Diese Arbeit wurde von der Medical Research Council Zuschuss G1000299 finanziert. Der korrespondierende Autor möchte Gary Borthwick, University of Edinburgh, für die Unterstützung während der Operation danken. Die Autoren möchten die Beratung von Helen Douglas und Iain Mackay anerkennen und es uns ermöglicht, ihre tiefe epigastrica (DIEP) Klappe Verfahren (Canniesburn Plastic Surgery Unit Glasgow Royal Infirmary, 84 Castle Street, Glasgow G4 0SF, UK) zu beobachten. Die Autoren möchte auch Gary Blackie an der Universität von Edinburgh danken für seine Hilfe bei der Produktion des Videos für diesen Artikel.

Jede Operation wird in Übereinstimmung mit den Richtlinien, die von den britischen Home Office und der University of Veterinary Services Edinburgh Abteilung eingestellt durchgeführt. 1. Surgical Procedure Set-up Hinweise <ol><li> Wechseln Sie in sauberen chirurgischen scheuert, kleid, OP-Haube und Maske. Reinigen Sie alle Oberflächen der OP inklusive Ausrüstung mit 2% Chlorhexidin in 70% igem Alkohol. </li><li> Vor der Operation, autoklavieren alle chirurgische Versorgung und Instrumente, die in dem Verfahren verwendet werden. Sterile Verpackungen pro Betrieb sollte beinhalten: 3 Vorhänge, Gaze, Wattestäbchen Applikatoren, Silikon-Folien und die chirurgischen Instrumente finden Sie in der Tabelle der spezifische chirurgische Materialien und Werkzeuge und Abbildung 1. Wiegen Sie die Ratte und messen Sie das entsprechende Volumen von Buprenorphin (0,04 mg / kg) subkutan verabreicht werden 1 Stunde vor dem Abschluss des Verfahrens. Legen Sie; 3 x 1 ml-Spritzen für die subkutane Flüssigkeitszufuhr während surgery, 2 x 6-0 Vicryl Nahtmaterial, 1 x 5-0 Ethilon Nähte, eine sterile Marker mit Lineal und einem 10-Blatt-Einweg-Skalpell, 4 - 5 Paar sterile Handschuhe und eine Hand-held Gerät Kauter. </li><li> Place 4 x 10 ml sterile 0,9% ige Kochsalzlösung Fläschchen in einem Wasserbad erwärmt auf 37 ° C. Dies wird für die subkutane Flüssigkeitszufuhr verwendet werden (1 ml / kg / h) und die Operationsstelle zu spülen. Richten Sie die homöothermen Decke, rektale Sonde, Wärmelampe, Operationsmikroskop und Narkose rig. Schalten Sie den Laser und seine Software, Set-up ein anderes Anästhetikum rig und legen Sie ein Heizkissen unter dem schwarzen Matte, auf der das Tier während des Scans legen wird. </li><li> Verwenden männlich, Lewis-Ratten mit einem Gewicht von 250-300 g. Haus Ratten für 7 Tage mit Futter und Wasser ad libitum mit 12 Stunden Licht-Dunkel-Zyklen vor jeder Operation durchgeführt wird. </li></ol> 2. Anästhesie und Vorbereitung der Haut <ol><li> Legen Sie die Ratte in der Narkose rig die Induktion Kammer und Verwaltung 4% Isofluran mit 1L/min O 2 für2-3 min auf die Anästhesie zu induzieren. Entfernen Sie den narkotisierten Ratten aus der Kammer und legen Sie sie in Rückenlage auf dem sauberen, beheizten Matte. Pflegen bei 1,5% mit einem Nasenkegel Isofluran. Bewerben lacrilube oder ähnliche Mittel zu Hornhautabschürfung während des Verfahrens zu verhindern. Führen Sie eine Fuß-pad Prise Test, um sicherzustellen, das Tier ausreichend betäubt, bevor Sie fortfahren. Wiederholen Sie diesen letzten Test vor jedem wichtigen Schritt in dem Verfahren und stellen Sie die Inhalationsnarkosemittel Konzentration entsprechend. </li><li> Eng Rasur der vorderen Bauchwand mit einem elektrischen Rasierer, so dass die gesamte Bauchdecke ausgesetzt ist. Bewerben depilating Creme für die Dauer vom Lieferanten empfohlen. Entfernen Sie die Sahne und gründlich die Haut mit erwärmten steriler Kochsalzlösung, um alle Spuren der Creme zu entfernen. Tragen Sie 2% Chlorhexidin in 70% igem Alkohol auf die Haut und lassen Sie trocknen, bevor Sie fortfahren. Dies ist die Standard-Vorbereitung der Haut in unserer Einheit zu aktuellen Beweise für chirurgische Wundinfektionen basiert. Bitte 34 discuss mit Ihrem Veterinary Department In ist das übliche Verfahren in Ihr Gerät vor der Wahl eine Vorbereitung der Haut Protokoll. </li><li> Platz 2 Vorhänge auf beiden Seiten der Ratte und kümmern sich um sie steril. Setzen Sie auf sterile Handschuhe und mit Hilfe eines Assistenten öffnen, die steril verpackt. Legen Sie alle Instrumente auf einen Faltenwurf und die Nähte, Gaze, Baumwolle Applikatoren, Silikon-Folien und sterile Filzstift mit Lineal auf der anderen Seite. </li><li> Identifizieren Sie die Mittellinie mit xiphisternum und den Schwanz als Bezugspunkte. Markieren Sie die Mittellinie. Messen 0,8 cm unterhalb der xiphisternum und markieren Sie diesen Punkt. Zeichnen Sie