1. Endoparásitos examen (Tabla 1) 1. Prueba de la cinta perianal (véase también la sección 5, los cuales generalmente se realizan al mismo tiempo) <ol><li> Quite un trozo de claro, no mate, cinta de celofán de un dispensador. La cinta debe ser lo suficientemente largo para manejar por un fondo sin haber tocado la mitad (aproximadamente 5 cm). Puede ser más fácil prescindir de varias longitudes de una sola vez, uniéndolos a la orilla de una superficie de trabajo limpia y usar cuando sea necesario. </li><li> Levantar un ratón de la jaula y el lugar en la tapa jaula, sujetándolo por la cola. Realizar esta acción en una cabina de flujo laminar o gabinete de bioseguridad, si el estado de salud del animal lo requiere. </li><li> Restringir el ratón por la cola, levantando las patas traseras de la jaula. Sujete el extremo de la cinta entre los dedos pulgar e índice, a continuación, aplicar la mitad de la cinta con firmeza para el perineo con el ratón, incluyendo el área varias veces perianal. El pelo debe ser visto para ser adherente a la cinta para que el ensayo puede considerarse positivo. </li><li> Vuelva a colocar el ratón en la jaula. </li><li> Coloque una gota de aceite mineral en un portaobjetos de vidrio etiquetados limpia, aplique la cinta a la diapositiva, y luego otra gota de aceite mineral. Cubra con una hoja de cubierta de vidrio. </li><li> Lea el portaobjetos de microscopio con los objetivos de 10x y 40x en un microscopio de luz. La prueba de la cinta perianal es el mejor en la detección de huevos Syphacia, aunque otros huevos del parásito se encuentran a veces. </li></ol> 2. Flotación fecal <ol><li> Ensamble solución de flotación, un frasco de fondo plano (vial píldora o el dispositivo de flotación fecal como Ovatector), placa de Petri, cubreobjetos, portaobjetos de microscopio, y el aplicador / pega agitación. Solución de flotación, como Fecasol, debe tener un peso específico de 1.20 a 1,30 y se pueden hacer de diferentes sales de sodio, azúcar, sulfato de zinc, o adquiridos comercialmente. (Tabla 2) </li><li> Recoger 2-5 pellets fecales de la jaula o el fresco del animal (s) en la cámara de flotación. Si las heces son extremadamente secas, ya sea por edad o por las especies productoras de la materia fecal, humedeciendo las heces con 500 l de solución salina al 0,9% puede ser beneficiosa. </li><li> Colocar el vial en la placa de Petri para proteger la superficie de trabajo de desbordamiento de heces disueltas. Añadir un pequeño volumen de medio de flotación y el puré y revuelva bien. No hay grandes trozos de material debe permanecer. Continúe agregando medio de flotación hasta que se forma un menisco por encima del borde del vial. </li><li> Coloque la hoja de la cubierta en el menisco y se incuban a temperatura ambiente durante 15 minutos. Huevos de parásitos y algunos ooquistes de protozoos subirá a la cima y se adhieren a la hoja de la cubierta. </li><li> Después de la incubación, levante y se invierte el cubreobjetos. Coloque el cubreobjetos sobre un portaobjetos de vidrio. </li><li> Examinar el portaobjetos con los objetivos de 10x y 40x en un microscopio de luz. </li><li> Aunque de baja tecnología y fácil de realizar, en general, esta técnica no se recomienda para los ratones o ratas. Como regla general, es más adecuada para los animales que producen un mayor volumen de las heces. </li></ol> 3. Concentración de materia fecal y la centrifugación <ol><li> Ensamble solución de flotación, tubo de centrífuga, cubreobjetos, portaobjetos de microscopio, y el aplicador / pega agitación y las tapas del tubo. Solución de flotación deben tener un peso específico de 1.18 a 1.30 y se pueden hacer de diferentes sales de sodio, azúcar, sulfato de zinc, o adquiridos comercialmente. (Tabla 2) </li><li> Recoger 20-10 bolitas fecales de la jaula o frescos del animal (s) en un tubo de recogida. Si las heces son extremadamente secas, ya sea por edad o por las especies productoras de la materia fecal, humedeciendo las heces con 500 l de solución salina 0,9% o con la solución de flotación que está usando puede ser beneficioso. </li><li> Mezclar la muestra en una solución de flotación adecuada dentro de un tubo de centrífuga de vidrio. Agitación mecánica con un vórtice puede ser usada para mezclar las muestras. Si se utiliza un vórtice, tapas de presión debe ser colocado en la parte superior del tubo para evitar derrames y la contaminación cruzada. De forma rutinaria, las muestras se preparan en 1,18 sulfato de zinc específica gravedad, sin embargo otras soluciones se pueden utilizar, además de (en un tubo de preparación por separado) o en la sustitución. </li><li> Añadir la solución de flotación adicional a cada tubo para formar un menisco ligeramente positivo en cada tubo. Aplicar una hoja de cubierta de plástico para cada tubo, y asegurar que el contacto completo con el labio tubo está hecho. Colocar el tubo (s) en la centrífuga. </li><li> Se centrifuga a aproximadamente 616-760 RCF durante 10 minutos. Si cubres se pierde o se rompe durante el proceso de centrifugación, una hoja de cubierta nueva se puede colocar en el tubo de muestra y el tubo puede ser ligeramente inclinado de manera que el menisco toca la hoja de la cubierta nueva. No centrifugación adicional es necesaria. </li><li> Retire la tapa de deslizamiento de tubo de centrífuga y colocar en una etiqueta, portaobjetos limpio de vidrio. Si las soluciones de múltiples centrifugación se utilizaron para evaluar una muestra de heces, dos cubreobjetos se puede colocar en la misma diapositiva. </li><li> Mancha de la diapositiva con el yodo. Esto permite easier la identificación de los quistes. </li><li> Examinar el portaobjetos con los objetivos de 10x y 