1. Preparazione per la necroscopia <ol><li> Parti importanti di un esame post-mortem lordo (al lordo necroscopico) sono la storia dell&#39;animale e la descrizione dei risultati. </li><li> Un patologo veterinario leggendo le diapositive istopatologia potrebbe non aver visto l&#39;animale e conta su di voi per le informazioni di background. </li><li> Descrivere esattamente ciò che vedi prima di eutanasia degli animali. Ad esempio, &quot;topo femmina, uno dei cinque nella gabbia; C57BL/6N, testa inclinata verso destra&quot; o &quot;ratto marrone maschile; ceppo sconosciuto; animale si gratta, non vi è perdita di capelli a chiazze sul dorso, vicino alla coda e testa &quot;. </li><li> Usa chiaro, descrittivo, linguaggio oggettivo. Modificatori come &quot;lieve&quot;, &quot;moderata&quot; e &quot;grave&quot; può essere utile se il cut-off tra i livelli siano chiaramente delimitate. Descrivendo le cose in termini di oggetti prodotti alimentari o per uso domestico non è generalmente raccomandato. </li><li> Pesatura e di misurazione degli animali, i risultati, o organi è spesso utile. Un &quot;grande milza&quot; a voi potrebbe essere una milza normale per un altro osservatore. Dire che la milza misure di 3cm x 1,5 centimetri fornisce informazioni più obiettive. </li><li> Photodocumentation può essere prezioso. </li><li> Osservare tutte sanitari pertinenti sul lavoro e dispositivi di protezione individuale necessari per lavorare con gli animali vivi, carcasse potenzialmente infetti, o sostanze chimiche come formalina. </li></ol> 2. Postmortem posizione lorda e l&#39;esame di cuore, polmoni, fegato, reni e milza <ol><li> Raccogliere le forniture necessarie prima di eutanasia dell&#39;animale. Come minimo, ciò dovrebbe includere una scheda dissezione o superficie di lavoro simile, pinze, forbici, le etichette per i contenitori, fissativo, ed ogni altro supporto o tubi di raccolta / cups che possono essere potenzialmente necessari. </li><li> Brevemente valutare le condizioni, il comportamento e il movimento dell&#39;animale. Osservare e registrare modelli di respirazione (per esempio, rapido, poco profondo), così come la capacità ambulatoriale e l&#39;andatura (ad esempio, zoppicando, girando, tremori). </li><li> Eutanasia degli animali secondo le procedure standard presso l&#39;istituto, sempre rispettando le linee guida AVMA. </li><li> Valutare le condizioni del corpo dell&#39;animale per anomalie della pelle e pelo, dimagramento, o disidratazione. Prendere nota di eventuali manipolazioni artificiali, protesi, o cicatrici chirurgiche. </li><li> Esaminare tutti gli orifizi esterni (orecchie, occhi, naso, ano, aperture genitali, e la cavità orale). L&#39;uso di un ambito dissezione è consigliata per una più stretta osservazione. </li><li> Posare il mouse eutanasia o carcassa di ratto in decubito dorsale su una tavola di dissezione pulito o superficie di lavoro simile. </li><li> Utilizzando le forbici, incidere la pelle per tutta la lunghezza del ventre dall&#39;ano al mento, riflettendo la pelle e incisione della parete addominale, esponendo il visceri addominali, ghiandole salivari e prepuziale / clitoride e linfonodi cervicali e ascellari. Tagliare la gabbia toracica per esporre ed esaminare i visceri toracici facendo 2 tagli laterali su ogni lato della gabbia toracica, poi uno su, in cima dello sterno, di aprire un ampio spazio sufficiente per esaminare a fondo tutti i lobi dei polmoni. </li><li> Esaminare l&#39;aspetto della struttura muscolo-scheletrico. </li><li> Valutare tutti gli organi per le anomalie. In particolare trovare e identificare il cuore ei polmoni nella cavità toracica. In particolare trovare e identificare il fegato, reni e milza nella cavità addominale. Segnalare eventuali cambiamenti di colore, differenze di dimensioni, e gli organi mancanti o individuato nella posizione errata. Nota la consistenza delle superfici, qualsiasi tessuto aggiuntivi (ad esempio, masse), tasche fluido, o la presenza di liquido nella cavità addominale / toracico. </li><li> Osservare il tratto gastrointestinale per i contenuti, o la mancanza di contenuti, con particolare attenzione per le pareti ispessite, masse, e / o emorragia. Incise i reni (sezione longitudinale sinistra, destra-sezione, sulla linea mediana, ma fuori centro) con una lama di bisturi o un rasoio per verificare parenchima per qualsiasi tipo di anomalia. Controllare il mesentere di linfonodi e / o masse. </li><li> Esaminare il sistema urogenitale, alla ricerca di blocchi, tasche fluido, emorragie o altre anomalie. </li></ol> 3. Raccolta post-mortem di cuore, fegato, reni e milza per istopatologia <ol><li> Raccogliere di dimensioni appropriate, contenitore etichettato (s) riempito con una quantità adeguata del 10% formalina tamponata neutra (NBF). Regolare la quantità del 10% NBF al fine di ottenere un 20:1 rapporto di fissativo al tessuto. </li><li> Posizionare il mouse o la carcassa ratto in decubito dorsale su una tavola di dissezione pulito o superficie di lavoro simile ed esporre il tessuto di interesse. </li><li> Rimuovere il tessuto dalla carcassa con pinze e forbici. </li><li> Tessuto devono essere strettamente tagliata per rimuovere il grasso superfluo e del tessuto connettivo. Tessuto deve essere pulito di sangue, l&#39;uso normale (o fisiologico), soluzione salina) per risciacquare, se necessario. Non usare acqua distillata o di rubinetto per risciacquare i tessuti. </li><li> Posizionare il tessuto nel contenitore del 10% NBF. </li></ol><ol><li> Raccogliere di dimensioni appropriate, contenitore