Los autores desean agradecer a NSERC (Ciencias Naturales e Ingeniería del Consejo de Canadá) para su financiación, Catherine Pagiatikis por su ayuda en carreras iniciales, Sura Abu-Mallouh y Frederick Fahim para probar el protocolo, Richard Prevost de LaVision, Inc para soporte técnico, y Guy Cloutier, de la Universidad de Montreal para el préstamo del Dalsa cámara de alta velocidad.

1. Microchip Fabrication El primer paso es crear o comprar su microcanal. Hay muchas opciones para el material de microchip. Uno de los materiales más comunes elegidos es el poli (dimetilsiloxano) (PDMS). Hay muchas publicaciones sobre direcciones para PDMS fabricación mediante litografía blanda 16,17,18. Una vez que el canal de PDMS se fabrica, hay varios tratamientos superficiales disponibles para invertir su hidrofobicidad natural. Tratamiento de plasma oxigenado es una opción común. Zhou, Ellis, y Voelcker (2009) ofrecen una revisión de tratamientos superficiales y cómo afectan PDMS. Estos resultados son de agua, sin embargo, y la sangre tiene propiedades diferentes. Un estudio sobre lo que significa que el tratamiento de superficie de la sangre se ha hecho por Pitts et al. (2012a). Para los resultados presentados aquí, superficies microchip y los portaobjetos de vidrio que eranunido a ambos fueron expuestos al plasma oxigenado durante 45 segundos y luego se pulsa junto con firmeza lo que resulta en una unión permanente. 2. Preparación Sangre <ol><li> Recoger muestras de sangre de un centro acreditado. Por ejemplo sangre de cerdo se puede utilizar con ácido etilendiaminotetraacético (EDTA) como un anticoagulante. Añadir 1 g de EDTA con 4 ml de agua, y luego añadir la solución a 1 L de sangre entera, mezclando suavemente 10 veces. </li></ol> Al recoger muestras de sangre, deje que se enfríen lentamente a RT. Las muestras de sangre deben ser frescos, y lo ideal es utilizar el día en que se recogen para conservar las propiedades reológicas de la sangre. Las muestras se pueden refrigerar una vez a temperatura ambiente, sin embargo, toda la sangre sin anticoagulante no se podrá utilizar después de la refrigeración. Dependiendo del anticoagulante, los glóbulos rojos pueden mantenerse refrigerados durante un máximo de 42 días, y la sangre entera pueden mantenerse refrigeradas durante 35 días, pero la contaminación sería posible en un no-minstalación edical 21. Además, tener cuidado con el método de recogida de muestras con las especies bovina o porcina, y evitar la contaminación por la médula ósea. <ol start="2"><li> Centrifugar las muestras de sangre 3x a 3.000 rpm durante 10 minutos cada vez. Después de la primera centrifugación, eliminar el plasma y la capa leucocitaria, desechar. En general, es más fácil de eliminar el plasma primero, y luego descartar o mantener para uso futuro, a continuación, para eliminar la capa leucocitaria solo. </li></ol> Introducir la pipeta lentamente, con el fin de no mezclar la capa leucocitaria de nuevo en la sangre. Después de la eliminación de la capa leucocitaria, añadir aproximadamente 20 ml de solución salina tamponada con fosfato (PBS) y mezclar suavemente, centrifugar. Repita el último paso. Después de la tercera centrifugación, eliminar la capa leucocitaria PBS y la restante, desechar. También es posible utilizar el plasma nativo en lugar de PBS si desea mantener las propiedades de agregación de la sangre. Asegúrese de no mezclar cualquier capa leucocitaria o blancocélulas de la sangre en el plasma. <ol start="3"><li> Tome las células rojas de la sangre (glóbulos rojos limpios) y suspender en PBS o plasma a concentraciones deseadas (hematocrito). Compruebe hematocritos con una microcentrífuga (CritSpin FisherSci, EE.UU.). </li></ol> Sangre en 10 a 20% de hematocrito debe ser más fácil de visualizar que 40 o 50% (hematocrito fisiológica). En la microcirculación, la sangre es generalmente la mitad del hematocrito de la circulación macro, por lo que H = 20 es adecuada 15. <ol start="4"><li> Añadir fluorescente partículas trazadoras en la concentración deseada de las muestras de sangre. Una regla general es tener 10 partículas en una ventana de correlación, que pueden ser calculados antes de tiempo. </li></ol> Por ejemplo, 30 l de partículas se añaden a 1 ml de solución de sangre para la puesta a punto representado en el vídeo. Alternativamente, los propios glóbulos rojos pueden ser etiquetados con fluorescencia. <ol start="5"><li> Además, hacer una solución de calibración con agua y la gripeorescing partículas. Será necesario calibrar el sistema con una solución newtoniana. </li></ol> Por ejemplo, cuando se utiliza un objetivo de 10X con un canal en la escala de 100 micras, una concentración adecuada es de 300 l de partículas mezcladas con 15 ml de agua destilada. Otra opción es el uso de glicerol diluido con agua destilada a una viscosidad de 3CP, que está más cerca a la viscosidad de la sangre macro. 3. μPIV Medidas <ol><li> Seguridad del láser: Compruebe la temperatura y la humedad. Use anteojos de seguridad de laser apropiados. Cierre la cortina láser o encender la señal de láser en la puerta del laboratorio de impedir que las personas que no están protegidos de la exposición. </li><li> Procedimiento con el software de Davis se muestra en el video. Para más detalles consulte el manual de usuario de un sistema específico. </li><li> Antes de la toma de datos, debe ser calibrado usando un micrómetro de la escala de la cámara. </li><li> Para reducir el cumplimiento del sistema, utilice la menor cantidad de tubos de und la más pequeña jeringa rígida posible, tal como una jeringa hermética l 15 o 50 Hamilton. Para reducir las fugas de sangre o de admisión de aire en el sistema, sellar el tubo a la jeringa y para el chip. Esto se puede hacer con pegamento, PDMS o vaselina (teniendo cuidado de no contaminar la sangre). </li></ol> Para llenar el micro-jeringa con agua mezclada con partículas trazadoras utilizar método de flujo de retorno ya que el volumen de la micro-jeringa es por lo general mucho menor que el volumen a llenar. Nuestro método consiste reflujo para llenar el micro-jeringa y el canal