia relacionada con el potencial daño de tejido, o incluso ceguera, causada por hemorragias retro-orbital ha llevado al desarrollo de la vena facial y submaxilar sangrado métodos en ratones. Colección de la sangre de la vena safena en ratones y ratas es otra técnica que se ha desarrollado. Estos procedimientos no requieren anestesia y por lo tanto están convenientes el uso de anestésicos puede confundir los resultados de sangre u otros datos.

Procedimiento

1. sangrado de la vena facial en ratones

  1. Equipo
    1. Colección de sangre es de una pesca libre en un tubo de sangre o un tubo de Eppendorf. En algunos casos, es deseable recoger la sangre directamente en tubos de hematocrito.
    2. Lancetas de vara de oro se seleccionará en función del tamaño apropiado para el animal según edad y sexo.
      1. Lancetas se seleccionan según el tamaño y edad de ratones como sigue:
        lanceta de 4mm: ratones de 3-4 semanas de edad (menos de 15 gramos de peso corporal)
        l

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Aplicación y resumen

El método de colección de la sangre puede causar una variación en el análisis de la muestra. El nivel de habilidad del técnico que realiza la recogida de la muestra tiene un impacto sobre la calidad de la muestra y el bienestar del animal. El uso de anestésicos también puede afectar la calidad de la muestra. Los métodos descritos aquí se realizan sin el uso de la anestesia, por lo tanto esa variable ha sido eliminada. Además, todas estas técnicas pueden utilizarse para el muestreo serial con mínimas molestias...

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Referencias
  1. Fernandez, I., Arantza, P., Del Teso, N., Perez, V. and Rodriguez-Cuesta, J. 2010. Clinical biochemistry parameters in C57BL/6J mice after blood collection from the submandibular vein and retroorbital plexus. Journal of American Association of Laboratory Animal Science. 49:2. 202-210.
  2. Joslin, O.T. 2009. Blood collection techniques in exotic small animals. Journal of Exotic Pet Medicine. 18:2. 117-139.
  3. Hem, A., Smith, A.J. and Solberg, P. 1998. Saphenous vein puncture for blood sampling of the mouse, rat, hamster, gerbil, guinea pig, ferret and mink. Laboratory Animals. 32. 364-368.
  4. Diehl, K-H., Hull, R., Morton, D., Pfister, R. Rabemampianina, Y., Smith, D., Vidal, J-M., and van de Vorstenbosch, C. 2001. A good practical guide to the administration of substances and removal of blood, including routes and volumes. Journal of Applied Toxicology. 21. 15-23.
Tags
Blood WithdrawalMiceRatsScientific StudiesMethodsExperimental GoalsRetro orbital Eye BleedTail SnipsNicksIntra cardiac Blood CollectionFacial VeinSubmandibular VeinSaphenous VeinFemoral VeinLess Invasive MethodsAnesthesia free MethodsBlood SampleMurine Facial VeinEquipmentCentrifuge TubeLancet SelectionAnimal RestraintVenipuncture

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Overview

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Facial Vein Bleed

3:28

Submandibular Vein Bleed

5:25

Saphenous Vein Bleed

7:58

Femoral Vein Bleed

10:23

Applications

11:56

Summary

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