etichettato (s) riempito con una quantità adeguata del 10% NBF. Regolare il pari al 10% NBF al fine di ottenere un 20:1 rapporto di fissativo al tessuto. </li><li> Posizionare il mouse o la carcassa ratto in decubito dorsale su una tavola di dissezione pulito o superficie di lavoro simile. </li><li> Esporre la trachea, cuore e polmoni. </li><li> Usando forbici e pinze togliere la pelle e il muscolo sovrastante le regioni ventrali toraciche e cervicali. </li><li> Usando forbici e pinze, togliere la gabbia toracica di esporre il cuore ei polmoni rendendo 2 tagli laterali su ogni lato della cassa toracica, allora tutto vicino alla clavicola per aprire un ampio spazio sufficiente per esaminare a fondo tutti i lobi dei polmoni. </li><li> Tagliare i muscoli del collo si estende dallo sterno e costole alla mandibola, compresi quelli sovrastanti la trachea. </li><li> Inserire le forbici sotto il bordo anteriore della gabbia toracica ed effettuare 2 tagli, uno per lato, per rimuovere la sezione di osso sovrastante la trachea. </li><li> Afferrare la trachea vicino alla mascella con una pinza e tagliare completamente attraverso la trachea con le forbici posto sopra la pinza </li><li> Premete con delicatezza verso l&#39;alto trachea utilizzando il forcipe, snipping connessioni tessuto ventrale con le forbici fino a quando l&#39;intero insieme dei tessuti del torace (trachea, polmoni e cuore, questo è talvolta chiamato il &quot;coraggio&quot;) è stato rimosso dal corpo. </li><li> Posare i polmoni piatta sul piano di lavoro. </li><li> Liberamente legare un pezzo di materiale di sutura o spago da cucina intorno alla trachea facendo attenzione a non tirare. </li><li> Riempire una siringa con fissativo e inserire un ago che è abbastanza piccolo da entrare nella trachea. Per i topi, una siringa da 1 ml o 3 ml con un ago 26 gauge funziona bene. Per i ratti, una siringa da 5 ml con una siringa 18 gauge funziona bene. </li><li> Inserire l&#39;ago nel foro della trachea e utilizzare pinze per tenere la trachea che circonda l&#39;ago. Iniziare lentamente riempiendo i polmoni con fissativo. </li><li> Riempire i polmoni fino a quando completamente gonfio. Non sovra o underinflate. La quantità di fissativo necessario per gonfiare completamente i polmoni varia per età, ceppo, e la salute dell&#39;animale. <ol><li> Over-inflazione viene rilevato da infiltrazioni di liquidi e la formazione di schiuma dal tessuto polmonare. </li><li> Sottogonfiaggio viene rilevata da polmoni appaiono piatti e non completa in tutte le aree. </li></ol></li><li> Rimuovere l&#39;ago dalla trachea. </li><li> Stringere il materiale di sutura o la stringa che circonda la trachea per evitare il riflusso di fuori fissativo dei polmoni. </li><li> Posizionare i polmoni gonfiati in fissativo utilizzando un approssimativo 20:01 fissativo al rapporto dei tessuti. </li></ol> 5. Raccolta post-mortem del cervello <ol><li> Raccogliere di dimensioni appropriate, contenitore etichettato (s) riempito con una quantità adeguata del 10% NBF. Regolare il pari al 10% NBF al fine di ottenere un 20:1 rapporto di fissativo al tessuto. </li><li> Posizionare il mouse eutanasia o carcassa di ratto in decubito ventrale su una tavola di dissezione pulito o superficie di lavoro simile. </li><li> Usando forbici e pinze, togliere la pelle e il muscolo sovrastante il calvaria. </li><li> Utilizzando le forbici togliere la testa completamente dalla carcassa. </li><li> Utilizzando forbicine inserire la lama in fondo il foro occipitale, l&#39;apertura dove il cranio si apre nel canale spinale, e mantenendo suggerimenti forbice puntato verso l&#39;alto, iniziare a tagliare direttamente e attraverso la linea mediana del calvaria. </li><li> Utilizzando pinze, riflettono indietro le due metà del calvaria esponendo il cervello. 1. Quando possibile, posizionare il cervello esposto in fissativo mentre ancora nel cranio. In questo modo il tessuto di diventare azienda prima della rimozione dal cranio, se questo è richiesto. Patologi molti preferiscono che le sezioni sono tagliati dal cervello mentre ancora nel cranio. </li><li> Capovolgere delicatamente il cranio in modo che la gravità aiuteranno il tessuto a cadere dal cranio. </li><li> Utilizzando pinze curve, far scorrere con attenzione la pinza lungo il bordo esterno del cervello, e sotto il cervello a partire i lobi olfattivi, che circolano in cervello e verso il cervelletto. Pizzicare delicatamente con le pinze qualsiasi tessuto connettivo o nervi che inibiscono il cervello di cadere dal cranio. </li><li> Posizionare il cervello in fissativo con un rapporto approssimativo 20:01 del tessuto di fissativo. </li></ol> 6. Raccolta post-mortem dei linfonodi mesenterici (MLN) <ol><li> Collezione di tessuti per l&#39;analisi PCR dovrebbe essere fatto utilizzando una tecnica asettica. Fiamma sterilizzati, in autoclave o equivalentemente strumenti sterilizzati devono essere utilizzati. </li><li> Assemblare sterili provette Eppendorf e forbici sterili e pinze. </li><li> Posizionare il mouse eutanasia o carcassa di ratto in decubito dorsale su una tavola di dissezione pulito o superficie di lavoro simile. </li><li> Con forbici e pinze sterilizzate incidere la parete addominale ventrale dalla zona genitale alla base della gabbia toracica, Eliminando la pelle e muscoli e di esporre l&#39;intestino. </li><li> Il MLN si trovano nella cavità addominale nel tessuto mesenterico lungo il colon, immediatamente adiacente al cieco. </li><li> Per individuare la MLN, in primo luogo individuare il cieco che è il grande, a forma