1. Preparación para la necropsia <ol><li> Partes importantes de cualquier examen post-mortem bruto (bruto necropsia) es la historia de los animales y la descripción de los hallazgos. </li><li> Un patólogo veterinario de leer las diapositivas histopatología no haber visto al animal y confía en que la información de fondo. </li><li> Describir exactamente lo que se ve antes de sacrificar al animal. Por ejemplo, &quot;ratón hembra, una de las cinco de la jaula; C57BL/6N, la cabeza inclinada hacia la derecha&quot; o &quot;rata macho marrón; cepa desconocida, animal se rasca, se produce una pérdida parcial del cabello en el dorso, cerca de la cola y la cabeza &quot;. </li><li> Use un lenguaje claro, descriptivo y objetivo. Modificadores tales como &quot;suave&quot;, &quot;moderada&quot; y &quot;severa&quot; puede ser útil si los puntos de corte entre los niveles están claramente delimitados. Describir las cosas en términos de alimentos u objetos del hogar generalmente no se recomienda. </li><li> Pesar y medir los animales, los resultados o los órganos a menudo es útil. A &quot;el bazo grande&quot; para usted puede ser que un bazo normal a otro observador. Decir que el bazo medidas 3 cm x 1,5 cm ofrece una información más objetiva. </li><li> Fotodocumentación puede ser muy valiosa. </li><li> Observe todos los profesionales de salud pertinentes y equipo de protección personal necesarios para trabajar con animales vivos, las canales potencialmente infecciosos o productos químicos como el formol. </li></ol> 2. Ubicación postmortem bruto y el examen de corazón, los pulmones, el hígado, los riñones y el bazo <ol><li> Reúna los suministros necesarios antes de la eutanasia del animal. Como mínimo, esto debe incluir una tabla de disección o superficie de trabajo similar, pinzas, tijeras, etiquetas para envases, de fijación, y cualquier medio de comunicación o los tubos de recogida / cups que potencialmente puede ser necesaria. </li><li> Brevemente evalúe el estado, comportamiento y movimiento del animal. Observar y registrar los patrones de respiración (por ejemplo, rápida y superficial), así como la capacidad ambulatoria y de la marcha (por ejemplo, cojeando, dando vueltas, temblores). </li><li> La eutanasia de los animales según los procedimientos habituales en su institución, siempre siguiendo las pautas AVMA. </li><li> Evaluar la condición corporal del animal para detectar anomalías piel y el pelo, adelgazamiento, o deshidratación. Tome nota de cualquier manipulaciones artificiales, implantes, cirugía o cicatrices. </li><li> Examinar todos los orificios externos (orejas, ojos, nariz, ano, orificios genitales, y la cavidad oral). El uso de un microscopio de disección se recomienda para una observación más cercana. </li><li> Coloque el ratón o la eutanasia cadáver de rata en decúbito dorsal sobre una tabla de disección limpia o superficie de trabajo similar. </li><li> Con la tijera, cortar la piel toda la longitud de la ventrum desde el ano hasta la barbilla, lo que refleja la piel y la incisión de la pared abdominal, la exposición de las vísceras abdominales, glándulas salivales y prepuciales / del clítoris y de los ganglios linfáticos cervicales y axilares. Cortar las costillas para exponer y examinar las vísceras torácicas, haciendo dos cortes laterales a cada lado de la caja torácica, a continuación, a través de una, en la parte superior del esternón, para abrir un espacio lo suficientemente amplio para examinar a fondo todos los lóbulos del pulmón. </li><li> Observar el aspecto de la estructura músculo-esquelética. </li><li> Evaluar todos los órganos para detectar anomalías. Específicamente encontrar e identificar el corazón y los pulmones en la cavidad torácica. Específicamente encontrar e identificar el hígado, los riñones y el bazo en la cavidad abdominal. Tenga en cuenta cualquier cambio de color, las diferencias de tamaño, y órganos perdidos o mislocated. Tenga en cuenta la consistencia de las superficies, cualquier tejido adicional (por ejemplo, las masas), bolsas de líquidos, o la presencia de líquido en la cavidad abdominal / torácico. </li><li> Observe el tracto gastrointestinal de los contenidos, o la falta de contenido, prestando especial atención a engrosamiento de las paredes, las masas, y / o hemorragia. Incisión de los riñones (de izquierda a la sección longitudinal, haga la sección transversal, en la línea media, pero fuera del centro) con un escalpelo o rasuradora para comprobar parénquima de cualquier anomalía. Compruebe el mesenterio de los ganglios linfáticos y / o masas. </li><li> Examinar el sistema urogenital, en busca de los bloqueos, las bolsas de líquidos, hemorragia u otras anomalías. </li></ol> 3. Postmortem colección de corazón, el hígado, los riñones y el bazo para histopatología <ol><li> Se reúnen de tamaño adecuado, envase con etiqueta (s) lleno de una cantidad adecuada de 10% de formalina neutra tamponada (MNB). Ajustar la cantidad de 10% NBF con el fin de obtener una proporción de 20:1 de fijador en el tejido. </li><li> Coloque el ratón o la rata cadáver en decúbito dorsal sobre una tabla de disección limpia o superficie de trabajo similares y exponer el tejido de interés. </li><li> Eliminar el tejido de la canal con pinzas y tijeras. </li><li> Tejidos deben ser cuidadosamente recortadas para eliminar la grasa del tejido conectivo e innecesario. Tejidos deben estar limpias de sangre, el uso normal (o fisiológica) de solución salina) para aclarar si es necesario. Nunca utilice agua destilada o del grifo para lavar los tejidos. </li><li> Coloque el tejido en el contenedor de 10% del MNB. </li></ol><ol><li> Se reúnen de tamaño adecuado, envase con