40x en un microscopio de luz. </li></ol> 4. El examen directo de los intestinos de helmintos y protozoos <ol><li> Coloque el ratón o la eutanasia cadáver de rata en decúbito dorsal sobre una tabla de disección limpia o superficie de trabajo similar. </li><li> Con unas pinzas, levantar la pared abdominal en la zona genital. Con la tijera, cortar cuidadosamente la pared abdominal ventral de la zona genital a la base de la caja torácica quitar la piel y el músculo y la exposición de los intestinos. Quitar los intestinos, comenzando en el duodeno (el segmento de intestino el principio en la salida del estómago) y continuando hasta el colon descendente (el segmento del intestino que termina en el ano y por lo general contiene materia fecal formada). </li><li> Intestinos dentro de una cápsula de Petri de 100 ml. Recoger una parte del ciego y el duodeno de los animales sacrificados y el lugar en una tabla de disección. Incisión en cada segmento intestinal a lo largo para exponer la mucosa. </li><li> Con la tijera, cortar el intestino restantes en pequeñas secciones. Agregar suficiente agua del grifo para el plato que apenas sumergir el tejido recolectado. </li><li> Incubar la mezcla de muestras a 35-40 ° C en un horno de laboratorio o incubadora para un mínimo de 10 minutos. Esto va a liberar y exponer helmintos luminal. Mientras que la muestra se está incubando, llevar a cabo los siguientes pasos. </li><li> Coloque dos gotas de solución salina al 0,9% lado a lado en una sola diapositiva etiquetados, para permitir la preparación de las muestras a partir de dos segmentos de intestino (duodeno y ciego). </li><li> Esterilizar el calor y enfriar un asa de inoculación o equivalente. </li><li> Raspar la mucosa del duodeno y el lugar de las raspaduras en la parte izquierda de la diapositiva (lado más cercano al borde esmerilado). </li><li> Raspar la mucosa del ciego y el lugar de la muestra de células de la parte derecha de la diapositiva. </li><li> Arriba el raspado con una hoja de cubierta. Examine diapositivas preparadas con el objetivo de 40x con un microscopio de contraste de fase), la ampliación aumentará a medida que sea necesario para su identificación. Si se detectan parásitos, identificar sobre la base de la morfología. </li><li> El contenido plato estará listo para su examen por este punto. Examinar el contenido plato bajo un microscopio de disección. Utilizar una sonda o varilla de aplicación si es necesario para mover el contenido en el plato para completar un examen minucioso. Si lombrices están presentes, aparecen como pequeñas, blanco, pelo-como los gusanos. Si tenias están presentes, aparecen como gusanos segmentados, planos (más grande que los oxiuros en forma de hilo). </li><li> Si los helmintos se detecta o se sospecha, recolectar la muestra con un pequeño par de pinzas. </li><li> Montar la muestra en una etiqueta, portaobjetos de vidrio limpio en una gota de aceite de parafina o minerales y el lugar una hoja de cubierta en la parte superior de la muestra. Examinar el portaobjetos con los objetivos de 10x y 40x en un microscopio de luz. </li></ol> 2. Ectoparásito examen (Tabla 3) 5. Piel arrancar el examen de los ectoparásitos (prueba de la cinta) <ol><li> Quite un trozo de claro, no mate, cinta de celofán de un dispensador. La cinta debe ser lo suficientemente largo para manejar por un fondo sin haber tocado la mitad (aproximadamente 5 cm). Puede ser más fácil prescindir de varias longitudes de una sola vez, uniéndolos a la orilla de una superficie de trabajo limpia y usar cuando sea necesario. </li><li> Levantar un ratón o una rata de la jaula y el lugar en la tapa jaula, sujetándolo por la cola. Realizar esta acción en una cabina de flujo laminar o gabinete de bioseguridad, si el estado de salud del animal lo requiere. </li><li> Restringir el ratón o la rata. Sujete la piel con pinzas hemostáticas y suavemente arrancar la piel de la zona escapular del ratón, la región cervical ventral, la zona axilar, región inguinal, y la cola dorsal. Coloque la piel en la cinta. El pelo debe ser visto para ser adherente a la cinta para que el ensayo puede considerarse positivo. Coloque el ratón o la rata de nuevo en su jaula. </li><li> Coloque una gota de aceite mineral en un portaobjetos de vidrio etiquetados limpia, aplicar la cinta, y luego otra gota de aceite mineral. Cubra con una hoja de cubierta de vidrio. </li><li> Lea el portaobjetos de microscopio con los objetivos de 10x y 40x en un microscopio de luz. </li><li> Este examen es mejor para detectar los ácaros piel, como los Radfordia, Myobia y Myocoptes. </li></ol> 6. Raspado de la piel <ol><li> Montar los siguientes materiales: animal a ensayar, aceite mineral, portaobjetos, cubreobjetos, bisturí y tijeras. Si esta prueba se debe realizar en animales vivos, deben ser anestesiados antes de comenzar. </li><li> Muestra el dorso cerca de la base de la cola y la región temporal de la cabeza. Por otra parte, las lesiones cutáneas y / o en otros sitios puede ser raspada. </li><li> Profundamente raspar la piel con el bisturí en la dirección opuesta del crecimiento del pelo, a erosionar la epidermis. Recorte de la capa de pelo antes de raspar puede mejorar la sensibilidad de detección mediante la reducción de la obstrucción visual (exceso de vello) en eldiapositivas. </li><li> Coloque una gota de aceite en la diapositiva. Aplicar la muestra de la gota de aceite limpiando la hoja (con la muestra adjunta) en la superficie de la diapositiva. Agregue el aceite adicional a la diapositiva, si es necesario, y cubrir con un cubreobjetos. </li><li> Lea el portaobjetos de microscopio con los objetivos de 10x y 40x en un microscopio de luz. </li><li> La raspadura