di virgola sezione dell&#39;intestino. I due punti si estende dal cieco e spesso può essere identificato dalla presenza di pellet fecali. Il MLN si trovano nel mesentere lungo il colon adiacente al cieco. Esso può essere identificato come un giallo, grumo ovoidale o sferica piccola parte di tessuto nel tessuto mesenterico bianco ed è spesso leggermente più spessa e più solida nella struttura rispetto al mesentere circostante e grassi. Utilizzare libri di testo di anatomia, se necessario, per l&#39;orientamento. </li><li> Usando tecniche asettiche e strumenti sterili rimuovere la MLN e posto in una provetta Eppendorf etichettato con informazioni di identificazione. </li></ol> 7. Raccolta post-mortem di aspirare respiratorie <ol><li> Montare forniture necessarie - pipetta sterile, forbici e pinze sterili, soluzioni sterili da lavare attraverso le vie respiratorie, e una scheda pulita dissezione o superficie di lavoro simile. </li><li> Posare il mouse eutanasia o carcassa di ratto in decubito dorsale sul tavolo di dissezione. </li><li> Per aspirato bronchiale nei ratti, l&#39;accesso alle vie respiratorie attraverso la trachea. Per aspirare nasali nei ratti, l&#39;accesso sia attraverso la trachea o attraverso il meato nasofaringeo. Per aspirati nasali o bronchiali nei topi, l&#39;accesso alle vie respiratorie attraverso il meato nasofaringeo. </li><li> Se sia aspirati nasali e bronchiali sono necessari, eseguire il aspirato bronchiale prima. Eseguire aspirato nasale con una nuova pipetta sterile. </li><li> Accesso tracheale (metodo consigliato per i ratti): <ol><li> Rispecchiare la pelle di distanza dalla zona cervicale per esporre tessuti sottocutanei. </li><li> Rimuovere le ghiandole salivari e muscolatura cervicale per esporre la trachea. </li><li> Utilizzando strumenti sterili, incidere la trachea per permettere l&#39;accesso al lume. Mantenere l&#39;asepsi durante la raccolta (Vai al punto 7.7). </li></ol></li><li> Meato accesso nasofaringeo (nasale aspirato e aspirato bronchiale, metodo consigliato per i topi a causa delle dimensioni più piccole della trachea): <ol><li> Questa procedura può essere eseguita sia per l&#39;aspirazione nasale e aspirato bronchiale. </li><li> Utilizzando fiamma sterilizzati in autoclave o strumenti, spezzare il temporomandibolare (mascella) comune e riflettono la mandibola dalla mascella, esponendo il meato nasofaringeo. Mantenere l&#39;asepsi durante la raccolta (Vai al punto 7.7). </li></ol></li><li> Disegna circa 1ml di liquido di campionamento in una pipetta sterile. Questo può essere normale soluzione fisiologica, tampone fosfato, o brodo di soia Trypticase. (Vai al punto 7.8 o 7.9, a seconda di quale aspirare si stanno raccogliendo.) </li><li> Aspirato bronchiale: 1. Asetticamente inserire nella pipetta lume tracheale, diretto caudalmente, e iniettare lentamente il liquido di campionamento nei bronchi e dei polmoni. Prelevare il liquido di campionamento dai bronchi e polmoni nella pipetta e rimuovere la pipetta dalla trachea. Non tutti i fluidi tornerà nella pipetta. Ripetere se più fluido è necessario per il test. </li><li> Aspirato nasale: <ol><li> Asetticamente inserire pipetta nel meato nasofaringeo (topi) o lume tracheale (ratti), diretto cranialmente, e iniettare lentamente il liquido di campionamento nella cavità nasale. </li><li> Assicurarsi che la cavità nasale è raggiunto dal contatto del palato nasale con la punta della pipetta, o attraverso l&#39;osservazione di liquido nella cavità costretto, visto come menischi formando al orifizio nasale (narici) o come fluido visibile attraverso il palato traslucido orale. Fluido non deve essere visto uscire attraverso la bocca. Se è così, ri-orientare la pipetta. </li><li> Prelevare il liquido di campionamento dalla cavità nasale nella pipetta e rimuovere la pipetta dalla meato o della trachea. </li></ol></li><li> Trasferire asetticamente campione mezzi appropriati o il contenitore per il test. </li></ol> 8. Rappresentante risultati <img src="/files/ftp_upload/2966/2966fig1.jpg" alt="Figura 1" /> Figura 1. Addominale e gli organi toracici nel topo. Questi organi sono in genere visibili quando un animale è prima apertura (nessuno degli organi sono stati spostati per esporre anche altri organi presenti nella cavità addominale). A) timo, b) il cuore, c), polmoni, d), diaframma, e), del fegato , f), intestino tenue, g) cieco, h), della vescica urinaria. <img src="/files/ftp_upload/2966/2966fig2.jpg" alt="Figura 2" /> Figura 2. Addominale e gli organi retroperitoneali nel topo. Se l&#39;intestino e il fegato sono sollevato e spostato (o rimossa), questi organi can essere visto. a), fegato (per riferimento), b) intestino (per riferimento), c), dello stomaco, d), della milza, e) i reni, f), del colon discendente, g) dell&#39;utero. <img src="/files/ftp_upload/2966/2966fig3.jpg" alt="Figura 3" /> Figura 3. Organi riproduttivi maschili. Questi possono essere più grandi in grandi, i maschi sessualmente maturi. A), vescicole seminali e delle ghiandole coagulazione, b) testicolo (spinto nella cavità addominale dallo scroto attraverso gli anelli inguinali, che restano aperti in topi e ratti), c), della vescica urinaria, d) le ghiandole prepuziale, e) epididimo. <img src="/files/ftp_upload/2966/2966fig4.jpg" alt="Figura 4" /> Figura 4. Organi riproduttivi femminili. A) non-utero gravido (topi e ratti hanno un utero bicorne), b) ovaio, sepolto in un cuscinetto di grasso ovarico, c), della vescica urinaria, d), le ghiandole del clitoride (analoghe alle ghiandole maschili prepuziale) .

