Agradecemos a Manon Laprise para la formación en ecocardiografía y Ann Chamberland para tomar las fotos que se muestran en las figuras 1 y 2. Este trabajo fue financiado por los Institutos Canadienses de Investigación en Salud de subvención MOP 44363 y Canadá Cátedra de 950 a 216.684.

Todos los procedimientos que se muestran en este protocolo ha sido aprobado por el Comité de Cuidado de Animales IRCM. 1. Sistema de ultrasonido y de la estación Preparación <ol><li> Iniciar el sistema de imágenes de ultrasonido y conectar el cabezal de exploración, así como la unidad de controlador de la fisiología de acuerdo con las instrucciones del fabricante (Figura 1). Elegir programa de medición cardíaca y la cabeza de exploración que corresponde al transductor de 30 MHz. </li><li> Llenar la boquilla del cabezal de exploración con agua desionizada. Evite las burbujas de aire ya que interfieren con la resolución de imagen. Coloque el cabezal de exploración con el lado de la manija arriba en su soporte cerca de la plataforma de formación de imágenes (Figura 1A). </li><li> Desinfectar la plataforma de imágenes y zona de trabajo. </li><li> Llene por completo la botella de gel de ultrasonido para evitar que se formen burbujas y colocarlo boca abajo en su conjunto recipiente de precalentamiento a 37 ° C (Figura 1B). </li><li> Verificar los niveles de oxígenogeneración y el isoflurano y el sistema de tubos para la anestesia. Uno de los experimentos con embriones ~ 8 usaría aproximadamente 15 a 20 L de oxígeno. </li><li> Coloque las botellas de bálsamo oftálmica, crema depilatoria y gel para electrodos cerca de la plataforma de imágenes (Figura 1B). </li><li> Verifique que las funciones de la lámpara de calor infrarrojo. Durante el entrenamiento, establecer el nivel de calor, la posición de la lámpara y la distancia de la lámpara a ratones con el fin de mantener constante la temperatura corporal y el ritmo cardíaco. Nota: La preparación adecuada del sistema y el material es crítica. Procedimientos largos pueden afectar a las características fisiológicas y hemodinámicas de los fetos como anestesia de larga deprime la función cardiaca mediante la reducción de la frecuencia cardíaca, la presión arterial y el nivel de oxigenación de la sangre-. El tiempo de tramitación de ~ 8 fetos (tamaño medio de la camada en ratones C57BL / 6) debe ser de aproximadamente 1 hora. Otras cepas de ratón pueden proporcionar un mayor número de fetos, posiblemente con un tamaño hembra de mayor tamaño. La formación es esencial para optimizar el processitiempo ng. </li></ol> 2. Preparación Ratón <ol><li> Anestesie la mujer embarazada en una cámara con suministro continuo de 2% de isoflurano en oxígeno (200 ml / min) hasta que se convierte en no responde. </li><li> Coloque el ratón en la plataforma de imágenes en posición supina, ajuste el tubo para la inhalación continua de 1,5% de isoflurano en oxígeno (200 ml / min), y fijar el tubo de inhalación con cinta (Figura 2A). Anestesia suficientes deben ser confirmados durante el procedimiento por la postura relajada del ratón y la ausencia de respuesta a la cola y los pies pellizcos. </li><li> Coloque gel de electrodos sólo en la parte superior izquierda y los cojines del electrodo inferior derecha (justo antes de la pierna y la pata trasera izquierda, también llamada posición de la derivación II) de la electrocardiografía. Plazo de entrega de la posición II proporciona un mejor onda P definido en posición vertical positivo y complejo QRS para determinar la frecuencia cardíaca. Asegure las cuatro patas a cada pad usando cinta (Figura 2A). Para prevenir la sequedad de los ojos, aplique 1 gota debálsamo oftálmica en cada ojo. </li><li> Afeitar el abdomen desde el pecho hasta la vejiga con una cortadora de cabello. A continuación, aplicar la crema depilatoria durante 2 minutos y limpie con una gasa y / o un hisopo de algodón para eliminar cuidadosamente cualquier resto del cabello. Tenga cuidado de no cortar los pezones. </li><li> Insertar el termómetro prelubricados con gel de electrodo en el recto de la hembra para supervisar la temperatura del cuerpo (debe mantenerse a 37 ± 0,5 ° C mediante el ajuste de una lámpara de calor infrarrojo colocado por encima de la plataforma). La frecuencia cardíaca debe ser de 450 ± 50 latidos / min (lpm). Tanto la temperatura y la frecuencia cardíaca se muestran en la unidad de control de la fisiología (Figura 1B). Nota: Long anestesia, pérdida de cabello y el gel de ultrasonido (aunque precalentado) pueden conducir a la hipotermia, la cual puede afectar el ritmo cardiaco de la hembra. Si la temperatura del cuerpo cae por debajo de 36,5 ° C, detener el procedimiento y modificar la posición de la lámpara de calentamiento para ajustar la temperatura y la frecuencia cardíaca. Espere un par de minutos befmineral de proceder de nuevo. </li></ol> 3. Embrión de identificación <ol><li> Presione suavemente sobre el abdomen desnudo para localizar los embriones. Lenta y suavemente esparcirán al tener la mayoría de los embriones en una sola capa bajo la superficie abdominal. En cada cuerno uterino, sacos están