Este trabajo fue apoyado por una beca predoctoral 1F31DC012985 NRSA (RD) y por el NIH subvenciones a JC Nos gustaría dar las gracias a la Dra. Linnea Weiss por sus valiosos comentarios sobre el manuscrito, el doctor Ryan Joseph para ayudar a compilar las cifras, y el Dr. Frederic Marion-Poll de asesoramiento técnico útil. También nos gustaría agradecer los útiles comentarios de cuatro colaboradores.

El siguiente protocolo cumple con todas las pautas de cuidado de animales de la Universidad de Yale. 1. Reactivos y Preparación del equipo <ol><li> Ajuste del equipo de grabación (Figura 1A). <ol><li fo:keep-together.within-page="always"> Elija una habitación para la configuración plataforma que está libre de grandes variaciones de temperatura o humedad, y también aislado de fuentes de ruido eléctrico y mecánico, como refrigeradores y centrifugadoras. <img alt="Figura 1" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51355/51355fig1highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51355/51355fig1.jpg" /> Figura 1. (A) Descripción general de la configuración equipo de grabación. Estereomicroscopio (a) está montado en la plataforma anti-vibración (b) soporte del electrodo. Referencia (c) está montado en la plataforma frente a la headstage (d), a través de micromanipuladores. Un tubo de plástico de salida (e) la entrega de corriente de aire humidificado dirigida a la preparación mosca está montado también en Tél plataforma. El headstage está conectado al amplificador (f), que está conectado al sistema digital de adquisición (DAS) (g), el cual está conectado a un PC (h). (B) La configuración de los electrodos y el tubo de salida:. Electrodo de referencia de la izquierda, la grabación de electrodos a la derecha, y el tubo de salida de la corriente de aire dirigida a la preparación mosca <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51355/51355fig1highres.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver la imagen más grande.</a> </li><li> Monte estereoscópico para centro de mesa anti-vibración o plataforma. </li><li> Adjuntar micromanipulador para la preparación del electrodo de referencia / insecto y headstage / electrodo de registro a la izquierda y derecha del microscopio, respectivamente, utilizando soportes magnéticos. </li><li> Montaje de tubo de plástico de salida en un tercer micromanipulador para la parte trasera del microscopio, orientado de tal manera que la abertura del tubo es apuntada hacia la ubicación de preparación de mosca (véase la Figura 1B). </li><li> El uso de tubos de plástico flexible, por lotubo de plástico de salida del tacómetro a un matraz de vacío parcialmente lleno con agua. Conectar una pequeña bomba de acuario de la burbuja de aire a través del agua en el matraz, la generación de una corriente de aire humidificado a través del tubo de plástico de salida hacia la mosca. </li><li> Monte de fibra óptica la fuente de luz de la mesa de vibración, la orientación de las salidas para iluminar la preparación al reflejar la luz a través de un pedazo de papel de tarjetas blanco justo debajo de la preparación. Asegúrese de que la fuente de luz no descansa sobre la mesa. Nota: el beneficio de lo que refleja la fuente de luz en un disco de papel es doble: mejora el contraste, por lo que sensilla más fácil de visualizar, y se evita el calentamiento de la preparación que se derivarían de la luz directa. </li><li> Conecte el amplificador tastePROBE en el sistema de adquisición digital (DAS), y el DAS en un ordenador personal, de acuerdo con el manual de proveedores. Enchufe el pie del pedal de disparo en y organizar bajo espacio de trabajo. Nota: Los enchufes de pared eléctricamente aisladas para el amplificador y el DAS son altamente deseablecapaz. </li><li> Conectar a tierra el microscopio, micromanipuladores y fuente de luz mediante la conexión de los componentes de metal para mesa con pinzas de cocodrilo y longitudes de cable eléctrico aislado y cinta aislante. Conectar a tierra la plataforma de metal mediante la conexión a tierra del edificio o del DAS, que está conectado a tierra a través del enchufe de alimentación. </li><li> Instalar el software apropiado para la adquisición de la DAS de elección en el ordenador personal. Nota: Asegúrese de que los controladores de adquisición digital son compatibles con el sistema operativo en el PC. </li><li> Configurar la amplificación de software (10-100x), filtrado de señal (típicamente un filtro de paso de banda de Bessel ajustar de 100 Hz-3, 000 Hz), y la tasa de muestreo (por lo menos 10 KHz). Nota: Las amplitudes de señal de las neuronas gustativas están típicamente en el rango mV 0,5-2, por lo que la escala de visualización está configurado para facilitar su visualización. Nota: El filtro de 100 Hz ayuda a excluir el ruido eléctrico extraña, sin embargo, cambia la forma de los picos y puede hacer pico de clasificación avanzada More impugnar. Alternativamente, un filtro de 1 Hz se puede utilizar. </li><li> Opcionalmente, una jaula de Faraday puede ser configurado alrededor de toda la mesa de vibración. Sin embargo, pequeñas hojas de papel de aluminio son por lo general suficiente para reducir cualquier ruido generado por el ambiente externo o el investigador. </li></ol></li><li fo:keep-together.within-page="always"> Glass Preparación del electrodo <img alt="Figura 2" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51355/51355fig2highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51355/51355fig2.jpg" /> Figura 2. Referencia y registro de electrodos. Photograph bajo ampliación de capilares de vidrio tirados en el electrodo de referencia, con (A) y sin (B) la punta rota, y los electrodos de grabación (C). Barra blanca representa 2 mm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51355/51355fig2highres.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver la imagen más grande.</a> <ol><li> Tire de la referenciaelectrodo de un capilar de vidrio utilizando un instrumento extractor de pipeta. Nota: Los ajustes exactos del programa extractor de pipeta pueden variar de un instrumento a otro. Trate de lograr una reducción gradual muy largo. El tamaño de poro en la punta no es crucial, ya que la punta se romperá antes de la preparación mosca (Figuras 2A y 2B), sin embargo, asegurarse de que el diámetro de la longitud ahusada del electrodo no es ni demasiado delgada, que no permita la suficiente inmovilización del labelo, ni demasiado grande, que podría dañar las neuronas gustativas o romper las glándulas salivales. </li><li> Tire del electrodo graba desde un capilar de vidrio de borosilicato con filamento usando un instrumento extractor pipeta. Trate de lograr una conicidad que es menos profunda que la del electrodo de referencia, y un diámetro de poro de aproximadamente 10-15 micras (Figura 2C) 28. </li></ol></li><li> Preparación de soluciones saborizante <ol><li> Utilice Beadle-Ephrussi solución Ringerción (B &amp; E) como electrolito del electrodo de referencia. Para hacer un litro de B &amp; E, disolver 7,5 g de NaCl, 0,35 g de KCl, y 0,279 g de CaCl 2 ∙ 2H 2 O en un litro de agua ultrapura. Almacenar alícuotas menores a -20 ° C. </li><li> Utilice 30 mM de solución de citrato de tricolina (TCC) como electrolito electrodo de registro y disolvente para soluciones saborizante 25, si las respuestas GRN amargas o de azúcar se van a medir. Alternativamente, una solución de cloruro de potasio mM 1-3 se puede utilizar si las respuestas de la celda de agua se van a medir. </li><li> Para hacer soluciones saborizante, pesar la cantidad adecuada de saborizante en polvo y añadir al TCC para hacer una concentración inicial de acciones. Use esto para hacer diluciones seriadas de esta población inicial para producir la concentración deseada para la prueba. Nota: Si estimulantes del gusto no se disuelven fácilmente en agua, otro disolvente, tal como etanol, se puede utilizar para hacer que la concentración de stock inicial. Una solución de control adecuado de TCC y el disolvente sin saborizantese debe utilizar en este caso. </li><li> Alícuotas de las tiendas a largo plazo a -20 ° C. Almacenar una alícuota de una solución de trabajo saborizante a 4 ° C para el registro de uso de hasta una semana, dependiendo de las propiedades químicas de saborizante. </li></ol></li></ol> 2. Preparación de Drosophila <img alt="Figura 3" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51355/51355fig3highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51355/51355fig3.jpg" /> Figura 3. Preparación de mosca para la grabación. (A) Posición de inserción del electrodo de referencia en el tórax dorsal de la mosca. La flecha blanca indica el electrodo de referencia. (B) Posición intermedia del electrodo de referencia: avanzar a través del cuello y la cabeza, probóscide aún no extendidos. (C, D) Vuela con electrodo de referencia en la posición final con la punta del electrodo en el interior labelo, y la probóscidecompletamente extendido. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51355/51355fig3highres.jpg" target="_blank">Haz clic aquí para ver la imagen más grande.</a> <ol><li> Recoger las moscas recién eclosed para grabar a partir de cultivos de moscas bien mantenidas, cultivadas bajo y temperatura-condiciones de humedad controlada, y envejecerlos 5-10 días en frascos de cultivo fresco antes de grabar. </li><li> Chill placa de microscopio en hielo durante 15 a 30 min antes de preparar la mosca. </li><li> Relleno electrodo de referencia de vidrio con B &amp; E solución usando una larga aguja de plástico, delgada de 0,5 mm de diámetro, tal como una aguja espinal y jeringa de 1 ml y golpear suavemente las burbujas. Romper pequeña cantidad de la punta de uso de fórceps y utilizar la acción capilar para extraer todas las burbujas restantes con un pañuelo desechable, observando bajo microscopio de disección. </li><li> Slide B &amp; E llenas electrodo de referencia sobre el alambre de soporte del electrodo de referencia, teniendo cuidado de no introducir burbujas de aire. </li><li> Aspirar volar en una punta de pipeta P200, utilizando un aspirador fly integradoa partir de tubos, malla, y la punta de la pipeta; 29 lugar en el cubo de hielo y el frío durante 30-60 seg. </li><li> Retire la placa de microscopio de hielo, elimine los restos de humedad y la posición por debajo del microscopio. Golpear suavemente volar fuera de la punta de la pipeta sobre la placa de microscopio. Nota: la mosca debe ser suficientemente inmovilizado para manipular fácilmente. </li><li> En condiciones de baja magnificación, retire suavemente las patas delanteras con un par de pinzas, mientras mantiene la estabilidad del tórax con el otro par de pinzas. Coloque la mosca en su parte ventral, frente a lado dorsal hacia arriba. Nota: Siempre tenga cuidado de no tocar el labelo con las pinzas en todo momento durante el proceso de preparación para reducir al mínimo los daños mecánicos. </li><li> Mientras mantiene la marcha en su lugar con un par de fórceps, insertar el electrodo de referencia en la línea media de la parte posterior tórax dorsal. Un ángulo sugerido de entrada es de aproximadamente cuarenta y cinco grados, en la dirección de la cabeza (Figura 3A). </li><li> Asegure el electrod referenciatitular e con plastilina de tal manera que la mosca es visible bajo el microscopio con una gran ampliación. Maniobra y el ángulo del electrodo de vidrio a través del cuello y la cabeza, deslizando la marcha hacia el soporte del electrodo de referencia utilizando dos pares de pinzas. Nota: Trabajar con rapidez, pero sin problemas, es más fácil de completar este paso, mientras que la marcha todavía está inmovilizado por el frío (Figura 3B). </li><li> Extender suavemente la trompa con un par de fórceps, mientras desliza la marcha más abajo en el electrodo de referencia de vidrio, hasta que la punta del electrodo está dentro del labelo y la trompa está totalmente extendida (Figuras 3C y 3D). Nota: Tenga cuidado de no perforar cualquier parte del tejido probóscide o distender el borde del labelo con el electrodo de referencia, ya que esto puede dañar la marcha y / o sabor neuronas y afectar la calidad de la grabación. </li></ol> 3. Grabación desde Labellar Sensilla <p class="jove_content" fo:keep-together.within-page = &quot;always&quot;&gt; <img alt="Figura 4" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51355/51355fig4highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51355/51355fig4.jpg" /> Figura 4. Grabación de mosca. (A) labelo de la preparación de la mosca en la izquierda con electrodo de registro alineados para el contacto a la derecha, con gran aumento. (B) electrodo de registro y solo sensillum el labelo en contacto, con gran aumento. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51355/51355fig4highres.jpg" target="_blank">Haz click aquí para ver la imagen más grande.</a> <ol><li> Siempre tierra tocando la superficie metálica de la mesa anti-vibración o la plataforma antes de tocar cualquier equipo durante el proceso de grabación! Nota: Es muy importante que no se entregará una carga estática al headstage ya que puede dañar el circuito. </li><li> Secure portaelectrodos referencia a micromanipulador montados en mesa de aire de recording plataforma. Coloque un lóbulo del labelo en microscopio de campo de vista, con gran aumento (típicamente al menos 140X), y en línea con la corriente de aire húmedo. </li><li> Encienda el flujo de aire humidificado, ordenador, DAS, y el amplificador. Software de adquisición en Abrir. </li><li> Enjuague y llene electrodo de registro de vidrio con saborizante deseado. <ol><li> Enjuague electrodo de registro de vidrio con agua ultrapura mediante el uso de una jeringa y un tubo de plástico 28 para tirar de pequeñas cantidades de agua a través del tubo de al menos diez veces. </li><li> Enjuague electrodo de registro con saborizante al menos cinco veces. Llenar electrodo de registro de aproximadamente un tercio a medio camino completo con saborizante y retirar del tubo. Si hay burbujas de aire, toque para liberar o simplemente rellene el electrodo. </li><li> Deslizar electrodo sobre alambre de plata de la headstage de forma rápida y sin problemas con el fin de no introducir burbujas de aire. </li></ol></li><li> Estimular sola sensillum con electrodo de registro saborizante lleno. <ol><li> Utilice la micromanipulator para llevar el electrodo de registro alineado con sensillum de interés. </li><li> Presione el pedal para activar el modo de adquisición del amplificador. </li><li> Avanzar el electrodo de registro con el mando de control fino de micromanipulador cuidadosamente hasta que haga contacto con la punta de sensillum y grabación comience. </li><li> Quite el electrodo después de 1-2 segundos. </li><li> Repita el paso 3.5 con otra sensilla, si se desea. Nota: Espere al menos 1 minuto entre presentaciones al mismo sensillum. Si se graba con un único saborizante durante un período prolongado de tiempo, la solución saborizante puede secarse y la solución en la punta puede ser más concentrado. Esto puede remediarse poniendo en contacto suavemente la punta del electrodo de vidrio con papel suave para extraer una pequeña cantidad de líquido por acción capilar. </li></ol></li><li> Para grabar las respuestas a otro saborizante, enjuague y electrodo de registro de carga con el nuevo saborizante y repita el paso 3.4. Nota: Completamente enjuagar el electrodo entre estimulantes del gusto es absolutely crucial para evitar la contaminación cruzada. </li><li> Guarde los archivos de datos periódicamente con información de identificación, como la fecha, el genotipo y estimulantes del gusto. Nota: Es importante mantener un registro escrito de la saborizante y la identidad de cada sensillum presentación durante la sesión de grabación para el análisis de datos. </li></ol>