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	<li>AVMA. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> AVMA Guidelines on Euthanasia. , (2007).</li><li>Feldman, D. B., Seely, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Necropsy Guide: Rodents and the rabbit. , (1988).</li><li>King, J. M., Dodd, D. C., Roth, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Necropsy Book. , (2006).</li><li>Kittel, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Revised+guides+for+organ+sampling+and+trimming+in+rats+and+mice--Part+2.+A+joint+publication+of+the+RITA+and+NACAD+groups.">Revised guides for organ sampling and trimming in rats and mice--Part 2. A joint publication of the RITA and NACAD groups.</a> Exp Toxicol Pathol. 55, 413-431 (2004).</li><li>Komarek, V., Fox, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chapter+1.">Chapter 1.</a> The Mouse in Biomedical Research. , 1-22 (2007).</li><li>Morawietz, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Revised+guides+for+organ+sampling+and+trimming+in+rats+and+mice--Part+3.+A+joint+publication+of+the+RITA+and+NACAD+groups.">Revised guides for organ sampling and trimming in rats and mice--Part 3. A joint publication of the RITA and NACAD groups.</a> Exp Toxicol Pathol. 55, 433-449 (2004).</li><li>Popesko, P., Raijtov&#225;, V., Hor&#225;k, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Colour Atlas of Anatomy of Small Laboratory Animals. 2, 91-106 (2002).</li><li>Ruehl-Fehlert, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Revised+guides+for+organ+sampling+and+trimming+in+rats+and+mice--part+1.">Revised guides for organ sampling and trimming in rats and mice--part 1.</a> Exp Toxicol Pathol. 55, 91-106 (2003).</li></ol>