linealmente conectados el uno al otro. Trate de respetar este orden cuando se propague. </li><li> Marque cada embrión en el vientre desnudo de la mujer con un marcador permanente con su anterior / posterior y dorsal / ventral direcciones. Conociendo la orientación facilitará la localización de la corazón con la sonda. Número de los embriones en el derecho y cuernos izquierda a partir de la cérvix (1, 2, 3 ... y 1 &#39;, 2&#39;, 3 &#39;..., respectivamente; Figura 2B). Nota: (i) Evitar la difusión de los embriones con una fuerza excesiva. Dibuje su ubicación en una hoja de papel para hacer un seguimiento de ellos (Figura 2 C). (Ii) de C57BL / 6 hembras tienen ~ 8 fetos por camada. Sin embargo, de 0-2 embriones en cada camada son lituado debajo de las demás, por lo que su imagen imposible. Excluir estos embriones a partir del análisis y evaluación más camadas si es necesario. </li></ol> 4. Medición de la frecuencia cardíaca <ol><li> Coloque una pequeña cantidad de gel de ultrasonido precalentado en el abdomen desnudo y extenderla uniformemente. Evite la formación de burbujas. Añadir una mayor cantidad de gel de (~ 5 ml) en el área específica de la imagen. </li><li> Mantenga la sonda en contacto con la capa de gel de espesor (10 mm) y avanzar gradualmente la sonda hacia la piel mientras buscaba el corazón latiendo. Una vez que el corazón latiente se visualiza en la pantalla, ajuste el ángulo de la sonda a tener ambos ventrículos en su tamaño más grande en el plano de la imagen (Figura 2D). </li><li> Comience la adquisición de imágenes. Con el antebrazo apoyado en la estación, coloque el transductor sobre el gel de ultrasonido para obtener una imagen en vivo en la pantalla de visualización (Figura 2D). El mantenimiento de la loma del transductor en la parte superior y haga clic en el orientatio cabeza del exploradorn marcador (en la esquina superior izquierda de la imagen) permite la coordinación del movimiento de la mano y el área visualizada en la pantalla. </li><li> A partir de la cerviz, mueva al embrión más cercana marcada (1 ó 1 &#39;en la trompa uterina derecha oa la izquierda, respectivamente) para visualizar el corazón que late en la pantalla. Debido a la profundidad focal es fija, mover suavemente la sonda hacia arriba / abajo y hacia los lados sin perder el contacto con el gel para obtener el plano de la imagen deseada. </li><li> Coloque el corazón que late en el centro de la pantalla dentro de la región indicada por la línea discontinua de color amarillo que representa la zona de coordinación para mejor la adquisición de datos. </li><li> Adquirir la grabación en vivo. Obtenga la imagen exploradora y reanudar la grabación (Figura 3A). Una vez obtenido un mínimo de 10 segundos de grabación estable, detener la grabación y guardar. </li><li> Continúe con el siguiente embrión. </li><li> Una vez que todos los embriones son analizados, pulse &quot;Examinar&quot; en el teclado para ver la lista de las grabaciones. Juega cada traci modo M grabadang y realizar mediciones múltiples (por lo menos 5 por rastreo) de la separación entre los picos adyacentes (ciclo de tiempo / flujo) para obtener el promedio del ritmo cardíaco (Figura 3B). Nota: Algunos protocolos sugieren el uso de un soporte estacionario para la cabeza de exploración para evitar sacudidas. Sin embargo, se restringe el ángulo de análisis, por lo que la observación de embriones laterales difícil. También se ralentiza el análisis, ya que el soporte tiene que ser ajustado para cada embrión. La celebración de la cabeza de exploración, mientras que la solución del antebrazo en la estación minimiza eficazmente temblando. Se recomienda entrenamiento con 5 a 10 mujeres embarazadas para optimizar el resultado. </li></ol> 5. Genotipado <ol><li> El uso de tijeras y pinzas quirúrgicas limpias, incisión longitudinal en la piel y la capa muscular del abdomen. Localice los sacos en cada cuerno uterino y coinciden con los números. Corte y abra el saco vitelino para exponer el embrión en el orden utilizado anteriormente. Si no está en una disposición lineal, el dibujo de las posiciones de embriones en un pedazode papel será esencial una vez que las marcas en la piel ya no son visibles. </li><li> Cortar sólo ~ 4 mm de la cola para la genotipificación como ADN genómico se extrae de manera muy eficiente de las colas embrionarias. Nota: (i) El procedimiento quirúrgico puede tener que ser realizado en una ubicación separada de la sala de formación de imágenes. Sin embargo, es importante que no se mueva el ratón y tener el procedimiento quirúrgico en la plataforma de formación de imágenes con el fin de realizar un seguimiento de los embriones numerados. Consulte con el administrador de instalación de animales para optimizar el procedimiento quirúrgico. (Ii) La mujer embarazada muere rápidamente debido a la pérdida de sangre que se extraen los fetos para el genotipado después de la impresión. Después de cortar la cola, los fetos se colocan 3 min en hielo durante la anestesia por hipotermia y luego decapitados con unas tijeras, según lo recomendado por nuestro Comité de Cuidado de Animales. </li></ol>

