Este trabajo fue financiado por los Institutos Nacionales de Salud (NIH) de K12 Físicos y Terapeutas Ocupacionales-Oportunidades en Formación Integral de Rehabilitación de Investigación (K12 HD055931), la Fundación de Terapia Física y el Pittsburgh Claude D. Pepper estadounidenses mayores de la Independencia Centro (P30 AG024827 ).

1. Preparación de electrodos <ul><li> Un corte de 1 cm x 1 cm de sección de la placa de circuito del vector. </li><li> Estabilizar 2 pines wirewrap con un férreo control, con alfileres espaciadas aproximadamente 3,5 mm. Los extremos bifurcados de los pasadores debe quedar hacia arriba. </li><li> Doble wirewrap clavijas en un ángulo de 90 °, aproximadamente a medio camino a lo largo de su longitud, con unos alicates de punta fina. </li><li> Exponer los cables de cobre de conectores, de aproximadamente 7 cm de la conexión del conductor, al despojar el aislamiento del cable. </li><li> Soldadura uno de los hilos de cobre al extremo bifurcado de uno de los pasadores wirewrap. Repita el paso de soldadura para el pasador de wirewrap otro. </li><li> Tire de tubería de encogimiento en la conexión entre los cables de cobre con soldadura y alfileres de oro con el fin de aislar y estabilizar. Calentar el tubo con la punta del soldador. </li><li> Inserte las puntas de los pasadores sin soldar wirewrap en las aberturas adyacentes de la placa de circuito protoboard. </li><li> Asegurarse de que los pasadores wirewrap son paralelas entre sí y ptick a través de la protoboard de tal manera que las puntas se encuentran a la misma distancia cuando se coloca a través del tablero. </li><li> Insertar los extremos de los pernos de soldadura en epoxi transparente. Deje que el epoxi cure durante aproximadamente 10 minutos, o hasta que esté completamente seco. </li><li> Repetir la aplicación de epoxi hasta que los pasadores y el tablero de circuito vectores están completamente embebido con el fin de proporcionar la integridad estructural y alivio de tensión para los hilos conductores. </li><li> La arena de la resina epoxi utilizando una lima de metal para exponer las puntas de los pasadores de oro. </li><li> Utilice un multímetro para asegurarse de que los dos cables no son eléctricamente cortocircuito y que los cables tienen la continuidad adecuada </li><li> Conecte el electrodo lleva desde el dispositivo a la EENM conector hembra de alambre de 2 vías (cable de Pomona parche). </li></ul> 2. Preparación de Animales <ul><li> Los animales son anestesiados mediante inhalación usando 2% isofluorano (Abbott Laboratories, North Chicago, IL) en 100% de O 2 de gas. El animal debe permanecer anestesiado todo tque la EENM sesión. </li><li> Antes de iniciar el protocolo de EENM realizar un pellizco dedo para asegurar que el animal está totalmente anestesiado. </li><li> Animal, debe comprobarse periódicamente la respuesta a la estimulación con el fin de garantizar el nivel de anestesia es suficiente. La anestesia se debe ajustar según sea necesario. Movimiento distinto del de la pierna estimulada, cambios en la profundidad respiratoria, y el color de las membranas mucosas todos deben ser evaluados periódicamente para controlar la profundidad de la anestesia. </li><li> Coloque el animal en decúbito lateral. </li><li> Aplicar lubricante oftálmica a los ojos con el fin de impedir el secado de córnea durante el procedimiento. </li><li> Afeitar el área de las extremidades traseras a tratar, y limpie con alcohol. </li><li> Limpie el electrodo con un 3% de lejía, luego enjuague con agua. </li><li> Aplique una capa de gel conductor sobre el lugar donde se aplica el electrodo. Vuelva a aplicar cuando sea necesario a través del protocolo de EENM para garantizar el flujo de corriente entre el electrodo y la piel. </li><li> Una lámpara de calor or capa de agua circulante se debe utilizar para mantener los rangos normales corporal. </li><li> Nota: Todos los procedimientos han sido revisados ​​y aprobados por el Cuidado de Animales de la Universidad de Pittsburgh y el Comité Institucional de Uso y actuó en PHS a los asegurados ya AAALAC Int. programa acreditado e instalaciones. </li></ul> 3. Estímulo <ul><li> Posicionamiento del electrodo: <ul><li> Para la estimulación de los músculos del compartimento anterior, incluyendo el músculo tibial anterior y el músculo extensor largo de los dedos, colocar el electrodo de superficie directamente sobre el nervio profundo peroneo del animal, que es una rama distal fuera del nervio peroneo común, y está situado justo anterior a la del cabeza del peroné. </li><li> Para la estimulación de los músculos del compartimento anterior, la colocación del electrodo se confirma cuando la estimulación provoca la flexión dorsal del tobillo completo y la extensión completa de los dígitos. Por otro lado, la flexión dorsal, en la ausencia de extensión dígito indica que sólo el tibial previarior del músculo está siendo estimulado. Tal respuesta contráctil específica puede ser deseable, dependiendo del diseño del estudio. </li><li> La contracción muscular se divide en 2 fases de estimulación: una libre de la fase móvil, concéntrico, que se produce durante el período inicial ~ 0,5 segundos. Durante esta primera fase, la pata se mueve desde una posición de descanso a la dorsiflexión y la extensión máxima de dígitos. La segunda fase de estimulación es una contracción isométrica sostenida en dorsiflexión final alcance y extensión de dígitos. </li></ul></li><li> Los parámetros de estimulación: <ul><li> Este modelo utiliza la EENM Empi 300 PV dispositivo de electroterapia multifunción, que ofrece 2 canales de EENM convencionales (véase el cuadro). Para los fines de este modelo, sólo se utiliza un canal. </li><li> Los parámetros utilizados incluyen simétrica forma de onda, una duración de impulso de 150 mS y una frecuencia de 50Hz. Tiempo de estimulación se establece en 5 segundos, con una rampa de hasta 0,5 segundos y una rampa de 0,5 segundos hacia abajo. Esto permitirá que el músculo más gradual aclimataciónsu compañero a la estimulación. En el protocolo actual, fuera de tiempo entre las contracciones se establece en 10 segundos, pero esto puede ser ajustado en función del efecto deseado. Disminución de tiempos se traducirá en una iniciación más