Este trabajo fue financiado por el Consejo de Investigación Médica de subvención G1000299. El autor correspondiente agradece a Gary Borthwick, de la Universidad de Edimburgo, para asistir durante la cirugía. Los autores desean agradecer el asesoramiento de Helen Douglas y Iain Mackay y que nos permite observar la epigástrica inferior profunda (DIEP) Procedimiento de colgajo (Canniesburn Unidad de Cirugía Plástica, Hospital Real de Glasgow, el 84 Castle Street, Glasgow G4 0SF, Reino Unido). Los autores también desean agradecer a Gary Blackie en la Universidad de Edimburgo por su ayuda en la producción del video para este artículo.

Toda la cirugía se lleva a cabo de conformidad con las directrices establecidas por el Ministerio del Interior del Reino Unido y de la Universidad del Departamento de Servicios Veterinarios de Edimburgo. 1. Surgical procedimiento de establecimiento Notes <ol><li> Cambio en matorrales quirúrgicas limpias, bata, gorro y mascarilla exfoliante. Limpie todas las superficies de la sala de operaciones, incluidos los equipos con clorhexidina al 2% en alcohol isopropílico al 70%. </li><li> Antes de la cirugía, autoclave todos los materiales e instrumentos que se utilizarán en el procedimiento quirúrgico. Envases estériles por operación deben incluir: 3 cortinas, gasas, aplicadores de punta de algodón, láminas de silicona y los instrumentos quirúrgicos, consulte la Tabla de Materiales y herramientas quirúrgicas específicas y en la Figura 1. Pesar la rata y medir el volumen apropiado de buprenorfina (0,04 mg / kg) para ser administrado por vía subcutánea 1 hora antes de completar el procedimiento. Diseñar, 3 x 1 ml jeringas para la administración de líquidos por vía subcutánea durante surgery, 2 x 6-0 suturas de Vicryl, 1 x 5-0 suturas Ethilon, un marcador estéril con una regla y un bisturí desechable 10-cuchilla, 4 - 5 pares de guantes estériles y una unidad de cauterización de mano. </li><li> Lugar 4 x 10 ml estéril, 0,9% frascos de solución salina en un baño de agua calentada a 37 ° C. Esto será utilizado para el reemplazo de líquidos por vía subcutánea (1 ml / kg / h) y para enjuagar el sitio quirúrgico. Configure la manta homeotermos, sonda rectal, lámpara de calor, microscopio quirúrgico y anestésico plataforma. Encienda el láser y su software, configuración de otra plataforma de anestesia y colocar una almohadilla de calor debajo de la alfombra negro en el que el animal va a sentar durante la exploración. </li><li> Usar ratas Lewis macho, 250-300 g de peso. Ratas Casa para 7 días con alimento y agua ad libitum con 12 hr ciclos de luz-oscuridad antes de cualquier cirugía se lleva a cabo. </li></ol> 2. Anestesia y Preparación de la Piel <ol><li> Coloque la rata en la cámara de inducción de la anestesia y la plataforma de administración de 4% de isoflurano con 1L/min O 2 para2-3 min para inducir la anestesia. Retire la rata anestesiada de la cámara y colocarlo en posición supina sobre el, estera climatizada limpio. Mantener isoflurano al 1,5% usando un cono de nariz. Aplicar agente lacrilube o similar para evitar la abrasión corneal durante el procedimiento. Realizar una prueba del pellizco pies pad para asegurar que el animal está anestesiado adecuadamente antes de proceder. Repita esta última prueba antes de cada paso en el procedimiento y ajustar la concentración de anestésico inhalatorio en consecuencia. </li><li> Estrechamente afeitar el abdominal anterior usando una máquina de afeitar eléctrica de modo que toda la superficie abdominal se expone. Aplicar depilación crema para la duración recomendada por el proveedor. Retire la crema y enjuagar bien la piel con solución salina estéril calentada para eliminar todos los restos de la crema. Aplicar clorhexidina al 2% en alcohol isopropílico al 70% a la piel y permita que se seque antes de continuar. Se trata de la preparación de la piel normal en nuestra unidad sobre la base de la evidencia actual para la infección del sitio quirúrgico. 34 Por favor discuss con el Departamento de Veterinaria de lo que es el procedimiento estándar en la unidad antes de elegir un protocolo de preparación de la piel. </li><li> Coloque las 2 cortinas a ambos lados de la rata y tener cuidado de mantener estériles. Póngase los guantes estériles y con la ayuda de un asistente de abrir los paquetes estériles. Coloque todos los instrumentos en una sábana y las suturas, gasas, aplicadores de algodón, láminas de silicona y rotulador estéril con una regla en el otro. </li><li> Identificar la línea media usando xiphisternum y la cola como puntos de referencia. Marque la línea media. Mide 0.8 cm por debajo del xiphisternum y marque este punto. Dibuje una línea perpendicular a la línea media de este punto. Tomando la línea media como el centro de la marca de la aleta fuera 1 cm y 2 cm a la izquierda y la derecha de la línea media. Dibujar líneas verticales paralelas a la línea media de los puntos. Mida 4 cm por debajo de la línea horizontal original y sacar otra paralela a ella. Siguiendo estas instrucciones a x 4 cm solapa 4 dividida en 4 tiras iguales se delinea(Véase la Figura 2). </li></ol> 3. Laser Doppler <ol><li> Cuidadosamente mueva la rata para el cono de la nariz del segundo equipo de anestesia en el escáner de LDI. Continuar la anestesia en el 1,5% de isoflurano, 1L/min O 2. Encienda el láser y siga las instrucciones del fabricante para iniciar la exploración. Después de guardar el archivo escaneado volver a la rata de nuevo al primer equipo y vuelva a insertar la sonda rectal de la manta homeotermos utilizando parafina blanca suave como lubricante. </li></ol> . 4 In situ colgajo TRAM - Modelo miocutáneo del IRI <ol><li> Manos Re-matorral y póngase guantes estériles frescas. Cortar un círculo de 5 cm de diámetro en el centro del campo estéril restante y colocar este sobre el abdomen expuesto para crear un campo estéril drapeado. </li><li> Hacer una incisión en el borde marcado lateral izquierdo (Figura 3 A y B). Lograr la hemostasis. Hacer incisiones similares por las líneas horizontalesa la izquierda de la línea media. Lograr la hemostasis. </li><li> La grasa que recubre la izquierda vaina del recto inferior debe ser visible. El uso de pinzas y tijeras iris finas cuidadosamente conseguir por debajo de esta grasa. Tenga cuidado de no dañar las perforantes que vienen a través de la izquierda, vaina anterior del recto. El plano abierto por esa disección es que justo encima de la fascia de la pared abdominal anterior. Continuar disección en este plano alrededor de los márgenes delimitados. En la fosa ilíaca izquierda se encuentra el gran iliaca circunfleja superficial buques de estos pueden estar vinculados o cauterizar. A continuación, extender la disección medial con precaución y sólo hasta el margen lateral del músculo recto anterior izquierdo. Hay un cambio de color evidente en este punto del rosa al de casi blanco (Figura 3C). Irrigar cuidadosamente el área con solución salina estéril y comprobar que la hemostasia se ha logrado antes de colocar una gasa húmeda sobre el área. </li><li> Repita el procedimiento en el lado contralateral, pero esta vez se extienden to La línea alba (línea media). Tenga cuidado para identificar y cauterizar los perforadores musculocutáneo que surgen en el centro del músculo recto abdominal derecho (Figura 3D). Si esto no se hace correctamente, puede dar lugar a un hematoma postoperatorio y resultados espurios. Del mismo modo lograr la hemostasia, regar y colocar una gasa húmeda sobre la solapa levantada. </li><li> Regreso al margen inferior del recto anterior izquierdo (Figura 3E y F). Cauterize el perforador más inferior visto. Proceda a cortar una pequeña ventana (aprox. 