<ol>
	<li>Hoffman, J. I., Kaplan, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+incidence+of+congenital+heart+disease.">The incidence of congenital heart disease.</a> J. Am. Coll. Cardiol. 39, 1890-1900 (2002).</li><li>Miller, S. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Abnormal+brain+development+in+newborns+with+congenital+heart+disease.">Abnormal brain development in newborns with congenital heart disease.</a> N. Engl. J. Med. 357, 1928-1938 (2007).</li><li>Bruneau, B. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+developmental+genetics+of+congenital+heart+disease.">The developmental genetics of congenital heart disease.</a> Nature. 451, 943-948 (2008).</li><li>Wessels, A., Sedmera, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Developmental+anatomy+of+the+heart:+a+tale+of+mice+and.">Developmental anatomy of the heart: a tale of mice and.</a> 15, 165-176 (2003).</li><li>Yu, Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=ENU+induced+mutations+causing+congenital+cardiovascular+anomalies.">ENU induced mutations causing congenital cardiovascular anomalies.</a> Development. 131, 6211-6223 (2004).</li><li>Seidah, N. G., Prat, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+biology+and+therapeutic+targeting+of+the+proprotein+convertases.">The biology and therapeutic targeting of the proprotein convertases.</a> Nat. Rev. Drug Discov. 11, 367-383 (2012).</li><li>Roebroek, A. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Failure+of+ventral+closure+and+axial+rotation+in+embryos+lacking+the+proprotein+convertase+Furin.">Failure of ventral closure and axial rotation in embryos lacking the proprotein convertase Furin.</a> Development. 125, 4863-4876 (1998).</li><li>Roebroek, A. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Limited+redundancy+of+the+proprotein+convertase+furin+in+mouse+liver.">Limited redundancy of the proprotein convertase furin in mouse liver.</a> J. Biol. Chem. 279, 53442-53450 (2004).</li><li>Kisanuki, Y. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tie2-Cre+transgenic+mice:+a+new+model+for+endothelial+cell-lineage+analysis+in+vivo.">Tie2-Cre transgenic mice: a new model for endothelial cell-lineage analysis in vivo.</a> Dev. Biol. 230, 230-242 (2001).</li><li>Kim, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Loss+of+endothelial+furin+leads+to+cardiac+malformation+and+early+postnatal+death.">Loss of endothelial furin leads to cardiac malformation and early postnatal death.</a> Mol. Cell Biol. 32, 3382-3391 (2012).</li></ol>