etiqueta (s) lleno de una cantidad adecuada de un 10% del MNB. Ajustar la cantidad de 10% NBF con el fin de obtener una proporción de 20:1 de fijador en el tejido. </li><li> Coloque el ratón o la rata cadáver en decúbito dorsal sobre una tabla de disección limpia o superficie de trabajo similar. </li><li> Exponer la tráquea, el corazón y los pulmones. </li><li> El uso de tijeras y pinzas de quitar la piel y el músculo que cubre las regiones ventral dorsal y cervical. </li><li> El uso de tijeras y pinzas, retire la caja torácica exponer el corazón y los pulmones, haciendo dos cortes laterales a cada lado de la caja torácica, a continuación, a través de una cerca de la clavícula para abrir un espacio lo suficientemente amplio para examinar a fondo todos los lóbulos del pulmón. </li><li> Cortar los músculos del cuello que se extiende desde el esternón y las costillas a la mandíbula, incluidos los que cubre la tráquea. </li><li> Introduzca las tijeras debajo del borde anterior de la caja torácica y hacer 2 cortes, uno a cada lado, para eliminar la parte del hueso que recubre la tráquea. </li><li> Sujete la tráquea, cerca de la mandíbula con una pinza y corta completamente a través de la tráquea con una tijera colocado por encima del fórceps </li><li> Tire suavemente hacia arriba la tráquea con el fórceps, cortando conexiones ventral tejido con unas tijeras hasta que todo el conjunto de los tejidos del tórax (tráquea, los pulmones y el corazón, lo que es a veces llamado el &quot;arrancar&quot;) ha sido eliminado del cuerpo. </li><li> Coloque los pulmones plana en la superficie de trabajo. </li><li> Vagamente atar un trozo de material de sutura o hilo de cocina alrededor de la tráquea con cuidado de no tire fuerte. </li><li> Llene una jeringa con fijador y conecte una aguja que es lo suficientemente pequeño para entrar en la tráquea. En los ratones, una jeringa de 1 ml o 3 ml con una aguja de calibre 26 que funciona bien. Para las ratas, una jeringa de 5 ml con una jeringa de calibre 18 que funciona bien. </li><li> Insertar la aguja en el orificio de la tráquea y el uso de fórceps para mantener la tráquea que rodea la aguja. Comience lentamente llenando los pulmones con el fijador. </li><li> Llenar los pulmones hasta que esté completamente inflado. No sobre-o underinflate. La cantidad de fijador necesaria para inflar los pulmones por completo varía según la edad, raza, y la salud del animal. <ol><li> Sobre la inflación es detectado por el líquido se filtra y la formación de espuma en el tejido pulmonar. </li><li> Inflado insuficiente es detectado por los pulmones con apariencia plana y completo, no en todas las áreas. </li></ol></li><li> Retire la aguja de la tráquea. </li><li> Apriete el material de sutura o una cadena alrededor de la tráquea para evitar el reflujo de las fijador de los pulmones. </li><li> Coloque los pulmones inflados en el fijador con un aproximado de 20:01 fijador relación tejido. </li></ol> 5. Post-mortem del cerebro de la colección <ol><li> Se reúnen de tamaño adecuado, envase con etiqueta (s) lleno de una cantidad adecuada de un 10% del MNB. Ajustar la cantidad de 10% NBF con el fin de obtener una proporción de 20:1 de fijador en el tejido. </li><li> Coloque el ratón o la eutanasia cadáver de rata en decúbito ventral sobre una tabla de disección limpia o superficie de trabajo similar. </li><li> El uso de tijeras y pinzas, retire la piel y el músculo que recubre la bóveda craneal. </li><li> Con la tijera eliminar por completo la cabeza del cadáver. </li><li> El uso de tijeras pequeñas introduzca el extremo inferior en el foramen magnum, la abertura por donde el cráneo se abre en el canal espinal, y mantener puntas de las tijeras apuntando hacia arriba, empezar a cortar directamente y a través de la línea media de la bóveda craneal. </li><li> Con unas pinzas, trate de recordar las dos mitades de la bóveda craneal exponer el cerebro. 1. Cuando sea posible, coloque el cerebro expuesto al fijador al mismo tiempo en el cráneo. Esto permitirá que el tejido se firme antes de la remoción de la cabeza, si es necesario. Muchos patólogos prefieren que las secciones se cortan desde el cerebro al mismo tiempo en el cráneo. </li><li> Invierta suavemente el cráneo para que la gravedad ayudará a que el tejido se caen de la cabeza. </li><li> El uso de pinzas curvas, deslice con cuidado la pinza a lo largo del borde exterior del cerebro y en el cerebro a partir de los lóbulos olfativos, moviéndose en el cerebro y hacia el cerebelo. Pellizque suavemente con las pinzas de cualquier tejido conectivo o de los nervios que inhiben el cerebro de la caída del cráneo. </li><li> Lugar del cerebro en fijador utilizando una de aproximadamente 20:1 proporción de tejido de fijador. </li></ol> 6. Post-mortem de recogida de los ganglios linfáticos mesentéricos (MLN) <ol><li> La colección de tejidos para análisis de PCR se debe hacer utilizando una técnica aséptica. Llama esterilizados, en autoclave o esterilizados de forma equivalente instrumentos deben ser utilizados. </li><li> Montar tubos Eppendorf estériles y tijeras y pinzas estériles. </li><li> Coloque el ratón o la eutanasia cadáver de rata en decúbito dorsal sobre una tabla de disección limpia o superficie de trabajo similar. </li><li> El uso de tijeras y pinzas esterilizadas incisión en la pared abdominal ventral de la zona genital a la base de la caja torácica, La eliminación de la piel y el músculo y la exposición de los intestinos. </li><li> El MLN se encuentran en la cavidad abdominal en el tejido mesentérico a lo largo del colon, inmediatamente adyacente al ciego. </li><li> Para localizar el MLN, en primer lugar localizar