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Exp. , e1725 (2010).</li><li>Axon Instruments. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Axon Guide for Electrophysiology &amp; Biophysics Laboratory Techniques. , (1993).</li><li>Fujishiro, N., Kijima, H., Morita, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Impulse+frequency+and+action+potential+amplitude+in+labellar+chemosensory+neurones+of+Drosophila+melanogaster.">Impulse frequency and action potential amplitude in labellar chemosensory neurones of Drosophila melanogaster.</a> Journal of insect physiology. 30, 317-325 (1984).</li><li>Marion-Poll, F., Tobin, T. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Software+filter+for+detecting+spikes+superimposed+on+a+fluctuating+baseline.">Software filter for detecting spikes superimposed on a fluctuating baseline.</a> Journal of neuroscience. 37, 1-6 (1991).</li><li>Meunier, N., Marion-Poll, F., Lansky, P., Rospars, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Estimation+of+the+individual+firing+frequencies+of+two+neurons+recorded+with+a+single+electrode.">Estimation of the individual firing frequencies of two neurons recorded with a single electrode.</a> Chem Senses. 28, 671-679 (2003).</li><li>Meunier, N., Marion-Poll, F., Rospars, J. P., Tanimura, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Peripheral+coding+of+bitter+taste+in+Drosophila.">Peripheral coding of bitter taste in Drosophila.</a> Journal of neurobiology. 56, 139-152 (2003).</li></ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

Sensilla Labellar varían en la facilidad de la grabación debido a las diferencias en la morfología y organización anatómica. A veces, un sensillum no responde a ningún estimulantes del gusto, incluso uno que se conoce para provocar una respuesta positiva. La frecuencia con la que ocurre esto varía dependiendo del tipo de sensillum. L sensilla son más consistentemente sensible y son relativamente fáciles de acceder debido a su longitud. En general, S sensilla son consistentemente sensible, pero su corta longitud...