juntos a través de la salida del canal utilizando una jeringa de plástico secundaria. Para ello, quitar primero el micro-émbolo de la jeringa, a continuación, empuje el líquido usando la jeringa de plástico clásica unida a la salida del canal, dejar que el flujo de líquido fuera de la micro-jeringa hasta que todas las microburbujas están fuera de la micro-jeringa, tubo o chips, finalmente puso el émbolo de la jeringa, y desconecte la jeringa de plástico. La presencia or ausencia de microburbujas puede ser verificada con un microscopio. <ol start="5"><li> Nivele la bomba de jeringa para lograr tubo horizontal. Programar la bomba de jeringa a velocidad de flujo deseada. </li></ol> Sea consciente de los posibles efectos transitorios, como el &quot;efecto de cuello de botella&quot;, para el sistema rígido o el cumplimiento del sistema que modifican el caudal real. Tiempos característicos de un sistema pueden estimarse como una función de los materiales y dimensiones del sistema. (Capítulo 2, pp 77-81, Tabeling, 2005) <ol start="6"><li> Coloque microchip en platina del microscopio y encienda la bomba. Utilice el agua con partículas para calibrar el sistema para el perfil de velocidad media y calibrar el dT (el tiempo entre imágenes pulsadas). </li></ol> Las partículas deben pasar entre 5 y 10 píxeles entre los marcos para una buena correlación 11. Al calibrar, tener cuidado de medir en el centro del canal. El plano de enfoque en el centro tiene la más altavelocidad 8. Si se utiliza un canal de vuelta, tenga cuidado de sombreado efectos. Una imagen de ejemplo se muestra en la Figura 2, el uso de una cámara de impulsos, mientras que la imagen de la parte superior es el primer impulso y la imagen inferior es el segundo pulso. Se puede observar en la figura que los puntos más brillantes (partículas fluorescentes) son los más de enfoque. <ol start="7"><li> OPCIONAL: Al tomar los datos a diferentes alturas un perfil de velocidad 3D se puede reconstruir mediante la adición de los diferentes vectores en una sola imagen. El vídeo presenta una rutina que fue desarrollado para la automatización del proceso. </li><li> Cuando la toma de datos con la sangre, llenar la jeringa con la cantidad deseada de la sangre en el mismo método que el agua. Programar la bomba de jeringa a la velocidad de flujo deseada, y tomar los datos deseados. Un ejemplo de imágenes en bruto obtenidos se presenta la figura 2. Tenga cuidado de RBC sedimentación también. Rellenar la jeringa cada carrera o cadaotro plazo reducirá la sedimentación de los glóbulos rojos. </li><li> Después de la adquisición de imágenes, la correlación cruzada se realiza en los pares de imágenes para obtener campos de vectores de velocidad entre las imágenes. Es importante tener buenas imágenes para tener una buena correlación. Antes de correlación, pre-procesamiento se puede hacer para eliminar el ruido de fondo. </li></ol> Cruz correlación se realiza entre las ventanas de las imágenes adyacentes, que se pueden variar en tamaño y forma para afectar la correlación. Después de correlación cruzada, el procesamiento posterior de las imágenes se puede hacer para eliminar vectores erróneos o atípicos. Una descripción detallada de las diferentes opciones disponibles y sus exactitudes se puede encontrar en Pitts et al. (2012b), donde se encontró la mejor procesamiento de la sangre a ser el método de &quot;imagen superpuesta&quot; con ventanas extiende en longitud y se alinea con el flujo . Estas operaciones se pueden realizar de forma manual en un programa como MATLAB, o dentro del paquete de software con su sistema. La<html> software no es importante, las matemáticas detrás de las operaciones es más importante y cada operación puede afectar a la precisión del perfil de velocidad final. Los vectores resultantes se pueden promediar en el espacio a través del canal para obtener perfiles de velocidad instantánea y, a continuación, de nuevo promediado en el tiempo para obtener una, el perfil de velocidad promedio representante. Kloosterman et al. (2011) da una explicación del error en las mediciones de μPIV donde la profundidad de campo es grande. Las discusiones sobre el error del procesamiento de datos presentado aquí se pueden encontrar en Pitts et al. (2012b) para las mediciones pulsadas y Chayer et al. (2012) para las mediciones de alta velocidad. Los ejemplos de perfiles de velocidad se presentan en las Figuras 3 y 4. Figura 3 presenta un perfil único de velocidad para la línea central de un 10 l / h de flujo de RBC en H = 10 en un canal de 140 micras de ancho. tienda de campaña &quot;&gt; Este único perfil se consigue haciendo un promedio de los vectores correlacionados a través del canal para obtener un perfil de velocidad, y luego promediado en el tiempo para obtener una medición representativa. En este caso, 100 pares fueron promediados en el tiempo a través del campo de vista. Un ejemplo del perfil de 3D ​​reconstruida tomado por un flujo de agua de calibración en un canal cuadrado 100 micras con una velocidad de flujo programada de 30 l / h se encuentra en la Figura 4. En la Figura 4, los perfiles se midieron a intervalos de 1 m. <ol start="10"><li> OPCIONAL: En las imágenes de alta velocidad representados set-up puede ser tomada en las mismas condiciones por las cámaras de conmutación (y los sistemas de adquisición de datos). Esto puede ser útil para la visualización de la capa libre de células en el canal, y para cuantificar la agregación. El análisis de los datos es ligeramente diferente (Chayer et al., 2012). </li></ol> Ejemplos de imágenes de luz blanca con y sin agregación de RBC son preseNtEd en la Figura 5 en H = 20. Las imágenes superiores muestran H = 20 en PBS, que elimina la capacidad de los glóbulos rojos para agregar, a 1 l / hr. La imagen de fondo es H = 20 en el plasma nativo a 0,5 l / hr. En la imagen inferior, la agregación es visible. <ol start="11"><li> Cierre el sistema de una manera segura cuando se han completado las mediciones. Siga los procedimientos adecuados de seguridad láser hasta que la fuente de energía láser se apaga por completo. </li></ol>

