1. Diluciones olor <ol><li> La mayoría de los olores son solubles en aceite de parafina. Sin embargo, DMSO o etanol también puede utilizarse como disolventes alternativos para los olores particulares. Prepare las diluciones adecuadas (por ejemplo, volumen 01:10: volumen, v: v) de olores puros en frascos de vidrio. La mayoría de las diluciones de olor son estables a temperatura ambiente, pero por muy volátiles, es mejor hacer diluciones de trabajo sobre una base semanal. Cada sensillum responde a los olores diferentes dentro de un rango de concentración diferente. De Drosophila, una útil tabla de consulta para las concentraciones adecuadas para su uso con un sensillum dado se pueden encontrar en 6, 7. Para el experimento de vídeo, se utiliza el aceite de parafina como un control con disolvente y acetato de metilo (10 -6 v: v en aceite de parafina) y 1-octen-3-ol (10 -7 v: v en aceite de parafina) de Drosophila y Anopheles grabaciones, respectivamente. </li><li> Con la tijera, cortar el papel de cromatografía en 3 mm x 5 cm tiras para que puedan caber dentro de pipetas Pasteur. </li><li> Pipeta 30 ul del olor deseado en una tira de papel filtro y se inserte en la pipeta de vidrio. Cortar 3 cm de tubo de la línea de aire y la inserta en el extremo abierto de la pipeta, cerrando con un conector. El conector se usa para sellar la pipeta que se adjunta a continuación el tubo de aire de línea de una bomba de aire cuando es el momento de entregar el olor durante el experimento. </li></ol> 2. Olor sistema de entrega <ol><li> El uso de un taladro pequeño, cortado a 10 ml de plástico pipeta serológica (por ejemplo, en la marca de 4 ml) y crear dos agujeros (por ejemplo, en el -1,5 y -0,5 ml marcas ml) que se utiliza para mantener las pipetas que contienen los olores. Introduzca la punta de pipeta de 200 l en el acoplador de púas e introducir el enganche en el extremo romo de la pipeta de 10 ml. La pipeta se utiliza como parte del sistema de suministro de sustancias odoríferas. </li><li> Coloque la pipeta en un soporte magnético con una abrazadera de la pipeta y colocarla cerca del microscopio. </li></ol> 3. Afilar los electrodos <ol><li> Para afilar los electrodos, preparar una solución 0,5 M de hidróxido de potasio (KOH) y un filtro para eliminar las partículas finas (por ejemplo, utilizando un filtro m 45). Tome una jeringa de 20 ml y hacer un agujero pequeño (~ 2 mm de diámetro) con una aguja en la pared cerca de la punta (aproximadamente 1 cm de la punta), en el cual se inserta el cable eléctrico (fig. 1A). </li><li> Llene la jeringa con 0,5 M de KOH, y fijarlo en un soporte bajo el microscopio para que la punta se coloca en el campo de visión (Figura 1 B, C). Inserte el cable eléctrico en el pequeño orificio en la pared de la jeringa (fig. 1B), asegurándose de que el cable no está directamente en frente de la entrada de la jeringa. Conecte el cable hasta el cátodo de un adaptador de corriente (por ejemplo, salvaje Heerbrugg MTR32, ver métodos) o un polo de una fuente de alimentación de CA (por ejemplo, salvaje Heerbrugg-LEP 990.018). Fijar el eje porta-electrodos en el micromanipulador manual en el lado derecho del microscopio, y conectar un cable eléctrico en la base del eje del soporte del electrodo con una pinza de cocodrilo. Conecte el cable hacia el ánodo de la fuente de alimentación o el otro polo de la fuente de alimentación de CA (Figura 1). </li><li> Inserte el cable de tungsteno (~ 5 cm de longitud) en el porta-electrodos, y colóquelo en el eje porta-electrodos en el manipulador. Establecer la fuente de alimentación de 6 V, e inserte la punta de la aguja en la jeringa varias veces para perfeccionar, teniendo cuidado de vigilar la punta bajo el microscopio durante el proceso (fig. 1C). Para obtener un electrodo ideal para la grabación, el lugar del 90% de su longitud en la solución para un máximo de 1 minuto, y tire de ella lentamente. A continuación, inserte sólo ~ 50% de los electrodos para más delgada durante 30 s, y lo repito para obtener la punta de la aguja afilada (~ 10 veces). La punta del electrodo debe ser lo suficientemente fina como para entrar en el sensillum, pero no tan bien como para doblar cuando se toca en las grabaciones (pasos 6 y 7). Aunque viendo la punta del electrodo bajo la lupa mientras se está afilado es una buena indicación de su espesor, la observan bajo el microscopio de grabación a gran aumento se dará una idea clara si un electrodo es adecuado para la grabación. </li></ol> 4. Insectos de preparación: Drosophila antena <ol><li> Construir un aspirador de volar. Cortar un trozo de tubo de la línea de aire el tiempo suficiente para colgar cómodamente alrededor de su cuello (de 90 a 120 cm). Corte la punta de una pipeta 200 l, y la inserta en un extremo del tubo. En el otro extremo posición, a ~ 1,5 cm x 1,5 cm pieza de malla para que se crea una barrera física, pero no impide que el aire fluya por el tubo. Corte la punta de una pipeta de 1 mL y la posición del extremo más ancho en la parte superior de la abertura del tubo, el bloqueo de la malla en el medio. Esta parte se utilizará para recoger y manipular las moscas adultas vinagre (Figura 2). </li><li> Tome un portaobjetos y colocar un pedazo de cera dental aproximadamente en el centro del lado largo. En la parte superior de la positiona cubierta de vidrio ligeramente inclinado hacia arriba (~ 30), asegurándose de que la cera no está directamente debajo de la parte más alta, lo que impediría la visualización de la mosca del vinagre bajo el microscopio. Tirar de un electrodo de vidrio con el extractor vertical. Su punta debe ser delgada y lo suficientemente flexible como para adaptarse a entre el segmento antenal segunda y tercera, y mantener la estabilidad de la antena para las grabaciones. La posición del electrodo de vidrio en una pieza de cera y colóquelo en el lado de la cubierta de vidrio, lo suficiente para que cuando la punta se baja que llega a la esquina de la cubierta de vidrio (Figura 3). </li><li> Trabajando a partir de una botella o frasco de las moscas adultas del genotipo deseado, recoger una mosca del vinagre para adultos usando el aspirador volar. Aunque las mujeres suelen ser utilizados debido a su mayor tamaño, los machos también se puede utilizar. Coloque una punta de pipeta de 200 l en la parte superior de la punta de 1 ml para evitar la marcha de escapar. Soplar en el tubo, por lo que la mosca es empujado hacia el final de la punta de la pipeta 200 mL. Recorte el extremo ancho de la punta de la pipeta con la cuchilla de afeitar de unos pocos milímetros de distancia de la propia marcha, a continuación, inserte un poco de cera para evitar que la marcha se salga. Bajo el microscopio, cortar de nuevo cerca de la cabeza de la mosca del vinagre, prestando atención para no dañar al animal. Con una pequeña punta de la pipeta, empujan la cera para forzar la cabeza de mosca de modo que aproximadamente la mitad de los ojos de extrusión de la punta (Figura 3B). Asegúrese de que sus piernas no salen así, o pueden moverse e interferir con las grabaciones. </li><li> Montaje de la mosca en un pedazo de cera, con la cabeza mirando hacia arriba, y lo colocamos en la diapositiva en frente de la cubierta de vidrio. Empuje ligeramente la cabeza contra la esquina del cristal, de modo que las antenas se extienden y el resto en el cristal. Baje la punta del capilar de vidrio de entre el segmento antenal segundo y tercero (Figura 3B). </li><li> Diferentes partes de la antena permitirá el acceso a tipos diferentes sensilla. Dependiendo de las necesidades particulares de experimentación, la antena deberá estar orientada de forma diferente para permitir el acceso a los tipos diferentes sensilla. Para grabar desde sensilla grandes basiconic como en nuestro ejemplo, la arista se empuja hacia abajo en el cristal (Figura 3B). </li></ol> 5. Insectos de preparación: Anopheles palpos maxilares <ol><li> El uso de un aspirador eléctrico (Figura 2E), recoger 