rápida de la fatiga muscular. Estos parámetros de estimulación se basa en protocolos clínicos diseñados para mejorar la fuerza muscular mediante estimulación eléctrica neuromuscular, sin inducir un daño significativo del músculo esquelético 1, 15, 16. </li><li> Los ratones que completar dos series de 10 contracciones, con un descanso de 5 minutos entre series. </li><li> Para los animales adultos, la intensidad de EENM se suele iniciar a las 9 mA. Desde nuestra experiencia, esto es aproximado a la máxima intensidad de partida que no induce una notable alteración de la marcha inmediatamente después de la estimulación. Para las sesiones posteriores NMES, la intensidad se incrementa en 1 mA cada vez que los animales son capaces de completar 20 dorsiflexions completos. </li></ul></li><li> Tras la finalización de la estimulación de protocolo y el recomuy de la anestesia, los animales suelen demostrar una marcha normal y la postura. La marcha debe permanecer intacta durante toda la duración del programa de EENM. </li></ul> 4. Los resultados representativos El protocolo de EENM se describe en este artículo se ha implementado en varias cepas de ratón, a saber: de tipo salvaje (B6/10), B6.SCID y mdx / ratones SCID. Los resultados representativos de la EENM llevadas a cabo durante 4 semanas (20 sesiones) en 3-5 meses de edad mdx / SCID se presentan. Los animales fueron sacrificados humanitariamente por dislocación cervical, mientras que bajo anestesia. El músculo tibial anterior se cosechó y se congelaron inmediatamente en 2-metil-butano pre-enfriado en nitrógeno líquido, y se almacenó a -80 ° C. Serial secciones transversales (10 micras) se obtuvieron y se montaron en portaobjetos. Los análisis estadísticos se realizaron utilizando el estándar de paquetes de software estadísticos (SPSS, v19.0 software). En primer lugar, la prueba de Levene se utilizó para evaluar si existe was la igualdad de las varianzas. Muestras independientes t-test se realiza para investigar las diferencias entre EENM y los grupos de control. Hematoxilina y eosina (H &amp; E) Las manchas se realizaron para investigar si el protocolo de EENM se traduciría en una lesión mayor en el músculo distrófico. Una sección se ha seleccionado, y las imágenes fueron obtenidas con un microscopio óptico (Nikon Eclipse E800, Nikon, Japón). El número total de fibras y el número de fibras con núcleos centralmente localizado se contaron manualmente utilizando los Institutos Nacionales de Salud (NIH) - software desarrollado análisis de imagen, imagen J. No hubo un incremento significativo en el índice de regeneración (número de fibras centralmente nucleadas / número total de fibras) en los animales sometidos a EENM, en comparación con los controles (p = 0,802; Figura 1). Esto sugiere que la aplicación de EENM no aumenta la cascada de degeneración-regeneración observado en animales distróficos, y es por lo tanto no es probableque se induce un daño muscular. Inmunofluorescencia tinción para CD31 se realizó para investigar el efecto del protocolo de 4 semanas EENM sobre la vascularización del músculo. En pocas palabras, las secciones musculares fueron fijadas en formol al 4% y se bloquearon con 5% suero de caballo (HS). Las secciones se incubaron con una rata anti-ratón anticuerpo primario (1:300 dilución en 5% SA) y se trató con una cabra 555-etiquetados anti-rata anticuerpo secundario (1:300 dilución en 5% HS). Para cuantificar el número total de células positivas a CD31, una sección se ha seleccionado, y se fotografiaron mediante microscopía de fluorescencia (Nikon Eclipse E800, Japón). El número total de los capilares se contó manualmente con el norte de Eclipse Software (Empix Imaging Inc.). Hubo un aumento significativo en el número de células positivas CD31 en los animales sometidos a EENM cuando se compara con los controles (p &lt;0,01; Figura 2), lo que indica que el protocolo de EENM como se describe promueve la angiogénesis músculo esquelético. <strong&gt; En ensayos in situ contráctil: Cuatro semanas después de la finalización de un protocolo de EENM, las pruebas de contracción de los músculos del compartimento anterior se realizó con un aparato de ensayos in situ (Modelo 809B, Aurora Scientific Inc, Canadá), estimulador (Modelo 701C, Aurora Scientific Inc , Canadá), y la fuerza del transductor (Aurora Scientific Inc, Canadá). Brevemente, el nervio peroneo de animales anestesiados se aisló a través de una pequeña incisión lateral a la rodilla. Los ratones fueron colocados en posición supina sobre una plataforma y el pie está probando fue colocado sobre la placa base. El miembro posterior utilizado para la prueba se estabilizó con cinta de tela sobre la rodilla y el pie. Los músculos se estimularon con unos electrodos gancho insertados bajo la piel. La contracción muscular tetánica se puso a prueba a una frecuencia de 150 Hz para 350 ms para investigar si el protocolo de 4 semanas NMES podría inducir mejoras en la fuerza muscular. Los resultados se normalizan a peso húmedo del músculo. Hubo un aumento de aproximadamente 30% en el tetanIC contracción de los animales sometidos a la EENM, en comparación con los controles (p = 0,005) (Figura 3), lo que sugiere el protocolo descrito mejora la fuerza muscular esquelético en mdx / SCID animales. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/3914/3914fig1.jpg" /> . Figura 1 hematoxilina y eosina músculo esquelético de la distrófica (MDX) / ratones inmunodeficientes (4-5 meses) (10 aumentos): A los controles no tratados), B) después de 4 semanas de la EENM. <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/3914/3914fig2.jpg" /> Figura 2. CD31 inmunofluorescencia (rojo), como marcador de la vascularización del músculo esquelético, en el músculo esquelético de la distrófica (MDX) / ratones inmunodeficientes (4-5 meses) (20 aumentos) a) los controles no tratados, B) después de 4 semanas de EENM. <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/3914/3914fig3.jpg" /> Figura 3. Pruebas contráctilde los músculos del compartimento anterior en el control y animales tratados con EENM durante 4 semanas. mNm = mili Nm. <a href="http://www.jove.com/files/ftp_upload/3914/3914fig3large.jpg">Haga clic aquí para ver más grande la figura</a> .