<ol>
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R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+microcirculation:+Physiology+at+the+mesoscale.">The microcirculation: Physiology at the mesoscale.</a> J. Physiol. 589 (5), 1047-1052 (2011).</li><li>Popel, A. S., Johnson, P. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microcirculation+and+hemorheology.">Microcirculation and hemorheology.</a> Annual Review of Fluid Mechancis. 37, 43-69 (2005).</li><li>Xia, Y. N., Whitesides, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Soft+Lithography.">Soft Lithography.</a> Angewandte Chemie International Edition England. 37, 551-577 (1998).</li><li>Whitesides, G. M., Stroock, A. 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F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Micro-particle+image+velocimetry+measurement+of+blood+flow:+validation+and+analysis+of+data+pre-processing+and+processing+methods.">Micro-particle image velocimetry measurement of blood flow: validation and analysis of data pre-processing and processing methods.</a> Measurement Science and Technology. 23, 105302 (2012).</li><li>Kloosterman, A., Poelma, C., Westerweel, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Flow+rate+estimation+in+large+depth-of-field+micro-PIV.">Flow rate estimation in large depth-of-field micro-PIV.</a> Exp. Fluids. 50 (6), 1587-1599 (2011).</li><li>Goldsmith, H. L., Skalak, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hemodynamics.">Hemodynamics.</a> Annual Review of Fluid Mechanics. 7, 213-247 (1975).</li></ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

Usando μPIV para mediciones de flujo sanguíneo en la escala de la microcirculación puede dar una idea de un gran número de procesos de ingeniería biomédica, mecánica y química pertinentes. Algunos de los factores claves para tener en cuenta son la densidad de los propios glóbulos rojos, la agregación y la deformabilidad de los glóbulos rojos, la agregación o el movimiento de las micro partículas fluorescentes, y la sedimentación de los glóbulos rojos en los canales. Todo esto puede explicarse si se siguen...