de piel generalmente se utiliza para detectar Demodex (y hongos dermatofitos). </li></ol> 7. El examen directo de pelaje <ol><li> Coloque el ratón o la rata sacrificados en el escenario de un microscopio de disección. </li><li> Examine los pelos de la piel en aproximadamente 10 veces con un aplicador o un instrumento similar a una parte del cabello y observar la base del tallo del pelo. </li><li> Examine la región craneal, entre los ojos y pabellones auriculares, entre los pabellones, entre las escápulas, debajo de la mandíbula, y las zonas inguinales y axilares. Por otra parte, toda la canal puede ser examinado. </li><li> Recoger cualquier material sospechoso o ectoparásitos verse con un pequeño par de pinzas. Ectoparásitos con frecuencia puede verse como la caspa o una acumulación de cera amarilla en la base del tallo del cabello o directamente sobre la piel. </li><li> Montar la muestra en un portaobjetos de vidrio limpio en una gota de aceite de parafina o minerales y el lugar una hoja de cubierta en la parte superior de la muestra. Examinar el portaobjetos con los objetivos de 10x y 40x en un microscopio de luz. </li></ol> 3. Los resultados representativos: Ver los ficheros asociados la identificación de los parásitos siguientes: (Nota: estos procedimientos se detecta cualquier tipo de huevo, helmintos o quistes presentes en las heces o en la piel y el pelo, y sólo unos pocos de estos se enumeran a continuación) Endoparásitos: <table border="0"><tbody><tr><td> Syphacia muris (huevo, gusano) </td><td> Chilomastix bettencourti </td></tr><tr><td> Syphacia obvelata (huevo, gusano) </td><td> Hexamastix muris </td></tr><tr><td> Aspiculuris tetraptera (huevo, gusano) </td><td> Retortamonas sp. </td></tr><tr><td> Rodentolepis nana (huevo, gusano) </td><td> Giardia spp. </td></tr><tr><td> Tritrichomonas muris </td><td> Spironucleus muris </td></tr><tr><td> Entamoeba muris </td><td></td></tr></tbody></table> Ectoparásitos: <table border="0"><tbody><tr><td> Myocoptes musculinis </td><td> Radfordia affinis </td></tr><tr><td> Myocoptes musculinis </td><td> Radforida ensifera </td></tr><tr><td> Myobia musculi </td><td></td></tr></tbody></table><table border="1"><tbody><tr><td>&nbsp;</td><td> Cinta de prueba </td><td> Flotación fecal </td><td> FCC </td><td> Un examen directo </td><td> PCR </td></tr><tr><td> Protozoos </td><td> - </td><td> + </td><td> + + </td><td> + + + </td><td> + + + / NA 2 </td></tr><tr><td> Metazoos </td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Lombriz intestinal </td><td> + / - 3 </td><td> + / - 4 </td><td> + 4 </td><td> + + + </td><td> + + + </td></tr><tr><td> Tenia 5 </td><td> - </td><td> + </td><td> + + </td><td> + + + </td><td> NA </td></tr><tr><td> Ascárides otros cinco </td><td> - </td><td> + </td><td> + + + </td><td> + + + </td><td> NA </td></tr></tbody></table> 1. Este método requiere la eutanasia del animal. 2. No hay métodos de detección de PCR disponibles actualmente para todos los protozoarios. 3. Este método es el más apropiado para detectar Syphacia spp. 4. Este método es más probable detectar Aspiculuris, y menos probabilidades de detectar Syphacia. 5. Tenias y lombrices que no sean los oxiuros son muy raros en los ratones y las ratas de laboratorio moderno. Tabla 1. Clase de endoparásitos y el método de detección apropiado. Algunos métodos requieren la eutanasia del animal. NA indica método no está disponible actualmente para estos parásitos + indica la idoneidad del método para la detección del parásito en cuestión, y -. Indica que el método no es recomendado para ese parásito. <table border="1"><tbody><tr><td> Solución </td><td> Peso específico </td><td> Ingredientes por 1 litro de H 2 O </td></tr><tr><td> Cloruro de sodio </td><td> 1.20 </td><td> 311 g de cloruro de sodio </td></tr><tr><td> Nitrato de sodio </td><td> 1.20 </td><td> 338 g de nitrato de sodio </td></tr><tr><td> Nitrato de sodio </td><td> 1.30 </td><td> 616 g de nitrato de sodio </td></tr><tr><td> Azúcar </td><td> 1.20 </td><td> 1170 g de sacarosa 1 </td></tr><tr><td> Azúcar Sheather </td><td> 1.27-1.30 </td><td> 1563 g de sacarosa 1 </td></tr><tr><td> De sulfato de zinc </td><td> 1.18 </td><td> 493 g de sulfato de zinc </td></tr></tbody></table> 1. Estas soluciones requieren refrigeración o la adición de 9 ml de fenol como conservante. Tabla 2. Soluciones de flotación fecal (de Smith et al.) <table border="1"><tbody><tr><td></td><td> Piel arrancar (prueba de la cinta) </td><td> Raspado de la piel 1 </td><td> Un examen directo </td><td> PCR </td></tr><tr><td> Los piojos </td><td> - </td><td> - </td><td> + + </td><td> NA </td></tr><tr><td> Los ácaros </td><td> + </td><td> + </td><td> + + + </td><td> + + + / NA 3 </td></tr><tr><td> Las pulgas 4 </td><td> - </td><td> - </td><td> + </td><td> NA </td></tr><tr><td> Las garrapatas 4 </td><td> - </td><td> - </td><td> + + </td><td> NA </td></tr></tbody></table> 1. Este método requiere anestesia si se va a realizar en un animal vivo. 2. Este método requiere la eutanasia del animal. 3. No hay métodos de detección de PCR disponibles actualmente para todas las especies de ácaros. 4. Las pulgas y garrapatas son extremadamente raras en las modernas instalaciones de animales de laboratorio. Tabla 3. Clase de ectoparásitos y el método de detección apropiado. Algunos métodos requieren la eutanasia del animal, y otros métodos que requieren anestesia para llevarlas a cabo en animales vivos. NA indica método no está disponible actualmente para estos parásitos. NA indica método no está disponible actualmente para estos parásitos + indica la idoneidad del método para la detección del parásito en cuestión, y -. Indica que el método no es recomendado para ese parásito.