Ningún conflicto de interés declarado.

Ecocardiografía en modo M es un método eficaz y sencillo para medir la frecuencia cardíaca en el útero de los embriones de ratón. Transductores disponibles en el mercado proporcionan suficiente resolución para visualizar pequeños corazones latiendo. Por lo tanto, permiten una medición de la frecuencia cardíaca de alta precisión, en comparación con otros métodos tales como la medición del pulso, y pueden sustituir de vídeo microscopía de alta resolución. Sin embargo, las herramientas actuales no ...

CHD es la causa infecciosa más común de muerte al nacer 1. Cirugías múltiples a menudo son necesarios para corregir los defectos estructurales en sujetos cuya calidad de vida puede quedar comprometida 1. Los niños con CHD frecuentemente desarrollan trastornos neurológicos, incluso si no han sido sometidos a cirugía, lo que indica importantes consecuencias en el útero de 2,3 desarrollo. Ambos factores genéticos y ambientales, como la exposición a los virus o químicos (alcohol) durante el embarazo, la causa de CHD. El estudio de los contribuyentes genéticos se encuentra todavía en su fase inicial, pero está creciendo rápidamente. Para identificar estos contribuyentes y entender su papel en el desarrollo del corazón, fenotipo de los ratones mutantes con una herramienta sencilla y potente será altamente beneficioso. Mouse es de hecho un modelo animal de elección para estudiar las enfermedades del corazón, y la mayoría de los casos humanos puede ser reproducida en ratones 4,5. En consecuencia, fetal de ratón fenotipificación cardiaca se ha convertido Increasingly importante investigar la etiología de las enfermedades del corazón humano y requiere de las herramientas adecuadas. Aunque los estudios histológicos de las muestras fijadas son invaluables, imágenes en tiempo real de los animales vivos es crucial para entender la fisiología del corazón. Microscopía de vídeo ofrece imágenes en vivo. Sin embargo, requiere una laparotomía para exponer embriones, comprometiendo de ese modo su estado fisiológico y hemodinámica. Recientemente, la ecocardiografía se ha convertido en la técnica de imagen estándar para evaluaciones cardíacas en la clínica, así como en ratones. Ratón ecocardiografía fetal se realiza utilizando sistemas estándar de ultrasonido clínicos, así como los sistemas de ultrasonido ultra-alta frecuencia. Estos últimos proporcionan 30 MHz o transductores de frecuencias más altas que generan imágenes en dos dimensiones y permiten la evaluación de las etapas embrionarias tempranas. Estos transductores tienen una profundidad relativamente escasa penetración (~ 13 mm), que es, sin embargo, suficiente para obtener planos de imagen adecuados y determinar PA fundamental corazónparámetros, como la frecuencia cardíaca, el diámetro interno del ventrículo izquierdo y la derecha en la diástole y la sístole y el tabique y el espesor de la pared, sin necesidad de realizar una laparotomía. En nuestro estudio, hemos utilizado un sistema de ultrasonido de frecuencia ultra alta para evaluar las tasas de corazón de embriones de ratón en el día E18.5 embrionarias. Elegimos un transductor de 30 MHz que proporciona un campo de visión de 20 mm x 20 mm, que es ideal dado el tamaño de los fetos, con una longitud focal de 12,7 mm. Sin embargo, un transductor de frecuencia más alta puede ser elegido para analizar las etapas de desarrollo anteriores. El modo M seleccionada permite la visualización de los tejidos en movimiento gracias a una alta resolución temporal de 1000 cuadros / seg. El procedimiento completo es simple y se debe realizar lo más rápidamente posible para evitar cualquier perturbación de los estados fisiológicos y hemodinámicos del feto. El análisis de alrededor de 8 embriones requiere aproximadamente 1 h.