El cuerpo humano contiene numerosos vasos con diámetros de menos de 50 micras, que son el principal sitio de intercambio entre la sangre y los tejidos. El estudio del flujo sanguíneo en los vasos representa un reto considerable, tanto por la magnitud de las medidas y las propiedades de los fluidos de la sangre. Estas medidas, incluido el gradiente de presión, la fuerza cortante en la pared, y perfiles de velocidad en las arteriolas y vénulas, son factores clave relacionados con las respuestas fisiológicas. En la actualidad hay oportunidades sin precedentes para resolver estos desafíos de medición, gracias a las nuevas técnicas experimentales a escala micro para estudiar la microcirculación y resolver este problema multiescala. Velocimetría de imágenes de micro-partículas (μPIV) es una técnica de visualización de flujo basado en partículas que se utiliza para evaluar los perfiles de velocidad de flujo de sangre en microcanales a través de la correlación cruzada. μPIV, desarrollada por primera vez por Santiago et al., se ha utilizado con hemorheologyestudios desde Sugii et al. en 2001 utilizaron la técnica para medir el flujo de sangre en tubos de vidrio de 100 micras redondas 1,2. Diferentes enfoques para existir μPIV. Cámaras de alta velocidad se pueden utilizar para correlacionar el movimiento de las células rojas de la sangre (glóbulos rojos), y las imágenes de impulsos se pueden utilizar para correlacionar el movimiento de las partículas trazadoras. Cualquiera de estas opciones se puede acoplar con un microscopio en posición vertical o invertida, dependiendo de la aplicación. En ambos casos, el resultado es un perfil de velocidad 2D. Otro enfoque es el uso de un microscopio confocal para lograr perfiles 2D y 3D. Este método ha sido aplicado a la sangre 3,4,5. Micro escala PIV tiene varias complicaciones en comparación con la macro PIV. En macro PIV los datos pueden limitarse a un único plano a través de las hojas de la luz, pero en el micro iluminación volumen de escala es necesario. Iluminación de volumen es un problema mayor para la formación de imágenes de los flujos de sangre micro, como los propios glóbulos rojos son grandes en comparación con el Channels, y el uso de los glóbulos rojos como las partículas trazadoras conduce a una profundidad de correlación (DOC) que puede disminuir significativamente la exactitud de los resultados de correlación cruzada 6,7,8. Tras Wereley et al. (1998), el DOC para un canal de 40 m de altura con RBC como trazadores es de 8,8 micras, mientras que con una partícula de 1 m trazador del DOC es de 6,7 micras. Esta diferencia se vuelve más pronunciada cuando se cambia la altura de canal y magnificación. Además, los glóbulos rojos son opacas, y el aumento de la densidad de los glóbulos rojos en el flujo provoca dificultades de formación de imágenes. Fluorescentes partículas trazadoras, utilizadas por primera vez por Santiago et al. (1998), se han defendido como una herramienta para disminuir la influencia de las partículas fuera de foco, al utilizar las partículas más pequeñas posibles. Uso de 1 m de diámetro micropartículas fluorescentes acoplado con un láser es un método que puede disminuir la profundidad de foco problema en micro imágenes de flujo de sangre 10. Hay varias opiniones actuales del estado de μPIV technology, cada uno de los cuales se destaca la importancia de μPIV de estudios del flujo sanguíneo 11,12. Varias consideraciones importantes deben tenerse en cuenta cuando se utiliza μPIV para la sangre. En el nivel micro, la escala de la microcirculación, la sangre no puede ser considerado como un fluido homogéneo, ya que es una suspensión de células flexibles rojas de la sangre (glóbulos rojos), grandes células blancas de la sangre, plaquetas y otras proteínas en suspensión en un fluido newtoniano (plasma) . Los perfiles de velocidad medidos aquí se pueden utilizar para medir ciertas características de los flujos de sangre micro. Los factores importantes en microhemorheology son la velocidad de flujo de la sangre, la forma del perfil de velocidad, y la tensión de cizallamiento en la pared del vaso. Esta información tiene implicaciones clínicas, como la microcirculación es el sitio para el intercambio de nutrientes en el cuerpo, y de este intercambio es dependiente de cizalladura. Hay varios estudios de revisión en curso sobre el estado de la investigación en la microcirculación y 13,14,15. Se presenta aquí es un protocolo para μPIV mediciones de los flujos sanguíneos en microcanales polidimetilsiloxano (PDMS). Canales PDMS fueron fabricados en la casa después de las fuentes en la sección 1 del protocolo. Muestras de sangre de porcinos se obtuvieron a partir de un matadero autorizado y limpiar la sección 2 del protocolo siguiente. Todos los datos se obtuvieron usando el sistema de MITAS μPIV LaVision, tal como se describe en el apartado 3 del protocolo. La puesta a punto consiste en un láser Nd: YAG (New Wave Research, EE.UU.) y cámara CCD (Imagen intensa, LaVision) controlado por una unidad programable de activación, un microscopio de fluorescencia junto con una etapa de movimiento en 3 ejes, y un ordenador, además de una cámara de alta velocidad (Dalsa 1M150, Países Bajos) se añadió para la visualización de los propios glóbulos rojos. Ambas cámaras están conectadas a una caja óptica 2 puertos (Personalizado por Zeiss, Alemania). En típico en mediciones in vivo de flujo de sangre, un microscopio vertical se utiliza para realizar un seguimiento de los glóbulos rojos de lamselves, mientras que, en el típico en aplicaciones in vitro un microscopio invertido se utiliza para rastrear las partículas trazadoras. En este singular doble configuración, el cuadro de la óptica permite que ambos trazadores para obtener imágenes con el microscopio invertido. La sangre se introduce en los microchips a través de una bomba de jeringa de alta precisión (Nexus3000, Chemyx Inc., EE.UU.). Un diagrama del sistema se muestra en la Figura 1, donde la porción superior de la figura representa el 140 micras por 40 micras canales rectangulares fabricadas de PDMS, y la parte inferior representa todo el sistema, incluyendo ambas cámaras, el láser, la bomba de jeringa y el microscopio. ΜPIV actual configuraciones disponibles, por lo general con el software propietario, incluyen TSI, Dantec Dynamics, y LaVision. Algoritmos de correlación cruzada se puede adquirir a través de numerosas opciones de software, incluyendo el MATLAB. El software no es la clave, entender lo que los cuadros de diálogo corresponden a matemáticamente servirá el usor mucho mejor. En este protocolo Davis, se utilizan software propietario de LaVision o MATLAB. El protocolo no es un software específico, pero las opciones de menú puede estar en diferentes lugares en diferentes paquetes de software.