eine Linie, die senkrecht zur Mittellinie von diesem Punkt. Unter der Mittellinie als die Mitte der Klappe Filter aus 1 cm und 2 cm nach links und rechts von der Mittellinie. Zeichnen vertikalen Linien parallel zu der Mittellinie von den Punkten. Maßnahme 4 cm unterhalb der ursprünglichen horizontalen Linie und zeichnen ein anderes parallel dazu. Nach dieser Anleitung ein 4 x 4 cm Klappe in 4 gleich große Streifen unterteilt ist abgegrenzt(Siehe Abbildung 2). </li></ol> 3. Laser-Doppler-Imaging <ol><li> Bringen Sie den rat der Bugspitze des zweiten Narkose rig an der LDI-Scanner. Weiter Anästhesie mit 1,5% Isofluran, 1L/min O 2. Schalten Sie den Laser und folgen Sie den Anweisungen des Herstellers den Scanvorgang zu starten. Nach dem Speichern der gescannten Datei zurückzukehren die Ratte zurück in die erste Anlage und setzen Sie die rektale Sonde des homöothermen Decke mit weichen, weißen Paraffin als Gleitmittel. </li></ol> . 4 In situ TRAM-Lappen - myokutane Modell von IRI <ol><li> Re-Peeling Hände und auf frische sterile Handschuhe anziehen. Heraustrennen eines 5 cm Durchmesser-Kreis in der Mitte des verbleibenden sterilen Tuch und legen diese über dem freigelegten Bauch einen drapierten sterile-Feld zu erzeugen. </li><li> Einen Einschnitt auf der linken seitlichen Rand markiert (Abbildung 3A und B). Blutstillung. Machen Sie ähnliche Einschnitte unten die horizontalen Linienlinks von der Mittellinie. Blutstillung. </li><li> Das Fett, die über der linken inferioren Rektusscheide sollte sichtbar sein. Mit einer Pinzette und feine Iris Schere sorgfältig unter diesem Fett bekommen. Achten Sie darauf, die Perforiervorrichtungen kommen durch die linke, vordere Rektusscheide beschädigen. Das Flugzeug eröffnet durch eine solche Zerlegung ist, dass unmittelbar oberhalb der vorderen Bauchwand Faszie. Weiter Sezieren in dieser Ebene um den abgegrenzten Rändern. In der linken Fossa iliaca liegt die große, oberflächliche circumflex Iliakalgefäße-diese können gebunden oder verödet werden. Dann erstrecken sich die Präparation medial mit Vorsicht und nur bis zum seitlichen Rand des linken geraden Muskel. Es gibt eine offensichtliche Farbveränderung an dieser Stelle in der Nähe von rosa bis weiß (3C). Vorsichtig bewässern das Gebiet mit steriler Kochsalzlösung und prüfen, ob Hämostase bevor feuchte Gaze über das Gebiet erreicht worden ist. </li><li> Wiederholen Sie den Vorgang auf der Gegenseite aber dieses Mal verlängern to die Linea alba (Mittellinie). Achten Sie darauf, zu identifizieren und zu ätzen alle musculocutaneus Perforiervorrichtungen sich in der Mitte der rechten rectus abdominis (3D). Wenn dies nicht getan wird richtig kann es in einer postoperative Hämatome und falschen Ergebnissen führen. Ähnlich Blutstillung, bewässern und zu platzieren feuchte Gaze über der angehobenen Klappe. </li><li> Zurück zum Unterrand der linken vorderen rectus (3E und F). Cauterize die meisten minderwertig perforator gesehen. Gehen Sie, um eine kleine (ca. 0,6 cm x 0,6 cm) Fenster in der vorderen Rektusscheide mit Mikroschere geschnitten und gebogen spitz Graeffe Pinzette. Blunt sezieren langsam den seitlichen Rand des Muskels bis der Muskel lichtet sich, aber bevor der hintere Mantel verletzt wird. Dann drehen Sie die Pinzette und stumpf sezieren medial bis der Bauch des Muskels ist oben auf dem gebogenen Rand der Zange und die Spitzen sind frei am medialen Rand. Füttern ungefährely 6 cm von 5-0 Ethilon in die Backen der Zange und binden Sie die untere Rektusscheide. Nach Abschluss dieses Schritts die myokutane Klappe ist auf einer dominant-Schiff die tiefen überlegen epigastrischen Gefäße isoliert. Deckel mit einem feuchten Gaze. </li><li> Schneiden Sie die Folie in Ovale Silikon mit glatten Kurven (Abbildung 3G). Diese sollten groß genug sein, um die meisten der Fläche unter den fasziokutanen Teile der Klappe ausgesetzt decken. Doch Vorsicht ist darauf zu achten, dass die Haut Rand ohne jede Spannung und der medialen Kurve des Ovals kann geschlossen werden können, um wieder gekoppelt werden, um sie zu beeinträchtigen Durchströmung der verbleibenden Perforiervorrichtungen verhindern. Diese werden dann an Ort und Stelle mit 6-0 Vicryl (3H) vernäht. Deckel mit feuchter Gaze. </li><li> Mit einfachen unterbrochen 5-0 Ethilon Nähte &quot;peg out &#39;der Klappe, um Wärme und Wasser Verlust (3I) zu reduzieren. Deckel mit einem feuchten Gaze. </li><li> Verlängern Sie die Wunde souverän auf der linken Seite derxiphisternum (3I). Naht diese an der oberen linken Quadranten, um