0,6 cm x 0,6 cm) en la vaina anterior del recto con micro tijeras y señaló curvada fórceps Graeffe. Blunt diseccionar lentamente por el margen lateral del músculo hasta que el músculo se adelgaza pero antes de que se rompe la vaina posterior. A continuación, gire la pinza y Blunt disección medialmente hasta el vientre del músculo es sobre el borde curvo de las pinzas y los consejos son gratis en el margen medial. Alimente aproximadaly 6 cm de 5-0 Ethilon en las mordazas de la pinza y atar la vaina del recto inferior. Una vez finalizado este paso, el colgajo miocutáneo está aislado en un recipiente-los dominantes profundos vasos epigástricos superiores. Cubrir con una gasa húmeda. </li><li> Cortar la lámina de silicona en óvalos con las esquinas lisas y (Figura 3G). Estos deben ser lo suficientemente grande como para cubrir la mayor parte del área expuesta en las porciones fasciocutáneos de la solapa. Sin embargo, se debe tener cuidado para asegurar que el borde de la piel se puede cerrar sin ningún tipo de tensión y la curva medial del óvalo puede tener que ser emparejado de nuevo para evitar que el flujo de perjudicar a través de las perforantes restantes. Estos se suturan en su lugar con Vicryl 6-0 (Figura 3H). Cubrir con una gasa húmeda. </li><li> Uso sencillo interrumpido &#39;peg out&#39; 5-0 Ethilon suturas del colgajo para reducir el calor y la pérdida de agua (Figura 3I). Cubrir con una gasa húmeda. </li><li> Extender la herida superiormente a la izquierda de laxiphisternum (Figura 3I). Suture esta en el cuadrante superior izquierdo de mejorar el campo de visión. </li><li> Corte toda la grasa que recubre a revelar el superior, izquierda, vaina anterior del recto. Cortar una ventana pequeña (0,6 cm x 0,6 cm) en esta vaina (Figura 3J). Extienda la herida medialmente hasta que un cambio en la trayectoria de la fibra muscular de vertical a oblicua y consistencia de apretada a fibrillas sueltos se ve. </li><li> Inserte las pinzas curvas cuidadosamente entre estos dos músculos y abrir un plano de disección roma. Corte con cuidado hacia abajo sólo hasta la superficie superior de una de estas pinzas curvas de corte a través del vientre de la izquierda del músculo recto abdominal para revelar la profunda, la arteria epigástrica superior y la vena subyacente (Figura 3K). </li><li> Utilizando micro-instrumentos y alta potencia en el microscopio quirúrgico, separar cuidadosamente la arteria y la vena y quitarse la grasa circundante. </li><li> Aplicar las abrazaderas Acland atraumática para el artery y la vena (B-1, tipo &quot;V&quot;) e iniciar el temporizador de cuenta atrás del tiempo de isquemia 30 min. Riegue el pedículo sujetar y cubrir con una gasa. No empleamos dilatadores depósito tales como verapamilo o pabavarine pero deberíamos espasmo de los vasos es un problema, se deben considerar estos fármacos. </li><li> Administrar la buprenorfina (0,04 mg / kg) y calentada, solución salina estéril (1 ml / kg / h). </li><li> Comenzando en la esquina superior izquierda, suturar el colgajo en su lugar con 6-0 suturas de Vicryl subcuticulares detener y amarrar en el xiphisternum. </li><li> Cuando el tiempo de 30 min isquémica es más, retire con cuidado las pinzas y regar el pedículo con solución salina caliente. Compruebe que el flujo ha sido restablecida. Tenga en cuenta que este tiempo de isquemia fue estipulado por la autoridad UK Home Office. Los investigadores que trabajan en otras autoridades pueden ser capaces de extender este tiempo. La ampliación del tiempo de isquemia es probable que conduzca a la peor evolución clínica. </li><li> Sutura de los bordes cortados del recto en su lugar con Vicryl 6-0.Tenga cuidado de no aplicar demasiada tensión ya que esto puede conducir a la formación de cocas en los vasos. </li><li> Completa la sutura subcutánea teniendo cuidado de enterrar todos los nudos debajo de la piel (Figura 3K). </li><li> Limpie el área de la herida y deje que se seque. Vuelva a dibujar las zonas de la aleta. </li><li> Vuelva a escanear el animal para obtener una imagen postoperatorio. </li><li> Vuelva a aplicar lacrilube a los ojos del animal y el lugar en un incubador calentado (37 ° C) durante 1 hora para recuperarse antes de volver a la unidad de cría. </li></ol> Los pasos críticos en el protocolo La clave del procedimiento es la identificación de los vasos epigástricos profundos, superior. Esto se muestra claramente en la película que lo acompaña. En breve, se corta una ventana en la vaina anterior del recto para exponer las fibras musculares subyacentes que se ejecutan longitudinalmente. Al extender la disección superficial de la vaina anterior del recto medial un cambio en la trayectoria de la fibra muscular se observa fROM longitudinal para oblicua. Insertar extremos romos, curvas, fórceps Graeffe (o similar) en la intersección de estos dos haces de fibras musculares. Blunt diseccionar lateralmente. Cortar hacia abajo, el uso de tijeras micro, sobre la superficie superior de las pinzas curvas, celebrada en este plano entre los haces de fibras musculares. Al retirar el fórceps Graeffe la profunda arteria epigástrica, superior y la vena se observa en el punto medio del cuerpo del músculo recto abdominal. Pele la grasa que recubre los buques que utilicen los instrumentos de micro y aplicar las abrazaderas. Las porciones fasciocutáneos del colgajo TRAM ratas son lo suficientemente delgada como para permitir que la aleta se toma como un injerto de piel total. Para evitar esto y asegurar que este es un verdadero modelo de IRI una delgada lámina de silicona flexible se coloca debajo de las porciones fasciocutáneos de la solapa. 35 Esta medida ha sido adoptada por otros investigadores que realizan modelos TRAM rata. 17,21,25 Las ratas mascan throunudos gh así que asegúrese de todas las suturas son subcuticular y todos los nudos están enterrados. Al llevar a cabo una meticulosa autocannabilism sutura de los colgajos según lo informado por otros investigadores pueden evitarse. 24 Tras la administración de buprenorfina reducir mantenimiento de la anestesia isoflurano a 1% (1L/min O 2).