<table><tbody><tr><td>Isoflurane</td><td>Pharmaceutical Partners of Canada Inc.</td><td>CP0406v2</td><td>1-chloro-2,2,2-trifluoroethyl difluoromethyl ether</td></tr><tr><td>Ultrasound gel</td><td>Parker Laboratories Inc.</td><td>Aquasonic Clear</td><td></td></tr><tr><td>Electrode gel</td><td>Parker Laboratories Inc.</td><td>Spectra 360</td><td></td></tr><tr><td>Ophthalmic gel</td><td>Novartis</td><td>Tear-Gel</td><td></td></tr><tr><td>Depilatory cream</td><td>Church Dwight Co., Inc.</td><td>Nair</td><td></td></tr><tr><td>Hair clipper</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Gauze/cotton swap</td><td>Q-tips</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Permanent marker</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>High-Resolution &lt;em&gt;In vivo&lt;/em&gt; Ultrasound Imaging System</td><td>Visual Sonics</td><td>Vevo770</td><td></td></tr><tr><td>30 MHz Transducer</td><td>Visual Sonics</td><td>RMV707B</td><td></td></tr><tr><td>Imaging platform and physiology controller unit</td><td>Visual Sonics</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Anesthetic System</td><td>Cyprane North America Inc.</td><td>312462</td><td></td></tr><tr><td>Infrared heating lamp</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

in utero measurement of heart rate in mouse by noninvasive m-mode echocardiography

La cardiopatía congénita (CHD) es la causa infecciosa más frecuente de muerte en el nacimiento. La incidencia de la CHD oscila entre 4 y 50/1, 000 nacimientos (Enfermedad y estimaciones regionales de lesiones, Organización Mundial de la Salud, 2004). Se requieren cirugías que a menudo ponen en peligro la calidad de vida para corregir los defectos del corazón, que nos recuerda la importancia de encontrar las causas de las enfermedades del corazón. Modelos de ratones mutantes y la tecnología de imágenes en directo se han convertido en herramientas esenciales para el estudio de la etiología de esta enfermedad. Aunque los métodos avanzados permiten imágenes en vivo de los corazones anormales en los embriones, los estados fisiológicos y hemodinámicos de este último a menudo comprometida debido a los procedimientos quirúrgicos y / o prolongados. De imágenes por ultrasonido no invasiva, sin embargo, se puede utilizar sin exponer quirúrgicamente los embriones, manteniendo de ese modo su fisiología. Aquí, utilizamos sencilla ecografía en modo M para evaluar la frecuencia cardíaca de los embriones en E18.5 en el útero. La detección de las frecuencias cardíacas anormales es sin duda un buen indicadorTor de la disfunción del corazón y por lo tanto constituye un primer paso en la identificación de defectos de desarrollo que pueden conducir a insuficiencia cardiaca.

El método anterior se utilizó para evaluar el impacto de la presencia o ausencia de la furina serina proteasa en células endoteliales en las tasas de corazón de embriones de ratón en E18.5 en el útero. La furina pertenece a la familia de las convertasas de proproteína (PC) que los precursores de proteínas escinden después de los residuos básicos. La furina y sus sustratos son proteínas secretoras y la escisión pueden ocurrir en el aparato de Golgi, endosomas o en la superficie celular. Sustratos cla...

Watch this Scientific Journal Video about In utero Measurement of Heart Rate in Mouse by Noninvasive M-mode Echocardiography at JoVE.com

In utero Measurement of Heart Rate in Mouse by Noninvasive M-mode Echocardiography

Ultra-alta frecuencia de ultrasonido es una poderosa herramienta de imágenes en directo para examinar anormalidades cardíacas en animales pequeños. Su carácter no invasivo permite el mantenimiento del estado fisiológico de los embriones. En este documento, se muestra el uso del modo M ultrasonido para medir el ritmo cardíaco de los embriones en E18.5 en el útero.