<table border="1">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Name of Reagent/Material</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>poly(dimethylsiloxane) (PDMS), i.e. Sylgard-184</td>
			<td>Dow-Corning</td>
			<td>3097358-1004</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ethylenediaminetetraacetic acid (EDTA)</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>E9884-100G</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>poshpate buffered saline (PBS)</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>P5368-10PAK</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>fluorescing micro particles</td>
			<td>Microgenics/FisherSci</td>
			<td>R900</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>glycerol (OPTIONAL)</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>G6279-500 ml</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>microcentrifuge, i.e. CritSpin</td>
			<td>FisherSci</td>
			<td>22-269-291</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>syringe, i.e. 50 &mu;l Gastight</td>
			<td>Hamilton</td>
			<td>80965</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>camera, i.e. Imager Intense, high speed</td>
			<td>LaVision, Dalsa</td>
			<td>Imager Intense</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>microscope, i.e. MITAS</td>
			<td>LaVision</td>
			<td>MITAS</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nd:YAG laser</td>
			<td>New Wave Research</td>
			<td>Solo-II</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>syringe pump, i.e. Nexus3000</td>
			<td>Chemyx, Inc.</td>
			<td>Nexus-3000</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>flexible tubing, i.e. Tygon</td>
			<td>FisherSci</td>
			<td>14-169-1A</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>data processing software, i.e. DaVis</td>
			<td>LaVision</td>
			<td>DaVis</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>centrifuge, i.e. Thermo Scientific CL2</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>004260F</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

micro-particle image velocimetry for velocity profile measurements of micro blood flows

Velocimetría de imágenes de micro-partículas (μPIV) se utiliza para visualizar imágenes pareadas de micro partículas sembradas en los flujos sanguíneos. Las imágenes son de correlación cruzada para dar un perfil exacto de velocidad. Un protocolo se presenta para μPIV mediciones de los flujos sanguíneos en microcanales. En la escala de la microcirculación, la sangre no puede ser considerado como un fluido homogéneo, ya que es una suspensión de partículas flexibles suspendidas en el plasma, un fluido newtoniano. Velocidad de cizallamiento, la velocidad máxima, la forma del perfil de velocidad, y la velocidad de flujo se pueden derivar de estas mediciones. Varios parámetros clave tales como la profundidad focal, la concentración de partículas, y el sistema de cumplimiento, se presentan con el fin de garantizar, datos útiles precisos junto con ejemplos y resultados representativos de los diferentes hematocritos y condiciones de flujo.

En todas las figuras, el flujo es de izquierda a derecha en las imágenes en bruto, y hacia arriba en perfiles de velocidad calculados. Un ejemplo de los datos sin procesar obtenidos con la sangre en el hematocrito H = 10 que fluye a 10 l / h se muestra en la Figura 2. Los datos en bruto pueden correlación cruzada sin ningún tipo de procesamiento de datos para lograr perfiles de velocidad. El impacto de los métodos de preprocesamiento y procesamiento de datos se discute por Pitts, et al., (2...

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Micro-particle Image Velocimetry for Velocity Profile Measurements of Micro Blood Flows

Velocimetría de imágenes de micro-partículas (μPIV) se utiliza para visualizar imágenes pareadas de micro partículas sembradas en los flujos sanguíneos que son correlación cruzada para dar un perfil exacto de velocidad. Velocidad de cizallamiento, la velocidad máxima, la forma del perfil de velocidad, y la velocidad de flujo, cada uno de los cuales tiene aplicaciones clínicas, se pueden derivar de estas mediciones.

Velocímetro de Micro-partículas para Velocity perfil mediciones de flujos de sangre Micro

Micro-particle image velocimetry (&mu;PIV) is used to visualize paired images of micro particles seeded in blood flows. The images are cross-correlated to ...

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17.1K vistas.  University of Ottawa. Velocimetría de imágenes de micro-partículas (μPIV) se utiliza para visualizar imágenes pareadas de micro partículas sembradas en los flujos sanguíneos que son correlación cruzada para dar un perfil exacto de velocidad. Velocidad de cizallamiento, la velocidad máxima, la forma del perfil de velocidad, y la velocidad de flujo, cada uno de los cuales tiene aplicaciones clínicas, se pueden derivar de estas mediciones.

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Quantitatively Measuring In situ Flows using a Self-Contained Underwater Velocimetry Apparatus (SCUVA)

The ability to directly measure velocity fields in a fluid environment is necessary to provide empirical data for studies in fields as diverse as oceanography, ecology, biology, and fluid mechanics. Field measurements introduce practical challenges such as environmental conditions, animal availability, and the need for field-compatible measurement techniques. To avoid these challenges, scientists typically use controlled laboratory environments to study animal-fluid interactions. However, it is reasonable to question whether one can extrapolate natural behavior (i.e., that which occurs in the field) from laboratory measurements. Therefore, in situ quantitative flow measurements are needed to accurately describe animal swimming in their natural environment.
We designed a self-contained, portable device that operates independent of any connection to the surface, and can provide quantitative measurements of the flow field surrounding an animal. This apparatus, a self-contained underwater velocimetry apparatus (SCUVA), can be operated by a single scuba diver in depths up to 40 m. Due to the added complexity inherent of field conditions, additional considerations and preparation are required when compared to laboratory measurements. These considerations include, but are not limited to, operator motion, predicting position of swimming targets, available natural suspended particulate, and orientation of SCUVA relative to the flow of interest. The following protocol is intended to address these common field challenges and to maximize measurement success.

Quantitatively Measuring In situ Flows using a Self-Contained Underwater Velocimetry Apparatus SCUVA

This protocol provides instructions on how to use a self-contained underwater velocimetry apparatus (SCUVA), which is designed for quantification of in situ animal-generated flows. In addition, this protocol addresses challenges posed by field conditions, and includes operator motion, predicting position of animals, and orientation of SCUVA.