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P., Fu, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regional+differences+in+expression+of+VEGF+mRNA+in+rat+gastrocnemius+following+1+hr+exercise+or+electrical+stimulation.">Regional differences in expression of VEGF mRNA in rat gastrocnemius following 1 hr exercise or electrical stimulation.</a> BMC Physiology. 2, 8 (2002).</li><li>Putman, C. T., Dusterhoft, S., Pette, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Changes+in+satellite+cell+content+and+myosin+isoforms+in+low-frequency-stimulated+fast+muscle+of+hypothyroid+rat.">Changes in satellite cell content and myosin isoforms in low-frequency-stimulated fast muscle of hypothyroid rat.</a> Journal of Applied Physiology. 86, 40-51 (1999).</li><li>Monaghan, B., Caulfield, B., O'Mathuna, D. 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A., Azuma, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuromuscular+electrical+stimulation+and+volitional+exercise+for+individuals+with+rheumatoid+arthritis:+a+multiple-patient+case+report.">Neuromuscular electrical stimulation and volitional exercise for individuals with rheumatoid arthritis: a multiple-patient case report.</a> Physical Therapy. 87, 1064-1077 (2007).</li><li>Delitto, A., Rose, S. J., McKowen, J. M., Lehman, R. C., Thomas, J. A., Shively, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrical+stimulation+versus+voluntary+exercise+in+strengthening+thigh+musculature+after+anterior+cruciate+ligament+surgery.[erratum+appears+in+Phys+Ther+1988+Jul;68(7):1145].">Electrical stimulation versus voluntary exercise in strengthening thigh musculature after anterior cruciate ligament surgery.[erratum appears in Phys Ther 1988 Jul;68(7):1145].</a> Physical Therapy. 68, 660-663 (1988).</li></ol>

No tenemos nada que revelar.