40 a 60 días 3.5 mosquitos de edad (hombres y mujeres mezclados) en la jaula de plástico pequeñas (Figura 2F). Los mosquitos que han sido criados en condiciones normales, es decir, en una incubadora o insectos insectario a 25-28 ° C con un 70-80% de humedad. Coloque la caja de plástico con los animales en hielo durante ~ 15 minutos hasta que estén anestesiados por el frío. Una vez que los animales han dejado de moverse, la transferencia sólo 4-6 a los animales bajo el microscopio a la vez, manteniendo el resto de los animales sobre el hielo durante los procedimientos. Aunque las mujeres suelen ser utilizados debido a su sensibilidad al CO 2, los hombres también pueden ser empleados. Seleccione los mosquitos hembra o macho, a juzgar por la estructura de su antena (pluma-como en las mujeres, de filamento como en los hombres), y quitar las alas y las piernas con unas pinzas finas para inmovilizarlos. Manténgalos en un pequeño vaso de plástico con un papel húmedo en la parte inferior, para evitar la desecación. </li><li> Poner dos pedazos de cinta de doble cara (aproximadamente 1 cm de longitud) paralelos entre sí (aproximadamente 1 cm de distancia), en el centro y en el lado de los portaobjetos de vidrio (Figura 3C). Con unas pinzas finas, coloque un mosquito en la cinta central, bajo el microscopio de disección, y girar de lado y meter el cuerpo y un ojo en la cinta. Ajustar la posición de los palpos maxilares de modo que ambos palpos se extienden en paralelo a la cinta (Figura 3D). Fijar los palpos maxilares mediante la colocación de cuerdas finas (por ejemplo, pelos humanos), tanto en la base y en la punta de los palpos (Figura 3D). La cinta parte se utiliza como depósito de cadenas finas, mientras que la cinta central tiene que ser reemplazado después de cada grabación (Figura 3C). </li></ol> 6. Grabación de Drosophila melanogaster <ol><li> Coloque el portaobjetos bajo el microscopio (Figura 4) a bajo aumento y la posición de la antena más o menos en el medio del campo de visión (FOV) (fig. 4B). Baje suavemente los electrodos para que el electrodo de referencia está situado cerca del ojo de la mosca y el electrodo de registro se encuentra cerca de la antena (Figura 4C). Aumentar la ampliación y re-posición de la antena en el centro del campo visual (Figura 4). </li><li> Lugar la entrega olor dispositivo cerca de la cabeza de la marcha, que apunta a la antena. </li><li> A bajo aumento (Figura 4C), insertar el electrodo de referencia en el ojo de la mosca. Baje el electrodo de registro en la parte superior de la antena sin tocar su superficie. </li><li> El cambio a gran aumento, el control del electrodo de registro con el micromanipulador y la inserta en un sensillum seleccionado (Figura 4). Cualquier punto a lo largo sensillum es bueno para la grabación. Una vez dentro del sensillum, el electrodo puede ser empujado más lejos en la (a veces hasta el final)para obtener una mejor señal a ruido. Una vez que el electrodo está en el sensillum, la actividad espontánea de las células pueden ser detectadas. </li></ol> 7. Grabación de Anopheles gambiae <ol><li> Coloque la lámina de vidrio bajo el microscopio a bajo aumento (10x) y la posición de los palpos maxilares aproximadamente en el centro de el campo de visión y la cabeza en la parte superior (Figura 4). Gire el escenario hasta que uno de los palpos se encuentra en un ángulo recto con el electrodo de registro. </li><li> Ajuste la altura de los electrodos de manera que el electrodo de referencia se sitúa justo por encima de los ojos de los mosquitos y el electrodo de registro se encuentra cerca de los palpos maxilares. </li><li> Coloque el dispositivo de suministro de olor por lo que es lo más cerca posible de los palpos. </li><li> Insertar el electrodo de referencia en el ojo a un menor aumento (10x), y el cambio a un aumento mayor (100x), insertar el electrodo de registro en el sensillum clavija en el palpo (Figura 4F). Una vez que el electrodo está en el sensillum, la actividad espontánea de las células pueden ser detectadas. </li></ol> 8. Los resultados representativos Dependiendo de la sensillum y la calidad de la grabación, se pueden distinguir diferentes números de las neuronas olfativas en un solo rastro. En la sensilla grandes basiconic de Drosophila melanogaster, por ejemplo, entre 2 y 4 células que se diferencian en el pico de amplitud debería aparecer durante la grabación de 9, 10. En nuestro experimento de vídeo, la Drosophila ab2 sensillum muestra dos células, una. Una célula (Figura 5, los picos de color azul) y una célula B (Figura 5, puntos verdes) Ni el celular se activa durante la aplicación de aceite de parafina (Figura 5), mientras que sólo la celda A responde a la dilución 10 -6 de acetato de metilo (Figura 5). En el palpo maxilar del Anopheles gambiae, el ranurado sensillum vinculación contiene tres celdas, pero sólo dos son fácilmente discriminados (Figura 5, los picos de color azul y verde, respectivamente). En el experimento de vídeo que muestran cómo la célula B responde a una dilución de 10 -7 1-octen-3-ol (Figura 5D). <img src="/files/ftp_upload/1725/1725fig1.jpg" alt="Figura 1" /> Figura 1. Electrodo afilador (A) Vista general de los aparatos electrodo afilador. (B) La jeringa que contiene 0,5 M de KOH (izquierda) que se utiliza para afilar el electrodo (derecha). (C) Primer plano de la punta del electrodo al lado de la apertura de la jeringa. <img src="/files/ftp_upload/1725/1725fig2.jpg" alt="Figura 2" /> Figura 2. Cómo preparar un aspirador de volar y el aspirador de mosquitos (A) A partir de material:... La línea de aire un tubo de plástico, dos puntas de pipeta de corte, y la malla (B) El aspirador de volar una vez que se haya completado (C) Detalle de la final que se utiliza para atrapar las moscas del vinagre (D) Detalle de el otro extremo del aspirador volar. (E) El aspirador eléctrico para la recolección de mosquitos se compone de un cuerpo principal y una jaula de plástico extraíble. (F) La jaula de plástico extraíble para los mosquitos. <img src="/files/ftp_upload/1725/1725fig3.jpg" alt="Figura 3" /> Figura 3. Preparación de una mosca del vinagre (Drosophila melanogaster) y un mosquito de la malaria (Anopheles gambiae) para la grabación (A) Imagen de un vinagre de volar montado en la diapositiva antes de colocar bajo el microscopio. (B) Detalle de la cabeza de mosca del vinagre con la antena mantiene en su lugar por los capilares de vidrio. (C) Imagen de un mosquito montado en la diapositiva. (D) Detalle de la cabeza del mosquito con trompa y palpos se pegue en la cinta. <img src="/files/ftp_upload/1725/1725fig4.jpg" alt="Figura 4" /> Figura 4. Grabación de una mosca del vinagre (Drosophila melanogaster) y un mosquito de la malaria (Anopheles gambiae) (A) Vista de la instalación de electrofisiología. (B) Primer plano de la preparación volar montado en el microscopio. Observe la posición respectiva de los electrodos de grabación (izquierda), el sistema de entrega de olor (en el centro pipeta), y el electrodo de registro (derecha). (C) Imagen de la marcha bajo el objetivo de 10x. (D) Imagen de la antena de la mosca en el objetivo de 100x;. sensilla grandes basiconic (flechas), intercalados entre los no-sensorial pelos (puntas de flecha) (E) 10 veces vista de un mosquito montado para la grabación (F) ver gran aumento de los mosquitos y palpo una sensillum peg (flecha). . <img src="/files/ftp_upload/1725/1725fig5.jpg" alt="Figura 5" /> Figura 5. Ejemplos de las grabaciones de Drosophila melanogaster yAnopheles gambiae (A) El sensillum ab2 de Drosophila melanogaster contiene dos neuronas sensoriales;.. A la celda (los picos de color azul) y de células B (picos verde) (B) Las células A y B durante la aplicación del acetato de metilo 10 -6 (C) El peg sensillum de Anopheles gambiae dos casas neuronas sensoriales, las células A (picos de color azul) y de células B (picos verde) (D) Aplicación de 10 -7 1-octen-3-ol para la sensillum tipo de cambio..