<ol>
	<li>Baker, D. G., Fox, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chapter+23.">Chapter 23.</a> The Mouse in Biomedical Research: Diseases. Diseases Vol. 2, (2007).</li><li>Baker, D. G., Baker, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chapter+11.">Chapter 11.</a> Flynn's Parasites of Laboratory Animals. , 303-398 (2007).</li><li>Owen, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Parasites of Laboratory Animals. 12, (1992).</li><li>Pritchett, K. R., Fox, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chapter+22.">Chapter 22.</a> The Mouse in Biomedical Research: Diseases. Diseases Vol. 2, (2007).</li><li>Smith, P. H., Wiles, S. E., Malone, J. B., Monahan, C. M., Baker, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chapter+1.">Chapter 1.</a> Flynn's Parasites of Laboratory Animals. , 1-13 (2007).</li><li>Wasson, K., Fox, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chapter+21.">Chapter 21.</a> The Mouse in Biomedical Research: Diseases. Vol. 2, 517-550 (2007).</li></ol>

Los autores son todos los empleados de Charles River, un proveedor de pruebas de diagnóstico y reactivos, incluyendo las pruebas descritas anteriormente.

Cuando se trabaja en un laboratorio, la seguridad siempre debe ser una preocupación. Recuerde que debe usar el equipo protector apropiado cuando se trabaja con los animales y para limpiar su estación de trabajo con desinfectante antes y después. Estos métodos están diseñados principalmente para encontrar los parásitos de los roedores de laboratorio en los lugares examinados, es decir, son capaces de detectar los parásitos exóticos o muy raras, así como los oxiuros más comunes y los ácaros de la piel. A pesar de que son igualmente aplicables a otras especies, roedores silvestres pueden tener parásitos adicionales en lugares como el hígado, tejido subcutáneo y el cerebro, no se evalúa por los métodos anteriores.

<table border="1"><tbody><tr><td> Reactivo nombre </td><td> Empresa </td><td> Número de catálogo </td><td> Comentarios </td></tr><tr><td> Tabla de cortar </td><td> Thermo Electron Corp </td><td> Cat # 36114 </td><td></td></tr><tr><td> Tijeras pequeñas </td><td> Roboz </td><td> RS-5910, G204 </td><td> Hojas de 23 mm, 3,5 &quot;de largo, recto </td></tr><tr><td> Tijeras medianas </td><td> Roboz </td><td> RS-6808, G207 </td><td> 5 &quot; </td></tr><tr><td> Fórceps curvo </td><td> Roboz </td><td> RS-8254 (M1/21004) </td><td> 4.5 &quot;, serrado, ligera curva </td></tr><tr><td> Fórceps Microdissecting </td><td> Roboz </td><td> RS-5238 </td><td> Hudson (Ewald) </td></tr><tr><td> Tejidos fórceps pinzas </td><td> Roboz </td><td> RS-8160 </td><td> Diente de ratón </td></tr><tr><td> Metálica de la sonda </td><td> VWR </td><td> Cat. # 25778-000 </td><td></td></tr><tr><td> Hemostatos </td><td> Ventaja </td><td> V97-48 </td><td></td></tr><tr><td> Palillos aplicadores </td><td> Puritano </td><td> Los aplicadores de 6 pulgadas, Ref # 807 </td><td></td></tr><tr><td> Microscopio de disección </td><td> Olimpo </td><td> SZ51, Schott, ACE1 </td><td></td></tr><tr><td> Una caja de petri </td><td> VWR </td><td> Gato de 100 mm, # 3401PDNL </td><td></td></tr><tr><td> Cubreobjetos </td><td> VWR </td><td> Micro cubierta de vidrio, Cat # 48366-067 </td><td></td></tr><tr><td> Diapositivas </td><td> VWR </td><td> Microscopio VistaVision diapositivas Cat. # 16004-368 </td><td></td></tr><tr><td> Asa de inoculación </td><td> VWR </td><td> Cat. # 50815-040 </td><td></td></tr><tr><td> Microscopio de luz </td><td> Olimpo </td><td> Modelo # BX41TF </td><td></td></tr><tr><td> Horno de laboratorio </td><td> Quincy Lab Inc. </td><td> Modelo 10 Horno de laboratorio </td><td></td></tr><tr><td> Centrífugo </td><td> Beckman Coulter </td><td> Allegra X-12R </td><td></td></tr><tr><td> Vórtice </td><td> VWR </td><td> Mini-vórtice </td><td></td></tr><tr><td> Probeta </td><td> Kimble-Chase </td><td> Tubo de 15 ml centrífuga desechables, Cat # 73790-15 </td><td></td></tr><tr><td> Cubreobjetos </td><td> VWR </td><td> Plástico se desliza microscopio cubrir, Cat 22 mm, # 48376-049 </td><td></td></tr><tr><td> Blanco las tapas </td><td> VWR </td><td> Cat. # 60869-089 </td><td></td></tr><tr><td> Yodo </td><td> Rowley bioquímicos instituto </td><td> Cat # SO-364 </td><td></td></tr><tr><td> De sulfato de zinc </td><td> Sigma Aldrich </td><td> Cat # 1000917519, Z4750-500G </td><td></td></tr><tr><td> Sacarosa </td><td> Mallinckrodt productos químicos </td><td> Cat # 8360-06 </td><td></td></tr><tr><td> Fenol </td><td> EMD </td><td> Cat # PX0510-1 </td><td></td></tr><tr><td> Celofán cinta </td><td> Grapas </td><td> Cinta invisible, Cat # 504712 </td><td></td></tr><tr><td> De aceite mineral </td><td> Mallickrodt </td><td> Cat # 6358 </td><td></td></tr></tbody></table>