Estos resultados sugieren que nuestro modelo murino de EENM desarrollada promueve la angiogénesis músculo esquelético (Figura 2) y el refuerzo (Figura 3), pero no induce daños músculo esquelético (Figura 1). Cabe señalar que los parámetros de estimulación descritos aquí han sido diseñadas para inducir una sobrecarga muscular a los músculos del compartimento anterior. Así como es el caso de situaciones clínicas, colocación de los electrodos puede ser ajustado para estimular otros grupos musculares, aunque la respuesta del músculo a EENM puede ser diferente, dependiendo de la composición de fibra tipo. EENM duración, el número total de sesiones de tratamiento, y el número total de repeticiones puede ser modificado de acuerdo al diseño del estudio. Al igual que con cualquier protocolo, este método tiene limitaciones que deben tenerse en cuenta. En el presente estudio, la estimulación se realiza sobre el nervio peroneo profundo. Sin embargo, en la clínica, la estimulación is general se administra en la unidad de motor. En el modelo animal, la estimulación del nervio requeriría una intensidad menor a fin de provocar la contracción del músculo completo. Otra limitación del modelo que se presenta es que no somos capaces de obtener información sobre el nivel de comodidad durante la aplicación de la EENM, dado que los animales son anestesiados. Por lo tanto, la tolerabilidad de intensidad comparable en una población clínica es difícil de evaluar. Sin embargo, nuestros resultados histológicos indican nuestro modelo de EENM, como se ha descrito, no induce una lesión muscular. El desarrollo de modelos animales que imitan a las modalidades aplicadas comúnmente en la clínica nos proporciona herramientas de laboratorio útiles que permite una mejor comprensión de las respuestas celulares y moleculares a las intervenciones terapéuticas. Además, estos modelos son útiles para llevar a cabo estudios pre-clínicos tanto al perfeccionamiento de los protocolos existentes de rehabilitación y desarrollo de nuevas indicaciones.

<table border="1"><tbody><tr><td> Nombre del reactivo </td><td> Empresa </td><td> Número de catálogo </td></tr><tr><td> Vector mensajes en el hilo envolver con terminal de soldadura bifurcado </td><td> Newark </td><td> T68 </td></tr><tr><td> Vector de circuito </td><td> Newark </td><td> 3662-2 </td></tr><tr><td> Pomona cable de conexión </td><td> Newark </td><td> P-36-0 </td></tr><tr><td> 5 minutos de epoxy </td><td> VO Baker, Co. </td><td> 4001 </td></tr><tr><td> Spectra 360 gel para electrodos </td><td> Milliken Medical </td><td> MR41217 </td></tr><tr><td> El dispositivo portátil de estimulación neuromuscular </td><td> EMPI </td><td> 300PV </td></tr></tbody></table>

a murine model of muscle training by neuromuscular electrical stimulation

La estimulación eléctrica neuromuscular (EENM) es una modalidad clínica común que se utiliza ampliamente para restaurar una, mantener dos o mejorar la capacidad funcional del músculo 3.5. Estimulación transcutánea superficie del músculo esquelético implica un flujo de corriente entre un cátodo y un ánodo, induciendo con ello la excitación de la unidad de motor y las fibras musculares circundantes. EENM es una modalidad atractiva para evaluar las respuestas del músculo esquelético de adaptación por varias razones. En primer lugar, proporciona un modelo experimental reproducible en los que las adaptaciones fisiológicas, como la hipertrofia miofibrilar y el fortalecimiento de los músculos 6, 7-9 angiogénesis, la secreción del factor de crecimiento 9.11, y el precursor de activación de las células del músculo 12 están bien documentados. Estas respuestas fisiológicas pueden ajustarse con precisión utilizando diferentes parámetros de estimulación (para una revisión Cochrane, ver 13). Además, NMES reclutasunidades de motor no selectiva, y de manera síncrona y espacialmente fijado temporalmente 14, ofreciendo la ventaja de ejercer un efecto del tratamiento sobre todas las fibras, independientemente del tipo de fibra. A pesar de que existan contraindicaciones específicas a la EENM en poblaciones clínicas, incluyendo los trastornos venosos periféricos o tumores malignos, por ejemplo, la EENM es segura y factible, incluso para aquellos que están enfermos y / o en la cama y para las poblaciones en las que el ejercicio riguroso puede ser un reto. Este sentido, demuestran el protocolo para la adaptación de electrodos disponibles en el mercado y la realización de un protocolo de EENM utilizando un modelo murino. Este modelo animal tiene la ventaja de utilizar un dispositivo clínicamente disponibles y proporcionando información instantánea sobre el posicionamiento del electrodo para obtener el efecto deseado muscular contráctil. A los efectos de este manuscrito, se describe el protocolo para la estimulación muscular de los músculos del compartimento anterior de una extremidad posterior del ratón.