el ciego que es la sección grande, en forma de coma en el intestino. El colon se extiende desde el ciego y el que a menudo se pueden identificar por la presencia de partículas fecales. El MLN se encuentran en el mesenterio a lo largo del colon adyacente al ciego. Se puede identificar como un bulto amarillo, pequeños ovoides o esféricas de tejido en el tejido mesentérico blanco y es a menudo un poco más grueso y más firme en textura que rodea el mesenterio y la grasa. Use los libros de anatomía texto según sea necesario para la orientación. </li><li> Utilizando una técnica aséptica e instrumentos estériles quitar el MLN y el lugar en un tubo eppendorf etiquetado con la información de identificación. </li></ol> 7. Postmortem colección de aspirar las vías respiratorias <ol><li> Reúna los suministros necesarios - pipeta estéril, tijeras y pinzas estériles, soluciones estériles que se eliminan a través del tracto respiratorio, y una lámina limpia de disección o superficie de trabajo similar. </li><li> Coloque el ratón o la eutanasia cadáver de rata en decúbito dorsal en el tablero de disección. </li><li> De aspirado bronquial en ratas, el acceso a las vías respiratorias a través de la tráquea. De aspirado nasal en ratas, el acceso sea a través de la tráquea o a través del meato nasofaríngeo. Para broncoaspirado o nasal en ratones, el acceso a las vías respiratorias a través del meato nasofaríngeo. </li><li> Si aspirados nasales y bronquiales son necesarios, realizar el aspirado bronquial en primer lugar. Realizar aspirado nasal con una pipeta estéril. </li><li> Acceso traqueal (método recomendado para las ratas): <ol><li> Reflejan en la piel de la zona cervical para exponer los tejidos subcutáneos. </li><li> Extirpar las glándulas salivales y la musculatura cervical para exponer la tráquea. </li><li> Utilizando instrumentos estériles, haga una incisión en la tráquea para permitir el acceso a la luz. Mantener la asepsia durante la recogida (Vaya al paso 7.7). </li></ol></li><li> Acceso meato nasofaríngeo (nariz, aspire y aspirado bronquial, el método recomendado para los ratones debido al menor tamaño de la tráquea): <ol><li> Este procedimiento se puede realizar tanto para el aspirado nasal y aspirado bronquial. </li><li> Con una llama-autoclavable instrumentos, cortar la articulación temporomandibular (la mandíbula) conjunta y reflejar la mandíbula fuera de los maxilares, dejando al descubierto el meato nasofaríngeo. Mantener la asepsia durante la recogida (Vaya al paso 7.7). </li></ol></li><li> Dibuje aproximadamente 1 ml de líquido de una muestra en una pipeta estéril. Esto puede ser una solución salina normal, solución salina tamponada o caldo tripticasa de soya. (Vaya al paso 7.8 o 7.9, dependiendo de la aspiración de que están recogiendo.) </li><li> Aspirado bronquial: 1. Asépticamente insertar la pipeta en luz traqueal, dirigido caudalmente, e inyecte lentamente el líquido de muestreo en los bronquios y el pulmón. Retirar el líquido de muestreo de los bronquios y los pulmones en la pipeta y retirar la pipeta de la tráquea. No todo el líquido vuelve a la pipeta. Repita si es más fluido que se necesita para la prueba. </li><li> Aspirado nasal: <ol><li> Asépticamente insertar la pipeta en el meato nasofaríngeo (ratones) o luz traqueal (ratas), dirigida cranealmente, e inyecte lentamente el líquido de muestreo en la cavidad nasal. </li><li> Asegúrese de que la cavidad nasal que se alcanza por el contacto del paladar nasal con la punta de la pipeta, o por la observación del líquido obligó a la cavidad, considerada como la formación de meniscos en el orificio nasal (fosas nasales) o como líquido visible a través del paladar orales translúcido. El líquido no debe ser visto salir por la boca. Si es así, reorientar la pipeta. </li><li> Retirar el líquido de muestreo de la cavidad nasal en la pipeta y retirar la pipeta del meato o la tráquea. </li></ol></li><li> Transferir asépticamente la muestra a los medios de comunicación o contenedor para su análisis. </li></ol> 8. Los resultados representativos <img src="/files/ftp_upload/2966/2966fig1.jpg" alt="Figura 1" /> Figura 1. Abdominal y los órganos torácicos en el ratón. Estos órganos suelen ser visible cuando el animal se abrió por primera vez (ninguno de los órganos se han movido a exponer a otros órganos, también presente en la cavidad abdominal). A) el timo, b) el corazón, c) los pulmones, d) el diafragma, e) del hígado , f) del intestino delgado, g) ciego, h) la vejiga urinaria. <img src="/files/ftp_upload/2966/2966fig2.jpg" alt="Figura 2" /> Figura 2. Abdominal y órganos retroperitoneales en el ratón. Si los intestinos y el hígado se levantó y se movió (o eliminar), estos órganos can ser vistos. hígado) (como referencia), b) los intestinos (por referencia), c) del estómago, d) el bazo, e) los riñones, f) el colon descendente, g) del útero. <img src="/files/ftp_upload/2966/2966fig3.jpg" alt="Figura 3" /> Figura 3. Los órganos reproductivos masculinos. Estos pueden ser mayores en las grandes, los machos sexualmente maduros. Un vesículas) y las glándulas seminales de coagulación, b) testículo (empujados hacia la cavidad abdominal desde el escroto a través de los anillos inguinales, que permanecerá abierta en ratones y ratas), c) la vejiga urinaria, d) las glándulas del prepucio, e) del epidídimo. <img src="/files/ftp_upload/2966/2966fig4.jpg" alt="Figura 4" /> Figura 4. Los órganos reproductores. A) no grávido útero (ratones y las ratas tienen un útero bicorne) b) del ovario, enterrado en una almohadilla de grasa de ovario, c) la vejiga urinaria, d) las glándulas del clítoris (análogo a las glándulas del prepucio masculino) .