La medición cuantitativa de In situ Flujos de utilizar un aparato autónomo Velocimetry Subacuático (SCUVA)

The ability to directly measure velocity fields in a fluid environment is necessary to provide empirical data for studies in fields as diverse as ...

Investigación

Bioingeniería

Planar and Three-Dimensional Printing of Conductive Inks

Printed electronics rely on low-cost, large-area fabrication routes to create flexible or multidimensional electronic, optoelectronic, and biomedical devices1-3. In this paper, we focus on one- (1D), two- (2D), and three-dimensional (3D) printing of conductive metallic inks in the form of flexible, stretchable, and spanning microelectrodes.
Direct-write assembly4,5 is a 1-to-3D printing technique that enables the fabrication of features ranging from simple lines to complex structures by the deposition of concentrated inks through fine nozzles (~0.1 - 250 &mu;m). This printing method consists of a computer-controlled 3-axis translation stage, an ink reservoir and nozzle, and 10x telescopic lens for visualization. Unlike inkjet printing, a droplet-based process, direct-write assembly involves the extrusion of ink filaments either in- or out-of-plane. The printed filaments typically conform to the nozzle size. Hence, microscale features (&lt; 1 &mu;m) can be patterned and assembled into larger arrays and multidimensional architectures.
In this paper, we first synthesize a highly concentrated silver nanoparticle ink for planar and 3D printing via direct-write assembly. Next, a standard protocol for printing microelectrodes in multidimensional motifs is demonstrated. Finally, applications of printed microelectrodes for electrically small antennas, solar cells, and light-emitting diodes are highlighted.

Planar and three-dimensional printing of conductive metallic inks is described. Our approach provides new avenues for fabricating printed electronic, optoelectronic, and biomedical devices in unusual layouts at the microscale.

Impresión plana y tridimensional de tintas conductoras

Printed electronics rely on low-cost, large-area fabrication routes to create flexible or multidimensional electronic, optoelectronic, and biomedical ...

A Versatile Automated Platform for Micro-scale Cell Stimulation Experiments

Study of cells in culture (in vitro analysis) has provided important insight into complex biological systems. Conventional methods and equipment for in vitro analysis are well suited to study of large numbers of cells (&ge;105) in milliliter-scale volumes (&ge;0.1 ml). However, there are many instances in which it is necessary or desirable to scale down culture size to reduce consumption of the cells of interest and/or reagents required for their culture, stimulation, or processing. Unfortunately, conventional approaches do not support precise and reproducible manipulation of micro-scale cultures, and the microfluidics-based automated systems currently available are too complex and specialized for routine use by most laboratories. To address this problem, we have developed a simple and versatile technology platform for automated culture, stimulation, and recovery of small populations of cells (100 - 2,000 cells) in micro-scale volumes (1 - 20 &mu;l). The platform consists of a set of fibronectin-coated microcapillaries ("cell perfusion chambers"), within which micro-scale cultures are established, maintained, and stimulated; a digital microfluidics (DMF) device outfitted with "transfer" microcapillaries ("central hub"), which routes cells and reagents to and from the perfusion chambers; a high-precision syringe pump, which powers transport of materials between the perfusion chambers and the central hub; and an electronic interface that provides control over transport of materials, which is coordinated and automated via pre-determined scripts. As an example, we used the platform to facilitate study of transcriptional responses elicited in immune cells upon challenge with bacteria. Use of the platform enabled us to reduce consumption of cells and reagents, minimize experiment-to-experiment variability, and re-direct hands-on labor. Given the advantages that it confers, as well as its accessibility and versatility, our platform should find use in a wide variety of laboratories and applications, and prove especially useful in facilitating analysis of cells and stimuli that are available in only limited quantities.

We have developed an automated cell culture and interrogation platform for micro-scale cell stimulation experiments. The platform offers simple, versatile, and precise control in cultivating and stimulating small populations of cells, and recovering lysates for molecular analyses. The platform is well suited to studies that use precious cells and/or reagents.

Una plataforma automatizada versátil para Micro escala experimentos de estimulación celular

Study of cells in culture (in vitro analysis) has provided important insight into complex biological systems. Conventional methods and equipment for in ...

Improved Method for the Preparation of a Human Cell-based, Contact Model of the Blood-Brain Barrier

The blood-brain barrier (BBB) comprises impermeable but adaptable brain capillaries which tightly control the brain environment. Failure of the BBB has been implied in the etiology of many brain pathologies, creating a need for development of human in vitro BBB models to assist in clinically-relevant research. Among the numerous BBB models thus far described, a static (without flow), contact BBB model, where astrocytes and brain endothelial cells (BECs) are cocultured on the opposite sides of a porous membrane, emerged as a simplified yet authentic system to simulate the BBB with high throughput screening capacity. Nevertheless the generation of such model presents few technical challenges. Here, we describe a protocol for preparation of a contact human BBB model utilizing a novel combination of primary human BECs and immortalized human astrocytes. Specifically, we detail an innovative method for cell-seeding on inverted inserts as well as specify insert staining techniques and exemplify how we use our model for BBB-related research.