diagnosis of ecto- and endoparasites in laboratory rats and mice

Parásitos internos y externos siguen siendo una preocupación importante en las instalaciones de roedores de laboratorio, y muchas instalaciones de investigación puerto algunos animales parasitados. Antes de embarcarse en un examen de los animales contra los parásitos, dos cosas deben ser consideradas. Uno: ¿qué va a hacer uso de la información recogida, y dos: que la prueba es la más adecuada. Sabiendo que los animales tienen parásitos puede ser algo que el centro acepta, pero a menudo hay una necesidad de tratar a los animales y luego para determinar la eficacia del tratamiento. Los parásitos pueden ser detectados en los animales a través de varias técnicas, incluyendo las muestras tomadas de animales vivos o sacrificados. Históricamente, las pruebas con mayor sensibilidad diagnóstica necesaria la eutanasia del animal, a pesar de PCR ha permitido que las pruebas de alta sensibilidad para varios tipos de parásitos. En este artículo muestra los procedimientos para la detección de endo-y ectoparásitos en ratones y ratas. Los mismos procedimientos se aplican a otros roedores, aunque las especies de parásitos que se encuentran son diferentes.

Watch this Scientific Journal Video about Diagnosis of Ecto- and Endoparasites in Laboratory Rats and Mice at JoVE.com

Diagnosis of Ecto- and Endoparasites in Laboratory Rats and Mice

Este artículo describe los diversos procedimientos de selección para las ratas y ratones para detectar endo-o ectoparasitismo. Varios ensayos de diagnóstico se ha demostrado, tanto las que son adecuadas para su uso en animales vivos y los que se utilizan después de la eutanasia del animal. Fotografías para ayudar en la identificación de los parásitos de ratas y ratones se incluirán.

El diagnóstico de ecto y endoparásitos en ratas y ratones de laboratorio

Internal and external parasites remain a significant concern in laboratory rodent facilities, and many research facilities harbor some parasitized ...

diagnosis-of-ecto-and-endoparasites-in-laboratory-rats-and-mice

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

41.0K vistas.  Charles River. Este artículo describe los diversos procedimientos de selección para las ratas y ratones para detectar endo-o ectoparasitismo. Varios ensayos de diagnóstico se ha demostrado, tanto las que son adecuadas para su uso en animales vivos y los que se utilizan después de la eutanasia del animal. Fotografías para ayudar en la identificación de los parásitos de ratas y ratones se incluirán.

Video: Diagnosis of Ecto- and Endoparasites in Laboratory Rats and Mice

Orthotopic Hind-Limb Transplantation in Rats

Composite tissue allotransplantation (CTA) now represents a valid therapeutic option after the loss of a hand, forearm or digits and has become a novel therapeutic entity in reconstructive surgery. However, long term high-dose multi-drug immunosuppressive therapy is required to ensure graft survival, bearing the risk of serious side effects which halters broader application. Further progression in this field may depend on better understanding of basic immunology and ischemia reperfusion injury in composite tissue grafts.
To date, orthotopic hind limb transplantation in rats has been the preferred rodent model for reconstructive transplantation (RT), however, it is an extremely demanding procedure that requires extraordinary microsurgical skills for reattachment of vasculature, bones, muscles and nerves.
We have introduced the vascular cuff anastomosis technique to this model, providing a rapid and reliable approach to rat hind limb transplantation. This technique simplifies and shortens the surgical procedure and enables surgeons with basic microsurgical experience to successfully perform the operation with high survival and low complication rates. The technique seems to be well suited for immunological as well as ischemia reperfusion injury (IRI) studies.

Here we describe the orthotopic rat hind-limb transplantation procedure, which seems to be the gold standard in vivo model for composite tissue allotransplantation research.

Ortotópico patas traseras trasplante en ratas

Composite tissue allotransplantation (CTA) now represents a valid therapeutic option after the loss of a hand, forearm or digits and has become a novel ...