No tenemos revelaciones.

Modificaciones y resolución de problemas El protocolo presentado aquí reproduce la RII visto en la transferencia de tejido libre en un sistema experimental que permite una mayor comprensión de ese proceso y proporciona un medio para investigar los medios de mejorar el IRI y mejorar el resultado. Esto podría ser fácilmente modificado para producir una lesión más grave si se basa en la no dominante, en el fondo, epigástrica inferior pedículo o si se aumentara el tiempo de isquemia. <...

El objetivo de este protocolo es demostrar un modelo fiable y reproducible de la lesión por isquemia-reperfusión se observa en la transferencia de tejido libre para que las estrategias de intervención para ser investigados. Transferencia de tejido libre se define como el desprendimiento vascular de un bloque aislado de tejido seguido de trasplante autólogo de que el tejido con anastomosis de los vasos seccionados de la solapa en los vasos nativos en el sitio receptor. El procedimiento es conocido como ITF y el tejido que está siendo transferida conoce como el colgajo libre. Transferencia de tejido libre es el enfoque estándar de oro para la corrección de defectos de compuestos complejos, donde las opciones locales no son adecuados o no está disponible. 1-4 lesión por isquemia reperfusión (IRI) es inevitable en la transferencia de tejido libre, contribuye a aletear insuficiencia 5,6 y no tiene tratamiento eficaz. El carácter electivo de la cirugía de colgajo libre permite la administración de farmacológicosagentes Cal condición previa contra el IRI. IRI resultados en el flujo a través de la alteración de la microcirculación por la activación endotelial y disfunción metabólica, aumento de la permeabilidad capilar 7 y el posterior edema intersticial 7, afluencia de células inflamatorias, 8 liberación de mediadores inflamatorios, las especies reactivas de oxígeno 9 y la deposición de complemento. 10 Este complejo proceso de la hipoxia y la posterior lesión por reperfusión conduce en última instancia a la muerte celular. Un modelo de miocutáneo IRI permite la eficacia del precondicionamiento estrategias sobre los resultados clínicos a evaluar. El trabajo reciente ha validado el uso de modelos animales de estudios IRI como un sustituto de la IRI humano mediante la comparación de los cambios moleculares observados en sujetos humanos y animales de datos existentes. 10,11 La rata del músculo recto abdominal transverso miocutáneo (TRAM) fue descrito por primera vez en 1987 en alemán y 12 en 199313 en Inglés. Este modelo ganó gran popularidad 13-25 como un modelo sólido barato para investigar diferentes estrategias para reducir IRI asociada a la transferencia de tejido libre. 14,17-22 La mayoría de estos estudios fueron diseñados como colgajos TRAM unipedicled basado en el profundo, inferior, . epigástrica pedículo vascular 15-18,20-22 La comparación de los datos de estos estudios es complicada por el uso de las diferentes islas cutáneas de tamaño (10,5 a 30 cm 2) y diferentes longitudes de seguimiento postoperatorio (2-10 días). El porcentaje de área de necrosis media solapa total en el brazo de control de estos estudios es del 69 ± 6,2% (media ± SEM). Debe tenerse en cuenta que todos estos seis documentos emplean el músculo recto del abdomen como un portador para el pedículo vascular, pero no exponen, dividir y microanastomose o sujetar los vasos. Zhang et al. 23 han descrito una verdadera, libre de rata colgajo TRAM sobre la base de los vasos epigástricos superiores en la que la fvueltas se plantearon, barcos divididos y el colgajo miocutáneo transferidos y microanastomosada a los vasos inguinales. Esta técnica requiere la difícil microanastomosis de 0,45 hasta 0,5 mm de los vasos de calibre. Sólo quince años se realizaron y de éstos el 67% sobrevivieron. 23 El modelo descrito por Zhang et al. 23 es un excelente modelo para el colgajo TRAM libre albedrío humano, ya que realmente refleja la lesión sufrida durante la ITF. Los otros modelos publicados de un colgajo TRAM rata reflejan con mayor precisión las lesiones sufridas durante una TRAM pediculado humano, pero no reflejan con exactitud el IRI ya que la aleta de no someterse a un período de isquemia seguida de reperfusión como el pedículo vascular no se sujeta o dividida y microanastomosis lleva a cabo. Este protocolo y video describe un nuevo modelo de transferencia de tejido libre de utilizar el TRAM rata en el que el IRI se replica usando microclamps. Esta mayor fidelidad reproduce IRI que sus predecesores TRAM pediculares pero es técnicamente más fácil que performing del microanastomosis. Microclamps han sido ampliamente empleado por investigadores de trasplante para recrear IRI asociada con trasplante de órganos sólidos; 26-33 sin embargo, esta es la primera vez que se ha descrito en el colgajo TRAM rata.