Establishment of human models of the blood-brain barrier (BBB) can benefit research into brain conditions associated with BBB failure. We describe here an improved technique for preparation of a contact BBB model, which permits coculturing of human astrocytes and brain endothelial cells on the opposite sides of a porous membrane.

Método mejorado para la preparación de una base de células, Contacto Modelo Humano de la barrera hematoencefálica

The blood-brain barrier (BBB) comprises impermeable but adaptable brain capillaries which tightly control the brain environment. Failure of the BBB has ...

Hybrid &#181;CT-FMT imaging and image analysis

Fluorescence-mediated tomography (FMT) enables longitudinal and quantitative determination of the fluorescence distribution in vivo and can be used to assess the biodistribution of novel probes and to assess disease progression using established molecular probes or reporter genes. The combination with an anatomical modality, e.g., micro computed tomography (&#181;CT), is beneficial for image analysis and for fluorescence reconstruction. We describe a protocol for multimodal &#181;CT-FMT imaging including the image processing steps necessary to extract quantitative measurements. After preparing the mice and performing the imaging, the multimodal data sets are registered. Subsequently, an improved fluorescence reconstruction is performed, which takes into account the shape of the mouse. For quantitative analysis, organ segmentations are generated based on the anatomical data using our interactive segmentation tool. Finally, the biodistribution curves are generated using a batch-processing feature. We show the applicability of the method by assessing the biodistribution of a well-known probe that binds to bones and joints.

Hybrid  &amp;#181;CT-FMT imaging and image analysis

We describe a protocol for hybrid imaging, combining fluorescence-mediated tomography (FMT) with micro computed tomography (&#181;CT). After fusion and reconstruction, we perform interactive organ segmentation to extract quantitative measurements of the fluorescence distribution.

Híbrido de imágenes μCT-FMT y análisis de imágenes

Fluorescence-mediated tomography (FMT) enables longitudinal and quantitative determination of the fluorescence distribution in vivo and can be used to ...

Microfluidic Buffer Exchange for Interference-free Micro/Nanoparticle Cell Engineering

Engineering cells with active-ingredient-loaded micro/nanoparticles (NPs) is becoming an increasingly popular method to enhance native therapeutic properties, enable bio imaging and control cell phenotype. A critical yet inadequately addressed issue is the significant number of particles that remain unbound after cell labeling which cannot be readily removed by conventional centrifugation. This leads to an increase in bio imaging background noise and can impart transformative effects onto neighboring non-target cells. In this protocol, we present an inertial microfluidics-based buffer exchange strategy termed as Dean Flow Fractionation (DFF) to efficiently separate labeled cells from free NPs in a high throughput manner. The developed spiral microdevice facilitates continuous collection (&#62;90% cell recovery) of purified cells (THP-1 and MSCs) suspended in new buffer solution, while achieving &#62;95% depletion of unbound fluorescent dye or dye-loaded NPs (silica or PLGA). This single-step, size-based cell purification strategy enables high cell processing throughput (106 cells/min) and is highly useful for large-volume cell purification of micro/nanoparticle engineered cells to achieve interference-free clinical application.

This protocol describes the use of an inertial microfluidics-based buffer exchange strategy to purify micro/nanoparticle engineered cells with efficient depletion of unbound particles.

Microfluidos intercambio de tampón para la Micro / célula de nanopartículas Ingeniería sin interferencias

Engineering cells with active-ingredient-loaded micro/nanoparticles (NPs) is becoming an increasingly popular method to enhance native therapeutic ...

Proper Positioning and Restraint of a Rat Hind Limb for Focused High Resolution Imaging of Bone Micro-architecture Using In Vivo Micro-computed Tomography

The use of in vivo micro-computed tomography (&#181;CT) is a powerful tool which involves the non-destructive imaging of internal structures at high resolutions in live animal models. This allows for repeated imaging of the same rodent over time. This feature not only reduces the total number of rodents required in an experimental design and thereby reduces the inter-subject variation that can arise, but also allows researchers to assess longitudinal or life-long responses to an intervention. To acquire high quality images that can be processed and analyzed to more accurately quantify outcomes of bone micro-architecture, users of in vivo &#181;CT scanners must properly anesthetize the rat, and position and restrain the hind limb. To do this, it is imperative that the rat be anesthetized to a level of complete relaxation, and that pedal reflexes are lost. These guidelines may be modified for each individual rat, as the rate of isoflurane metabolism can vary depending on strain and body size. Proper technique for in vivo &#181;CT image acquisition enables accurate and consistent measurement of bone micro-architecture within and across studies.

Proper Positioning and Restraint of a Rat Hind Limb for Focused High Resolution Imaging of Bone Micro-architecture Using In Vivo Micro-computed Tomography

This paper instructs users of in vivo micro-computed tomography (&#181;CT) scanners how to anesthetize, correctly position and restrain the hind limb of a rat for minimal movement during high-resolution imaging of the tibia. The result is high quality images that can be processed to accurately quantify bone micro-architecture.

Posicionamiento adecuado y la contención de una rata de extremidades para la proyección de imagen enfocada de alta resolución del hueso utilizando la microarquitectura In Vivo Micro-tomografía computada

The use of in vivo micro-computed tomography (&#181;CT) is a powerful tool which involves the non-destructive imaging of internal structures at high ...