Investigación

Inmunología e Infección

Microwave Assisted Rapid Diagnosis of Plant Virus Diseases by Transmission Electron Microscopy

Investigations of ultrastructural changes induced by viruses are often necessary to clearly identify viral diseases in plants. With conventional sample preparation for transmission electron microscopy (TEM) such investigations can take several days1,2 and are therefore not suited for a rapid diagnosis of plant virus diseases. Microwave fixation can be used to drastically reduce sample preparation time for TEM investigations with similar ultrastructural results as observed after conventionally sample preparation3-5. Many different custom made microwave devices are currently available which can be used for the successful fixation and embedding of biological samples for TEM investigations5-8. In this study we demonstrate on Tobacco Mosaic Virus (TMV) infected Nicotiana tabacum plants that it is possible to diagnose ultrastructural alterations in leaves in about half a day by using microwave assisted sample preparation for TEM. We have chosen to perform this study with a commercially available microwave device as it performs sample preparation almost fully automatically5 in contrast to the other available devices where many steps still have to be performed manually6-8 and are therefore more time and labor consuming. As sample preparation is performed fully automatically negative staining of viral particles in the sap of the remaining TMV-infected leaves and the following examination of ultrastructure and size can be performed during fixation and embedding.

This study describes a method that allows the rapid and clear diagnosis of plant virus diseases in about half a day by using a combination of microwave assisted plant sample preparation for transmission electron microscopy and negative staining methods.

Asistida por microondas diagnóstico rápido de enfermedades de virus de plantas por microscopía electrónica de transmisión

Investigations of ultrastructural changes induced by viruses are often necessary to clearly identify viral diseases in plants. With conventional sample ...

Basophil Activation Test for Investigation of IgE-Mediated Mechanisms in Drug Hypersensitivity

Hypersensitivity reactions against non-steroidal anti-inflammatory drugs (NSAIDs) like propyphenazone (PP) and diclofenac (DF) can manifest as Type I-like allergic reactions 1. In clinical practice, diagnosis of drug hypersensitivity is mainly performed by patient history, as skin testing is not reliable and oral provocation testing bears life-threatening risks for the patient 2. Hence, evidence for an underlying IgE-mediated pathomechanism is hard to obtain. 
Here, we present an in vitro method based on the use of human basophils derived from drug-hypersensitive patients that mimics the allergic effector reaction in vivo. As basophils of drug-allergic patients carry IgE molecules specific for the culprit drug, they become activated upon IgE receptor crosslinking and release allergic effector molecules. The activation of basophils can be monitored by the determination of the upregulation of CD63 surface expression using flow cytometry 3. 
In the case of low molecular weight drugs, conjugates are designed to enable IgE receptor crosslinking on basophils. As depicted in Figure 1, two representatives of NSAIDs, PP and DF, are covalently bound to human serum albumin (HSA) via a carboxyl group reacting with the primary amino group of lysine residues. DF carries an intrinsic carboxyl group and, thus, can be used directly 4, whereas a carboxyl group-containing derivative of PP had to be organochemically synthesized prior to the study 1.
The coupling degree of the low molecular weight compounds on the protein carrier molecule and their spatial distribution is important to guarantee crosslinking of two IgE receptor molecules. The here described protocol applies high performance-size exclusion chromatography (HPSEC) equipped with a sequential refractive index (RI) and ultra violet (UV) detection system for determination of the coupling degree.
As the described methodology may be applied for other drugs, the basophil activation test (BAT) bears the potential to be used for the determination of IgE-mediated mechanisms in drug hypersensitivity. Here, we determine PP hypersensitivity as IgE-mediated and DF hypersensitivity as non-IgE-mediated by BAT.

Basophil activation test is a potent tool for the detection of IgE-dependent allergies in vitro. Here, an optimized protocol for basophil activation test is used to investigate drug hypersensitivity. A method for the efficient production of covalent drug-protein conjugates and their physicochemical characterization is described.

Test de activación de basófilos para la investigación de mecanismos IgE mediados de Hipersensibilidad a las Drogas

Hypersensitivity reactions against non-steroidal anti-inflammatory drugs (NSAIDs) like propyphenazone (PP) and diclofenac (DF) can manifest as Type I-like ...

Safety Precautions and Operating Procedures in an (A)BSL-4 Laboratory: 1. Biosafety Level 4 Suit Laboratory Suite Entry and Exit Procedures

Biosafety level 4 (BSL-4) suit laboratories are specifically designed to study high-consequence pathogens for which neither infection prophylaxes nor treatment options exist. The hallmarks of these laboratories are: custom-designed airtight doors, dedicated supply and exhaust airflow systems, a negative-pressure environment, and mandatory use of positive-pressure (&#8220;space&#8221;) suits. The risk for laboratory specialists working with highly pathogenic agents is minimized through rigorous training and adherence to stringent safety protocols and standard operating procedures. Researchers perform the majority of their work in BSL-2 laboratories and switch to BSL-4 suit laboratories when work with a high-consequence pathogen is required. Collaborators and scientists considering BSL-4 projects should be aware of the challenges associated with BSL-4 research both in terms of experimental technical limitations in BSL-4 laboratory space and the increased duration of such experiments. Tasks such as entering and exiting the BSL-4 suit laboratories are considerably more complex and time-consuming compared to BSL-2 and BSL-3 laboratories. The focus of this particular article is to address basic biosafety concerns and describe the entrance and exit procedures for the BSL-4 laboratory at the NIH/NIAID Integrated Research Facility at Fort Detrick. Such procedures include checking external systems that support the BSL-4 laboratory, and inspecting and donning positive-pressure suits, entering the laboratory, moving through air pressure-resistant doors, and connecting to air-supply hoses. We will also discuss moving within and exiting the BSL-4 suit laboratories, including using the chemical shower and removing and storing positive-pressure suits.