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A Murine Model of Muscle Training by Neuromuscular Electrical Stimulation

Un modelo murino de la estimulación eléctrica neuromuscular (EENM), una modalidad clínica segura y de bajo costo, a los músculos del compartimento anterior se describe. Este modelo tiene la ventaja de modificar un dispositivo clínico fácilmente disponibles para el propósito de provocar contracciones musculares específicas y específica en ratones.

Un modelo murino de entrenamiento de los músculos mediante la estimulación eléctrica neuromuscular

Neuromuscular electrical stimulation (NMES) is a common clinical modality that is widely used to restore1, maintain2 or enhance3-5 muscle functional ...

a-murine-model-muscle-training-neuromuscular-electrical

Research

JoVE Journal

Medicine

20.8K vistas.  University of Pittsburgh. Un modelo murino de la estimulación eléctrica neuromuscular (EENM), una modalidad clínica segura y de bajo costo, a los músculos del compartimento anterior se describe. Este modelo tiene la ventaja de modificar un dispositivo clínico fácilmente disponibles para el propósito de provocar contracciones musculares específicas y específica en ratones.

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Programmed Electrical Stimulation in Mice

Genetically-modified mice have emerged as a preferable animal model to study the molecular mechanisms underlying conduction abnormalities, atrial and ventricular arrhythmias, and sudden cardiac death.1 Intracardiac pacing studies can be performed in mice using a 1.1F octapolar catheter inserted into the jugular vein, and advanced into the right atrium and ventricle. Here, we illustrate the steps involved in performing programmed electrical stimulation in mice. Surface ECG and intracardiac electrograms are recorded simultaneously in the atria, atrioventricular junction, and ventricular myocardium, whereas intracardiac pacing of the atrium is performed using an external stimulator. Thus, programmed electrical stimulation in mice provides unique opportunities to explore molecular mechanisms underlying conduction defects and cardiac arrhythmias.

Programmed electrical stimulation provides the ability to determine conduction properties of the heart, and the possibility to induce and terminate cardiac arrhythmias using various pacing protocols. Using a transvenous catheter, intracardiac electrogram recordings can be obtained in mice following programmed electrical stimulation protocols to identify arrhythmogenic substrates.

La estimulación eléctrica programada en ratones

Genetically-modified mice have emerged as a preferable animal model to study the molecular mechanisms underlying conduction abnormalities, atrial and ...

Investigación

Medicina

Utilizing Transcranial Magnetic Stimulation to Study the Human Neuromuscular System

Transcranial magnetic stimulation (TMS) has been in use for more than 20 years 1, and has grown exponentially in popularity over the past decade. While the use of TMS has expanded to the study of many systems and processes during this time, the original application and perhaps one of the most common uses of TMS involves studying the physiology, plasticity and function of the human neuromuscular system. Single pulse TMS applied to the motor cortex excites pyramidal neurons transsynaptically 2 (Figure 1) and results in a measurable electromyographic response that can be used to study and evaluate the integrity and excitability of the corticospinal tract in humans 3. Additionally, recent advances in magnetic stimulation now allows for partitioning of cortical versus spinal excitability 4,5. For example, paired-pulse TMS can be used to assess intracortical facilitatory and inhibitory properties by combining a conditioning stimulus and a test stimulus at different interstimulus intervals 3,4,6-8. In this video article we will demonstrate the methodological and technical aspects of these techniques. Specifically, we will demonstrate single-pulse and paired-pulse TMS techniques as applied to the flexor carpi radialis (FCR) muscle as well as the erector spinae (ES) musculature. Our laboratory studies the FCR muscle as it is of interest to our research on the effects of wrist-hand cast immobilization on reduced muscle performance6,9, and we study the ES muscles due to these muscles clinical relevance as it relates to low back pain8. With this stated, we should note that TMS has been used to study many muscles of the hand, arm and legs, and should iterate that our demonstrations in the FCR and ES muscle groups are only selected examples of TMS being used to study the human neuromuscular system.

Transcranial magnetic stimulation (TMS) is a non-invasive tool to gain insight on the physiology and function of the human nervous system. Here, we present our TMS techniques to study cortical excitability of the upper limb and lumbar musculature.