<table border="1">
 <tbody>
 <tr>
 <td>Name of Reagent/Material</td>
 <td>Company</td>
 <td>Catalog Number</td>
 <td>Comments</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Moor LD12 laser doppler imaging scanner</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td><a href="http://gb.moor.co.uk/product/moorldi2-laser-doppler-imager/8" target="_blank">http://gb.moor.co.uk/product/moorldi2-laser-doppler-imager/8</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Complete homeothermic blanket system with flexible probe. Small. 230 VAC, 50 Hz</td>
 <td></td>
 <td>507221F</td>
 <td><a href="http://www.harvardapparatus.com" target="_blank">www.harvardapparatus.com</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Graeffe forceps 0.8 mm tips curved</td>
 <td></td>
 <td>11052-10</td>
 <td>2, <a href="http://www.finescience.de" target="_blank">http://www.finescience.de</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Acland clamps</td>
 <td></td>
 <td>00398 V</td>
 <td>B-1 'V' pattern clamps used on both artery and vein. <a href="http://www.merciansurgical.com/acland-clamps.pdf" target="_blank">http://www.merciansurgical.com/acland-clamps.pdf</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Clamp applicator</td>
 <td></td>
 <td>CAF-4</td>
 <td><a href="http://www.merciansurgical.com/acland-clamps.pdf" target="_blank">http://www.merciansurgical.com/acland-clamps.pdf</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Gemini cautery unit</td>
 <td></td>
 <td>726067</td>
 <td><a href="www.harvardapparatus.com" target="_blank">www.harvardapparatus.com</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Micro-vessel dilators 11 cm 0.3 mm tips 00124</td>
 <td></td>
 <td>D-5a.2</td>
 <td><a href="http://www.merciansurgical.com" target="_blank">http://www.merciansurgical.com</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Micro Jewellers Forceps 11cm angulated 00109</td>
 <td></td>
 <td>JFA-5b</td>
 <td><a href="http://www.merciansurgical.com" target="_blank">http://www.merciansurgical.com</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Micro Jewellers Forceps 11 cm straight 00108</td>
 <td></td>
 <td>JF-5</td>
 <td><a href="http://www.merciansurgical.com" target="_blank">http://www.merciansurgical.com</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Acland Single Clamps B-1V (Pair)</td>
 <td></td>
 <td>396</td>
 <td><a href="http://www.merciansurgical.com" target="_blank">http://www.merciansurgical.com</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Micro Scissors Round Handles 15 cm Straight</td>
 <td></td>
 <td>67</td>
 <td><a href="http://www.merciansurgical.com" target="_blank">http://www.merciansurgical.com</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Iris Scissors 11.5 cm Curves EASY-CUT</td>
 <td></td>
 <td>EA7613-11</td>
 <td><a href="http://www.merciansurgical.com" target="_blank">http://www.merciansurgical.com</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Mayo Scissors 14 cm Straight Chamfered Blades EASY-CUT</td>
 <td></td>
 <td>EA7652-14</td>
 <td><a href="http://www.merciansurgical.com" target="_blank">http://www.merciansurgical.com</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Derf Needle Holders 12 cm TC</td>
 <td></td>
 <td>703DE12</td>
 <td><a href="http://www.merciansurgical.com" target="_blank">http://www.merciansurgical.com</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Ethilon 5-0</td>
 <td></td>
 <td>W1618</td>
 <td><a href="http://www.farlamedical.co.uk/" target="_blank">http://www.farlamedical.co.uk/</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Vicryl rapide 6-0</td>
 <td></td>
 <td>W9913</td>
 <td><a href="http://www.millermedicalsupplies.com/" target="_blank">http://www.millermedicalsupplies.com/</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Instrapac - Adson Toothed Forceps (Extra Fine)</td>
 <td></td>
 <td>7973</td>
 <td><a href="http://www.millermedicalsupplies.com/" target="_blank">http://www.millermedicalsupplies.com/</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Castroviejo needle holders</td>
 <td></td>
 <td>12565-14</td>
 <td><a href="http://s-and-t.ne" target="_blank">http://s-and-t.ne</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Heat Lamp</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td><a href="http://www.chicken-house.co.uk" target="_blank">http://www.chicken-house.co.uk</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Silicone sheeting 0.3 mm translucent</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td><a href="http://www.silex.co.uk/" target="_blank">http://www.silex.co.uk/</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Image J software</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td><a href="http://rsbweb.nih.gov/ij/" target="_blank">http://rsbweb.nih.gov/ij/</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Zeiss OPMI pico</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td><a href="http://www.zeiss.co.uk/" target="_blank">http://www.zeiss.co.uk/</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Operating microscope</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Vet tech solution isofluorane rig</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td><a href="http://www.vet-tech.co.uk/" target="_blank">http://www.vet-tech.co.uk/</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Vet tech solution isofluorane rig</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td><a href="http://www.vet-tech.co.uk/" target="_blank">http://www.vet-tech.co.uk/</a></td>
 </tr>
 </tbody>
</table>