Safety Precautions and Operating Procedures in an ABSL-4 Laboratory: 1. Biosafety Level 4 Suit Laboratory Suite Entry and Exit Procedures

Although researchers are generally knowledgeable about procedures and safety precautions required for biosafety level 1 or 2 (BSL-1/2) experiments, they may not be familiar with experimental procedures in BSL-4 suit laboratories. This article provides a detailed visual demonstration of BSL-4 suit laboratory systems check, laboratory entry, movement, and exit procedures.

Medidas de seguridad y procedimientos de operación en una (A) BSL-4 de laboratorio: 1. Nivel de Bioseguridad 4 Traje Laboratorio de Entrada y Salida Procedimientos suite

Biosafety level 4 (BSL-4) suit laboratories are specifically designed to study high-consequence pathogens for which neither infection prophylaxes nor ...

Imaging Mycobacterium tuberculosis in Mice with Reporter Enzyme Fluorescence

Reporter enzyme fluorescence (REF) utilizes substrates that are specific for enzymes present in target organisms of interest for imaging or detection by fluorescence or bioluminescence. We utilize BlaC, an enzyme expressed constitutively by all M. tuberculosis strains. REF allows rapid quantification of bacteria in lungs of infected mice. The same group of mice can be imaged at many time points, greatly reducing costs, enumerating bacteria more quickly, allowing novel observations in host-pathogen interactions, and increasing statistical power, since more animals per group are readily maintained. REF is extremely sensitive due to the catalytic nature of the BlaC enzymatic reporter and specific due to the custom flourescence resonance energy transfer (FRET) or fluorogenic substrates used. REF does not require recombinant strains, ensuring normal host-pathogen interactions. We describe the imaging of M. tuberculosis infection using a FRET substrate with maximal emission at 800 nm. The wavelength of the substrate allows sensitive deep tissue imaging in mammals. We will outline aerosol infection of mice with M. tuberculosis, anesthesia of mice, administration of the REF substrate, and optical imaging. This method has been successfully applied to evaluating host-pathogen interactions and efficacy of antibiotics targeting M. tuberculosis.

Imaging Mycobacterium tuberculosis in Mice with Reporter Enzyme Fluorescence

We describe the optical imaging of mice infected with Mycobacterium tuberculosis (M. tuberculosis) using reporter enzyme fluorescence (REF). This protocol facilitates the sensitive and specific detection of M. tuberculosis in pre-clinical animal models for pathogenesis, therapeutics and vaccine research.

Proyección de imagen de tuberculosis del Mycobacterium en ratones con reportero enzima fluorescencia

Reporter enzyme fluorescence (REF) utilizes substrates that are specific for enzymes present in target organisms of interest for imaging or detection by ...

Evaluation of Zika Virus-specific T-cell Responses in Immunoprivileged Organs of Infected Ifnar1-/- Mice

The Zika virus (ZIKV) can induce inflammation in immunoprivileged organs (e.g., the brain and testis), leading to the Guillain-Barr&#233; syndrome and damaging the testes. During an infection with the ZIKV, immune cells have been shown to infiltrate into the tissues. However, the cellular mechanisms that define the protection and/or immunopathogenesis of these immune cells during a ZIKV infection are still largely unknown. Herein, we describe methods to evaluate the virus-specific T-cell functionality in these immunoprivileged organs of ZIKV-infected mice. These methods include a) a ZIKV infection and vaccine inoculation in Ifnar1-/- mice; b) histopathology, immunofluorescence, and immunohistochemistry assays to detect the virus infection and inflammation in the brain, testes, and spleen; c) the preparation of a tetramer of ZIKV-derived T-cell epitopes; d) the detection of ZIKV-specific T cells in the monocytes isolated from the brain, testes, and spleen. Using these approaches, it is possible to detect the antigen-specific T cells that have infiltrated into the immunoprivileged organs and to evaluate the functions of these T cells during the infection: potential immune protection via virus clearance and/or immunopathogenesis to exacerbate the inflammation. These findings may also help to clarify the contribution of T cells induced by the immunization against ZIKV.

Evaluation of Zika Virus-specific T-cell Responses in Immunoprivileged Organs of Infected Ifnar1-/- Mice

A protocol to evaluate antigen-specific T-cell responses in the immunoprivileged organs of the Ifnar1-/- murine model for the Zika virus (ZIKV) infection is described. This method is pivotal for investigating the cellular mechanisms of the protection and immunopathogenesis of ZIKV vaccines and is also valuable for their efficacy evaluation.

Evaluación de respuestas de células T Zika Virus-específica en Immunoprivileged órganos de ratones- / - Ifnar1 infectados

The Zika virus (ZIKV) can induce inflammation in immunoprivileged organs (e.g., the brain and testis), leading to the Guillain-Barr&#233; syndrome and ...