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	<li>AVMA. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> AVMA Guidelines on Euthanasia. , (2007).</li><li>Feldman, D. B., Seely, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Necropsy Guide: Rodents and the rabbit. , (1988).</li><li>King, J. M., Dodd, D. C., Roth, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Necropsy Book. , (2006).</li><li>Kittel, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Revised+guides+for+organ+sampling+and+trimming+in+rats+and+mice--Part+2.+A+joint+publication+of+the+RITA+and+NACAD+groups.">Revised guides for organ sampling and trimming in rats and mice--Part 2. A joint publication of the RITA and NACAD groups.</a> Exp Toxicol Pathol. 55, 413-431 (2004).</li><li>Komarek, V., Fox, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chapter+1.">Chapter 1.</a> The Mouse in Biomedical Research. , 1-22 (2007).</li><li>Morawietz, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Revised+guides+for+organ+sampling+and+trimming+in+rats+and+mice--Part+3.+A+joint+publication+of+the+RITA+and+NACAD+groups.">Revised guides for organ sampling and trimming in rats and mice--Part 3. A joint publication of the RITA and NACAD groups.</a> Exp Toxicol Pathol. 55, 433-449 (2004).</li><li>Popesko, P., Raijtov&#225;, V., Hor&#225;k, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Colour Atlas of Anatomy of Small Laboratory Animals. 2, 91-106 (2002).</li><li>Ruehl-Fehlert, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Revised+guides+for+organ+sampling+and+trimming+in+rats+and+mice--part+1.">Revised guides for organ sampling and trimming in rats and mice--part 1.</a> Exp Toxicol Pathol. 55, 91-106 (2003).</li></ol>