El sentido del gusto permite un insecto para detectar una amplia gama de productos químicos solubles y juega un papel importante en la aceptación de una sustancia nutritiva, o el rechazo de un ser nociva o tóxica. Sabor también se cree que desempeñan un papel en la selección de la pareja, a través de la detección de feromonas 1-5. Estas funciones importantes y diversos han hecho que el sistema del gusto del insecto un objetivo convincente de investigación sobre cómo los sistemas sensoriales traducen señales del medio ambiente en las salidas de comportamiento pertinentes. La unidad principal del sistema del gusto Drosophila melanogaster es el pelo sabor o sensillum. Las moléculas entran en el sensillum a través de un poro en su punta de 2,6. Sensilla se encuentran en el labelo, las piernas, el margen de ala, y la faringe 6. En el labelo, el número y la ubicación de sensilla es estereotipado. Hay tres clases morfológicas de sensilla basados ​​en longitud: la longitud (L), intermedio (I) y corto (S<html> ) Sensilla 7,8. Cada sensillum contiene ya sea dos (de tipo I) o cuatro (L-y de tipo S) neuronas receptoras gustativas (GRNs) 9. Diferentes GRNs responden a diferentes categorías de estímulos sabor: amargo, el azúcar, la sal y la osmolaridad 7,10 y expresan diferentes subconjuntos de receptores gustativos 8,11-13. Sólo I y de tipo S sensilla contengo GRNs-amargas sensible 8,10. El proyecto GRNs al ganglio subesophageal (TG) y su activación por las moléculas de sabor se transmite al sistema nervioso central superior para la decodificación, lo que resulta en una respuesta de comportamiento 6. El relativamente pequeño número de neuronas y la susceptibilidad a un análisis molecular y de comportamiento hacen que el sistema del gusto Drosophila un excelente modelo para la investigación de los sistemas gustativos en general. La relativa facilidad con la que el sistema puede ser manipulado a través de mutación genética o el sistema de expresión de GAL4-UAS también sirve como una herramienta valiosa 14,15. ONTENIDO &quot;&gt; Debido a que estos sensilla sobresalen de la superficie del labelo, que son excelentes objetivos para electrofisiología. El disparo de los GRNs se puede supervisar usando la grabación extracelular. Históricamente, el método de grabación de la pared lateral, que utiliza un electrodo de vidrio insertado en la sensillum para registrar la actividad neuronal, 26 se ha utilizado. Sin embargo, este método es técnicamente difícil de realizar, y que es difícil de grabar por mucho tiempo a partir de cada preparación. El método de la punta-de grabación, que mide la respuesta de las neuronas con un electrodo que proporciona simultáneamente un saborizante, se ha convertido ya que el método de elección 9,16. Se ha utilizado para investigar el sistema de sabor de Drosophila melanogaster 8,10,17,18, así como un número de otras especies de insectos 19-23. Tiene sido facilitado en gran medida por el desarrollo del amplificador tastePROBE, que superó uno de los principales inconvenientes del método de grabación de punta mediante la compensación dela gran diferencia de potencial entre el electrodo de referencia y el sensillum de insectos, permitiendo que los potenciales de acción GRN a grabarse sin excesiva amplificación o filtrado 24. Otro acontecimiento importante fue el uso de citrato de tricolina como electrolito grabación 25. TCC suprime las respuestas de la GRN-osmolaridad sensible y no estimula la GRN sensibles a la sal, por lo que las respuestas generadas por los sabores amargos y azúcar mucho más fáciles de analizar 25. Aquí se describe cómo grabar punta de Drosophila labellar sensilla se lleva a cabo actualmente en el laboratorio Carlson. Este protocolo le explicará cómo establecer una plataforma adecuada de electrofisiología, la forma de preparar la marcha, y cómo realizar grabaciones gustativas. También presentamos algunos datos representativos obtenidos mediante el registro de los subconjuntos de Drosophila sensilla, así como algunos problemas comunes y las posibles soluciones que se pueden encontrar cuando se utiliza estetécnica.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="783">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="84">
			<td height="84" style="height:84px;width:168px;">Stereo Zoom Microscope</td>
			<td style="width:187px;">Olympus&#160;</td>
			<td style="width:211px;">SZX12 DFPLFL1.6x PF eyepieces: WHN10x-H/22</td>
			<td style="width:219px;">capable of ~150x magnification with long working distance table mount stand</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">Anti-vibration Table</td>
			<td style="width:187px;">Kinetic Systems</td>
			<td>BenchMate2210</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Micromanipulators</td>
			<td style="width:187px;">Narishige</td>
			<td>NMN-21</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Magnetic stands</td>
			<td style="width:187px;">ENCO</td>
			<td>Model #625-0930</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">Reference Electrode Holder</td>
			<td style="width:187px;">Harvard Apparatus</td>
			<td style="width:211px;">ESP/W-F10N</td>
			<td>Can be mounted on 5ml serological pipette for extended range</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">&#160;Silver Wire</td>
			<td style="width:187px;">World Precision Instruments</td>
			<td style="width:211px;">AGW1510</td>
			<td>0.3-0.5mm diameter</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Retort Stand</td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:211px;"></td>
			<td>generic</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Outlet Plastic Tube</td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:211px;"></td>
			<td>generic, 1cm diameter</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">Flexible Plastic Tubing</td>
			<td style="width:187px;">Nalgene&#160;</td>
			<td>8000-0060</td>
			<td style="width:219px;">VI grade 1/4 in internal diameter&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">500 ml Conical Flask</td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:211px;"></td>
			<td>generic,&#160; with side arm</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">Aquarium Pump</td>
			<td style="width:187px;">Aquatic Gardens</td>
			<td style="width:211px;">Airpump 2000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">Fiber Optic Light Source</td>
			<td style="width:187px;">Dolan-Jenner Industries</td>
			<td>Fiber-Lite 2100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">White Card/Paper</td>
			<td style="width:187px;">Whatman</td>
			<td style="width:211px;">1001-110</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">Digital Acquisition System</td>
			<td style="width:187px;">Syntech</td>
			<td style="width:211px;">IDAC-4</td>
			<td>Alternative: National Instruments NI-6251 &#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Headstage</td>
			<td style="width:187px;">Syntech</td>
			<td style="width:211px;">DTP-1</td>
			<td>Tasteprobe</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Tasteprobe Amplifier</td>
			<td style="width:187px;">Syntech</td>
			<td style="width:211px;">DTP-1</td>
			<td>Tasteprobe</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Alligator Clips</td>
			<td style="width:187px;">Grainger</td>
			<td style="width:211px;">1XWN7</td>
			<td>Any brand is fine</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Insulated Electrical Wire</td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:211px;"></td>
			<td>Generic</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">Gold Connector Pins</td>
			<td style="width:187px;">World Precision Instruments</td>
			<td align="right" style="width:211px;">5482</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Personal Computer</td>
			<td style="width:187px;">Dell&#160;</td>
			<td style="width:211px;">Vostro</td>
			<td>Check for compatibility with digital acquisition system and software</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Acquisition Software</td>
			<td style="width:187px;">Syntech</td>
			<td style="width:211px;">Autospike</td>
			<td>Autospike works with IDAC-4; alternatively, use Labview with NI-6251</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">Aluminum Foil and/or Faraday Cage</td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:211px;"></td>
			<td>Electro-magnetic noise shielding</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;"></td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:211px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">Borosilicate Glass Capillaries</td>
			<td style="width:187px;">World Precision Instruments</td>
			<td style="width:211px;">1B100F-4</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">Pipette Puller</td>
			<td style="width:187px;">Sutter Instrument Company</td>
			<td style="width:211px;">Model P-87 Flaming/Brown Micropipette Puller</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;"></td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:211px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">Beadle and Ephrussi Ringer Solution</td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:211px;"></td>
			<td>See recipe in protocol section</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Tricholine citrate, 65%&#160;</td>
			<td style="width:187px;">Sigma</td>
			<td style="width:211px;">T0252-100G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;"></td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:211px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">Stereo Microscope</td>
			<td style="width:187px;">Olympus</td>
			<td style="width:211px;">VMZ 1x-4x</td>
			<td style="width:219px;">Capable of 10x-40x magnification</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Ice Bucket</td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:211px;"></td>
			<td>Generic</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">p200 Pipette Tips</td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:211px;"></td>
			<td>Generic</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Spinal Needle</td>
			<td style="width:187px;">Terumo</td>
			<td style="width:211px;">SN*2590</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">1ml Syringe</td>
			<td style="width:187px;">Beckton-Dickenson</td>
			<td align="right" style="width:211px;">301025</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Fly Aspirator</td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:211px;"></td>
			<td>Assembled from P1000 pipette tips, flexible plastic tubing, and mesh</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Modeling Clay</td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:211px;"></td>
			<td>Generic</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">Forceps</td>
			<td style="width:187px;">Fine Science Tools By Dumont</td>
			<td style="width:211px;">11252-00</td>
			<td>#5SF (super-fine tips)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">10ml Syringe&#160;</td>
			<td style="width:187px;">Beckton-Dickinson</td>
			<td align="right" style="width:211px;">301029</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Plastic Tubing</td>
			<td style="width:187px;">Tygon</td>
			<td style="width:211px;">R-3603</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