En el útero de medición de la frecuencia cardíaca en el ratón por no invasiva Ecocardiografía en modo M

Congenital heart disease (CHD) is the most frequent noninfectious cause of death at birth. The incidence of CHD ranges from 4 to 50/1,000 births (Disease ...

in-utero-measurement-heart-rate-mouse-noninvasive-m-mode

Research

JoVE Journal

Medicine

In utero Measurement of Heart Rate in Mouse by Noninvasive M-mode Echocardiography

11.3K vistas.  Institut de Recherches Cliniques de Montréal.  Ultra-alta frecuencia de ultrasonido es una poderosa herramienta de imágenes en directo para examinar anormalidades cardíacas en animales pequeños. Su carácter no invasivo permite el mantenimiento del estado fisiológico de los embriones. En este documento, se muestra el uso del modo M ultrasonido para medir el ritmo cardíaco de los embriones en E18.5 en el útero. 

Video: In utero Measurement of Heart Rate in Mouse by Noninvasive M-mode Echocardiography

Transthoracic Echocardiography in Mice

In recent years, murine models have become the primary avenue for studying the molecular mechanisms of cardiac dysfunction resulting from changes in gene expression. Transgenic and gene targeting methods can be used to generate mice with altered cardiac size and function,1-3 and as a result, in vivo techniques are needed to evaluate their cardiac phenotype. Transthoracic echocardiography, pulse wave Doppler (PWD), and tissue Doppler imaging (TDI) can be used to provide dimensional measurements of the mouse heart and to quantify the degree of cardiac systolic and diastolic performance. Two-dimensional imaging is used to detect abnormal anatomy or movements of the left ventricle, whereas M-mode echo is used for quantification of cardiac dimensions and contractility.4,5 In addition, PWD is used to quantify localized velocity of turbulent flow,6 whereas TDI is used to measure the velocity of myocardial motion.7 Thus, transthoracic echocardiography offers a comprehensive method for the noninvasive evaluation of cardiac function in mice.

Transthoracic echocardiography offers a noninvasive method for the evaluation of cardiac function in mice. A combination of ultrasound and Doppler imaging modalities can be used to obtain dimensional measurements of the heart and intracardiac blood flow, which together provide an assessment of cardiac systolic and diastolic performance.

Ecocardiografía transtorácica en ratones

In recent years, murine models have become the primary avenue for studying the molecular mechanisms of cardiac dysfunction resulting from changes in gene ...

Investigación

Medicina

High-frequency High-resolution Echocardiography: First Evidence on Non-invasive Repeated Measure of Myocardial Strain, Contractility, and Mitral Regurgitation in the Ischemia-reperfused Murine Heart

Ischemia-reperfusion (IR) was surgically performed in murine hearts which were then subjected to repeated imaging to monitor temporal changes in functional parameters of key clinical significance. Two-dimensional movies were acquired at high frame rate (8 kHz) and were utilized to estimate high-quality myocardial strain. Two-dimensional elastograms (strain images), as well as strain profiles, were visualized. Results were powerful in quantitatively assessing IR-induced changes in cardiac events including left-ventricular (LV) contraction, LV relaxation and isovolumetric phases of both pre-IR and post-IR beating hearts in intact mice. In addition, compromised sector-wise wall motion and anatomical deformation in the infarcted myocardium were visualized.  The elastograms were uniquely able to provide information on the following parameters in addition to standard physiological indices that are known to be affected by myocardial infarction in the mouse: internal diameters of mitral valve orifice and aorta, effective regurgitant orifice, myocardial strain (circumferential as well as radial), turbulence in blood flow pattern as revealed by the color Doppler movies and velocity profiles, asynchrony in LV sector, and changes in the length and direction of vectors demonstrating slower and asymmetrical wall movement. This work emphasizes on the visual demonstration of how such analyses are performed. 