Lung microRNA Profiling Across the Estrous Cycle in Ozone-exposed Mice

MicroRNA (miRNA) profiling has become of interest to researchers working in various research areas of biology and medicine. Current studies show a promising future of using miRNAs in the diagnosis and care of lung diseases. Here, we define a protocol for miRNA profiling to measure the relative abundance of a group of miRNAs predicted to regulate inflammatory genes in the lung tissue from of an ozone-induced airway inflammation mouse model. Because it has been shown that circulating sex hormone levels can affect the regulation of lung innate immunity in females, the purpose of this method is to describe an inflammatory miRNA profiling protocol in female mice, taking into consideration the estrous cycle stage of each animal at the time of ozone exposure. We also address applicable bioinformatics approaches to miRNA discovery and target identification methods using limma, an R/Bioconductor software, and functional analysis software to understand the biological context and pathways associated with differential miRNA expression.

Here we describe a method to assess lung expression of miRNAs that are predicted to regulate inflammatory genes using mice exposed to ozone or filtered air at different stages of the estrous cycle.

MicroARN pulmón perfilado a través de la el ciclo estral en ratones expuestos al ozono

MicroRNA (miRNA) profiling has become of interest to researchers working in various research areas of biology and medicine. Current studies show a ...

Adoptive Immunotherapy of iNKT Cells in Glucose-6-Phosphate Isomerase (G6PI)-Induced RA Mice

Rheumatoid arthritis (RA) is a complex chronic inflammatory autoimmune disease. The pathogenesis of the disease is related to invariant natural killer T (iNKT) cells. Patients with active RA present fewer iNKT cells, defective cell function, and excessive polarization of Th1. In this study, an RA animal model was established using a mixture of hGPI325-339 and hGPI469-483 peptides. The iNKT cells were obtained by in vivo induction and in vitro purification, followed by infusion into RA mice for adoptive immunotherapy. The in vivo imaging system (IVIS) tracking revealed that iNKT cells were mainly distributed in the spleen and liver. On day 12 after cell therapy, the disease progression slowed down significantly, the clinical symptoms were alleviated, the abundance of iNKT cells in the thymus increased, the proportion of iNKT1 in the thymus decreased, and the levels of TNF-&#945;, IFN-&#947;, and IL-6 in the serum decreased. Adoptive immunotherapy of iNKT cells restored the balance of immune cells and corrected the excessive inflammation of the body.

Adoptive Immunotherapy of iNKT Cells in Glucose-6-Phosphate Isomerase G6PI-Induced RA Mice

This protocol uses G6PI mixed peptides to construct rheumatoid arthritis models that are closer to that of human rheumatoid arthritis in CD4+ T cells and cytokines. High purity invariant natural killer T cells (mainly iNKT2) with specific phenotypes and functions were obtained by in vivo induction and in vitro purification for adoptive immunotherapy.

Inmunoterapia adoptiva de células iNKT en ratones RA inducidos por glucosa-6-fosfato (G6PI)

Rheumatoid arthritis (RA) is a complex chronic inflammatory autoimmune disease. The pathogenesis of the disease is related to invariant natural killer T ...

Evaluation of T Follicular Helper Cells and Germinal Center Response During Influenza A Virus Infection in Mice

T Follicular Helper (Tfh) cells are an independent CD4+&#160;T cell subset specialized in providing help for germinal center (GC) development and generation of high-affinity antibodies. In influenza virus infection, robust Tfh and GC B cell responses are induced to facilitate effective virus eradication, which confers a qualified mouse model for Tfh-associated study. In this paper, we described protocols in detection of basic Tfh-associated immune response during influenza virus infection in mice. These protocols include: intranasal inoculation of influenza virus; flow cytometry staining and analysis of polyclonal and antigen-specific Tfh cells, GC B cells and plasma cells; immunofluorescence detection of GCs; enzyme-linked immunosorbent assay (ELISA) of influenza virus-specific antibody in serum. These assays basically quantify the differentiation and function of Tfh cells in influenza virus infection, thus providing help for studies in elucidating differentiation mechanism and manipulation strategy.

This paper describes protocols of evaluating Tfh and GC B response in mouse model of influenza virus infection.

Evaluación de las células auxiliares foliculares T y la respuesta del centro germinal durante la infección por el virus de la gripe A en ratones

T Follicular Helper (Tfh) cells are an independent CD4+&#160;T cell subset specialized in providing help for germinal center (GC) development and ...

Conjunctival Commensal Isolation and Identification in Mice

The ocular surface was once considered immune privileged and abiotic, but recently it appears that there is a small, but persistent commensal presence. Identification and monitoring of bacterial species at the ocular mucosa have been challenging due to their low abundance and limited availability of appropriate methodology for commensal growth and identification. There are two standard approaches: culture based or DNA sequencing methods. The first method is problematic due to the limited recoverable bacteria and the second approach identifies both live and dead bacteria leading to an aberrant representation of the ocular space. We developed a robust and sensitive method for bacterial isolation by building upon standard microbiological culturing techniques. This is a swab-based technique, utilizing an &#8220;in-lab&#8221; made thin swab that targets the lower conjunctiva, followed by an amplification step for aerobic and facultative anaerobic genera. This protocol has allowed us to isolate and identify conjunctival species such as Corynebacterium spp., Coagulase Negative Staphylococcus spp., Streptococcus spp., etc. The approach is suitable to define commensal diversity in mice under different disease conditions.

Presented here is a protocol for the isolation and amplification of aerobic and facultative anaerobic mouse conjunctival commensal bacteria using a unique eye swab and culture-based enrichment step with subsequent identification by microbiological based methods and MALDI-TOF mass spectrometry.

Aislamiento e identificación comensal conjuntival en ratones

The ocular surface was once considered immune privileged and abiotic, but recently it appears that there is a small, but persistent commensal presence. ...