in situ transverse rectus abdominis myocutaneous flap: a rat model of myocutaneous ischemia reperfusion injury

Transferencia de tejido libre es el estándar de oro de la cirugía reconstructiva para reparar defectos complejos no susceptibles de opciones locales o aquellos que requieren de tejido compuesto. Lesión de isquemia-reperfusión (IRI) es una causa conocida de la insuficiencia colgajo libre parcial y no tiene tratamiento eficaz. El establecimiento de un modelo de laboratorio de esta lesión puede resultar costoso tanto económicamente como los mamíferos más grandes se utilizan convencionalmente y en la pericia requeridos por la dificultad técnica de estos procedimientos por lo general requiere el empleo de un microcirujano experiencia. Esta publicación y vídeo demuestran el uso efectivo de un modelo de IRI en ratas que no requieren conocimientos de microcirugía. Este procedimiento es un modelo in situ de un miocutáneo transverso abdominal (TRAM) donde se utilizan pinzas atraumáticas para reproducir la lesión por isquemia-reperfusión asociada con este tipo de cirugía. A Doppler escáner láser (LDI) se emplea para evaluar la perfusión del colgajo y el procesamiento de imágenes de software, Image J para evaluar el área de porcentaje de supervivencia piel como una medida de resultado primaria de la lesión.

Modelos de rata son más económicos que los modelos animales más grandes, 36 son resistentes a las enfermedades en la naturaleza y puede ser manipulada genéticamente. Se han pensado animales de piel suelta, como roedores, tener una disposición diferente de suministro sanguíneo cutáneo en comparación con los animales de piel fijos, como los seres humanos y cerdos. En los animales de piel sueltas, la piel se suministra principalmente por los vasos sanguíneos cutáneos directos que pasan a través de la ...

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In situ Transverse Rectus Abdominis Myocutaneous Flap: A Rat Model of Myocutaneous Ischemia Reperfusion Injury

Transferencia de tejido libre es ampliamente utilizado en cirugía reconstructiva para restaurar la forma y la función después de la resección oncológica y trauma. Preacondicionamiento este tejido antes de la cirugía puede mejorar el resultado. En este artículo se describe una<em&gt; In situ</em&gt; Músculo recto abdominal transverso colgajo miocutáneo (TRAM) en ratas como un medio para probar estrategias de preacondicionamiento.

In situ recto abdominal transverso colgajo miocutáneo: un modelo de rata de miocutáneo isquemia reperfusión

Free tissue transfer is the gold standard of reconstructive surgery to repair complex defects not amenable to local options or those requiring composite ...

in-situ-transverse-rectus-abdominis-myocutaneous-flap-rat-model

Research

JoVE Journal

Medicine

In situ Transverse Rectus Abdominis Myocutaneous Flap: A Rat Model of Myocutaneous Ischemia Reperfusion Injury

13.6K vistas.  Royal Infirmary of Edinburgh. Transferencia de tejido libre es ampliamente utilizado en cirugía reconstructiva para restaurar la forma y la función después de la resección oncológica y trauma. Preacondicionamiento este tejido antes de la cirugía puede mejorar el resultado. En este artículo se describe una In situ Músculo recto abdominal transverso colgajo miocutáneo (TRAM) en ratas como un medio para probar estrategias de preacondicionamiento.

Video: In situ Transverse Rectus Abdominis Myocutaneous Flap: A Rat Model of Myocutaneous Ischemia Reperfusion Injury

Normothermic Cardiac Arrest and Cardiopulmonary Resuscitation: A Mouse Model of Ischemia-Reperfusion Injury

Acute Kidney Injury (AKI) is a common, highly lethal, complication of critical illness which has a high mortality1-4 and which is most 
frequently caused by whole-body hypoperfusion.5,6 Successful reproduction of whole-body hypoperfusion in rodent models has been fraught with 
difficulty.7-9,9,10 Models which employ focal ischemia have repeatedly demonstrated results which do not translate to the clinical setting, and larger 
animal models which allow for whole body hypoperfusion lack access to the full toolset of genetic manipulation possible in the mouse.11,12 However, in recent 
years a mouse model of cardiac arrest and cardiopulmonary resuscitation has emerged which can be adapted to model AKI.13 This model reliably reproduces 
physiologic, functional, anatomic, and histologic outcomes seen in clinical AKI, is rapidly repeatable, and offers all of the significant advantages of a murine surgical 
model, including access to genetic manipulative techniques, low cost relative to large animals, and ease of use. Our group has developed extensive experience 
with use of this model to assess a number of organ-specific outcomes in AKI.14,15

A powerful model for perioperative and critical care related acute kidney injury is presented. Using whole body hypoperfusion induced by cardiac arrest it is possible to nearly replicate the histologic and functional changes of clinical AKI.