Gli autori sono tutti i dipendenti del laboratorio di Charles River roditore diagnostica di laboratorio, dove si offrono questi servizi sul mercato.

La raccolta dei dati al termine di uno studio può prescrivere una visita post-mortem degli animali. Descrivono bene ciò che si vede e ricorda di esaminare tutti i tessuti. Queste procedure sono progettati principalmente per ottimizzare l&#39;autopsia e la raccolta dei campioni di sorveglianza delle malattie infettive, ma la maggior parte sono facilmente adattabili alle indagini focalizzate di incidenti sospetto di malattia o epidemie, in cui forse solo un sottoinsieme della procedura possa essere impiegato. Molte dell...

<table border="1"><tbody><tr><th> Reagente nome </th><th> Azienda </th><th> Numero di catalogo </th><th> Commenti </th></tr><tr><td> Tagliere </td><td> Thermo Electron Corp Cat # 36114 </td><td> Cat # 36114 </td><td></td></tr><tr><td> Forbicine </td><td> Roboz </td><td> RS-5910, G204 </td><td> Lame 23mm, 3,5 &quot;di lunghezza, dritto </td></tr><tr><td> Forbici di media </td><td> Roboz </td><td> RS-6808, G207 </td><td> 5 &quot; </td></tr><tr><td> Forbici di grandi dimensioni </td><td> Roboz </td><td> RS-6826, G65 &quot; </td><td> 6.25 &quot; </td></tr><tr><td> Pinza-curvo </td><td> Roboz </td><td> RS-8254 (M1/21004) </td><td> 4,5 &quot;, seghettata, leggera curva </td></tr><tr><td> Pinza-Microdissecting </td><td> Roboz </td><td> RS-5238 </td><td> Hudson-(EWALD) </td></tr><tr><td> Pinza-tessuto Pinze </td><td> Roboz </td><td> RS - 8160 </td><td> Rat dente </td></tr><tr><td> Fiamma sterilizzatore </td><td> Oxford da laboratorio Prodotti </td><td> Bacti-Cinerator # 5889-001007 </td><td></td></tr><tr><td> Bisturi </td><td> Diagnosi cancro, Inc. </td><td> Bisturi dito # 60, Cat # FS0060 </td><td></td></tr><tr><td> Pipette </td><td> VWR </td><td> Pasteur Pipettare 5 3 / 4 &quot;, Cat # 14672-400 </td><td></td></tr><tr><td> Sacchetti di autoclave </td><td> Manufacturing Company corretta </td><td> Sterilizzatore Paper Bag Pouches Cat # 021.002 (3.100.923) E09110 </td><td> Per pipette Pasteur </td></tr><tr><td> Pipetta a bulbo </td><td> VWR </td><td> Cat # 56310-240 </td><td></td></tr><tr><td> Eppendorf tubi </td><td> Sarstedt </td><td> 2 ml microtubo SafeSeal, Rif. # 72,695 </td><td></td></tr><tr><td> Eppendorf tubi </td><td> Argos </td><td> Microtubo Cat 5mL # T20765-C </td><td></td></tr><tr><td> Siringa </td><td> BD (Beckton Dickenson) </td><td> 1ml-309602 3 ml-300910-309603 5 ml 10 ml Cat # 309604 Cat 20 mL # 309661 </td><td></td></tr><tr><td> Aghi </td><td> BD </td><td> 26G 18G-309625-305195 </td><td></td></tr><tr><td> Formalina tamponata neutra </td><td> VWR </td><td> 20L NBF 10%, Cat # 16004-128 </td><td></td></tr><tr><td> Salino </td><td> ThermoScientific </td><td> Buffered Saline Banca del sangue, Cat # 23-309-178 </td><td></td></tr><tr><td> Trypticase soia brodo </td><td> Becton Dickinson </td><td> TSB: disidratati, Cat # 211825 </td><td></td></tr><tr><td> Tampone fosfato salino </td><td> Sigma Aldrich </td><td> HA tampone, Cat # P3813-10PAK </td><td></td></tr><tr><td> Tazze di formalina </td><td> VWR </td><td> 4 once Cat # 36318-852 36318-860 Cat # 8 once 16 once Cat # 36318-858 </td><td></td></tr><tr><td> Grandi tazze di formalina </td><td> Oakridge Prodotti </td><td> 32 once Cat # container 0432-1100 </td><td></td></tr><tr><td> Extra tazza grande formalina </td><td> VWR </td><td> HDPE contenitore multiuso 160 once Cat # 89038-282 </td><td></td></tr><tr><td> Materiale di sutura </td><td> Henry Schein </td><td> Sutura di seta intrecciata chirurgica, Rif. # 100-5000, M766750 </td><td> Per l&#39;inflazione del mouse polmone </td></tr><tr><td> Spago </td><td> Staples </td><td> Cat # QUA-46173 </td><td> Per l&#39;inflazione ratto del polmone </td></tr></tbody></table>

diagnostic necropsy and selected tissue and sample collection in rats and mice

Ci sono diversi tipi di campioni che possono essere raccolte da un animale eutanasia al fine di diagnosticare o scoprire agenti infettivi in ​​una colonia di animali. Corretta riscossione di tessuti per l&#39;ulteriore elaborazione istologica possono influenzare la qualità dei risultati dei test. Questo articolo descrive il comportamento di un esame di base lorda compresa l&#39;identificazione di cuore, fegato, polmoni, reni e milza, e come raccogliere questi organi. Inoltre quattro dei più difficili del tessuto / campione tecniche di raccolta sono dimostrati. La raccolta e la perfusione polmonare può essere particolarmente impegnativo come il tessuto ha bisogno di essere correttamente gonfiato con un fissatore in modo che all&#39;interno del tessuto per fissare adeguatamente e per consentire approfondita valutazione istologica. Questo articolo illustra passo dopo passo la tecnica per rimuovere il polmone e gonfiare con fissativo al fine di ottenere una fissazione ottimale del tessuto entro 24 ore. Raccolta cervello può essere allo stesso modo impegnativo come il tessuto è morbido e facilmente danneggiabili. Questo articolo illustra passo dopo passo la tecnica per esporre e rimuovere il cervello dal cranio, con minimo danno al tessuto. Il linfonodo mesenterico è un tipo di campione buona in cui per rilevare molti agenti infettivi comuni come virus enterici persistono più a lungo nel linfonodo di quanto non siano nelle feci. Questo articolo illustra la procedura passo-passo per l&#39;individuazione e la rimozione asetticamente il nodo mesenterica linfa. Infine, l&#39;identificazione degli agenti infettivi delle vie respiratorie può essere effettuata da coltura batterica o test PCR di nasale e / o bronchiali dei fluidi aspirati prese a necroscopia. Questa procedura descrive raccogliere ed elaborare i campioni respiratori aspirare per la coltura batterica e test PCR.

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Diagnostic Necropsy and Selected Tissue and Sample Collection in Rats and Mice

In questo articolo vengono descritte le procedure per lo svolgimento di un esame di base post-mortem di un topo o ratto, e la raccolta di organi di base, così come altri tipi di campioni difficili da per la valutazione istologica, microbiologici e PCR.