Los autores son todos los empleados del laboratorio Charles River de roedores de laboratorio de diagnóstico, donde estos servicios se ofrecen comercialmente.

La recolección de datos al final de un estudio puede requerir un examen post-mortem de los animales. Describen bien lo que se ve y recordar a examinar todos los tejidos. Estos procedimientos están diseñados principalmente para optimizar la necropsia y toma de muestras para la vigilancia de las enfermedades infecciosas, pero la mayoría se adaptan fácilmente a las investigaciones se centraron de los incidentes de sospecha de enfermedad o de brotes en los que sería tal vez sólo un subconjunto de los procedimientos e...

<table border="1"><tbody><tr><th> Reactivo nombre </th><th> Empresa </th><th> Número de catálogo </th><th> Comentarios </th></tr><tr><td> Tabla de cortar </td><td> Thermo Electron Corp Cat. # 36114 </td><td> Cat # 36114 </td><td></td></tr><tr><td> Tijeras pequeñas </td><td> Roboz </td><td> RS-5910, G204 </td><td> Hojas de 23 mm, 3,5 &quot;de largo, recto </td></tr><tr><td> Tijeras medianas </td><td> Roboz </td><td> RS-6808, G207 </td><td> 5 &quot; </td></tr><tr><td> Tijeras grandes </td><td> Roboz </td><td> RS-6826, G65 &quot; </td><td> 6.25 &quot; </td></tr><tr><td> Fórceps curvo </td><td> Roboz </td><td> RS-8254 (M1/21004) </td><td> 4.5 &quot;, serrado, ligera curva </td></tr><tr><td> Fórceps Microdissecting </td><td> Roboz </td><td> RS-5238 </td><td> Hudson (Ewald) </td></tr><tr><td> Tejidos fórceps pinzas </td><td> Roboz </td><td> RS - 8160 </td><td> Diente de ratón </td></tr><tr><td> Llama esterilizador </td><td> Oxford material de laboratorio Productos </td><td> Bacti-incinerador # 5889-001007 </td><td></td></tr><tr><td> Bisturí </td><td> Diagnóstico del Cáncer, Inc. </td><td> Dedo Escalpelos # 60, Cat. # FS0060 </td><td></td></tr><tr><td> Pipetas </td><td> VWR </td><td> Pasteur Pipetear 5 3 / 4 &quot;, Cat # 14672-400 </td><td></td></tr><tr><td> Bolsas de autoclave </td><td> Manufacturing Company adecuada </td><td> Bolsa de bolsas de papel esterilizador Cat. # 021002 (3100923) E09110 </td><td> Para pipetas Pasteur </td></tr><tr><td> Pipeta de bulbo </td><td> VWR </td><td> Cat. # 56310-240 </td><td></td></tr><tr><td> Tubos Eppendorf </td><td> Sarstedt </td><td> 2 ml SafeSeal microtubo, Ref # 72,695 </td><td></td></tr><tr><td> Tubos Eppendorf </td><td> Argos </td><td> Gato microtubo 5mL # T20765-C </td><td></td></tr><tr><td> Jeringa </td><td> BD (Beckton Dickinson) </td><td> 1 ml, 3 ml 309.602-300.910-309.603 5 ml 10 ml Cat. # 309604 # 309661 Gato 20 ml </td><td></td></tr><tr><td> Agujas </td><td> BD </td><td> 26G-18G-309625 305195 </td><td></td></tr><tr><td> Formol tamponado neutro </td><td> VWR </td><td> 20L 10% NBF, Cat # 16004-128 </td><td></td></tr><tr><td> Salina </td><td> ThermoScientific </td><td> Banco de Sangre Buffered Saline, Cat # 23-309-178 </td><td></td></tr><tr><td> Tripticasa de soja caldo </td><td> Becton Dickenson </td><td> TSB: gato deshidratado, # 211825 </td><td></td></tr><tr><td> Tampón fosfato salino </td><td> Sigma Aldrich </td><td> HA Buffer, Cat # P3813-10PAK </td><td></td></tr><tr><td> Tazas de formol </td><td> VWR </td><td> Cat. 4 oz # 36318-852 8 oz Cat. # 36318-860 16 oz Cat. # 36318-858 </td><td></td></tr><tr><td> Grandes vasos de formol </td><td> Oakridge Productos </td><td> 32 oz contenedor Gato # 0432-1100 </td><td></td></tr><tr><td> Adicional taza de formol grandes </td><td> VWR </td><td> HDPE gato multipropósito de contenedores 160 oz # 89038-282 </td><td></td></tr><tr><td> Material de sutura </td><td> Henry Schein </td><td> Sutura de seda trenzada quirúrgica, Ref # 100-5000, M766750 </td><td> Para la inflación de pulmón de ratón </td></tr><tr><td> Hilo </td><td> Grapas </td><td> Cat # QUA-46173 </td><td> Para la inflación de pulmón de rata </td></tr></tbody></table>

diagnostic necropsy and selected tissue and sample collection in rats and mice

Hay varios tipos de muestras que pueden ser recogidos a partir de un animal sacrificado con el fin de ayudar a diagnosticar o descubrir los agentes infecciosos en una colonia de animales. Recolección adecuada de los tejidos para su procesamiento histológico más puede afectar la calidad de los resultados de las pruebas. Este artículo describe la realización de un examen básico bruto incluyendo la identificación de corazón, hígado, pulmones, riñones y bazo, así como la forma de recoger esos órganos. Además cuatro de las técnicas de recolección más difícil del tejido / muestra se demuestran. Colección de pulmón y de la perfusión puede ser particularmente difícil ya que el tejido tiene que ser debidamente infladas con un fijador para que el interior de los tejidos para fijar correctamente y para permitir la evaluación histológica completa. En este artículo se demuestra el paso a paso la técnica para extirpar el pulmón y se inflan con el fijador con el fin de lograr una fijación óptima del tejido dentro de las 24 horas. Colección del cerebro puede ser igualmente un reto ya que el tejido es suave y se dañan fácilmente. En este artículo se demuestra el paso a paso la técnica para exponer y extraer el cerebro del cráneo con el mínimo daño a los tejidos. El ganglio linfático mesentérico es un tipo buena muestra de que muchos de detectar agentes infecciosos comunes como los virus entéricos persisten por más tiempo en los ganglios linfáticos de lo que se eliminan en las heces. En este artículo se demuestra el procedimiento paso a paso para localizar y aséptica retirar los nódulos linfáticos mesentéricos. Finalmente, la identificación de agentes infecciosos de las vías respiratorias se puede realizar por cultivo bacteriano o la prueba de PCR de la nariz y / o bronquial líquido aspirado tomadas en la necropsia. Este procedimiento describe la obtención y preparación de la muestra de aspirado de las vías respiratorias para cultivo bacteriano y PCR.

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Diagnostic Necropsy and Selected Tissue and Sample Collection in Rats and Mice

En este artículo se describen los procedimientos para la realización de un examen post-mortem básicos de un ratón o una rata, y el conjunto de órganos de base, así como más tipos de muestras reto de la evaluación histológica, microbiológicos y PCR.

La necropsia de diagnóstico y selecta colección de tejidos y muestras en ratas y ratones

There are multiple sample types that may be collected from a euthanized animal in order to help diagnose or discover infectious agents in an animal ...