das Feld-of-view zu verbessern. </li><li> Schneiden Sie alle darüberliegende Fett, um die überlegene, links, vordere Rektusscheide offenbaren. Schneiden Sie ein kleines (0,6 cm x 0,6 cm) Fenster in dieser Hülle (Abbildung 3J). Verlängern Sie die Wunde medial bis eine Änderung in Muskelfaser Flugbahn von vertikal bis schräg und Konsistenz von fest zu lose verpackt Fibrillen zu sehen ist. </li><li> Legen Sie die gebogenen Pinzette sorgfältig zwischen diesen beiden Muskeln und eröffnen eine Ebene, die durch stumpfe Dissektion. Schneiden Sie vorsichtig nach unten nur so weit wie die überlegene Oberfläche dieser gebogenen Pinzette Schneiden durch den Bauch des linken Rectus abdominis, die zugrunde liegende tiefe, epigastrica superior Arterie und Vene (Abbildung 3K) offenbaren. </li><li> Mit Mikro-Instrumente und hohe Leistung auf dem Operationsmikroskop, vorsichtig die Arterie und Vene und abzustreifen jede Umgebung Fett. </li><li> Bewerben atraumatische Acland Klemmen der einrtery und Vene (B-1, &quot;V&quot;-Typ) und starten Sie den Timer zu zählen die 30 min ischämischen Periode. Spülen Sie das eingeklemmte Stiel und Deckel mit Gaze. Wir haben nicht beschäftigen Gefäßdilatatoren wie Verapamil oder pabavarine sollte aber Gefäßspasmen ein Problem sein, sollten diese Medikamente in Betracht gezogen werden. </li><li> Verwalten des Buprenorphin (0,04 mg / kg) und erwärmte, steriler Kochsalzlösung (1 ml / kg / h). </li><li> Beginnend an der linken oberen Ecke, vernähen die Klappe an Ort und Stelle mit 6-0 Vicryl Nahtmaterial subkutikuläre stoppen und binden Sie an der xiphisternum. </li><li> Wenn die 30 min ischämischen Zeit vorbei ist, vorsichtig die Klemmen und bewässern den Stiel mit warmen Kochsalzlösung. Prüfen Sie, ob Strom wurde wieder hergestellt. Bitte beachten Sie, dass diese ischämischen Zeit von der britischen Home Office Behörde wurde festgelegt. Forscher in anderen Behörden können in der Lage sein, diese zu verlängern. Erweitern des ischämischen Zeit wird wahrscheinlich schlechteren klinischen Ergebnis führen. </li><li> Naht die Schnittkanten des rectus wieder an ihrem Platz mit 6-0 Vicryl.Achten Sie darauf, nicht zu viel Spannung auf, da dies zu Abknicken der Gefäße führen kann. </li><li> Füllen Sie das subkutane Naht darauf achten, dass alle Knoten unter der Haut begraben (Abbildung 3K). </li><li> Reinigen Sie die Wunde an und lassen Sie ihn trocknen. Neu zeichnen die Zonen auf der Klappe. </li><li> Erneut scannen das Tier, um eine postoperative Bild zu erhalten. </li><li> Re-Anwendung lacrilube um die Augen des Tieres und in einen vorgewärmten Inkubator (37 ° C) für 1 Stunde vor der Rückkehr in die Tierhaltung Einheit wiederherzustellen. </li></ol> Kritische Schritte innerhalb des Protokolls Der Kern des Verfahrens ist bei der Ermittlung der tiefen, überlegene epigastrischen Gefäße. Dies zeigt sich deutlich im zugehörigen Film gezeigt. In Kürze wird ein Fenster in der vorderen Rektusscheide geschnitten, um die zugrunde liegenden Muskelfasern, die ausgeführt werden soll längs freizulegen. Durch die Erweiterung der oberflächlichen Dissektion des vorderen Rektusscheide medial eine Änderung in Muskelfaser und Weise beobachtet wird from längs zu schräg. Legen Sie mit stumpfen Enden, gebogen, Graeffe Pinzette (oder ähnlich) an der Kreuzung der beiden Bündel von Muskelfasern. Blunt sezieren seitlich. Reduzieren, mit Mikro Schere auf die Oberseite der gebogenen Pinzette in dieser Ebene zwischen den Muskelfaserbündel gehalten. Beim Abziehen der Graeffe Pinzette die tiefe, epigastrica superior Arterie und Vene wird in der Mitte der gerade Bauchmuskel Körper beobachtet werden. Isolieren Sie die Fett darüberliegenden die Gefäße mit Mikro Instrumente und wenden Sie die Klemmen. Die fasziokutanen Teile der Ratte TRAM-Lappen sind dünn genug, um zu ermöglichen, die Klappe als volle Dicke Hauttransplantation nehmen. Um dies zu verhindern und um sicherzustellen, dass dies eine wahre Modell der IRI eine dünne, flexible Silizium-Platte wird unter den fasziokutanen Teile der Klappe platziert. Dieser Schritt 35 angenommen wurde von anderen Forschern die Durchführung Ratte TRAM-Modelle. 17,21,25 ist Ratten kauen through Knoten so sicherzustellen, dass alle Nähte sind subkutikuläre und alle Knoten begraben sind. Bei der Durchführung sorgfältige Naht autocannabilism von Klappen wie von anderen Forschern berichtet können vermieden werden. 24 Nach der Verabreichung von Buprenorphin zu verringern Aufrechterhaltung der Narkose auf 1% Isofluran (1L/min O 2).