High-frequency High-resolution Echocardiography: First Evidence on Non-invasive Repeated Measure of Myocardial Strain, Contractility, and Mitral Regurgitation in the Ischemia-reperfused Murine Heart 

High frequency Doppler ultrasound is a novel technology for assessing regional myocardial function. This work presents first evidence demonstrating applicability of this versatile imaging platform for the repeated measure of myocardial strain, dp/dt, and mitral regurgitation in the ischemia-reperfused (IR) murine heart.

Alta frecuencia de alta resolución Ecocardiografía: Primera evidencia sobre la no-invasivo medida repetida de la tensión de miocardio, la contractilidad y la insuficiencia mitral en el corazón por isquemia-reperfusión murino

Ischemia-reperfusion (IR) was surgically performed in murine hearts which were then subjected to repeated imaging to monitor temporal changes in ...

Murine Echocardiography and Ultrasound Imaging

Rodent models of cardiac pathophysiology represent a valuable research tool to investigate mechanism of disease as well as test new therapeutics.1 Echocardiography provides a powerful, non-invasive tool to serially assess cardiac morphometry and function in a living animal.2 However, using this technique on mice poses unique challenges owing to the small size and rapid heart rate of these animals.3 Until recently, few ultrasound systems were capable of performing quality echocardiography on mice, and those generally lacked the image resolution and frame rate necessary to obtain truly quantitative measurements. Newly released systems such as the VisualSonics Vevo2100 provide new tools for researchers to carefully and non-invasively investigate cardiac function in mice. This system generates high resolution images and provides analysis capabilities similar to those used with human patients. Although color Doppler has been available for over 30 years in humans, this valuable technology has only recently been possible in rodent ultrasound.4,5 Color Doppler has broad applications for echocardiography, including the ability to quickly assess flow directionality in vessels and through valves, and to rapidly identify valve regurgitation. Strain analysis is a critical advance that is utilized to quantitatively measure regional myocardial function.6 This technique has the potential to detect changes in pathology, or resolution of pathology, earlier than conventional techniques. Coupled with the addition of three-dimensional image reconstruction, volumetric assessment of whole-organs is possible, including visualization and assessment of cardiac and vascular structures. Murine-compatible contrast imaging can also allow for volumetric measurements and tissue perfusion assessment.

This video demonstrates use of a rail-mounted high-frequency ultrasound probe to perform echocardiography on an anesthetized mouse. The methods describe both conventional two-dimensional and M-mode measurements of cardiac function in addition to newer, more powerful tools such as color Doppler, strain analysis, as well as general and targeted contrast imaging.

Ecocardiografía murino y la ecografía

Rodent models of cardiac pathophysiology represent a valuable research tool to investigate mechanism of disease as well as test new therapeutics.1  ...

Murine Fetal Echocardiography

Transgenic mice displaying abnormalities in cardiac development and function represent a powerful tool for the understanding the molecular mechanisms underlying both normal cardiovascular function and the pathophysiological basis of human cardiovascular disease. Fetal and perinatal death is a common feature when studying genetic alterations affecting cardiac development 1-3. In order to study the role of genetic or pharmacologic alterations in the early development of cardiac function, ultrasound imaging of the live fetus has become an important tool for early recognition of abnormalities and longitudinal follow-up. Noninvasive ultrasound imaging is an ideal method for detecting and studying congenital malformations and the impact on cardiac function prior to death 4. It allows early recognition of abnormalities in the living fetus and the progression of disease can be followed in utero with longitudinal studies 5,6. Until recently, imaging of fetal mouse hearts frequently involved invasive methods. The fetus had to be sacrificed to perform magnetic resonance microscopy and electron microscopy or surgically delivered for transillumination microscopy. An application of high-frequency probes with conventional 2-D and pulsed-wave Doppler imaging has been shown to provide measurements of cardiac contraction and heart rates during embryonic development with databases of normal developmental changes now available 6-10. M-mode imaging further provides important functional data, although, the proper imaging planes are often difficult to obtain. High-frequency ultrasound imaging of the fetus has improved 2-D resolution and can provide excellent information on the early development of cardiac structures 11.