electrophysiological recording from drosophila labellar taste sensilla

La respuesta de sabor periférica de insectos puede ser poderosamente investigó con técnicas electrofisiológicas. El método aquí descrito permite al investigador para medir las respuestas gustativas directa y cuantitativa, lo que refleja la entrada sensorial que el sistema nervioso de los insectos recibe de estímulos de sabor en su entorno. Este protocolo describe todos los pasos clave en la realización de esta técnica. Los pasos críticos en el montaje de una plataforma de electrofisiología, como la selección de los equipos necesarios y un entorno adecuado para la grabación, se delinean. También describe cómo prepararse para la grabación haciendo electrodos de referencia y registro adecuados y soluciones saborizante. Se describe en detalle el método utilizado para preparar el insecto mediante la inserción de un electrodo de referencia de vidrio en la marcha con el fin de inmovilizar la trompa. Mostramos los rastros de los impulsos eléctricos disparados por las neuronas gustativas en respuesta a un azúcar y un compuesto amargo. Aspectos del protocolo son technically desafiante e incluimos una extensa descripción de algunos problemas técnicos comunes que se pueden encontrar, como la falta de señal o ruido excesivo en el sistema, y ​​las posibles soluciones. La técnica tiene limitaciones, tales como la incapacidad para entregar estímulos temporalmente complejos, observar el fondo de disparar inmediatamente antes de la entrega a los estímulos, o utilizar compuestos de sabor insolubles en agua convenientemente. A pesar de estas limitaciones, esta técnica (incluyendo variaciones menores que se hace referencia en el protocolo) es un estándar, procedimiento ampliamente aceptado para la grabación de las respuestas neuronales de Drosophila para probar compuestos.

La Figura 5A muestra la respuesta de un sensillum L para un azúcar, sacarosa. La misma sensillum no responde a un compuesto amargo, berberina. Figura 5B muestra que un sensillum de tipo I, que contiene una neurona de respuesta amarga, muestra grandes picos de amplitud en respuesta a la berberina, y más pequeños picos de amplitud en respuesta a la sacarosa. L sensilla mostrar una mínima respuesta de fondo para el control de disolvente, TCC, mientras yo muestro sensilla prácticamente...

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Electrophysiological Recording From Drosophila Labellar Taste Sensilla

Este protocolo describe registro extracelular de los potenciales de acción respuestas disparados por las neuronas gustativas labellar en Drosophila.

Electrofisiológico Grabación desde<em&gt; Drosophila</em&gt; Labellar Taste Sensilla

The peripheral taste response of insects can be powerfully investigated with electrophysiological techniques. The method described here allows the ...

electrophysiological-recording-from-drosophila-labellar-taste-sensilla

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Electrophysiological Recording From Drosophila Labellar Taste Sensilla

16.2K vistas.  Yale University.  Este protocolo describe registro extracelular de los potenciales de acción respuestas disparados por las neuronas gustativas labellar en Drosophila. 