Necroscopia diagnostica e selezionati Collezione di tessuti e campioni di ratti e topi

There are multiple sample types that may be collected from a euthanized animal in order to help diagnose or discover infectious agents in an animal ...

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Biology

74.7K Views.  Charles River. In questo articolo vengono descritte le procedure per lo svolgimento di un esame di base post-mortem di un topo o ratto, e la raccolta di organi di base, così come altri tipi di campioni difficili da per la valutazione istologica, microbiologici e PCR.

Video: Diagnostic Necropsy and Selected Tissue and Sample Collection in Rats and Mice

Using Micro-Electro-Mechanical Systems (MEMS) to Develop Diagnostic Tools

Using Micro-Electro-Mechanical Systems MEMS to Develop Diagnostic Tools

Utilizzando Micro-Electro-Mechanical Systems (MEMS) per sviluppare strumenti diagnostici

Ricerca

Biologia

Human Pancreatic Islet Isolation: Part I: Digestion and Collection of Pancreatic Tissue

Management of Type 1 diabetes is burdensome, both to the individual and society, costing over 100 billion dollars annually. Despite the widespread use of glucose monitoring and new insulin formulations, many individuals still develop devastating secondary complications. Pancreatic islet transplantation can restore near normal glucose control in diabetic patients 1, without the risk of serious hypoglycemic episodes that are associated with intensive insulin therapy. Providing sufficient islet mass is important for successful islet transplantation. However, donor characteristic, organ procurement and preservation affect the isolation outcome 2. At University of Illinois at Chicago (UIC) we have developed a successful isolation protocol with an improved purification gradient 3. The program started in January 2004, and more than 300 isolations were performed up to November 2008. The pancreata were sent in cold preservation solutions (UW, University of Wisconsin or HTK, Histidine-Tryptophan Ketoglutarate) 4-7 to the Cell Isolation Laboratory at UIC for islet isolation. Pancreatic islets were isolated using the UIC method, which is a modified version of the method originally described by Ricordi et al 8. Briefly, after cleaning the pancreas from the surrounding tissue, it was perfused with enzyme solution (Serva Collagenase + Neutral Protease or Sigma V enzyme). The distended pancreas was then transferred to the Ricordi digestion chamber, connected to a modified, closed circulation tubing system, and warmed up to 37&deg;C. During the digestion, the chamber was shaken gently. Samples were taken continuously to monitor the digestion progress. Once free islets were detected under the microscope, the digestion was stopped by flushing cold (4&deg;C) RPMI dilution solution (Mediatech, Herndon, VA) into the circulation system to dilute the enzyme. After being collected and washed in M199 media supplemented with human albumin, the tissue was sampled for pre-purification count and incubated with UW solution before purification. Purification process will be described in Part II: Purification and Culture of Human Islets.

Achieving high quality and appropriate quantity of human islets is one of the prominent prerequisites for successful islet transplantation. In this video, we describe step by step the procedures for human pancreatic islet isolation (part I: digestion and collection of pancreatic tissue) using a modified automated method.

Isolamento delle isole pancreatiche umane: Parte I: Digestione e Collezione di tessuto pancreatico

Management of Type 1 diabetes is burdensome, both to the individual and society, costing over 100 billion dollars annually. Despite the widespread use of ...

Seawater Sampling and Collection

This video documents methods for collecting coastal marine water samples and processing them for various downstream applications including biomass concentration, nucleic acid purification, cell abundance, nutrient and trace gas analyses. For today's demonstration samples were collected from the deck of the HMS John Strickland operating in Saanich Inlet. An A-frame derrick, with a multi-purpose winch and cable system, is used in combination with Niskin or Go-Flo water sampling bottles. Conductivity, Temperature, and Depth (CTD) sensors are also used to sample the underlying water mass. To minimize outgassing, trace gas samples are collected first.  Then, nutrients, water chemistry, and cell counts are determined. Finally, waters are collected for biomass filtration. The set-up and collection time for a single cast is ~1.5 hours at a maximum depth of 215 meters. Therefore, a total of 6 hours is generally needed to complete the collection series described here.

This video documents methods for collecting coastal marine water samples and processing them for various downstream applications including biomass concentration, nucleic acid purification, cell abundance, nutrient and trace gas analyses.

Campionamento di acqua di mare e di raccolta

This video documents methods for collecting coastal marine water samples and processing them for various downstream applications including biomass ...

Manual Restraint and Common Compound Administration Routes in Mice and Rats

Being able to safely and effectively restrain mice and rats is an important part of conducting research. Working confidently and humanely with mice and rats requires a basic competency in handling and restraint methods. This article will present the basic principles required to safely handle animals. One-handed, two-handed, and restraint with specially designed restraint objects will be illustrated. Often, another part of the research or testing use of animals is the effective administration of compounds to mice and rats. Although there are a large number of possible administration routes (limited only by the size and organs of the animal), most are not used regularly in research. This video will illustrate several of the more common routes, including intravenous, intramuscular, subcutaneous, and oral gavage. The goal of this article is to expose a viewer unfamiliar with these techniques to basic restraint and substance administration routes. This video does not replace required hands-on training at your facility, but is meant to augment and supplement that training.

Working safely and humanely with research rodents requires a core competency in handling and restraint methods. This article will present the basic principles required to safely handle and effectively administer compounds to mice and rats.

Contenzione manuale e comuni Itinerari Compound amministrazione in topi e ratti

Being able to safely and effectively restrain mice and rats is an important part of conducting research.  Working confidently and humanely with mice and ...