Biological Compatibility Profile on Biomaterials for Bone Regeneration

Large non-union bone fractures are a significant challenge in orthopedic surgery. Although auto- and allogeneic bone grafts are excellent for healing such lesions, there are potential complications with their use. Thus, material scientists are developing synthetic, biocompatible biomaterials to overcome these problems. In this study, we present a multidisciplinary platform for evaluating biomaterials for bone repair. We combined expertise from bone biology and immunology to develop a platform including in vitro osteoclast (OC) and osteoblast (OB) assays and in vivo mouse models of bone repair, immunogenicity, and allergenicity. We demonstrate how to perform the experiments, summarize the results, and report on biomaterial biocompatibility. In particular, we tested OB viability, differentiation, and mineralization and OC viability and differentiation in the context of &#946;-tricalcium phosphate (&#946;-TCP) disks. We also tested a &#946;-TCP/Collagen (&#946;-TCP/C) foam which is a commercially available material used clinically for bone repair in a critical-sized calvarial bone defect mouse model to determine the effects on the early phase of bone healing. In parallel experiments, we evaluated immune and allergic responses in mice. Our approach generates a biological compatibility profile of a bone biomaterial with a range of parameters necessary for predicting the biocompatibility of biomaterials used for bone healing and repair in patients.

The number of novel biomaterials engineered for repairing large bone lesions is continuously expanding with the aim to enhance bone healing and overcome the complications associated with bone transplantation. Here, we present a multidisciplinary strategy for pre-clinical biocompatibility testing of biomaterials for bone repair.

Perfil de compatibilidad biológica de Biomateriales para regeneración ósea

Large non-union bone fractures are a significant challenge in orthopedic surgery. Although auto- and allogeneic bone grafts are excellent for healing such ...

Meso-Scale Particle Image Velocimetry Studies of Neurovascular Flows In Vitro

Particle image velocimetry (PIV) is used in a wide variety of fields, due to the opportunity it provides for precisely visualizing and quantifying flows across a large spatiotemporal range. However, its implementation typically requires the use of expensive and specialized instrumentation, which limits its broader utility. Moreover, within the field of bioengineering, in vitro flow visualization studies are also often further limited by the high cost of commercially sourced tissue phantoms that recapitulate desired anatomical structures, particularly for those that span the mesoscale regime (i.e., submillimeter to millimeter length scales). Herein, we present a simplified experimental protocol developed to address these limitations, the key elements of which include 1) a relatively low-cost method for fabricating mesoscale tissue phantoms using 3-D printing and silicone casting, and 2) an open-source image analysis and processing framework that reduces the demand upon the instrumentation for measuring mesoscale flows (i.e., velocities up to tens of millimeters/second). Collectively, this lowers the barrier to entry for nonexperts, by leveraging resources already at the disposal of many bioengineering researchers. We demonstratethe applicability of this protocol within the context of neurovascular flow characterization; however, it is expected to be relevant to a broader range of mesoscale applications in bioengineering and beyond.

Meso-Scale Particle Image Velocimetry Studies of Neurovascular Flows In Vitro

Here we present simplified methods for fabricating transparent neurovascular phantoms and characterizing the flow therein. We highlight several important parameters and demonstrate their relationship to field accuracy.

Meso-escala partícula imagen Velocimetry estudios neurovasculares flujos In Vitro

Particle image velocimetry (PIV) is used in a wide variety of fields, due to the opportunity it provides for precisely visualizing and quantifying flows ...

Intra-cardiac Side-Firing Light Catheter for Monitoring Cellular Metabolism using Transmural Absorbance Spectroscopy of Perfused Mammalian Hearts

Absorbance spectroscopy of cardiac muscle provides non-destructive assessment of cytosolic and mitochondrial oxygenation via myoglobin and cytochrome absorbance respectively. In addition, numerous aspects of the mitochondrial metabolic status such as membrane potential and substrate entry can also be estimated. To perform cardiac wall transmission optical spectroscopy, a commercially available side-firing optical fiber catheter is placed in the left ventricle of the isolated perfused heart as a light source. Light passing through the heart wall is collected with an external optical fiber to perform optical spectroscopy of the heart in near real- time. The transmission approach avoids numerous surface scattering interference occurring in widely used reflection approaches. Changes in transmural absorbance spectra were deconvolved using a library of chromophore reference spectra, providing quantitative measures of all the known cardiac chromophores simultaneously. This spectral deconvolution approach eliminated intrinsic errors that may result from using common dual wavelength methods applied to overlapping absorbance spectra, as well as provided a quantitative evaluation of the goodness of fit. A custom program was designed for data acquisition and analysis, which permitted the investigator to monitor the metabolic state of the preparation during the experiment. These relatively simple additions to the standard heart perfusion system provide a unique insight into the metabolic state of the heart wall in addition to conventional measures of contraction, perfusion, and substrate/oxygen extraction.

Here we introduce a method for using an intra-ventricle optical catheter in perfused hearts to perform absorbance spectroscopy across the heart wall. The data obtained provides robust information on tissue oxygen tension as well as substrate utilization and membrane potential simultaneously with cardiac performance measures in this ubiquitous preparation.

Catéter de luz intracardiaca para monitorear el metabolismo celular utilizando espectroscopia de absorbancia transmural de corazones de mamíferos perfundidos

Absorbance spectroscopy of cardiac muscle provides non-destructive assessment of cytosolic and mitochondrial oxygenation via myoglobin and cytochrome ...