Wir haben keine Angaben.

Änderungen und Fehlersuche Das Protokoll hier reproduziert die IRI in freier Transfer Gewebe in einem experimentellen System gesehen ermöglicht besseres Verständnis dieses Prozesses und stellt ein Mittel zur Linderung mittels IRI und die Verbesserung der Ergebnisse zu untersuchen. Dies könnte leicht modifiziert werden, um eine schwerere Verletzung zu erzeugen, wenn sie auf der nicht dominanten, tief, epigastrica Stiel oder der ischämischen Mal erhöhten beruhten. ...

Das Ziel dieses Protokolls ist es, ein sicheres und reproduzierbares Modell der Ischämie-Reperfusion im freien Gewebetransfer beobachtet zu ermöglichen interventionelle Strategien untersucht werden demonstrieren. Kostenlose Gewebe Transfer wird als vaskuläre Ablösung eines isolierten Block von Gewebe durch autologe Transplantation von diesem Gewebe mit Anastomose der Klappe die durchtrennten Gefäße nativen Gefäße beim Empfänger Website gefolgt definiert. Das Verfahren wird als FTT bekannt und das Gewebe an als freie Klappe übertragenen Sinne. Kostenloser Transfer Gewebe ist der Gold-Standard-Ansatz zur Korrektur von komplexen, zusammengesetzten Defekte wo lokale Optionen sind nicht geeignet oder nicht verfügbar. 1-4 Ischämie Reperfusionsschaden (IRI) ist im freien Gewebetransfer unvermeidlich, trägt zum Scheitern 5,6 flattern und hat keine eine wirksame Behandlung. Das Wahlfach Natur freien Lappen Operationen ermöglicht Verabreichung von pharmakologischencal Agents Voraussetzung gegen IRI. IRI zu einer Beeinträchtigung der Strömung durch die Mikrozirkulation durch endotheliale Aktivierung und Stoffwechselstörungen, erhöhte sich um 7 Kapillarpermeabilität und anschließende interstitielle Ödem 7, Zustrom von Entzündungszellen, 8 Freisetzung von Entzündungsmediatoren, reaktive Sauerstoffspezies 9 und Ergänzung Abscheidung. 10 Dieser komplexe Prozess der Hypoxie und anschließende Reperfusion letztlich zum Zelltod führt. Ein Modell myokutane IRI ermöglicht die Wirksamkeit der Vorbehandlung Strategien auf die klinischen Ergebnisse zu bewerten. Neuere Arbeiten haben die Verwendung von Tiermodellen der IRI Studien als Ersatz für menschliche IRI durch den Vergleich der molekularen Veränderungen in menschlichen Probanden und bestehende Daten aus Tierversuchen beobachtet validiert. 10,11 Die Ratte quer rectus abdominis myokutane (TRAM) Klappe wurde erstmals 1987 in Deutsch und 12 im Jahr 1993 beschrieben13 in Englisch. Dieses Modell hat große Popularität 13-25 als eine billige, robuste Ausführung, verschiedene Strategien zu untersuchen, um zu reduzieren IRI mit kostenfreiem Transfer Gewebe verbunden. 14,17-22 Die Mehrheit dieser Studien als unipedicled TRAM Klappen auf dem tiefen, inferior Basis entwickelt wurden, . und unterschiedliche Längen der postoperativen Follow-up (2 - 10 Tage) - epigastric Gefäßstiel 15-18,20-22 Vergleich der Daten aus diesen Studien wird durch die Verwendung von unterschiedlich großen Inseln kutane (30 cm 2 10.5) kompliziert. Die durchschnittliche Gesamtanteil Bereich Lappennekrose in der Kontrollgruppe dieser Studien beträgt 69 ± 6,2% (Mittelwert ± SEM). Es sollte angemerkt werden, dass diese sechs Papiere verwenden alle die gerade Bauchmuskel als Träger für die Gefäßstiel aber nicht aussetzen, dividieren und microanastomose oder klemmen Sie die Schiffe werden. Zhang et al. Haben 23 eine echte, freie Ratte TRAM-Lappen auf den überlegenen epigastrischen Gefäße Basis beschrieben, in denen die fRunden wurden angehoben, Gefäße aufgeteilt und die myokutane Klappe übertragen und microanastomosed der Leistengegend Schiffe. Diese schwierige Technik erforderte die microanastomosis von 0,45 bis 0,5 mm Kaliber Schiffe. Nur fünfzehn wurden durchgeführt und von diesen 67% überlebten. 23 Das Modell von Zhang et al. 23 ist ein hervorragendes Modell für den menschlichen freien TRAM-Lappen, wie es spiegelt wirklich die Verletzung während FTT entstehen. Die anderen Modelle veröffentlicht von einer Ratte TRAM-Lappen mehr genau die Verletzungen während eines menschlichen gestielten TRAM entstandenen, aber noch nicht genau reflektieren die IRI, da diese Klappe in nicht durchlaufen einen ischämischen Periode durch Reperfusion als Gefäßstiel nie geklemmt oder geteilt und folgte microanastomosis durchgeführt. Dieses Protokoll und Video beschreiben ein neues Modell der freien Gewebetransplantation mit der Ratte TRAM in dem die IRI repliziert mit microclamps wird. Dies getreu repliziert mehr als die IRI Stiel TRAM Vorgänger, ist aber technisch einfacher als performing der microanastomosis. Microclamps wurden weitgehend durch Transplantation Forschern eingesetzt, um neu IRI mit Organtransplantation verbunden; 26-33 ist dies jedoch das erste Mal in der Ratte TRAM-Lappen beschrieben wurde.