Arresto normotérmica cardiaca y reanimación cardiopulmonar: un modelo de ratón de la lesión por isquemia-reperfusión

Acute Kidney Injury (AKI) is a common, highly lethal, complication of critical illness which has a high mortality1-4 and which is most 
frequently caused ...

Investigación

Medicina

Ischemia-reperfusion Model of Acute Kidney Injury and Post Injury Fibrosis in Mice

Ischemia-reperfusion induced acute kidney injury (IR-AKI) is widely used as a model of AKI in mice, but results are often quite variable with high, often unreported mortality rates that may confound analyses. Bilateral renal pedicle clamping is commonly used to induce IR-AKI, but differences between effective clamp pressures and/or renal responses to ischemia between kidneys often lead to more variable results. In addition, shorter clamp times are known to induce more variable tubular injury, and while mice undergoing bilateral injury with longer clamp times develop more consistent tubular injury, they often die within the first 3 days after injury due to severe renal insufficiency. To improve post-injury survival and obtain more consistent and predictable results, we have developed two models of unilateral ischemia-reperfusion injury followed by contralateral nephrectomy. Both surgeries are performed using a dorsal approach, reducing surgical stress resulting from ventral laparotomy, commonly used for mouse IR-AKI surgeries. For induction of moderate injury BALB/c mice undergo unilateral clamping of the renal pedicle for 26 min and also undergo simultaneous contralateral nephrectomy. Using this approach, 50-60% of mice develop moderate AKI 24 hr after injury but 90-100% of mice survive. To induce more severe AKI, BALB/c mice undergo renal pedicle clamping for 30 min followed by contralateral nephrectomy 8 days after injury. This allows functional assessment of renal recovery after injury with 90-100% survival. Early post-injury tubular damage as well as post injury fibrosis are highly consistent using this model.

We describe models of moderate and severe ischemia-reperfusion-induced kidney injury in which the mice undergo unilateral renal pedicle clamping followed by simultaneous or delayed contralateral nephrectomy, respectively. These models consistently give rise to renal dysfunction and post-injury fibrosis, but injury severity and survival are dependent on mouse background, age and surgical equipment.

La isquemia-reperfusión modelo de lesión renal aguda y post lesión fibrosis en ratones

Ischemia-reperfusion induced acute kidney injury (IR-AKI) is widely used as a model of AKI in mice, but results are often quite variable with high, often ...

Induction and Assessment of Ischemia-reperfusion Injury in Langendorff-perfused Rat Hearts

The biochemical events surrounding ischemia reperfusion injury in the acute setting are of great importance to furthering novel treatment options for myocardial infarction and cardiac complications of thoracic surgery. The ability of certain drugs to precondition the myocardium against ischemia reperfusion injury has led to multiple clinical trials, with little success. The isolated heart model allows acute observation of the functional effects of ischemia reperfusion injury in real time, including the effects of various pharmacological interventions administered at any time-point before or within the ischemia-reperfusion injury window. Since brief periods of ischemia can precondition the heart against ischemic injury, in situ aortic cannulation is performed to allow for functional assessment of non-preconditioned myocardium. A saline filled balloon is placed into the left ventricle to allow for real-time measurement of pressure generation. Ischemic injury is simulated by the cessation of perfusion buffer flow, followed by reperfusion. The duration of both ischemia and reperfusion can be modulated to examine biochemical events at any given time-point. Although the Langendorff isolated heart model does not allow for the consideration of systemic events affecting ischemia and reperfusion, it is an excellent model for the examination of acute functional and biochemical events within the window of ischemia reperfusion injury as well as the effect of pharmacological intervention on cardiac pre- and postconditioning. The goal of this protocol is to demonstrate how to perform in situ aortic cannulation and heart excision followed by ischemia/reperfusion injury in the Langendorff model.

The isolated rat heart is an enduring model for ischemia reperfusion injury. Here, we describe the process of harvesting the beating heart from a rat via in situ aortic cannulation, Langendorff perfusion of the heart, simulated ischemia-reperfusion injury, and infarct staining to confirm the extent of ischemic insult.

Inducción y Evaluación de la isquemia-reperfusión en perfundidos Langendorff corazones de ratas

The biochemical events surrounding ischemia reperfusion injury in the acute setting are of great importance to furthering novel treatment options for ...

Murine Model of Intestinal Ischemia-reperfusion Injury

Intestinal ischemia is a life-threatening condition associated with a broad range of clinical conditions including atherosclerosis, thrombosis, hypotension, necrotizing enterocolitis, bowel transplantation, trauma and chronic inflammation. Intestinal ischemia-reperfusion (IR) injury is a consequence of acute mesenteric ischemia, caused by inadequate blood flow through the mesenteric vessels, resulting in intestinal damage. Reperfusion following ischemia can further exacerbate damage of the intestine. The mechanisms of IR injury are complex and poorly understood. Therefore, experimental small animal models are critical for understanding the pathophysiology of IR injury and the development of novel therapies.
Here we describe a mouse model of acute intestinal IR injury that provides reproducible injury of the small intestine without mortality. This is achieved by inducing ischemia in the region of the distal ileum by temporally occluding the peripheral and terminal collateral branches of the superior mesenteric artery for 60 min using microvascular clips. Reperfusion for 1 hr, or 2 hr after injury results in reproducible injury of the intestine examined by histological analysis. Proper position of the microvascular clips is critical for the procedure. Therefore the video clip provides a detailed visual step-by-step description of this technique. This model of intestinal IR injury can be utilized to study the cellular and molecular mechanisms of injury and regeneration.