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Research

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Biology

74.8K vistas.  Charles River. En este artículo se describen los procedimientos para la realización de un examen post-mortem básicos de un ratón o una rata, y el conjunto de órganos de base, así como más tipos de muestras reto de la evaluación histológica, microbiológicos y PCR.

Video: Diagnostic Necropsy and Selected Tissue and Sample Collection in Rats and Mice

Using Micro-Electro-Mechanical Systems (MEMS) to Develop Diagnostic Tools

Using Micro-Electro-Mechanical Systems MEMS to Develop Diagnostic Tools

Utilizando Micro-Electro-Mechanical Systems (MEMS) para desarrollar herramientas de diagnóstico

Investigación

Biología

Human Pancreatic Islet Isolation: Part I: Digestion and Collection of Pancreatic Tissue

Management of Type 1 diabetes is burdensome, both to the individual and society, costing over 100 billion dollars annually. Despite the widespread use of glucose monitoring and new insulin formulations, many individuals still develop devastating secondary complications. Pancreatic islet transplantation can restore near normal glucose control in diabetic patients 1, without the risk of serious hypoglycemic episodes that are associated with intensive insulin therapy. Providing sufficient islet mass is important for successful islet transplantation. However, donor characteristic, organ procurement and preservation affect the isolation outcome 2. At University of Illinois at Chicago (UIC) we have developed a successful isolation protocol with an improved purification gradient 3. The program started in January 2004, and more than 300 isolations were performed up to November 2008. The pancreata were sent in cold preservation solutions (UW, University of Wisconsin or HTK, Histidine-Tryptophan Ketoglutarate) 4-7 to the Cell Isolation Laboratory at UIC for islet isolation. Pancreatic islets were isolated using the UIC method, which is a modified version of the method originally described by Ricordi et al 8. Briefly, after cleaning the pancreas from the surrounding tissue, it was perfused with enzyme solution (Serva Collagenase + Neutral Protease or Sigma V enzyme). The distended pancreas was then transferred to the Ricordi digestion chamber, connected to a modified, closed circulation tubing system, and warmed up to 37&deg;C. During the digestion, the chamber was shaken gently. Samples were taken continuously to monitor the digestion progress. Once free islets were detected under the microscope, the digestion was stopped by flushing cold (4&deg;C) RPMI dilution solution (Mediatech, Herndon, VA) into the circulation system to dilute the enzyme. After being collected and washed in M199 media supplemented with human albumin, the tissue was sampled for pre-purification count and incubated with UW solution before purification. Purification process will be described in Part II: Purification and Culture of Human Islets.

Achieving high quality and appropriate quantity of human islets is one of the prominent prerequisites for successful islet transplantation. In this video, we describe step by step the procedures for human pancreatic islet isolation (part I: digestion and collection of pancreatic tissue) using a modified automated method.

Aislamiento humanos islote pancreático: Parte I: La digestión y la acumulación de tejido pancreático

Management of Type 1 diabetes is burdensome, both to the individual and society, costing over 100 billion dollars annually. Despite the widespread use of ...

Seawater Sampling and Collection

This video documents methods for collecting coastal marine water samples and processing them for various downstream applications including biomass concentration, nucleic acid purification, cell abundance, nutrient and trace gas analyses. For today's demonstration samples were collected from the deck of the HMS John Strickland operating in Saanich Inlet. An A-frame derrick, with a multi-purpose winch and cable system, is used in combination with Niskin or Go-Flo water sampling bottles. Conductivity, Temperature, and Depth (CTD) sensors are also used to sample the underlying water mass. To minimize outgassing, trace gas samples are collected first.  Then, nutrients, water chemistry, and cell counts are determined. Finally, waters are collected for biomass filtration. The set-up and collection time for a single cast is ~1.5 hours at a maximum depth of 215 meters. Therefore, a total of 6 hours is generally needed to complete the collection series described here.

This video documents methods for collecting coastal marine water samples and processing them for various downstream applications including biomass concentration, nucleic acid purification, cell abundance, nutrient and trace gas analyses.

El agua de mar de muestreo y recolección

This video documents methods for collecting coastal marine water samples and processing them for various downstream applications including biomass ...

Manual Restraint and Common Compound Administration Routes in Mice and Rats

Being able to safely and effectively restrain mice and rats is an important part of conducting research. Working confidently and humanely with mice and rats requires a basic competency in handling and restraint methods. This article will present the basic principles required to safely handle animals. One-handed, two-handed, and restraint with specially designed restraint objects will be illustrated. Often, another part of the research or testing use of animals is the effective administration of compounds to mice and rats. Although there are a large number of possible administration routes (limited only by the size and organs of the animal), most are not used regularly in research. This video will illustrate several of the more common routes, including intravenous, intramuscular, subcutaneous, and oral gavage. The goal of this article is to expose a viewer unfamiliar with these techniques to basic restraint and substance administration routes. This video does not replace required hands-on training at your facility, but is meant to augment and supplement that training.

Working safely and humanely with research rodents requires a core competency in handling and restraint methods. This article will present the basic principles required to safely handle and effectively administer compounds to mice and rats.

Sujeción manual y de las rutas de la administración del compuesto en ratones y ratas

Being able to safely and effectively restrain mice and rats is an important part of conducting research.  Working confidently and humanely with mice and ...