<table border="1">
 <tbody>
 <tr>
 <td>Name of Reagent/Material</td>
 <td>Company</td>
 <td>Catalog Number</td>
 <td>Comments</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Moor LD12 laser doppler imaging scanner</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td><a href="http://gb.moor.co.uk/product/moorldi2-laser-doppler-imager/8" target="_blank">http://gb.moor.co.uk/product/moorldi2-laser-doppler-imager/8</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Complete homeothermic blanket system with flexible probe. Small. 230 VAC, 50 Hz</td>
 <td></td>
 <td>507221F</td>
 <td><a href="http://www.harvardapparatus.com" target="_blank">www.harvardapparatus.com</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Graeffe forceps 0.8 mm tips curved</td>
 <td></td>
 <td>11052-10</td>
 <td>2, <a href="http://www.finescience.de" target="_blank">http://www.finescience.de</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Acland clamps</td>
 <td></td>
 <td>00398 V</td>
 <td>B-1 'V' pattern clamps used on both artery and vein. <a href="http://www.merciansurgical.com/acland-clamps.pdf" target="_blank">http://www.merciansurgical.com/acland-clamps.pdf</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Clamp applicator</td>
 <td></td>
 <td>CAF-4</td>
 <td><a href="http://www.merciansurgical.com/acland-clamps.pdf" target="_blank">http://www.merciansurgical.com/acland-clamps.pdf</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Gemini cautery unit</td>
 <td></td>
 <td>726067</td>
 <td><a href="www.harvardapparatus.com" target="_blank">www.harvardapparatus.com</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Micro-vessel dilators 11 cm 0.3 mm tips 00124</td>
 <td></td>
 <td>D-5a.2</td>
 <td><a href="http://www.merciansurgical.com" target="_blank">http://www.merciansurgical.com</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Micro Jewellers Forceps 11cm angulated 00109</td>
 <td></td>
 <td>JFA-5b</td>
 <td><a href="http://www.merciansurgical.com" target="_blank">http://www.merciansurgical.com</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Micro Jewellers Forceps 11 cm straight 00108</td>
 <td></td>
 <td>JF-5</td>
 <td><a href="http://www.merciansurgical.com" target="_blank">http://www.merciansurgical.com</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Acland Single Clamps B-1V (Pair)</td>
 <td></td>
 <td>396</td>
 <td><a href="http://www.merciansurgical.com" target="_blank">http://www.merciansurgical.com</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Micro Scissors Round Handles 15 cm Straight</td>
 <td></td>
 <td>67</td>
 <td><a href="http://www.merciansurgical.com" target="_blank">http://www.merciansurgical.com</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Iris Scissors 11.5 cm Curves EASY-CUT</td>
 <td></td>
 <td>EA7613-11</td>
 <td><a href="http://www.merciansurgical.com" target="_blank">http://www.merciansurgical.com</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Mayo Scissors 14 cm Straight Chamfered Blades EASY-CUT</td>
 <td></td>
 <td>EA7652-14</td>
 <td><a href="http://www.merciansurgical.com" target="_blank">http://www.merciansurgical.com</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Derf Needle Holders 12 cm TC</td>
 <td></td>
 <td>703DE12</td>
 <td><a href="http://www.merciansurgical.com" target="_blank">http://www.merciansurgical.com</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Ethilon 5-0</td>
 <td></td>
 <td>W1618</td>
 <td><a href="http://www.farlamedical.co.uk/" target="_blank">http://www.farlamedical.co.uk/</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Vicryl rapide 6-0</td>
 <td></td>
 <td>W9913</td>
 <td><a href="http://www.millermedicalsupplies.com/" target="_blank">http://www.millermedicalsupplies.com/</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Instrapac - Adson Toothed Forceps (Extra Fine)</td>
 <td></td>
 <td>7973</td>
 <td><a href="http://www.millermedicalsupplies.com/" target="_blank">http://www.millermedicalsupplies.com/</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Castroviejo needle holders</td>
 <td></td>
 <td>12565-14</td>
 <td><a href="http://s-and-t.ne" target="_blank">http://s-and-t.ne</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Heat Lamp</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td><a href="http://www.chicken-house.co.uk" target="_blank">http://www.chicken-house.co.uk</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Silicone sheeting 0.3 mm translucent</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td><a href="http://www.silex.co.uk/" target="_blank">http://www.silex.co.uk/</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Image J software</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td><a href="http://rsbweb.nih.gov/ij/" target="_blank">http://rsbweb.nih.gov/ij/</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Zeiss OPMI pico</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td><a href="http://www.zeiss.co.uk/" target="_blank">http://www.zeiss.co.uk/</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Operating microscope</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Vet tech solution isofluorane rig</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td><a href="http://www.vet-tech.co.uk/" target="_blank">http://www.vet-tech.co.uk/</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Vet tech solution isofluorane rig</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td><a href="http://www.vet-tech.co.uk/" target="_blank">http://www.vet-tech.co.uk/</a></td>
 </tr>
 </tbody>
</table>

in situ transverse rectus abdominis myocutaneous flap: a rat model of myocutaneous ischemia reperfusion injury

Kostenloser Transfer Gewebe ist der Goldstandard der rekonstruktiven Chirurgie, um komplexe Defekte nicht zugänglich lokale Optionen oder all diejenigen, die Verbund-Gewebe zu reparieren. Ischämie Reperfusionsschaden (IRI) ist eine bekannte Ursache von partiellen freien Lappen Ausfall und hat keine wirksame Behandlung. Aufbau einer Labor-Modell dieser Verletzung kann sowohl als kostspielig erweisen. Finanziell größeren Säugetieren herkömmlich verwendet werden und in das Know-how erforderlich, durch die technische Schwierigkeit dieser Verfahren erfordert in der Regel den Einsatz eines erfahrenen Mikrochirurgen Diese Publikation und Video zeigen den effektiven Einsatz eines Modells der IRI in Ratten, die nicht erforderlich ist mikrochirurgische Expertise. Dieses Verfahren ist ein in situ Modell einer quer abdominis myokutane (TRAM) Klappe, wo atraumatische Klemmen verwendet werden, um die Ischämie-Reperfusion mit dieser Operation verbunden reproduzieren. Ein Laser-Doppler-Imaging (LDI)-Scanner eingesetzt wird, um die Klappe Perfusion und Bildverarbeitung softwa beurteilenre, Bild J Prozentbereich Haut Überleben als primärer Endpunkt der Verletzung zu beurteilen.

Ratte Modelle sind sparsamer als größere Tiere Modelle sind 36 Krankheiten resistent in der Natur und können genetisch manipuliert werden. Lose Haut Tieren wie Nagetieren wurden gedacht, um eine unterschiedliche Anordnung der kutanen Durchblutung im Vergleich zu festen gehäutet Tiere wie Menschen und Schweine haben. In loser Haut Tieren Haut in erster Linie durch direkten Haut-Blutgefäße durch das subkutane Fett der darüberliegenden Haut (Abbildung 4) Im Gegensatz dazu geliefert, leite...

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In situ Transverse Rectus Abdominis Myocutaneous Flap: A Rat Model of Myocutaneous Ischemia Reperfusion Injury

Kostenloser Transfer Gewebe ist weit verbreitet in der rekonstruktiven Chirurgie eingesetzt, um Form und Funktion nach onkologischen Resektion und Trauma wiederherzustellen. Vorbehandlung dieses Gewebe vor der Operation verbessern kann Ergebnis. Dieser Artikel beschreibt ein<em&gt; In situ</em&gt; Quer Rektusabdominis myokutane Klappe (TRAM) bei Ratten als Mittel zum Testen Vorkonditionierung Strategien.

In situ Quer Bauchmuskel myokutane Flap: Eine Ratte Modell myokutane Ischämie Reperfusion Injury

Free tissue transfer is the gold standard of reconstructive surgery to repair complex defects not amenable to local options or those requiring composite ...

in-situ-transverse-rectus-abdominis-myocutaneous-flap-rat-model

Research

JoVE Journal

Medicine

In situ Transverse Rectus Abdominis Myocutaneous Flap: A Rat Model of Myocutaneous Ischemia Reperfusion Injury

13.7K Aufrufe.  Royal Infirmary of Edinburgh. Kostenloser Transfer Gewebe ist weit verbreitet in der rekonstruktiven Chirurgie eingesetzt, um Form und Funktion nach onkologischen Resektion und Trauma wiederherzustellen. Vorbehandlung dieses Gewebe vor der Operation verbessern kann Ergebnis. Dieser Artikel beschreibt ein In situ Quer Rektusabdominis myokutane Klappe (TRAM) bei Ratten als Mittel zum Testen Vorkonditionierung Strategien.