<ol>
	<li>Boeckh, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Elektrophysiologische+Untersuchungen+an+einzelnen+Geruchsrezeptoren+auf+der+Antenne+des+TotengrAbers+(Necrophorus+Coleoptera).">Elektrophysiologische Untersuchungen an einzelnen Geruchsrezeptoren auf der Antenne des TotengrAbers (Necrophorus Coleoptera).</a> Z. Vergl. Physiol. 46, 212-248 (1962).</li><li>Schneider, D., Hecker, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Zur+Elektrophysiologic+der+Antenne+des+Seidenspinners+Bombyx+mori+bei+Reizung+mit+angereicherten+Extrakten+des+Sexuallockstoffes.">Zur Elektrophysiologic der Antenne des Seidenspinners Bombyx mori bei Reizung mit angereicherten Extrakten des Sexuallockstoffes.</a> Z. Naturforschg. 11b, 121-124 (1956).</li><li>Touhara, K., Vosshall, L. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sensing+odorants+and+pheromones+with+chemosensory+receptors.">Sensing odorants and pheromones with chemosensory receptors.</a> Annu Rev Physiol. 71, 307-332 (2009).</li><li>Sato, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Insect+olfactory+receptors+are+heteromeric+ligand-gated+ion+channels.">Insect olfactory receptors are heteromeric ligand-gated ion channels.</a> Nature. 452, 1002-1006 (2008).</li><li>Wicher, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drosophila+odorant+receptors+are+both+ligand-gated+and+cyclic-nucleotide-activated+cation+channels.">Drosophila odorant receptors are both ligand-gated and cyclic-nucleotide-activated cation channels.</a> Nature. 452, 1007-1011 (2008).</li><li>Hallem, E. A., Ho, M. G., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+molecular+basis+of+odor+coding+in+the+Drosophila+antenna.">The molecular basis of odor coding in the Drosophila antenna.</a> Cell. 117, 965-979 (2004).</li><li>Hallem, E. A., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Coding+of+odors+by+a+receptor+repertoire.">Coding of odors by a receptor repertoire.</a> Cell. 125, 143-160 (2006).</li><li>Boeckh, J., Kaissling, K. E., Schneider, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Insect+olfactory+receptors.">Insect olfactory receptors.</a> Cold Spring Harb Symp Quant Biol. 30, 263-280 (1965).</li><li>de Bruyne, M., Foster, K., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Odor+coding+in+the+Drosophila+antenna.">Odor coding in the Drosophila antenna.</a> Neuron. 30, 537-552 (2001).</li><li>Lu, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Odor+coding+in+the+maxillary+palp+of+the+malaria+vector+mosquito+Anopheles+gambiae.">Odor coding in the maxillary palp of the malaria vector mosquito Anopheles gambiae.</a> Curr Biol. 17, 1533-1544 (2007).</li><li>Hallem, E. A., Fox, A. N., Zwiebel, L. J., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Olfaction:+mosquito+receptor+for+human-sweat+odorant.">Olfaction: mosquito receptor for human-sweat odorant.</a> Nature. 427, 212-213 (2004).</li><li>Couto, A., Alenius, M., Dickson, B. J. M. o. l. e. c. u. l. a. r. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=anatomical,+and+functional+organization+of+the+Drosophila+olfactory+system.">anatomical, and functional organization of the Drosophila olfactory system.</a> Curr. Biol. 15, 1535-1547 (2005).</li><li>Fishilevich, E., Vosshall, L. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+and+functional+subdivision+of+the+Drosophila+antennal+lobe.">Genetic and functional subdivision of the Drosophila antennal lobe.</a> Curr Biol. 15, 1548-1553 (2005).</li></ol>