Germ Cell Transplantation and Testis Tissue Xenografting in Mice

Germ cell transplantation was developed by Dr. Ralph Brinster and colleagues at the University of Pennsylvania in 19941,2. These ground-breaking studies showed that microinjection of germ cells from fertile donor mice into the seminiferous tubules of infertile recipient mice results in donor-derived spermatogenesis and sperm production by the recipient animal2. The use of donor males carrying the bacterial &beta;-galactosidase gene allowed identification of donor-derived spermatogenesis and transmission of the donor haplotype to the offspring by recipient animals1. Surprisingly, after transplantation into the lumen of the seminiferous tubules, transplanted germ cells were able to move from the luminal compartment to the basement membrane where spermatogonia are located3. It is generally accepted that only SSCs are able to colonize the niche and re-establish spermatogenesis in the recipient testis. Therefore, germ cell transplantation provides a functional approach to study the stem cell niche in the testis and to characterize putative spermatogonial stem cells. To date, germ cell transplantation is used to elucidate basic stem cell biology, to produce transgenic animals through genetic manipulation of germ cells prior to transplantation4,5, to study Sertoli cell-germ cell interaction6,7, SSC homing and colonization3,8, as well as SSC self-renewal and differentiation9,10.
Germ cell transplantation is also feasible in large species11. In these, the main applications are preservation of fertility, dissemination of elite genetics in animal populations, and generation of transgenic animals as the study of spermatogenesis and SSC biology with this technique is logistically more difficult and expensive than in rodents. Transplantation of germ cells from large species into the seminiferous tubules of mice results in colonization of donor cells and spermatogonial expansion, but not in their full differentiation presumably due to incompatibility of the recipient somatic cell compartment with the germ cells from phylogenetically distant species12. An alternative approach is transplantation of germ cells from large species together with their surrounding somatic compartment. We first reported in 2002, that small fragments of testis tissue from immature males transplanted under the dorsal skin of immunodeficient mice are able to survive and undergo full development with the production of fertilization competent sperm13. Since then testis tissue xenografting has been shown to be successful in many species and emerged as a valuable alternative to study testis development and spermatogenesis of large animals in mice14.

Protocols for germ cell transplantation and testis tissue xenografting are described. Germ cell transplantation results in donor-derived spermatogenesis in recipient testes and represents a functional reconstitution assay for identification of spermatogonial stem cells (SSCs). Testis tissue xenografting reproduces testis development and spermatogenesis of various donor species in recipient mice.

Germen de Trasplante de Células y Tejidos Testículos xenotrasplante en ratones

Germ cell transplantation was developed by Dr. Ralph Brinster and colleagues at the University of Pennsylvania in 19941,2. These ground-breaking studies ...

Ovariectomy and 17&beta;-estradiol Replacement in Rats and Mice: A Visual Demonstration

Estrogens are a family of female sexual hormones with an exceptionally wide spectrum of effects. When rats and mice are used in estrogen research they are commonly ovariectomized in order to ablate the rapidly cycling hormone production, replacing the 17&beta;-estradiol exogenously. There is, however, lack of consensus regarding how the hormone should be administered to obtain physiological serum concentrations. This is crucial since the 17&beta;-estradiol level/administration method profoundly influences the experimental results1-3. We have in a series of studies characterized the different modes of 17&beta;-estradiol administration, finding that subcutaneous silastic capsules and per-oral nut-cream Nutella are superior to commercially available slow-release pellets (produced by the company Innovative Research of America) and daily injections in terms of producing physiological serum concentrations of 17&beta;-estradiol4-6. Amongst the advantages of the nut-cream method, that previously has been used for buprenorphine administration7, is that when used for estrogen administration it resembles peroral hormone replacement therapy and is non-invasive. The subcutaneous silastic capsules are convenient and produce the most stable serum concentrations. This video article contains step-by-step demonstrations of ovariectomy and 17&beta;-estradiol hormone replacement by silastic capsules and peroral Nutella in rats and mice, followed by a discussion of important aspects of the administration procedures.

Ovariectomy and 17&#946;-estradiol Replacement in Rats and Mice: A Visual Demonstration

Ovariectomy and subsequent replacement of 17&beta;-estradiol by means of silastic capsules and peroral Nutella are demonstrated in rats and mice.

Ovariectomía y 17β-estradiol reemplazo en ratas y ratones: una demostración visual

Estrogens are a family of female sexual hormones with an exceptionally wide spectrum of effects. When rats and mice are used in estrogen research they are ...

Proteomic Sample Preparation from Formalin Fixed and Paraffin Embedded Tissue

Preserved clinical material is a unique source for proteomic investigation of human disorders. Here we describe an optimized protocol allowing large scale quantitative analysis of formalin fixed and paraffin embedded (FFPE) tissue. The procedure comprises four distinct steps. The first one is the preparation of sections from the FFPE material and microdissection of cells of interest. In the second step the isolated cells are lysed and processed using 'filter aided sample preparation' (FASP) technique. In this step, proteins are depleted from reagents used for the sample lysis and are digested in two-steps using endoproteinase LysC and trypsin. 
After each digestion, the peptides are collected in separate fractions and their content is determined using a highly sensitive fluorescence measurement. Finally, the peptides are fractionated on 'pipette-tip' microcolumns. The LysC-peptides are separated into 4 fractions whereas the tryptic peptides are separated into 2 fractions. In this way prepared samples allow analysis of proteomes from minute amounts of material to a depth of 10,000 proteins. Thus, the described workflow is a powerful technique for studying diseases in a system-wide-fashion as well as for identification of potential biomarkers and drug targets.