Video: Electrophysiological Recording From Drosophila Labellar Taste Sensilla

Electrophysiological Measurements from a Moth Olfactory System

Insect olfactory systems provide unique opportunities for recording odorant-induced responses in the forms of electroantennograms (EAG) and single sensillum recordings (SSR), which are summed responses from all odorant receptor neurons (ORNs) located on the antenna and from those housed in individual sensilla, respectively. These approaches have been exploited for getting a better understanding of insect chemical communication. The identified stimuli can then be used as either attractants or repellents in management strategies for insect pests.

Insect olfactory systems provide unique opportunities for recording odorant-induced responses in the forms of electroantennograms (EAG) and single sensillum recordings (SSR), which are summed responses from all odorant receptor neurons (ORNs) located on the antenna and from those housed in individual sensilla, respectively.

Las mediciones electrofisiológicas de un sistema olfativo Polilla

Insect olfactory systems provide unique opportunities for recording odorant-induced responses in the forms of electroantennograms (EAG) and single ...

Investigación

Neurociencias

Simultaneous Recording of Calcium Signals from Identified Neurons and Feeding Behavior of Drosophila melanogaster

To study neuronal networks in terms of their function in behavior, we must analyze how neurons operate when each behavioral pattern is generated. Thus, simultaneous recordings of neuronal activity and behavior are essential to correlate brain activity to behavior. For such behavioral analyses, the fruit fly, Drosophila melanogaster, allows us to incorporate genetically encoded calcium indicators such as GCaMP1, to monitor neuronal activity, and to use sophisticated genetic manipulations for optogenetic or thermogenetic techniques to specifically activate identified neurons2-5. Use of a thermogenetic technique has led us to find critical neurons for feeding behavior (Flood et al., under revision). As a main part of feeding behavior, a Drosophila adult extends its proboscis for feeding6 (proboscis extension response; PER), responding to a sweet stimulus from sensory cells on its proboscis or tarsi. Combining the protocol for PER7 with a calcium imaging technique8 using GCaMP3.01, 9, I have established an experimental system, where we can monitor activity of neurons in the feeding center &#x2013; the suboesophageal ganglion (SOG), simultaneously with behavioral observation of the proboscis. I have designed an apparatus ("Fly brain Live Imaging and Electrophysiology Stage": "FLIES") to accommodate a Drosophila adult, allowing its proboscis to freely move while its brain is exposed to the bath for Ca2+ imaging through a water immersion lens. The FLIES is also appropriate for many types of live experiments on fly brains such as electrophysiological recording or time lapse imaging of synaptic morphology. Because the results from live imaging can be directly correlated with the simultaneous PER behavior, this methodology can provide an excellent experimental system to study information processing of neuronal networks, and how this cellular activity is coupled to plastic processes and memory.

Simultaneous Recording of Calcium Signals from Identified Neurons and Feeding Behavior of Drosophila melanogaster

The fruit fly, Drosophila melanogaster, extends its proboscis for feeding, responding to a sugar stimulus from its proboscis or tarsus. I have combined observations of the proboscis extension response (PER) with a calcium imaging technique, allowing us to monitor the activity of neurons in the brain, simultaneously with behavioral observation.

La grabación simultánea de señales de calcio en neuronas identificadas y comportamiento de alimentación de Drosophila melanogaster</em

To study neuronal networks in terms of their function in behavior, we must analyze how neurons operate when each behavioral pattern is generated.  Thus, ...

Forebrain Electrophysiological Recording in Larval Zebrafish

Epilepsy affects nearly 3 million people in the United States and up to 50 million people worldwide. Defined as the occurrence of spontaneous unprovoked seizures, epilepsy can be acquired as a result of an insult to the brain or a genetic mutation. Efforts to model seizures in animals have primarily utilized acquired insults (convulsant drugs, stimulation or brain injury) and genetic manipulations (antisense knockdown, homologous recombination or transgenesis) in rodents. Zebrafish are a vertebrate model system1-3 that could provide a valuable alternative to rodent-based epilepsy research. Zebrafish are used extensively in the study of vertebrate genetics or development, exhibit a high degree of genetic similarity to mammals and express homologs for ~85% of known human single-gene epilepsy mutations. Because of their small size (4-6 mm in length), zebrafish larvae can be maintained in fluid volumes as low as 100 &mu;l during early development and arrayed in multi-well plates. Reagents can be added directly to the solution in which embryos develop, simplifying drug administration and enabling rapid in vivo screening of test compounds4. Synthetic oligonucleotides (morpholinos), mutagenesis, zinc finger nuclease and transgenic approaches can be used to rapidly generate gene knockdown or mutation in zebrafish5-7. These properties afford zebrafish studies an unprecedented statistical power analysis advantage over rodents in the study of neurological disorders such as epilepsy. Because the "gold standard" for epilepsy research is to monitor and analyze the abnormal electrical discharges that originate in a central brain structure (i.e., seizures), a method to efficiently record brain activity in larval zebrafish is described here. This method is an adaptation of conventional extracellular recording techniques and allows for stable long-term monitoring of brain activity in intact zebrafish larvae. Sample recordings are shown for acute seizures induced by bath application of convulsant drugs and spontaneous seizures recorded in a genetically modified fish.

A simple method to record extracellular field potentials in the larval zebrafish forebrain is described. The method provides a robust in vivo read-out of seizure-like activity. This technique can be used with genetically modified zebrafish larvae carrying epilepsy-related genes or seizures evoked by administration of convulsant drugs.

Prosencéfalo electrofisiológico de grabación en larvas de pez cebra

Epilepsy affects nearly 3 million people in the United States and up to 50 million people worldwide. Defined as the occurrence of spontaneous unprovoked ...