Señales olfativas son utilizadas por los organismos para identificar las fuentes de alimentos, posibles parejas, y los depredadores. Las neuronas sensoriales olfativas (OSN) es el centro de primer relevo entre los estímulos externos y los centros superiores del cerebro donde se ve la información procesada. En Drosophila melanogaster y el Anopheles gambiae, OSN son fácilmente accesibles y su actividad eléctrica se puede monitorizar mientras estimulado por bocanadas de olor. <p class="jove_conte...

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		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>Paraffin oil</td>
<td>Odors</td>
<td>Fluka</td>
<td>76235</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>High purity odors (&gt;98%)</td>
<td>Odors</td>
<td>Sigma-Aldrich</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Methyl acetate 
#296996 
1-octen-3-ol 
#74950 </td>
</tr>
<tr>
<td>Filter paper strips</td>
<td>Odors</td>
<td>Fisherbrand</td>
<td>05-714-1</td>
<td>Chromatography paper</td>
</tr>
<tr>
<td>Connectors</td>
<td>Odors</td>
<td>Cole-Parmer</td>
<td>EW-06365-40</td>
<td>1/16x1/8"</td>
</tr>
<tr>
<td>Glass vials</td>
<td>Odors</td>
<td>Agilent Technologies</td>
<td>5182-0556</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Air line plastic tubing</td>
<td>Odor Delivery</td>
<td>Python Products</td>
<td>500PAL</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>1 serological pipette</td>
<td>Odor Delivery</td>
<td>Corning</td>
<td>4101</td>
<td>10 mL</td>
</tr>
<tr>
<td>Plastic tubing</td>
<td>Odor Delivery</td>
<td>Cole-Parmer</td>
<td>EW-06418-0</td>
<td>0.050"x0.090"OD</td>
</tr>
<tr>
<td>Disposable borosilicate glass Pasteur pipettes</td>
<td>Odor Delivery</td>
<td>FisherBrand</td>
<td>13-678-20A</td>
<td>5-3/4 inches</td>
</tr>
<tr>
<td>Programmable stimulus controller</td>
<td>Odor Delivery</td>
<td>Syntech</td>
<td>CS-55</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Anti-vibration table</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>TMC</td>
<td>63533</td>
<td>36&#x201D;Wx30&#x201D;Dx29&#x201D;H</td>
</tr>
<tr>
<td>Faraday cage</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>TMC</td>
<td>MI8133303</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Inverted microscope</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Nikon</td>
<td>E600FN ECLIPSE</td>
<td>Recording microscope</td>
</tr>
<tr>
<td>10x and 100x objectives</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Nikon</td>
<td>10x Plan Fluor 100x L Plan</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Dissecting microscope</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Nikon</td>
<td>EZ645</td>
<td>electrode sharpening/insect prep microscope</td>
</tr>
<tr>
<td>Magnetic stands</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Newport</td>
<td>MODEL 150</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>IDAC</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Syntech</td>
<td>IDAC-4</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Acquisition software</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Syntech</td>
<td>Autospike</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>1 macromanipulator</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>NARISHIGE</td>
<td>MN-151</td>
<td>Joystick manipulator 
Used for positioning reference electrode
</td>
</tr>
<tr>
<td>1 micromanipulator</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>EXFO</td>
<td>PCS-6000</td>
<td>Used for positioning recording electrode</td>
</tr>
<tr>
<td>Crocodile clip</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Pomona</td>
<td>AL-B-12-0</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Electric cable</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Pomona</td>
<td>B-36-0</td>
<td>Test Cable Assembly</td>
</tr>
<tr>
<td>2 electrode holders</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Syntech</td>
<td>N/A</td>
<td>Electrode holders (set of 2) for tungsten wire electrode</td>
</tr>
<tr>
<td>AC probe</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Syntech</td>
<td>N/A</td>
<td>Universal single ended probe (10xAC)</td>
</tr>
<tr>
<td>Tungsten electrodes</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Microprobes</td>
<td>M210</td>
<td>straight tungsten rods, 0.005&#x201C;x3&#x201C;</td>
</tr>
<tr>
<td>Potassium hydroxide</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Sigma-Aldrich</td>
<td>221473</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Syringe</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>BD</td>
<td>301625</td>
<td>20 mL</td>
</tr>
<tr>
<td>Power supply</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>WILD HEERBRUGG 6V 40W</td>
<td>e.g MTR32</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Vertical puller</td>
<td>Insect prep</td>
<td>Narishige</td>
<td>PB-7</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Razor blade</td>
<td>Insect prep</td>
<td>VWR</td>
<td>55411-050</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Dental wax</td>
<td>Insect prep</td>
<td>Patterson</td>
<td>091-1503</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Microscope slide</td>
<td>Insect prep</td>
<td>FisherBrand</td>
<td>12-550A</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Cover glass</td>
<td>Insect prep</td>
<td>FisherBrand</td>
<td>12-541A</td>
<td>18X18 #1.5</td>
</tr>
<tr>
<td>Polypropylene mesh</td>
<td>Insect prep</td>
<td>Small Parts inc.</td>
<td>CMP-0500-B</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Glass electrode</td>
<td>Insect prep</td>
<td>Frederick Haer & Co.</td>
<td>27-32-0-075</td>
<td>Capillary tubing borosilicate 1.5mm OD x 1.12mm ID x 75 mm</td>
</tr>
<tr>
<td>Double-sided tape (3M)</td>
<td>Insect prep</td>
<td>3M</td>
<td>MMM6652P3436</td>
<td>Double-sided tape (3M)</td>
</tr>
<tr>
<td>Forceps</td>
<td>Insect prep</td>
<td>Fine Science Tools</td>
<td>021x0053</td>
<td>Dumont #5 Mirror Finish Forceps</td>
</tr>
<tr>
<td>Small plastic cup</td>
<td>Insect prep</td>
<td>VWR</td>
<td>89009-662</td>
<td>7 x 5.7 (23/4 x 21/4)</td>
</tr>
<tr>
<td>Electric aspirator</td>
<td>Insect prep</td>
<td>Gempler&#x2019;s</td>
<td>RHM200</td>
<td>&nbsp;</td>		</tbody>
		</table>
		</div>