Serie: In situ Transverse Rectus Abdominis Myocutaneous Flap: A Rat Model of Myocutaneous Ischemia Reperfusion Injury

Normothermic Cardiac Arrest and Cardiopulmonary Resuscitation: A Mouse Model of Ischemia-Reperfusion Injury

Acute Kidney Injury (AKI) is a common, highly lethal, complication of critical illness which has a high mortality1-4 and which is most 
frequently caused by whole-body hypoperfusion.5,6 Successful reproduction of whole-body hypoperfusion in rodent models has been fraught with 
difficulty.7-9,9,10 Models which employ focal ischemia have repeatedly demonstrated results which do not translate to the clinical setting, and larger 
animal models which allow for whole body hypoperfusion lack access to the full toolset of genetic manipulation possible in the mouse.11,12 However, in recent 
years a mouse model of cardiac arrest and cardiopulmonary resuscitation has emerged which can be adapted to model AKI.13 This model reliably reproduces 
physiologic, functional, anatomic, and histologic outcomes seen in clinical AKI, is rapidly repeatable, and offers all of the significant advantages of a murine surgical 
model, including access to genetic manipulative techniques, low cost relative to large animals, and ease of use. Our group has developed extensive experience 
with use of this model to assess a number of organ-specific outcomes in AKI.14,15

A powerful model for perioperative and critical care related acute kidney injury is presented. Using whole body hypoperfusion induced by cardiac arrest it is possible to nearly replicate the histologic and functional changes of clinical AKI.

Normothermen Herzstillstand und Herz-Lungen: Ein Maus-Modell der Ischämie-Reperfusionsschaden

Acute Kidney Injury (AKI) is a common, highly lethal, complication of critical illness which has a high mortality1-4 and which is most 
frequently caused ...

Forschung

Medizin

Ischemia-reperfusion Model of Acute Kidney Injury and Post Injury Fibrosis in Mice

Ischemia-reperfusion induced acute kidney injury (IR-AKI) is widely used as a model of AKI in mice, but results are often quite variable with high, often unreported mortality rates that may confound analyses. Bilateral renal pedicle clamping is commonly used to induce IR-AKI, but differences between effective clamp pressures and/or renal responses to ischemia between kidneys often lead to more variable results. In addition, shorter clamp times are known to induce more variable tubular injury, and while mice undergoing bilateral injury with longer clamp times develop more consistent tubular injury, they often die within the first 3 days after injury due to severe renal insufficiency. To improve post-injury survival and obtain more consistent and predictable results, we have developed two models of unilateral ischemia-reperfusion injury followed by contralateral nephrectomy. Both surgeries are performed using a dorsal approach, reducing surgical stress resulting from ventral laparotomy, commonly used for mouse IR-AKI surgeries. For induction of moderate injury BALB/c mice undergo unilateral clamping of the renal pedicle for 26 min and also undergo simultaneous contralateral nephrectomy. Using this approach, 50-60% of mice develop moderate AKI 24 hr after injury but 90-100% of mice survive. To induce more severe AKI, BALB/c mice undergo renal pedicle clamping for 30 min followed by contralateral nephrectomy 8 days after injury. This allows functional assessment of renal recovery after injury with 90-100% survival. Early post-injury tubular damage as well as post injury fibrosis are highly consistent using this model.

We describe models of moderate and severe ischemia-reperfusion-induced kidney injury in which the mice undergo unilateral renal pedicle clamping followed by simultaneous or delayed contralateral nephrectomy, respectively. These models consistently give rise to renal dysfunction and post-injury fibrosis, but injury severity and survival are dependent on mouse background, age and surgical equipment.

Ischämie-Reperfusion-Modell des akuten Nierenschädigung und nach der Verletzung Fibrose bei Mäusen

Ischemia-reperfusion induced acute kidney injury (IR-AKI) is widely used as a model of AKI in mice, but results are often quite variable with high, often ...

Induction and Assessment of Ischemia-reperfusion Injury in Langendorff-perfused Rat Hearts

The biochemical events surrounding ischemia reperfusion injury in the acute setting are of great importance to furthering novel treatment options for myocardial infarction and cardiac complications of thoracic surgery. The ability of certain drugs to precondition the myocardium against ischemia reperfusion injury has led to multiple clinical trials, with little success. The isolated heart model allows acute observation of the functional effects of ischemia reperfusion injury in real time, including the effects of various pharmacological interventions administered at any time-point before or within the ischemia-reperfusion injury window. Since brief periods of ischemia can precondition the heart against ischemic injury, in situ aortic cannulation is performed to allow for functional assessment of non-preconditioned myocardium. A saline filled balloon is placed into the left ventricle to allow for real-time measurement of pressure generation. Ischemic injury is simulated by the cessation of perfusion buffer flow, followed by reperfusion. The duration of both ischemia and reperfusion can be modulated to examine biochemical events at any given time-point. Although the Langendorff isolated heart model does not allow for the consideration of systemic events affecting ischemia and reperfusion, it is an excellent model for the examination of acute functional and biochemical events within the window of ischemia reperfusion injury as well as the effect of pharmacological intervention on cardiac pre- and postconditioning. The goal of this protocol is to demonstrate how to perform in situ aortic cannulation and heart excision followed by ischemia/reperfusion injury in the Langendorff model.

The isolated rat heart is an enduring model for ischemia reperfusion injury. Here, we describe the process of harvesting the beating heart from a rat via in situ aortic cannulation, Langendorff perfusion of the heart, simulated ischemia-reperfusion injury, and infarct staining to confirm the extent of ischemic insult.

Induktion und Beurteilung der Ischämie-Reperfusion Injury in Langendorff-perfundierten Rattenherzen

The biochemical events surrounding ischemia reperfusion injury in the acute setting are of great importance to furthering novel treatment options for ...