Utilizando estimulación magnética transcraneal para Estudiar el Sistema Neuromuscular Humanos

Transcranial magnetic stimulation (TMS) has been in use for more than 20 years 1, and has grown exponentially in popularity over the past decade.  While ...

Breathing-controlled Electrical Stimulation (BreEStim) for Management of Neuropathic Pain and Spasticity

Electrical stimulation (EStim) refers to the application of electrical current to muscles or nerves in order to achieve functional and therapeutic goals. It has been extensively used in various clinical settings. Based upon recent discoveries related to the systemic effects of voluntary breathing and intrinsic physiological interactions among systems during voluntary breathing, a new EStim protocol, Breathing-controlled Electrical Stimulation (BreEStim), has been developed to augment the effects of electrical stimulation. In BreEStim, a single-pulse electrical stimulus is triggered and delivered to the target area when the airflow rate of an isolated voluntary inspiration reaches the threshold. BreEStim integrates intrinsic physiological interactions that are activated during voluntary breathing and has demonstrated excellent clinical efficacy. Two representative applications of BreEStim are reported with detailed protocols: management of post-stroke finger flexor spasticity and neuropathic pain in spinal cord injury.

Breathing-controlled Electrical Stimulation BreEStim for Management of Neuropathic Pain and Spasticity

The purpose is to present a new method, breathing-control electrical stimulation (BreEStim) for management of neuropathic pain and spasticity.

Respiración controlada por la estimulación eléctrica (BreEStim) para el manejo del dolor neuropático y espasticidad

Electrical stimulation (EStim) refers to the application of electrical current to muscles or nerves in order to achieve functional and therapeutic goals. ...

Murine Model of Wound Healing

Wound healing and repair are the most complex biological processes that occur in human life. After injury, multiple biological pathways become activated. Impaired wound healing, which occurs in diabetic patients for example, can lead to severe unfavorable outcomes such as amputation. There is, therefore, an increasing impetus to develop novel agents that promote wound repair. The testing of these has been limited to large animal models such as swine, which are often impractical. Mice represent the ideal preclinical model, as they are economical and amenable to genetic manipulation, which allows for mechanistic investigation. However, wound healing in a mouse is fundamentally different to that of humans as it primarily occurs via contraction. Our murine model overcomes this by incorporating a splint around the wound. By splinting the wound, the repair process is then dependent on epithelialization, cellular proliferation and angiogenesis, which closely mirror the biological processes of human wound healing. Whilst requiring consistency and care, this murine model does not involve complicated surgical techniques and allows for the robust testing of promising agents that may, for example, promote angiogenesis or inhibit inflammation. Furthermore, each mouse acts as its own control as two wounds are prepared, enabling the application of both the test compound and the vehicle control on the same animal. In conclusion, we demonstrate a practical, easy-to-learn, and robust model of wound healing, which is comparable to that of humans.

A murine model of cutaneous wound healing that can be used to assess therapeutic compounds in physiological and pathophysiological settings.

Modelo murino de Curación de Heridas

Wound healing and repair are the most complex biological processes that occur in human life. After injury, multiple biological pathways become activated. ...

A Murine Model of Subarachnoid Hemorrhage

In this video publication a standardized mouse model of subarachnoid hemorrhage (SAH) is presented. Bleeding is induced by endovascular Circle of Willis perforation (CWp) and proven by intracranial pressure (ICP) monitoring. Thereby a homogenous blood distribution in subarachnoid spaces surrounding the arterial circulation and cerebellar fissures is achieved. Animal physiology is maintained by intubation, mechanical ventilation, and continuous on-line monitoring of various physiological and cardiovascular parameters: body temperature, systemic blood pressure, heart rate, and hemoglobin saturation. Thereby the cerebral perfusion pressure can be tightly monitored resulting in a less variable volume of extravasated blood. This allows a better standardization of endovascular filament perforation in mice and makes the whole model highly reproducible. Thus it is readily available for pharmacological and pathophysiological studies in wild type and genetically altered mice.

A standardized mouse model of subarachnoid hemorrhage by intraluminal Circle of Willis perforation is described. Vessel perforation and subarachnoid bleeding are monitored by intracranial pressure monitoring. In addition various vital parameters are recorded and controlled to maintain physiologic conditions.

Un modelo murino de hemorragia subaracnoidea

In this video publication a standardized mouse model of subarachnoid  hemorrhage (SAH) is presented. Bleeding is induced by endovascular Circle of  Willis ...