Archival formalin fixed and paraffin embedded (FFPE) clinical samples are valuable material for investigation of diseases. Here we demonstrate a sample preparation workflow allowing in-depth proteomic analysis of microdissected FFPE tissue.

Proteómica Preparación de muestras de formol fija y embebidos en parafina de tejidos

Preserved clinical material is a unique source for proteomic investigation of human disorders. Here we describe an optimized protocol allowing large scale ...

Milk Collection Methods for Mice and Reeves' Muntjac Deer

Animal models are commonly used throughout research laboratories to accomplish what would normally be considered impractical in a pathogen&#8217;s native host. Milk collection from animals allows scientists the opportunity to study many aspects of reproduction including vertical transmission, passive immunity, mammary gland biology, and lactation. Obtaining adequate volumes of milk for these studies is a challenging task, especially from small animal models. Here we illustrate an inexpensive and facile method for milk collection in mice and Reeves&#8217; muntjac deer that does not require specialized equipment or extensive training. This particular method requires two researchers: one to express the milk and to stabilize the animal, and one to collect the milk in an appropriate container from either a Muntjac or mouse model. The mouse model also requires the use of a P-200 pipetman and corresponding pipette tips. While this method is low cost and relatively easy to perform, researchers should be advised that anesthetizing the animal is required for optimal milk collection.

Milk collection from animal models facilitates various research avenues: understanding passive immunity, identifying pathogens responsible for vertical transmission and, through the use of transgenic mice, even commercial production of proteins found in human breast milk. Here we illustrate a simple method for milk collection in mice and Reeves&#8217; muntjac deer.

Métodos de recolección de leche Ratones y Reeves Muntjac Deer

Animal models are commonly used throughout research laboratories to accomplish what would normally be considered impractical in a pathogen&#8217;s native ...

Dissection of the Auditory Bulla in Postnatal Mice: Isolation of the Middle Ear Bones and Histological Analysis

In most mammals, auditory ossicles in the middle ear, including the malleus, incus and stapes, are the smallest bones. In mice, a bony structure called the auditory bulla houses the ossicles, whereas the auditory capsule encloses the inner ear, namely the cochlea and semicircular canals. Murine ossicles are essential for hearing and thus of great interest to researchers in the field of otolaryngology, but their metabolism, development, and evolution are highly relevant to other fields. Altered bone metabolism can affect hearing function in adult mice, and various gene-deficient mice show changes in morphogenesis of auditory ossicles in utero. Although murine auditory ossicles are tiny, their manipulation is feasible if one understands their anatomical orientation and 3D structure. Here, we describe how to dissect the auditory bulla and capsule of postnatal mice and then isolate individual ossicles by removing part of the bulla. We also discuss how to embed the bulla and capsule in different orientations to generate paraffin or frozen sections suitable for preparation of longitudinal, horizontal, or frontal sections of the malleus. Finally, we enumerate anatomical differences between mouse and human auditory ossicles. These methods would be useful in analyzing pathological, developmental and evolutionary aspects of auditory ossicles and the middle ear in mice.

We present a protocol to isolate the auditory bulla, capsule, and ossicles from postnatal mice for whole mount and histological analysis.

La disección de la Auditivo Bulla en ratones postnatales: Aislamiento de los huesos del oído medio y el análisis histológico

In most mammals, auditory ossicles in the middle ear, including the malleus, incus and stapes, are the smallest bones. In mice, a bony structure called ...

Cystometric and External Urethral Sphincter Measurements in Awake Rats with Implanted Catheter and Electrodes Allowing for Repeated Measurements

Lower urinary tract function is mainly assessed by means of cystometric bladder function analysis in rodents. Conventional cystometries are usually performed as terminal analysis under urethane anesthesia. It is well known that anesthetic drugs can influence bladder function. Hence, the aim of this technique is to perform cystometric measurements of the urinary bladder and external urethral sphincter in lightly restrained awake rats. For this purpose, a bladder catheter is implanted into the bladder dome. Subsequently, two electrodes are implanted bilateral to the external urethral sphincter and a ground electrode is sutured to a non-responsive skeletal muscle. The bladder catheter and the three electrodes are finally tunneled subcutaneously to the neck region and affixed to a harness. With this technique, the lower urinary tract can be measured at multiple time points in the same animal to assess lower urinary tract function. The main application of this technique is the follow-up of simultaneous urinary bladder and external urethral sphincter function in awake healthy rats and after induction of a disease or injury. Moreover, subsequent lower urinary tract monitoring can be performed during evaluation of the disease/injury and to monitor treatment efficacy.

This protocol first describes the surgical procedure of the permanent implantation of a urinary bladder catheter combined with external urethral sphincter electrodes, and second, the measurement of the function of the urinary bladder and external urethral sphincter in implanted awake animals.

Medición de esfínter uretral externo cistométrico en ratas despiertas con catéter implantado y electrodos para medidas repetidas

Lower urinary tract function is mainly assessed by means of cystometric bladder function analysis in rodents. Conventional cystometries are usually ...