Murine Model of Intestinal Ischemia-reperfusion Injury

Intestinal ischemia is a life-threatening condition associated with a broad range of clinical conditions including atherosclerosis, thrombosis, hypotension, necrotizing enterocolitis, bowel transplantation, trauma and chronic inflammation. Intestinal ischemia-reperfusion (IR) injury is a consequence of acute mesenteric ischemia, caused by inadequate blood flow through the mesenteric vessels, resulting in intestinal damage. Reperfusion following ischemia can further exacerbate damage of the intestine. The mechanisms of IR injury are complex and poorly understood. Therefore, experimental small animal models are critical for understanding the pathophysiology of IR injury and the development of novel therapies.
Here we describe a mouse model of acute intestinal IR injury that provides reproducible injury of the small intestine without mortality. This is achieved by inducing ischemia in the region of the distal ileum by temporally occluding the peripheral and terminal collateral branches of the superior mesenteric artery for 60 min using microvascular clips. Reperfusion for 1 hr, or 2 hr after injury results in reproducible injury of the intestine examined by histological analysis. Proper position of the microvascular clips is critical for the procedure. Therefore the video clip provides a detailed visual step-by-step description of this technique. This model of intestinal IR injury can be utilized to study the cellular and molecular mechanisms of injury and regeneration.

Here we describe the detailed procedure of intestinal ischemia-reperfusion in mice which results in reproducible injury without mortality to encourage the standardization of this technique across the field. This model of intestinal ischemia-reperfusion injury can be utilized to study the cellular and molecular mechanisms of injury and regeneration.

Murine Modell der intestinalen Ischämie-Reperfusionsschaden

Intestinal ischemia is a life-threatening condition associated with a broad range of clinical conditions including atherosclerosis, thrombosis, ...

A Mouse Model of Retinal Ischemia-Reperfusion Injury Through Elevation of Intraocular Pressure

Retinal ischemia-reperfusion (I/R) is a pathophysiological process contributing to cellular damage in multiple ocular conditions, including glaucoma, diabetic retinopathy, and retinal vascular occlusions. Rodent models of I/R injury are providing significant insights into mechanisms and treatment strategies for human I/R injury, especially with regard to neurodegenerative damage in the retinal neurovascular unit. Presented here is a protocol for inducing retinal I/R injury in mice through elevation of intraocular pressure (IOP). In this protocol, the ocular anterior chamber is cannulated with a needle, through which flows the drip of an elevated saline reservoir. Using this drip to raise IOP above systolic arterial blood pressure, a practitioner temporarily halts inner retinal blood flow (ischemia). When circulation is reinstated (reperfusion) by removal of the cannula, severe cellular damage ensues, resulting ultimately in retinal neurodegeneration. Recent studies demonstrate inflammation, vascular permeability, and capillary degeneration as additional elements of this model. Compared to alternative retinal I/R methodologies, such as retinal arterial ligation, retinal I/R injury by elevated IOP offers advantages in its&#160;anatomical specificity, experimental tractability, and technical accessibility, presenting itself as a valuable tool for examining neuronal pathogenesis and therapy in the retinal neurovascular unit.

This article describes a procedure for inducing retinal ischemia-reperfusion injury by elevated intraocular pressure in mice. Retinal ischemia-reperfusion injury by elevated intraocular pressure serves to model human pathologies characterized by compromised oxygen and nutrient delivery in the retina, enabling researchers to examine potential cellular mechanisms and treatments for human diseases of the retinal neurovascular unit.

Ein Maus-Modell der Netzhautischämie-Reperfusionsschaden Durch Erhöhung des intraokularen Druck

Retinal ischemia-reperfusion (I/R) is a pathophysiological process contributing to cellular damage in multiple ocular conditions, including glaucoma, ...

Evaluation of Coronary Flow Reserve After Myocardial Ischemia Reperfusion in Rats

Coronary artery disease is the leading cause of death worldwide. After an acute myocardial infarction, early and successful myocardial intervention via recanalization of the coronary artery is the most effective strategy for reducing the size of ischemic myocardium. The coronary microvasculature cannot be visualized and imaged&#160;in vivo, but there are several invasive and noninvasive techniques that can be used to assess parameters which depend directly on coronary microvascular function. The endothelial function after ischemia reperfusion can be assessed also at the level of the coronary circulation via the coronary flow reserve (CFR).&#160;In this study, peak velocity of left anterior descending (LAD) coronary arteries was measured in rats in vivo via Transthoracic Doppler Echocardiography during resting and stress challenge (induced by Dobutamine). A normal heart can increase its coronary blood flow up to four times above the resting values during stress induction. Following ischemia reperfusion, we found a significantly diminished CFR, which can be used as a marker of coronary microvascular dysfunction. CFR has opened a window on the importance of microvascular dysfunction and has been shown to predict cardiovascular risk independent of whether the severe obstructive disease is present.

Coronary flow reserve (CFR), is defined as the ratio of maximal coronary blood flow to the resting coronary blood flow. We present a protocol for evaluating CFR in rats via ultrasound, which offers the opportunity to predict cardiovascular risk factors in the absence of obstructive coronary disease.

Bewertung des koronaren Flussreservats nach Myokard-Ischämie-Reperfusion bei Ratten

Coronary artery disease is the leading cause of death worldwide. After an acute myocardial infarction, early and successful myocardial intervention via ...