Reproducable Paraplegia by Thoracic Aortic Occlusion in a Murine Model of Spinal Cord Ischemia-reperfusion

Background 
Lower extremity paralysis continues to complicate aortic interventions. The lack of understanding of the underlying pathology has hindered advancements to decrease the occurrence this injury.&#160;The current model demonstrates reproducible lower&#160;extremity paralysis following thoracic aortic occlusion.
Methods 
Adult male C57BL6 mice were anesthetized with isoflurane. Through a cervicosternal incision the aorta was exposed. The descending thoracic aorta and left subclavian arteries were identified without entrance into pleural space. Skeletonization of these arteries was followed by immediate closure (Sham) or occlusion for 4 min (moderate ischemia) or 8 min (prolonged ischemia). The sternotomy and skin were closed and the mouse was transferred to warming bed for recovery.&#160; Following recovery, functional analysis was obtained at 12 hr intervals until 48 hr.
Results 
Mice that underwent sham surgery showed no observable hind&#160;limb deficit. Mice subjected to moderate ischemia for 4 min had minimal functional deficit at 12 hr followed by progression to complete paralysis at 48 hr. Mice subjected to prolonged ischemia had an immediate paralysis with no observable hind-limb movement at any point in the postoperative period. There was no observed intraoperative or post&#160;operative mortality.
Conclusion 
Reproducible lower extremity paralysis whether immediate or delayed can be achieved in a murine model. Additionally, by using a median sternotomy and careful dissection, high survival rates, and reproducibility can be achieved.

The lack of mechanistic understanding of spinal cord ischemia-reperfusion injury has hindered further adjuncts to prevent paraplegia following high risk aortic operations. Thus, the development of animal models is imperative. This manuscript demonstrates reproducible lower extremity paralysis following thoracic aortic occlusion in a murine model.

Paraplejia reproducible por la oclusión de la aorta torácica en un modelo murino de la médula espinal por isquemia-reperfusión

Background
Lower extremity paralysis continues to complicate aortic interventions. The lack of understanding of the underlying pathology has hindered ...

Assessment of Right Ventricular Structure and Function in Mouse Model of Pulmonary Artery Constriction by Transthoracic Echocardiography

Emerging clinical data support the notion that RV dysfunction is critical to the pathogenesis of cardiovascular disease and heart failure1-3. Moreover, the RV is significantly affected in pulmonary diseases such as pulmonary artery hypertension (PAH). In addition, the RV is remarkably sensitive to cardiac pathologies, including left ventricular (LV) dysfunction, valvular disease or RV infarction4. To understand the role of RV in the pathogenesis of cardiac diseases, a reliable and noninvasive method to access the RV structurally and functionally is essential.
A noninvasive trans-thoracic echocardiography (TTE) based methodology was established and validated for monitoring dynamic changes in RV structure and function in adult mice. To impose RV stress, we employed a surgical model of pulmonary artery constriction (PAC) and measured the RV response over a 7-day period using a high-frequency ultrasound microimaging system. Sham operated mice were used as controls. Images were acquired in lightly anesthetized mice at baseline (before surgery), day 0 (immediately post-surgery), day 3, and day 7 (post-surgery). Data was analyzed offline using software.
Several acoustic windows (B, M, and Color Doppler modes), which can be consistently obtained in mice, allowed for reliable and reproducible measurement of RV structure (including RV wall thickness, end-diastolic&#160;and end-systolic dimensions), and function (fractional area change, fractional shortening, PA peak velocity, and peak pressure gradient) in normal mice and following PAC.
Using this method, the pressure-gradient resulting from PAC was accurately measured in real-time using Color Doppler mode and was comparable to direct pressure measurements performed with a Millar high-fidelity microtip catheter. Taken together, these data demonstrate that RV measurements obtained from various complimentary views using echocardiography are reliable, reproducible and can provide insights regarding RV structure and function. This method will enable a better understanding of the role of RV cardiac dysfunction.

Right ventricle (RV) dysfunction is critical to the pathogenesis of cardiovascular disease, yet limited methodologies are available for its evaluation. Recent advances in ultrasound imaging provide a noninvasive and accurate option for longitudinal RV study. Herein, we detail a step-by-step echocardiographic method using a murine model of RV pressure overload.

Evaluación del ventrículo derecho Estructura y función en modelo de ratón de la constricción de la arteria pulmonar mediante ecocardiografía transtorácica

Emerging clinical data support the notion that RV dysfunction is critical to the pathogenesis of cardiovascular disease and heart failure1-3. Moreover, ...