Simultaneous Pre- and Post-synaptic Electrophysiological Recording from Xenopus Nerve-muscle Co-cultures

Much information about the coupling of presynaptic ionic currents with the release of neurotransmitter has been obtained from invertebrate preparations, most notably the squid giant synapse1. However, except for the preparation described here, few vertebrate preparations exist in which it is possible to make simultaneous measurements of neurotransmitter release and presynaptic ionic currents. Embryonic Xenopus motoneurons and muscle cells can be grown together in simple culture medium at room temperature; they will form functional synapses within twelve to twenty-four hours, and can be used to study nerve and muscle cell development and synaptic interactions for several days (until overgrowth occurs). Some advantages of these co-cultures over other vertebrate preparations include the simplicity of preparation, the ability to maintain the cultures and work at room temperature, and the ready accessibility of the synapses formed2-4. The preparation has been used widely to study the biophysical properties of presynaptic ion channels and the regulation of transmitter release5-8. In addition, the preparation has lent itself to other uses including the study of neurite outgrowth and synaptogenesis9-12, molecular mechanisms of neurotransmitter release13-15, the role of diffusible messengers in neuromodulation16,17, and in vitro synaptic plasticity18-19.

Simultaneous Pre- and Post-synaptic Electrophysiological Recording from Xenopus Nerve-muscle Co-cultures

This video demonstrates the procedures used to grow primary cultures of embryonic Xenopus nerve and muscle cells and the usefulness of this preparation for making simultaneous pre- and post-synaptic patch clamp recordings.

Simultánea pre-y post-sináptica de registro electrofisiológico<em&gt; Xenopus</em&gt; Músculo Nervio-Co-culturas

Much information about the coupling of  presynaptic ionic currents with the release of neurotransmitter has been obtained  from invertebrate preparations, ...

Simultaneous Electrophysiological Recording and Calcium Imaging of Suprachiasmatic Nucleus Neurons

Simultaneous electrophysiological and fluorescent imaging recording methods were used to study the role of changes of membrane potential or current in regulating the intracellular calcium concentration. Changing environmental conditions, such as the light-dark cycle, can modify neuronal and neural network activity and the expression of a family of circadian clock genes within the suprachiasmatic nucleus (SCN), the location of the master circadian clock in the mammalian brain. Excitatory synaptic transmission leads to an increase in the postsynaptic Ca2+ concentration that is believed to activate the signaling pathways that shifts the rhythmic expression of circadian clock genes. Hypothalamic slices containing the SCN were patch clamped using microelectrodes filled with an internal solution containing the calcium indicator bis-fura-2. After a seal was formed between the microelectrode and the SCN neuronal membrane, the membrane was ruptured using gentle suction and the calcium probe diffused into the neuron filling both the soma and dendrites. Quantitative ratiometric measurements of the intracellular calcium concentration were recorded simultaneously with membrane potential or current. Using these methods it is possible to study the role of changes of the intracellular calcium concentration produced by synaptic activity and action potential firing of individual neurons. In this presentation we demonstrate the methods to simultaneously record electrophysiological activity along with intracellular calcium from individual SCN neurons maintained in brain slices.

Procedures are described to perform simultaneous recordings of membrane potential or current and changes of intracellular calcium concentration. Suprachiasmatic nucleus neurons are filled with the calcium indicator bis-fura-2 using a patch clamp electrode in the whole cell patch clamp configuration.

Simultaneous electrophysiological and fluorescent imaging recording methods were used to study the role of changes of membrane potential or current in ...

Membrane Potential Dye Imaging of Ventromedial Hypothalamus Neurons From Adult Mice to Study Glucose Sensing

Studies of neuronal activity are often performed using neurons from rodents less than 2 months of age due to the technical difficulties associated with increasing connective tissue and decreased neuronal viability that occur with age. Here, we describe a methodology for the dissociation of healthy hypothalamic neurons from adult-aged mice. The ability to study neurons from adult-aged mice allows the use of disease models that manifest at a later age and might be more developmentally accurate for certain studies. Fluorescence imaging of dissociated neurons can be used to study the activity of a population of neurons, as opposed to using electrophysiology to study a single neuron. This is particularly useful when studying a heterogeneous neuronal population in which the desired neuronal type is rare such as for hypothalamic glucose sensing neurons. We utilized membrane potential dye imaging of adult ventromedial hypothalamic neurons to study their responses to changes in extracellular glucose. Glucose sensing neurons are believed to play a role in central regulation of energy balance. The ability to study glucose sensing in adult rodents is particularly useful since the predominance of diseases related to dysfunctional energy balance (e.g.&#160;obesity) increase with age.

The activity of single neurons from adult-aged mice can be studied by dissociating neurons from specific brain regions and using fluorescent membrane potential dye imaging. By testing responses to changes in glucose, this technique can be used to study the glucose sensitivity of adult ventromedial hypothalamic neurons.

Potencial de Membrana Tinte Imaging de ventromedial del hipotálamo neuronas de ratones adultos para el Estudio de la glucosa Sensing

Studies of neuronal activity are often performed using neurons from rodents less than 2 months of age due to the technical difficulties associated with ...

Electrophysiological Recording in the Brain of Intact Adult Zebrafish

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram recordings. This paper describes how an adult zebrafish can be immobilized, intubated, and used for in vivo electrophysiological experiments, allowing recording of neural activity. Immobilization of the adult requires a mechanism to deliver dissolved oxygen to the gills in lieu of buccal and opercular movement. With our technique, animals are immobilized and perfused with habitat water to fulfill this requirement. A craniotomy is performed under tricaine methanesulfonate (MS-222; tricaine) anesthesia to provide access to the brain. The primary electrode is then positioned within the craniotomy window to record extracellular brain activity. Through the use of a multitube perfusion system, a variety of pharmacological compounds can be administered to the adult fish and any alterations in the neural activity can be observed. The methodology not only allows for observations to be made regarding changes in neurological activity, but it also allows for comparisons to be made between larval and adult zebrafish. This gives researchers the ability to identify the alterations in neurological activity due to the introduction of various compounds at different life stages.