Here we describe the detailed procedure of intestinal ischemia-reperfusion in mice which results in reproducible injury without mortality to encourage the standardization of this technique across the field. This model of intestinal ischemia-reperfusion injury can be utilized to study the cellular and molecular mechanisms of injury and regeneration.

Modelo murino de isquemia-reperfusión intestinal Lesiones

Intestinal ischemia is a life-threatening condition associated with a broad range of clinical conditions including atherosclerosis, thrombosis, ...

A Mouse Model of Retinal Ischemia-Reperfusion Injury Through Elevation of Intraocular Pressure

Retinal ischemia-reperfusion (I/R) is a pathophysiological process contributing to cellular damage in multiple ocular conditions, including glaucoma, diabetic retinopathy, and retinal vascular occlusions. Rodent models of I/R injury are providing significant insights into mechanisms and treatment strategies for human I/R injury, especially with regard to neurodegenerative damage in the retinal neurovascular unit. Presented here is a protocol for inducing retinal I/R injury in mice through elevation of intraocular pressure (IOP). In this protocol, the ocular anterior chamber is cannulated with a needle, through which flows the drip of an elevated saline reservoir. Using this drip to raise IOP above systolic arterial blood pressure, a practitioner temporarily halts inner retinal blood flow (ischemia). When circulation is reinstated (reperfusion) by removal of the cannula, severe cellular damage ensues, resulting ultimately in retinal neurodegeneration. Recent studies demonstrate inflammation, vascular permeability, and capillary degeneration as additional elements of this model. Compared to alternative retinal I/R methodologies, such as retinal arterial ligation, retinal I/R injury by elevated IOP offers advantages in its&#160;anatomical specificity, experimental tractability, and technical accessibility, presenting itself as a valuable tool for examining neuronal pathogenesis and therapy in the retinal neurovascular unit.

This article describes a procedure for inducing retinal ischemia-reperfusion injury by elevated intraocular pressure in mice. Retinal ischemia-reperfusion injury by elevated intraocular pressure serves to model human pathologies characterized by compromised oxygen and nutrient delivery in the retina, enabling researchers to examine potential cellular mechanisms and treatments for human diseases of the retinal neurovascular unit.

Un modelo murino de isquemia retiniana-reperfusión mediante la elevación de la presión intraocular

Retinal ischemia-reperfusion (I/R) is a pathophysiological process contributing to cellular damage in multiple ocular conditions, including glaucoma, ...

Evaluation of Coronary Flow Reserve After Myocardial Ischemia Reperfusion in Rats

Coronary artery disease is the leading cause of death worldwide. After an acute myocardial infarction, early and successful myocardial intervention via recanalization of the coronary artery is the most effective strategy for reducing the size of ischemic myocardium. The coronary microvasculature cannot be visualized and imaged&#160;in vivo, but there are several invasive and noninvasive techniques that can be used to assess parameters which depend directly on coronary microvascular function. The endothelial function after ischemia reperfusion can be assessed also at the level of the coronary circulation via the coronary flow reserve (CFR).&#160;In this study, peak velocity of left anterior descending (LAD) coronary arteries was measured in rats in vivo via Transthoracic Doppler Echocardiography during resting and stress challenge (induced by Dobutamine). A normal heart can increase its coronary blood flow up to four times above the resting values during stress induction. Following ischemia reperfusion, we found a significantly diminished CFR, which can be used as a marker of coronary microvascular dysfunction. CFR has opened a window on the importance of microvascular dysfunction and has been shown to predict cardiovascular risk independent of whether the severe obstructive disease is present.

Coronary flow reserve (CFR), is defined as the ratio of maximal coronary blood flow to the resting coronary blood flow. We present a protocol for evaluating CFR in rats via ultrasound, which offers the opportunity to predict cardiovascular risk factors in the absence of obstructive coronary disease.

Evaluación de la Reserva de Flujo Coronario Después de la Reperfusión de Isquemia Miocárdica en Ratas

Coronary artery disease is the leading cause of death worldwide. After an acute myocardial infarction, early and successful myocardial intervention via ...

Modified Heterotopic Hindlimb Osteomyocutaneous Flap Model in the Rat for Translational Vascularized Composite Allotransplantation Research

Vascularized composite allotransplantation (VCA) is a relatively new field in the reconstructive surgery. Clinical achievements in human VCA include hand and face transplants and, more recently, abdominal wall, uterus, and urogenital transplants. Functional outcomes have exceeded initial expectations, and most recipients enjoy an improved quality of life. However, as clinical experience accumulates, chronic rejection and complications from the immunosuppression must be addressed. In many cases where grafts have failed, the causative pathology has been ischemic vasculopathy. <span style="font-size: 11pt; line-height: 115%; font-family: Arial, sans-serif; color: rgb(41, 43, 49); background-image: initial; background-position: initial; background-size: initial; background-repeat: initial; background-attachment: initial; background-origin: initial; background-clip: initial;">The biological mechanisms of the acute and chronic rejection associated with VCA, especially ischemic vasculopathy, are important areas of research. However, due to the very small number of VCA patients, the evaluation of proposed mechanisms is better addressed in an experimental model. Multiple groups have used animal models to address some of the relevant unsolved questions in VCA rejection and vasculopathy. Several model designs involving a variety of species are described in the literature. Here we present a reproducible model of VCA heterotopic hindlimb osteomyocutaneous flap in the rat that can be utilized for translational VCA research. This model allows for the serial evaluation of the graft, including biopsies and different imaging modalities, while maintaining a low level of morbidity.