Excitotoxic Stimulation of Brain Microslices as an In vitro Model of Stroke

Examining molecular mechanisms involved in neuropathological conditions, such as ischemic stroke, can be difficult when using whole animal systems. As such, primary or &#39;neuronal-like&#39; cell culture systems are commonly utilized. While&#160;these systems are relatively easy to work with, and are useful model systems in which various functional outcomes (such as cell death) can be readily quantified, the examined outcomes and pathways in cultured immature neurons (such as excitotoxicity-mediated cell death pathways) are not necessarily the same as those observed in mature brain, or in intact tissue. Therefore, there is the need to develop models in which cellular mechanisms in mature neural tissue can be examined. We have developed an in vitro technique that can be used to investigate a variety of molecular pathways in intact nervous tissue. The technique described herein utilizes rat cortical tissue, but this technique can be adapted to use tissue from a variety of species (such as mouse, rabbit, guinea pig, and chicken) or brain regions (for example, hippocampus, striatum, etc.). Additionally, a variety of stimulations/treatments can be used (for example, excitotoxic, administration of inhibitors, etc.). In conclusion, the brain slice model described herein can be used to examine a variety of molecular mechanisms involved in excitotoxicity-mediated brain injury.

Excitotoxic Stimulation of Brain Microslices as an In vitro Model of Stroke

We have developed a brain slice model which can be used to examine molecular mechanisms involved in excitotoxicity-mediated brain injury.&#160;This technique generates viable mature brain tissue and reduces animal numbers required for experimentation, whilst keeping the neuronal circuitry, cellular interactions, and postsynaptic compartments partly intact.

Excitotóxica Estimulación del cerebro Microslices como<em&gt; In vitro</em&gt; Modelo de Carrera

Examining molecular mechanisms involved in neuropathological conditions, such as ischemic stroke, can be difficult when using whole animal systems. As ...

Clinical Assessment of Spatiotemporal Gait Parameters in Patients and Older Adults

Spatial and temporal characteristics of human walking are frequently evaluated to identify possible gait impairments, mainly in orthopedic and neurological patients1-4, but also in healthy older adults5,6. The quantitative gait analysis described in this protocol is performed with a recently-introduced photoelectric system (see&#160;Materials table) which has the potential to be used in the clinic because it is portable, easy to set up (no subject preparation is required before a test), and does not require maintenance and sensor calibration. The photoelectric system consists of series of high-density floor-based photoelectric cells with light-emitting and light-receiving diodes that are placed parallel to each other to create a corridor, and are oriented perpendicular to the line of progression7. The system simply detects interruptions in light signal, for instance due to the presence of feet within the recording area. Temporal gait parameters and 1D spatial coordinates of consecutive steps are subsequently calculated to provide common gait parameters such as step length, single limb support and walking velocity8, whose validity against a criterion instrument has recently been demonstrated7,9. The measurement procedures are very straightforward; a single patient can be tested in less than 5 min&#160;and a comprehensive report can be generated in less than 1&#160;min.

This protocol is used to evaluate spatial and temporal gait variables of neurological/orthopedic patients and older persons by means of a recently-introduced floor-based photocell system.

Evaluación clínica de los parámetros de la marcha en pacientes Spatiotemporal y Adultos Mayores

Spatial and temporal characteristics of human walking are frequently evaluated to identify possible gait impairments, mainly in orthopedic and ...

Reproducible Arterial Denudation Injury by Infrarenal Abdominal Aortic Clamping in a Murine Model

Percutaneous vascular interventions uniformly result in arterial denudation injuries that subsequently lead to thrombosis and restenosis. These complications can be attributed to impairments in re-endothelialization within the wound margins. Yet, the cellular and molecular mechanisms of re-endothelialization remain to be defined. While several animal models to study re-endothelialization after arterial denudation are available, few are performed in the mouse because of surgical limitations. This undermines the opportunity to exploit transgenic mouse lines and investigate the contribution of specific genes to the process of re-endothelialization. Here, we present a step-by-step protocol for creating a highly reproducible murine model of arterial denudation injury in the infrarenal abdominal aorta using external vascular clamping. Immunocytochemical staining of injured aortas for fibrinogen and &#946;-catenin demonstrate the exposure of a pro-thrombotic surface and the border of intact endothelium, respectively. The method presented here has the advantages of speed, excellent overall survival rate, and relative technical ease, creating a uniquely practical tool for imposing arterial denudation injury in transgenic mouse models. Using this method, investigators may elucidate the mechanisms of re-endothelialization under normal or pathological conditions.

Understanding the cellular and molecular mechanisms of re-endothelialization following arterial denudation injury is of paramount importance in preventing thrombosis and restenosis of arteries. Here we describe a protocol for reproducible arterial denudation injury of the infrarenal abdominal aorta. The procedure was developed to investigate the underlying mechanisms that regulate endothelial regeneration using mouse models.