This paper describes how an adult zebrafish can be immobilized, intubated, and used for in vivo electrophysiological experiments to allow recordings and manipulation of neural activity in an intact animal.

Registro electrofisiológico en el cerebro del pez cebra adultos Intacto

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram ...

A Method for Systematic Electrochemical and Electrophysiological Evaluation of Neural Recording Electrodes

New materials and designs for neural implants are typically tested separately, with a demonstration of performance but without reference to other implant characteristics.&#160;This precludes a rational selection of a particular implant as optimal for a particular application and the development of new materials based on the most critical performance parameters.&#160;This article develops a protocol for in vitro and in vivo testing of neural recording electrodes.&#160;Recommended parameters for electrochemical and electrophysiological testing are documented with the key steps and potential issues discussed.&#160;This method eliminates or reduces the impact of many systematic errors present in simpler in vivo testing paradigms, especially variations in electrode/neuron distance and between animal models.&#160;The result is a strong correlation between the critical in vitro and in vivo responses, such as impedance and signal-to-noise ratio.&#160;This protocol can easily be adapted to test other electrode materials and designs.&#160;The in vitro techniques can be expanded to any other nondestructive method to determine further important performance indicators.&#160;The principles used for the surgical approach in the auditory pathway can also be modified to other neural regions or tissue.

Different electrode coatings affect neural recording performance through changes to electrochemical, chemical and mechanical properties. Comparison of electrodes in vitro is relatively simple, however comparison of in vivo response is typically complicated by variations in electrode/neuron distance and between animals. This article provides a robust method to compare neural recording electrodes.

Un método para Sistemática Electroquímica y electrofisiológico Evaluación de Neuronales Grabación Electrodos

New materials and designs for neural implants are typically tested separately, with a demonstration of performance but without reference to other implant ...

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method described here enables the investigator to measure long-lasting (from minutes to hours) high-quality intracellular responses from single Drosophila R1-R6 photoreceptors and Large Monopolar Cells (LMCs) to light stimuli. Because the recording system has low noise, it can be used to study variability among individual cells in the fly eye, and how their outputs reflect the physical properties of the visual environment. We outline all key steps in performing this technique. The basic steps in constructing an appropriate electrophysiology set-up for recording, such as design and selection of the experimental equipment are described. We also explain how to prepare for recording by making appropriate (sharp) recording and (blunt) reference electrodes. Details are given on how to fix an intact fly in a bespoke fly-holder, prepare a small window in its eye and insert a recording electrode through this hole with minimal damage. We explain how to localize the center of a cell's receptive field, dark- or light-adapt the studied cell, and to record its voltage responses to dynamic light stimuli. Finally, we describe the criteria for stable normal recordings, show characteristic high-quality voltage responses of individual cells to different light stimuli, and briefly define how to quantify their signaling performance. Many aspects of the method are technically challenging and require practice and patience to master. But once learned and optimized for the investigator's experimental objectives, it grants outstanding in vivo neurophysiological data.

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Sharp microelectrodes enable accurate electrophysiological characterization of photoreceptor and visual interneuron output in living Drosophila. Here we show how to use this method to record high-quality voltage responses of individual cells to controlled light stimulation. This method is ideal for studying neural information processing in insect compound eyes.

Método electrofisiológico para registrar las respuestas de voltaje intracelular<em&gt; Drosophila</em&gt; Los fotorreceptores y interneuronas a la luz Estímulos<em&gt; En Vivo</em

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method ...

Taste Preference Assay for Adult Drosophila

Olfactory and gustatory perception of the environment is vital for animal survival. The most obvious application of these chemosenses is to be able to distinguish good food sources from potentially dangerous food sources. Gustation requires physical contact with a chemical compound which is able to signal through taste receptors that are expressed on the surface of neurons. In insects, these gustatory neurons can be located across the animal's body allowing taste to play an important role in many different behaviors. Insects typically prefer compounds containing sugars, while compounds that are considered bitter tasting are avoided. Given the basic biological importance of taste, there is intense interest in understanding the molecular mechanisms underlying this sensory modality. We describe an adult Drosophila taste assay which reflects the preference of the animals for a given tastant compound. This assay may be applied to animals of any genetic background to examine the taste preference for a desired soluble compound.

Taste Preference Assay for Adult Drosophila

Taste is an important sensory process which facilitates attraction to beneficial substances and avoidance of toxic substances. This protocol describes a simple ingestion assay for determining Drosophila gustatory preference for a given chemical compound.

Ensayo Preferencia gusto por adulto<em&gt; Drosophila</em

Olfactory and gustatory perception of the environment is vital for animal survival.  The most obvious application of these chemosenses is to be able to ...

Electrofisiológico Grabación desde

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Capítulos en este video

Las mediciones electrofisiológicas de un sistema olfativo Polilla

La grabación simultánea de señales de calcio en neuronas identificadas y comportamiento de alimentación de Drosophila melanogaster

Prosencéfalo electrofisiológico de grabación en larvas de pez cebra

Simultánea pre-y post-sináptica de registro electrofisiológico

Simultaneous Electrophysiological Recording and Calcium Imaging of Suprachiasmatic Nucleus Neurons

Potencial de Membrana Tinte Imaging de ventromedial del hipotálamo neuronas de ratones adultos para el Estudio de la glucosa Sensing

Registro electrofisiológico en el cerebro del pez cebra adultos Intacto

Un método para Sistemática Electroquímica y electrofisiológico Evaluación de Neuronales Grabación Electrodos

Método electrofisiológico para registrar las respuestas de voltaje intracelular

Ensayo Preferencia gusto por adulto