Germ Cell Transplantation and Testis Tissue Xenografting in Mice

Germ cell transplantation was developed by Dr. Ralph Brinster and colleagues at the University of Pennsylvania in 19941,2. These ground-breaking studies showed that microinjection of germ cells from fertile donor mice into the seminiferous tubules of infertile recipient mice results in donor-derived spermatogenesis and sperm production by the recipient animal2. The use of donor males carrying the bacterial &beta;-galactosidase gene allowed identification of donor-derived spermatogenesis and transmission of the donor haplotype to the offspring by recipient animals1. Surprisingly, after transplantation into the lumen of the seminiferous tubules, transplanted germ cells were able to move from the luminal compartment to the basement membrane where spermatogonia are located3. It is generally accepted that only SSCs are able to colonize the niche and re-establish spermatogenesis in the recipient testis. Therefore, germ cell transplantation provides a functional approach to study the stem cell niche in the testis and to characterize putative spermatogonial stem cells. To date, germ cell transplantation is used to elucidate basic stem cell biology, to produce transgenic animals through genetic manipulation of germ cells prior to transplantation4,5, to study Sertoli cell-germ cell interaction6,7, SSC homing and colonization3,8, as well as SSC self-renewal and differentiation9,10.
Germ cell transplantation is also feasible in large species11. In these, the main applications are preservation of fertility, dissemination of elite genetics in animal populations, and generation of transgenic animals as the study of spermatogenesis and SSC biology with this technique is logistically more difficult and expensive than in rodents. Transplantation of germ cells from large species into the seminiferous tubules of mice results in colonization of donor cells and spermatogonial expansion, but not in their full differentiation presumably due to incompatibility of the recipient somatic cell compartment with the germ cells from phylogenetically distant species12. An alternative approach is transplantation of germ cells from large species together with their surrounding somatic compartment. We first reported in 2002, that small fragments of testis tissue from immature males transplanted under the dorsal skin of immunodeficient mice are able to survive and undergo full development with the production of fertilization competent sperm13. Since then testis tissue xenografting has been shown to be successful in many species and emerged as a valuable alternative to study testis development and spermatogenesis of large animals in mice14.

Protocols for germ cell transplantation and testis tissue xenografting are described. Germ cell transplantation results in donor-derived spermatogenesis in recipient testes and represents a functional reconstitution assay for identification of spermatogonial stem cells (SSCs). Testis tissue xenografting reproduces testis development and spermatogenesis of various donor species in recipient mice.

Germ trapianto di cellule e di tessuto testicolare xenotrapianto in topi

Germ cell transplantation was developed by Dr. Ralph Brinster and colleagues at the University of Pennsylvania in 19941,2. These ground-breaking studies ...

Ovariectomy and 17&beta;-estradiol Replacement in Rats and Mice: A Visual Demonstration

Estrogens are a family of female sexual hormones with an exceptionally wide spectrum of effects. When rats and mice are used in estrogen research they are commonly ovariectomized in order to ablate the rapidly cycling hormone production, replacing the 17&beta;-estradiol exogenously. There is, however, lack of consensus regarding how the hormone should be administered to obtain physiological serum concentrations. This is crucial since the 17&beta;-estradiol level/administration method profoundly influences the experimental results1-3. We have in a series of studies characterized the different modes of 17&beta;-estradiol administration, finding that subcutaneous silastic capsules and per-oral nut-cream Nutella are superior to commercially available slow-release pellets (produced by the company Innovative Research of America) and daily injections in terms of producing physiological serum concentrations of 17&beta;-estradiol4-6. Amongst the advantages of the nut-cream method, that previously has been used for buprenorphine administration7, is that when used for estrogen administration it resembles peroral hormone replacement therapy and is non-invasive. The subcutaneous silastic capsules are convenient and produce the most stable serum concentrations. This video article contains step-by-step demonstrations of ovariectomy and 17&beta;-estradiol hormone replacement by silastic capsules and peroral Nutella in rats and mice, followed by a discussion of important aspects of the administration procedures.

Ovariectomy and 17&#946;-estradiol Replacement in Rats and Mice: A Visual Demonstration

Ovariectomy and subsequent replacement of 17&beta;-estradiol by means of silastic capsules and peroral Nutella are demonstrated in rats and mice.

Sostituzione ovariectomia e 17β-estradiolo in ratti e topi: A dimostrazione visiva

Estrogens are a family of female sexual hormones with an exceptionally wide spectrum of effects. When rats and mice are used in estrogen research they are ...

Proteomic Sample Preparation from Formalin Fixed and Paraffin Embedded Tissue

Preserved clinical material is a unique source for proteomic investigation of human disorders. Here we describe an optimized protocol allowing large scale quantitative analysis of formalin fixed and paraffin embedded (FFPE) tissue. The procedure comprises four distinct steps. The first one is the preparation of sections from the FFPE material and microdissection of cells of interest. In the second step the isolated cells are lysed and processed using 'filter aided sample preparation' (FASP) technique. In this step, proteins are depleted from reagents used for the sample lysis and are digested in two-steps using endoproteinase LysC and trypsin. 
After each digestion, the peptides are collected in separate fractions and their content is determined using a highly sensitive fluorescence measurement. Finally, the peptides are fractionated on 'pipette-tip' microcolumns. The LysC-peptides are separated into 4 fractions whereas the tryptic peptides are separated into 2 fractions. In this way prepared samples allow analysis of proteomes from minute amounts of material to a depth of 10,000 proteins. Thus, the described workflow is a powerful technique for studying diseases in a system-wide-fashion as well as for identification of potential biomarkers and drug targets.