Vascularized composite allograft offers life-altering benefits to transplant recipients, but the biological causes of graft rejection and vasculopathy remain poorly understood. The rodent surgical model presented here offers a reproducible, clinically relevant model of transplantation, allowing researchers to evaluate rejection events and potential therapeutic strategies to prevent their occurrence.

Modelo de colgajo Osteomiocucutáneo de extremidades posteriores modificados en la rata para investigación de compuestos alotransplante de compuesto translacional vascularizado

Vascularized composite allotransplantation (VCA) is a relatively new field in the reconstructive surgery. Clinical achievements in human VCA include hand ...

A Pre-clinical Rat Model for the Study of Ischemia-reperfusion Injury in Reconstructive Microsurgery

Ischemia-reperfusion injury is the main cause of flap failure in reconstructive microsurgery. The rat is the preferred preclinical animal model in many areas of biomedical research due to its cost-effectiveness and its translation to humans. This protocol describes a method to create a preclinical free skin flap model in rats with ischemia-reperfusion injury. The described 3 cm x 6 cm rat free skin flap model is easily obtained after the placement of several vascular ligatures and the section of the vascular pedicle. Then, 8 h after the ischemic insult and completion of the microsurgical anastomosis, the free skin flap develops the tissue damage. These ischemia-reperfusion injury-related damages can be studied in this model, making it a suitable model for evaluating therapeutic agents to address this pathophysiological process. Furthermore, two main monitoring techniques are described in the protocol for the assessment of this animal model: transit-time ultrasound technology and laser speckle contrast analysis.

Here, we describe a pre-clinical animal model for studying the pathophysiology of ischemia-reperfusion injury in reconstructive microsurgery. This free skin flap model based on the superficial caudal epigastric vessels in the rat may also allow for the evaluation of different therapies and compounds to counteract ischemia-reperfusion injury-related damage.

Un modelo preclínico de rata para el estudio de la lesión por isquemia-reperfusión en microcirugía reconstructiva

Ischemia-reperfusion injury is the main cause of flap failure in reconstructive microsurgery. The rat is the preferred preclinical animal model in many ...

Delayed Intramyocardial Delivery of Stem Cells after Ischemia Reperfusion Injury in a Murine Model

There is significant interest in the use of stem cells (SCs) for the recovery of cardiac function in individuals with myocardial injuries. Most commonly, cardiac stem cell therapy is studied by delivering SCs concurrently with the induction of myocardial injury. However, this approach presents two significant limitations: the early hostile pro-inflammatory ischemic environment may affect the survival of transplanted SCs, and it does not represent the subacute infarction scenario where SCs will likely be used. Here we describe a two-part series of surgical procedures for the induction of ischemia-reperfusion injury and delivery of mesenchymal stem cells (MSCs). This method of stem cell administration may allow for the longer viability and retention around damaged tissue by circumventing the initial immune response. A model of ischemia reperfusion injury was induced in mice accompanied by the delivery of mesenchymal stem cells (3.0 x 105), stably expressing the reporter gene firefly luciferase under the constitutively expressed CMV promoter, intramyocardially 7 days later. The animals were imaged via ultrasound and bioluminescent imaging for confirmation of injury and injection of cells, respectively. Importantly, there was no added complication rate when performing this two-procedure approach for SC delivery. This method of stem cell administration, collectively with the utilization of state-of-the-art reporter genes, may allow for the in vivo study of viability and retention of transplanted SCs in a situation of chronic ischemia commonly seen clinically, while also circumventing the initial pro-inflammatory response. In summary, we established a protocol for the delayed delivery of stem cells into the myocardium, which can be used as a potential new approach in promoting regeneration of the damaged tissue.

Stems cells are continuously investigated as potential treatments for individuals with myocardial damage, however, their decreased viability and retention within injured tissue can impact their long-term efficacy. In this manuscript we describe an alternative method for stem cell delivery in a murine model of ischemia reperfusion injury.

Retraso en la administración intramiocardio de células madre después de la lesión por reperfusión de isquemia en un modelo murino

There is significant interest in the use of stem cells (SCs) for the recovery of cardiac function in individuals with myocardial injuries. Most commonly, ...

Organ Ischemia-Reperfusion Injury by Simulating Hemodynamic Changes in Rat Liver Transplant Model

Orthotopic liver transplantation (OLT) in rats is a tried and proven animal model used for preoperative, intraoperative, and postoperative studies, including ischemia-reperfusion injury (IRI) of extrahepatic organs. This model requires numerous experiments and devices. The duration of anhepatic phase is closely related to the time to develop IRI after transplantation. In this experiment, we used hemodynamic changes to induce extrahepatic organ damage in rats and determined the maximum tolerance time. The time until the most severe organ injury varied for different organs. This method can easily be replicated and can also be used to study IRI of the extrahepatic organs after liver transplantation.

This paper provides a detailed description of how to build an animal model of the anhepatic phase (liver ischemia) in rats to facilitate basic research into ischemia-reperfusion injury after liver transplantation.

Lesión de isquemia-reperfusión de órganos mediante la simulación de cambios hemodinámicos en el modelo de trasplante de hígado de rata

Orthotopic liver transplantation (OLT) in rats is a tried and proven animal model used for preoperative, intraoperative, and postoperative studies, ...