single sensillum recordings in the insects drosophila melanogaster and anopheles gambiae

El sentido del olfato es esencial para los insectos para encontrar los alimentos, los compañeros, los depredadores, y tres sitios de oviposición. Insectos neuronas olfativas sensoriales (OSN) se incluyen en pelos sensoriales llamados sensilla, que cubren la superficie de los órganos olfativos. La superficie de cada sensillum está cubierta de pequeños poros, a través del cual pasan los odorantes y se disuelven en un líquido llamado linfa sensillum, que baña las dendritas sensorial de la OSN ubicado en un sensillum dado. Las dendritas OSN expresa odorante del receptor (OR) de las proteínas, que en función de los insectos como los canales iónicos olor-4, 5. La interacción de las sustancias odoríferas con RUP, aumenta o disminuye la frecuencia de disparo basal de la OSN. Esta actividad neuronal en forma de potenciales de acción representa la primera representación de la calidad, la intensidad y características temporales de la sustancia odorífera 6, 7. Teniendo en cuenta el fácil acceso a estos pelos sensoriales, es posible realizar grabaciones extracelulares de OSN solo por la introducción de un electrodo de registro en la linfa sensillum, mientras que el electrodo de referencia se sitúa en los ganglios linfáticos del ojo o del cuerpo del insecto. En Drosophila, sensilla casa entre una y cuatro OSN, pero cada OSN suele mostrar una característica de amplitud pico. Técnicas de clasificación de Spike permiten asignar las respuestas a clavar OSN individual. Este registro único sensillum (SSR) técnica monitorea la diferencia de potencial entre la linfa sensillum y el electrodo de referencia como los picos eléctricos que se generan por la actividad de los receptores de OSN 1, 2, 8. Los cambios en el número de picos en la respuesta al olor representan las bases celulares de la codificación de olores en los insectos. Aquí se describe el método de preparación se utilizan actualmente en nuestro laboratorio para llevar a cabo en la República Socialista Soviética de Drosophila melanogaster y el Anopheles gambiae, y mostrar las huellas representante inducida por los odorantes de una manera sensillum específicos.

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Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Las respuestas electrofisiológicas de las neuronas sensoriales olfativas a los olores pueden ser medidos en los insectos a partir de grabaciones individuales sensillum. En este artículo de vídeo vamos a demostrar cómo realizar grabaciones individuales sensillum en las antenas de la mosca del vinagre (<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt;) Y los palpos maxilares del mosquito de la malaria (<em&gt; Anopheles gambiae</em&gt;).