Archival formalin fixed and paraffin embedded (FFPE) clinical samples are valuable material for investigation of diseases. Here we demonstrate a sample preparation workflow allowing in-depth proteomic analysis of microdissected FFPE tissue.

Preparazione del campione proteomica dalla fissati in formalina e incluso in paraffina Tissue

Preserved clinical material is a unique source for proteomic investigation of human disorders. Here we describe an optimized protocol allowing large scale ...

Milk Collection Methods for Mice and Reeves' Muntjac Deer

Animal models are commonly used throughout research laboratories to accomplish what would normally be considered impractical in a pathogen&#8217;s native host. Milk collection from animals allows scientists the opportunity to study many aspects of reproduction including vertical transmission, passive immunity, mammary gland biology, and lactation. Obtaining adequate volumes of milk for these studies is a challenging task, especially from small animal models. Here we illustrate an inexpensive and facile method for milk collection in mice and Reeves&#8217; muntjac deer that does not require specialized equipment or extensive training. This particular method requires two researchers: one to express the milk and to stabilize the animal, and one to collect the milk in an appropriate container from either a Muntjac or mouse model. The mouse model also requires the use of a P-200 pipetman and corresponding pipette tips. While this method is low cost and relatively easy to perform, researchers should be advised that anesthetizing the animal is required for optimal milk collection.

Milk collection from animal models facilitates various research avenues: understanding passive immunity, identifying pathogens responsible for vertical transmission and, through the use of transgenic mice, even commercial production of proteins found in human breast milk. Here we illustrate a simple method for milk collection in mice and Reeves&#8217; muntjac deer.

Metodi Latte di raccolta per topi e Reeves &#39;Muntjac

Animal models are commonly used throughout research laboratories to accomplish what would normally be considered impractical in a pathogen&#8217;s native ...

Dissection of the Auditory Bulla in Postnatal Mice: Isolation of the Middle Ear Bones and Histological Analysis

In most mammals, auditory ossicles in the middle ear, including the malleus, incus and stapes, are the smallest bones. In mice, a bony structure called the auditory bulla houses the ossicles, whereas the auditory capsule encloses the inner ear, namely the cochlea and semicircular canals. Murine ossicles are essential for hearing and thus of great interest to researchers in the field of otolaryngology, but their metabolism, development, and evolution are highly relevant to other fields. Altered bone metabolism can affect hearing function in adult mice, and various gene-deficient mice show changes in morphogenesis of auditory ossicles in utero. Although murine auditory ossicles are tiny, their manipulation is feasible if one understands their anatomical orientation and 3D structure. Here, we describe how to dissect the auditory bulla and capsule of postnatal mice and then isolate individual ossicles by removing part of the bulla. We also discuss how to embed the bulla and capsule in different orientations to generate paraffin or frozen sections suitable for preparation of longitudinal, horizontal, or frontal sections of the malleus. Finally, we enumerate anatomical differences between mouse and human auditory ossicles. These methods would be useful in analyzing pathological, developmental and evolutionary aspects of auditory ossicles and the middle ear in mice.

We present a protocol to isolate the auditory bulla, capsule, and ossicles from postnatal mice for whole mount and histological analysis.

La dissezione del Auditory Bulla nei topi postnatale: Isolamento delle ossa dell&#39;orecchio medio e l&#39;analisi istologica

In most mammals, auditory ossicles in the middle ear, including the malleus, incus and stapes, are the smallest bones. In mice, a bony structure called ...

Cystometric and External Urethral Sphincter Measurements in Awake Rats with Implanted Catheter and Electrodes Allowing for Repeated Measurements

Lower urinary tract function is mainly assessed by means of cystometric bladder function analysis in rodents. Conventional cystometries are usually performed as terminal analysis under urethane anesthesia. It is well known that anesthetic drugs can influence bladder function. Hence, the aim of this technique is to perform cystometric measurements of the urinary bladder and external urethral sphincter in lightly restrained awake rats. For this purpose, a bladder catheter is implanted into the bladder dome. Subsequently, two electrodes are implanted bilateral to the external urethral sphincter and a ground electrode is sutured to a non-responsive skeletal muscle. The bladder catheter and the three electrodes are finally tunneled subcutaneously to the neck region and affixed to a harness. With this technique, the lower urinary tract can be measured at multiple time points in the same animal to assess lower urinary tract function. The main application of this technique is the follow-up of simultaneous urinary bladder and external urethral sphincter function in awake healthy rats and after induction of a disease or injury. Moreover, subsequent lower urinary tract monitoring can be performed during evaluation of the disease/injury and to monitor treatment efficacy.

This protocol first describes the surgical procedure of the permanent implantation of a urinary bladder catheter combined with external urethral sphincter electrodes, and second, the measurement of the function of the urinary bladder and external urethral sphincter in implanted awake animals.

Cistometrici ed esterni misure dello sfintere uretrale in ratti svegli con catetere impiantato ed elettrodi consentendo misurazioni ripetute

Lower urinary tract function is mainly assessed by means of cystometric bladder function analysis in rodents. Conventional cystometries are usually ...