Modified Heterotopic Hindlimb Osteomyocutaneous Flap Model in the Rat for Translational Vascularized Composite Allotransplantation Research

Vascularized composite allotransplantation (VCA) is a relatively new field in the reconstructive surgery. Clinical achievements in human VCA include hand and face transplants and, more recently, abdominal wall, uterus, and urogenital transplants. Functional outcomes have exceeded initial expectations, and most recipients enjoy an improved quality of life. However, as clinical experience accumulates, chronic rejection and complications from the immunosuppression must be addressed. In many cases where grafts have failed, the causative pathology has been ischemic vasculopathy. <span style="font-size: 11pt; line-height: 115%; font-family: Arial, sans-serif; color: rgb(41, 43, 49); background-image: initial; background-position: initial; background-size: initial; background-repeat: initial; background-attachment: initial; background-origin: initial; background-clip: initial;">The biological mechanisms of the acute and chronic rejection associated with VCA, especially ischemic vasculopathy, are important areas of research. However, due to the very small number of VCA patients, the evaluation of proposed mechanisms is better addressed in an experimental model. Multiple groups have used animal models to address some of the relevant unsolved questions in VCA rejection and vasculopathy. Several model designs involving a variety of species are described in the literature. Here we present a reproducible model of VCA heterotopic hindlimb osteomyocutaneous flap in the rat that can be utilized for translational VCA research. This model allows for the serial evaluation of the graft, including biopsies and different imaging modalities, while maintaining a low level of morbidity.

Vascularized composite allograft offers life-altering benefits to transplant recipients, but the biological causes of graft rejection and vasculopathy remain poorly understood. The rodent surgical model presented here offers a reproducible, clinically relevant model of transplantation, allowing researchers to evaluate rejection events and potential therapeutic strategies to prevent their occurrence.

Modifiziertes Heterotopisches Hindlimb Osteomyoskan Flap Model im Rat für translational Vasculariisierte Composite Allotransplantation Research

Vascularized composite allotransplantation (VCA) is a relatively new field in the reconstructive surgery. Clinical achievements in human VCA include hand ...

A Pre-clinical Rat Model for the Study of Ischemia-reperfusion Injury in Reconstructive Microsurgery

Ischemia-reperfusion injury is the main cause of flap failure in reconstructive microsurgery. The rat is the preferred preclinical animal model in many areas of biomedical research due to its cost-effectiveness and its translation to humans. This protocol describes a method to create a preclinical free skin flap model in rats with ischemia-reperfusion injury. The described 3 cm x 6 cm rat free skin flap model is easily obtained after the placement of several vascular ligatures and the section of the vascular pedicle. Then, 8 h after the ischemic insult and completion of the microsurgical anastomosis, the free skin flap develops the tissue damage. These ischemia-reperfusion injury-related damages can be studied in this model, making it a suitable model for evaluating therapeutic agents to address this pathophysiological process. Furthermore, two main monitoring techniques are described in the protocol for the assessment of this animal model: transit-time ultrasound technology and laser speckle contrast analysis.

Here, we describe a pre-clinical animal model for studying the pathophysiology of ischemia-reperfusion injury in reconstructive microsurgery. This free skin flap model based on the superficial caudal epigastric vessels in the rat may also allow for the evaluation of different therapies and compounds to counteract ischemia-reperfusion injury-related damage.

Ein präklinisches Rattenmodell zur Untersuchung von Ischämie-Reperfusionsverletzungen in der rekonstruktiven Mikrochirurgie

Ischemia-reperfusion injury is the main cause of flap failure in reconstructive microsurgery. The rat is the preferred preclinical animal model in many ...

Delayed Intramyocardial Delivery of Stem Cells after Ischemia Reperfusion Injury in a Murine Model

There is significant interest in the use of stem cells (SCs) for the recovery of cardiac function in individuals with myocardial injuries. Most commonly, cardiac stem cell therapy is studied by delivering SCs concurrently with the induction of myocardial injury. However, this approach presents two significant limitations: the early hostile pro-inflammatory ischemic environment may affect the survival of transplanted SCs, and it does not represent the subacute infarction scenario where SCs will likely be used. Here we describe a two-part series of surgical procedures for the induction of ischemia-reperfusion injury and delivery of mesenchymal stem cells (MSCs). This method of stem cell administration may allow for the longer viability and retention around damaged tissue by circumventing the initial immune response. A model of ischemia reperfusion injury was induced in mice accompanied by the delivery of mesenchymal stem cells (3.0 x 105), stably expressing the reporter gene firefly luciferase under the constitutively expressed CMV promoter, intramyocardially 7 days later. The animals were imaged via ultrasound and bioluminescent imaging for confirmation of injury and injection of cells, respectively. Importantly, there was no added complication rate when performing this two-procedure approach for SC delivery. This method of stem cell administration, collectively with the utilization of state-of-the-art reporter genes, may allow for the in vivo study of viability and retention of transplanted SCs in a situation of chronic ischemia commonly seen clinically, while also circumventing the initial pro-inflammatory response. In summary, we established a protocol for the delayed delivery of stem cells into the myocardium, which can be used as a potential new approach in promoting regeneration of the damaged tissue.

Stems cells are continuously investigated as potential treatments for individuals with myocardial damage, however, their decreased viability and retention within injured tissue can impact their long-term efficacy. In this manuscript we describe an alternative method for stem cell delivery in a murine model of ischemia reperfusion injury.

Verzögerte intramyokardiale Lieferung von Stammzellen nach Ischämie-Reperfusionsverletzung in einem Murine-Modell

There is significant interest in the use of stem cells (SCs) for the recovery of cardiac function in individuals with myocardial injuries. Most commonly, ...

Organ Ischemia-Reperfusion Injury by Simulating Hemodynamic Changes in Rat Liver Transplant Model

Orthotopic liver transplantation (OLT) in rats is a tried and proven animal model used for preoperative, intraoperative, and postoperative studies, including ischemia-reperfusion injury (IRI) of extrahepatic organs. This model requires numerous experiments and devices. The duration of anhepatic phase is closely related to the time to develop IRI after transplantation. In this experiment, we used hemodynamic changes to induce extrahepatic organ damage in rats and determined the maximum tolerance time. The time until the most severe organ injury varied for different organs. This method can easily be replicated and can also be used to study IRI of the extrahepatic organs after liver transplantation.

This paper provides a detailed description of how to build an animal model of the anhepatic phase (liver ischemia) in rats to facilitate basic research into ischemia-reperfusion injury after liver transplantation.

OrganIschemia-Reperfusion Verletzung durch Simulation hämodynamischer Veränderungen im Lebertransplantationsmodell der Ratte

Orthotopic liver transplantation (OLT) in rats is a tried and proven animal model used for preoperative, intraoperative, and postoperative studies, ...