Grabaciones solo Sensillum en los insectos Drosophila melanogaster Y Anopheles gambiae</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

single-sensillum-recordings-insects-drosophila-melanogaster-anopheles

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

25.0K vistas.  Rockefeller University. Las respuestas electrofisiológicas de las neuronas sensoriales olfativas a los olores pueden ser medidos en los insectos a partir de grabaciones individuales sensillum. En este artículo de vídeo vamos a demostrar cómo realizar grabaciones individuales sensillum en las antenas de la mosca del vinagre ( Drosophila melanogaster) Y los palpos maxilares del mosquito de la malaria ( Anopheles gambiae).

Video: Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Single-unit In vivo Recordings from the Optic Chiasm of Rat

Information about the visual world is transmitted to the brain in sequences of action potentials in retinal ganglion cell axons that make up the optic nerve. In vivo recordings of ganglion cell spike trains in several animal models have revealed much of what is known about how the early visual system processes and encodes visual information. However, such recordings have been rare in one of the most common animal models, the rat, possibly owing to difficulty in detecting spikes fired by small diameter axons. The many retinal disease models involving rats motivate a need for characterizing the functional properties of ganglion cells without disturbing the eye, as with intraocular or in vitro recordings. Here, we demonstrate a method for recording ganglion cell spike trains from the optic chiasm of the anesthetized rat. We first show how to fabricate tungsten-in-glass electrodes that can pick up electrical activity from single ganglion cell axons in rat. The electrodes outperform all commercial ones that we have tried. We then illustrate our custom-designed stereotaxic system for in vivo visual neurophysiology experiments and our procedures for animal preparation and reliable and stable electrode placement in the optic chiasm.

Single-unit In vivo Recordings from the Optic Chiasm of Rat

Retinal ganglion cells transmit visual information from the eye to the brain with sequences of action potentials. Here, we demonstrate how to record the action potentials of single ganglion cells in vivo from anesthetized rats.

Una sola unidad En vivo Grabaciones de la quiasma óptico de la rata

Information about the visual world is transmitted to the brain in sequences of action potentials in retinal ganglion cell axons that make up the optic ...

Investigación

Neurociencias

Electrophysiological Recordings from the Giant Fiber Pathway of D. melanogaster

When startled adult D. melanogaster react by jumping into the air and flying away. In many invertebrate species, including D. melanogaster, the "escape" (or "startle") response during the adult stage is mediated by the multi-component neuronal circuit called the Giant Fiber System (GFS). The comparative large size of the neurons, their distinctive morphology and simple connectivity make the GFS an attractive model system for studying neuronal circuitry. The GFS pathway is composed of two bilaterally symmetrical Giant Fiber (GF) interneurons whose axons descend from the brain along the midline into the thoracic ganglion via the cervical connective. In the mesothoracic neuromere (T2) of the ventral ganglia the GFs form electro-chemical synapses with 1) the large medial dendrite of the ipsilateral motorneuron (TTMn) which drives the tergotrochanteral muscle (TTM), the main extensor for the mesothoracic femur/leg, and 2) the contralateral peripherally synapsing interneuron (PSI) which in turn forms chemical (cholinergic) synapses with the motorneurons (DLMns) of the dorsal longitudinal muscles (DLMs), the wing depressors. The neuronal pathway(s) to the dorsovental muscles (DVMs), the wing elevators, has not yet been worked out (the DLMs and DVMs are known jointly as indirect flight muscles - they are not attached directly to the wings, but rather move the wings indirectly by distorting the nearby thoracic cuticle) (King and Wyman, 1980; Allen et al., 2006). The di-synaptic activation of the DLMs (via PSI) causes a small but important delay in the timing of the contraction of these muscles relative to the monosynaptic activation of TTM (~0.5 ms) allowing the TTMs to first extend the femur and propel the fly off the ground. The TTMs simultaneously stretch-activate the DLMs which in turn mutually stretch-activate the DVMs for the duration of the flight. The GF pathway can be activated either indirectly by applying a sensory (e.g."air-puff" or "lights-off") stimulus, or directly by a supra-threshold electrical stimulus to the brain (described here). In both cases, an action potential reaches the TTMs and DLMs solely via the GFs, PSIs, and TTM/DLM motoneurons, although the TTMns and DLMns do have other, as yet unidentified, sensory inputs. Measuring "latency response" (the time between the stimulation and muscle depolarization) and the "following to high frequency stimulation" (the number of successful responses to a certain number of high frequency stimuli) provides a way to reproducibly and quantitatively assess the functional status of the GFS components, including both central synapses (GF-TTMn, GF-PSI, PSI-DLMn) and the chemical (glutamatergic) neuromuscular junctions (TTMn-TTM and DLMn-DLM). It has been used to identify genes involved in central synapse formation and to assess CNS function.

Electrophysiological Recordings from the Giant Fiber Pathway of D. melanogaster

The Giant Fiber System is a simple neuronal circuit of adult Drosophila melanogaster containing the largest neurons in the fly. We describe the protocol for monitoring synaptic transmission through this pathway by recording post synaptic potentials in dorsal longitudinal (DLM) and tergotrochanteral (TTM) muscles following direct stimulation of the Giant Fiber interneurons.

Registros electrofisiológicos de la ruta de fibra gigante de D. melanogaster</em

When startled adult D. melanogaster react by jumping into the air and flying away. In many invertebrate species, including D. melanogaster, the "escape" ...

Visualization of Proprioceptors in Drosophila Larvae and Pupae

Proprioception is the ability to sense the motion, or position, of body parts by responding to stimuli arising within the body. In fruitflies and other insects proprioception is provided by specialized sensory organs termed chordotonal organs (ChOs) 2. Like many other organs in Drosophila, ChOs develop twice during the life cycle of the fly. First, the larval ChOs develop during embryogenesis. Then, the adult ChOs start to develop in the larval imaginal discs and continue to differentiate during metamorphosis.
The development of larval ChOs during embryogenesis has been studied extensively 10,11,13,15,16. The centerpiece of each ChO is a sensory unit composed of a neuron and a scolopale cell. The sensory unit is stretched between two types of accessory cells that attach to the cuticle via specialized epidermal attachment cells 1,9,14. When a fly larva moves, the relative displacement of the epidermal attachment cells leads to stretching of the sensory unit and consequent opening of specific transient receptor potential vanilloid (TRPV) channels at the outer segment of the dendrite 8,12. The elicited signal is then transferred to the locomotor central pattern generator circuit in the central nervous system.
Multiple ChOs have been described in the adult fly 7. These are located near the joints of the adult fly appendages (legs, wings and halters) and in the thorax and abdomen. In addition, several hundreds of ChOs collectively form the Johnston's organ in the adult antenna that transduce acoustic to mechanical energy 3,5,17,4.
In contrast to the extensive knowledge about the development of ChOs in embryonic stages, very little is known about the morphology of these organs during larval stages. Moreover, with the exception of femoral ChOs 18 and Johnston's organ, our knowledge about the development and structure of ChOs in the adult fly is very fragmentary.
Here we describe a method for staining and visualizing ChOs in third instar larvae and pupae. This method can be applied together with genetic tools to better characterize the morphology and understand the development of the various ChOs in the fly.

Visualization of Proprioceptors in Drosophila Larvae and Pupae

A method to immunostain and visualize chordotonal organs in larvae and pupae of Drosophila melanogaster is described.

Visualización de los propioceptores<em&gt; Drosophila</em&gt; Las larvas y pupas

Proprioception is the ability to sense the motion, or position, of body parts by responding to stimuli arising within the body. In fruitflies and other ...

Labeling of Single Cells in the Central Nervous System of Drosophila melanogaster

In this article we describe how to individually label neurons in the embryonic CNS of Drosophila melanogaster by juxtacellular injection of the lipophilic fluorescent membrane marker DiI. This method allows the visualization of neuronal cell morphology in great detail. It is possible to label any cell in the CNS: cell bodies of target neurons are visualized under DIC optics or by expression of a fluorescent genetic marker such as GFP. After labeling, the DiI can be transformed into a permanent brown stain by photoconversion to allow visualization of cell morphology with transmitted light and DIC optics. Alternatively, the DiI-labeled cells can be observed directly with confocal microscopy, enabling genetically introduced fluorescent reporter proteins to be colocalised. The technique can be used in any animal, irrespective of genotype, making it possible to analyze mutant phenotypes at single cell resolution.

Labeling of Single Cells in the Central Nervous System of Drosophila melanogaster

We present a technique for labeling single neurons in the central nervous system (CNS) of Drosophila embryos, which allows the analysis of neuronal morphology by either transmitted light or confocal microscopy.

El marcaje de células individuales en el Sistema Nervioso Central de<em&gt; Drosophila melanogaster</em

In this  article we describe how to individually label neurons in the embryonic CNS of Drosophila melanogaster by juxtacellular injection of the ...

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

A growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive manipulation of the neural activity of specific neurons in Drosophila melanogaster1. Chief among these are optogenetic tools, which enable the activation or silencing of specific neurons in the intact and freely moving animal using bright light. Channelrhodopsin (ChR2) is a light-activated cation channel that, when activated by blue light, causes depolarization of neurons that express it. ChR2 has been effective for identifying neurons critical for specific behaviors, such as CO2 avoidance, proboscis extension and giant-fiber mediated startle response2-4. However, as the intense light sources used to stimulate ChR2 also stimulate photoreceptors, these optogenetic techniques have not previously been used in the visual system. Here, we combine an optogenetic approach with a mutation that impairs phototransduction to demonstrate that activation of a cluster of loom-sensitive neurons in the fly's optic lobe, Foma-1 neurons, can drive an escape behavior used to avoid collision. We used a null allele of a critical component of the phototransduction cascade, phospholipase C-&beta;, encoded by the norpA gene, to render the flies blind and also use the Gal4-UAS transcriptional activator system to drive expression of ChR2 in the Foma-1 neurons. Individual flies are placed on a small platform surrounded by blue LEDs. When the LEDs are illuminated, the flies quickly take-off into flight, in a manner similar to visually driven loom-escape behavior. We believe that this technique can be easily adapted to examine other behaviors in freely moving flies.

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

Genetically encoded optogenetic tools enable noninvasive manipulation of specific neurons in the Drosophila brain. Such tools can identify neurons whose activation is sufficient to elicit or suppress particular behaviors. Here we present a method for activating Channelrhodopsin2 that is expressed in targeted neurons in freely walking flies.

Optogenético estimulación de comportamiento de escape en<em&gt; Drosophila melanogaster</em

A  growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive  manipulation of the neural activity of specific neurons in ...

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such behavior is spontaneous locomotor activity. Here we describe our protocol that utilizes Drosophila population monitors and a tracking system that allows continuous monitoring of the spontaneous locomotor activity of flies for several days at a time. This method is simple, reliable, and objective and can be used to examine the effects of aging, sex, changes in caloric content of food, addition of drugs, or genetic manipulations that mimic human diseases.

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster are useful in studying genetic or environmental manipulations that affect behaviors such as spontaneous locomotor activity.&#160; Here we describe a protocol that utilizes monitors with infrared beams and data analysis software to quantify spontaneous locomotor activity.&#160;

Determinación de la actividad locomotora espontánea en<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such ...

Dyeing Insects for Behavioral Assays: the Mating Behavior of Anesthetized Drosophila

Mating experiments using Drosophila have contributed greatly to the understanding of sexual selection and behavior. Experiments often require simple, easy and cheap methods to distinguish between individuals in a trial. A standard technique for this is CO2 anaesthesia and then labelling or wing clipping each fly. However, this is invasive and has been shown to affect behavior. Other techniques have used coloration to identify flies. This article presents a simple and non-invasive method for labelling Drosophila that allows them to be individually identified within experiments, using food coloring. This method is used in trials where two males compete to mate with a female. Dyeing allowed quick and easy identification. There was, however, some difference in the strength of the coloration across the three species tested. Data is presented showing the dye has a lower impact on mating behavior than CO2 in Drosophila melanogaster. The impact of CO2 anaesthesia is shown to depend on the species of Drosophila, with D. pseudoobscura and D. subobscura showing no impact, whereas D. melanogaster males had reduced mating success. The dye method presented is applicable to a wide range of experimental designs.

Dyeing Insects for Behavioral Assays: the Mating Behavior of Anesthetized Drosophila

This protocol describes a simple, cost effective way to individually identify Drosophila or other insects. Demonstration data investigating mating success across three species of Drosophila show that this method is comparable or better than the use of CO2 anaesthesia.

Teñido Insectos de la Conducta ensayos: el comportamiento de apareamiento de anestesiada<em&gt; Drosophila</em

Mating experiments using Drosophila have contributed greatly to the understanding of sexual selection and behavior. Experiments often require simple, easy ...

Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

The social space assay described here can be used to quantify social interactions of Drosophila melanogaster &#8212; or other small insects &#8212; in a straightforward manner. As we previously demonstrated 1, in a two-dimensional chamber, we first force the flies to form a tight group, subsequently allowing them to take their preferred distance from each other. After the flies have settled, we measure the distance to the closest neighbor (or social space), processing a static picture with free online software (ImageJ). The analysis of the distance to the closest neighbor allows researchers to determine the effects of genetic and environmental factors on social interaction, while controlling for potential confounding factors. Diverse factors such as climbing ability, time of day, sex, and number of flies, can modify social spacing of flies. We thus propose a series of experimental controls to mitigate these confounding effects. This assay can be used for at least two purposes. First, researchers can determine how their favorite environmental shift (such as isolation, temperature, stress or toxins) will impact social spacing 1,2. Second, researchers can dissect the genetic and neural underpinnings of this basic form of social behavior 1,3. Specifically, we used it as a diagnostic tool to study the role of orthologous genes thought to be involved in social behavior in other organisms, such as candidate genes for autism in humans 4.

Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

The effect of genes and environment on social space of Drosophila melanogaster can be quantified through a powerful but straightforward analytical paradigm. We show here different factors that can affect this social space, and thus need to be taken into consideration when designing experiments in this paradigm.

Condiciones que afectan Espacio Social en<em&gt; Drosophila melanogaster</em

The social space assay described here can be used to quantify social interactions of Drosophila melanogaster &#8212; or other small insects &#8212; in a ...

A Behavioral Assay for Mechanosensation of MARCM-based Clones in Drosophila melanogaster

Because of the structural and functional homology to the hair cells of the mammalian inner ear, the neurons that innervate the Drosophila external sense organs provide an excellent model system for the study of mechanosensation. This protocol describes a simple touch behavior in fruit flies which can be used to identify mutations that interfere with mechanosensation. The tactile stimulation of a macrochaete bristle on the thorax of flies elicits a grooming reflex from either the first or third leg. Mutations that interfere with mechanotransduction (such as NOMPC), or with other aspects of the reflex arc, can inhibit the grooming response. A traditional screen of adult behaviors would have missed mutants that have essential roles during development. Instead, this protocol combines the touch screen with mosaic analysis with a repressible cell marker (MARCM) to allow for only limited regions of homozygous mutant cells to be generated and marked by the expression of green fluorescent protein (GFP). By testing MARCM clones for abnormal behavioral responses, it is possible to screen a collection of lethal p-element mutations to search for new genes involved in mechanosensation that would have been missed by more traditional methods.

A Behavioral Assay for Mechanosensation of MARCM-based Clones in Drosophila melanogaster

In order to identify novel mutations affecting mechanosensation, we designed an assay that measures the behavioral response to tactile stimulation of fly bristles in mutant clones generated by the MARCM method. The combination of techniques allows for the identification of mechanosensitive mutations that would otherwise be lethal.

Un ensayo de conducta para Mechanosensation de clones en MARCM-basa<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Because of the structural and functional homology to the hair cells of the mammalian inner ear, the neurons that innervate the Drosophila external sense ...

A Simple Way to Measure Alterations in Reward-seeking Behavior Using Drosophila melanogaster

We describe a protocol for measuring ethanol self-administration in fruit flies (Drosophila melanogaster) as a proxy for changes in reward states. We demonstrate a simple way to tap into the fly reward system, modify experiences related to natural reward, and use voluntary ethanol consumption as a measure for changes in reward states. The approach serves as a relevant tool to study the neurons and genes that play a role in experience-mediated changes of internal state. The protocol is composed of two discrete parts: exposing the flies to rewarding and nonrewarding experiences, and assaying voluntary ethanol consumption as a measure of the motivation to obtain a drug reward. The two parts can be used independently to induce the modulation of experience as an initial step for further downstream assays or as an independent two-choice feeding assay, respectively. The protocol does not require a complicated setup and can therefore be applied in any laboratory with basic fly culture tools.

A Simple Way to Measure Alterations in Reward-seeking Behavior Using Drosophila melanogaster

We describe a protocol for inducing rewarding and nonrewarding experiences in fruit flies (Drosophila melanogaster) using voluntary ethanol consumption as a measure for changes in reward states.

Una manera sencilla de medir alteraciones en el comportamiento de búsqueda de recompensa Uso<em&gt; Drosophila melanogaster</em

We describe a protocol for measuring ethanol self-administration in fruit flies (Drosophila melanogaster) as a proxy for changes in reward states. We ...