Fetal and perinatal death is a common feature when studying genetic alterations affecting cardiac development. High-frequency ultrasound imaging has improved 2-D resolution and can provide excellent information on early cardiac development and is an ideal method to detect the impact on cardiac structure and function prior to death.

La ecocardiografía fetal murino

Transgenic mice displaying abnormalities in  cardiac development and function represent a powerful tool for the understanding  the molecular mechanisms ...

Fetal Mouse Cardiovascular Imaging Using a High-frequency Ultrasound (30/45MHZ) System

Congenital heart defects (CHDs) are the most common cause of childhood morbidity and early mortality. Prenatal detection&#160;of the underlying molecular mechanisms of CHDs is&#160;crucial for inventing new preventive and therapeutic strategies. Mutant mouse models are powerful tools to discover new&#160;mechanisms&#160;and environmental stress modifiers that drive cardiac development and their potential&#160;alteration in CHDs. However, efforts to establish the causality of these putative contributors have been limited to histological&#160;and molecular studies&#160;in non-survival animal experiments, in which&#160;monitoring the key physiological and hemodynamic parameters is&#160;often absent. Live imaging technology has become an essential tool to establish the&#160;etiology of CHDs. In particular,&#160;ultrasound imaging can be used prenatally without surgically exposing the fetuses,&#160;allowing maintaining&#160;their baseline physiology while monitoring the impact of environmental stress&#160;on the hemodynamic and structural aspects of cardiac chamber development. Herein, we use the High-Frequency Ultrasound (30/45)&#160;system to examine the cardiovascular system in fetal mice at E18.5 in utero at the baseline and in response to prenatal hypoxia exposure. We demonstrate the feasibility of the system to measure cardiac chamber size, morphology, ventricular function, fetal heart rate, and umbilical artery flow indices, and their alterations in fetal mice exposed to systemic chronic hypoxia in utero in real time.

Fetal Mouse Cardiovascular Imaging Using a High-frequency Ultrasound 30/45MHZ System

High-frequency ultrasound imaging of the fetal mouse has improved imaging resolution and can provide precise non-invasive characterization of cardiac development and structural defects. The protocol outlined herein is designed to perform real-time fetal mice echocardiography in vivo.

Proyección de imagen usando un sistema del ultrasonido de alta frecuencia (30 / 45MHZ) Cardiovascular fetal ratón

Congenital heart defects (CHDs) are the most common cause of childhood morbidity and early mortality. Prenatal detection&#160;of the underlying molecular ...

Biología del Desarrollo

Echocardiographic Approaches and Protocols for Comprehensive Phenotypic Characterization of Valvular Heart Disease in Mice

The aim of this manuscript and accompanying video is to provide an overview of the methods and approaches used for imaging heart valve function in rodents, with detailed descriptions of the appropriate methods for anesthesia, the echocardiographic windows used, the imaging planes and probe orientations for image acquisition, the methods for data analysis, and the limitations of emerging technologies for the evaluation of cardiac and valvular function. Importantly, we also highlight several future areas of research in cardiac and heart valve imaging that may be leveraged to gain insights into the pathogenesis of valve disease in preclinical animal models. We propose that using a systematic approach to evaluating cardiac and heart valve function in mice can result in more robust and reproducible data, as well as facilitate the discovery of previously underappreciated phenotypes in genetically-altered and/or physiologically-stressed mice.

This protocol provides a detailed description of the echocardiographic approach for comprehensive phenotyping of heart and heart valve function in mice.

Enfoques y Protocolos para la Integral ecocardiográficos Caracterización fenotípica en las valvulopatías en ratones

The aim of this manuscript and accompanying video is to provide an overview of the methods and approaches used for imaging heart valve function in ...

Murine Echocardiography of Left Atrium, Aorta, and Pulmonary Artery

The present methodology teaches the investigator how to measure and use the LAV as a surrogate of chronic elevations in Left Ventricular diastolic pressure through echocardiography, as well as to obtain measurements of the Aorta and PA diameter in mice.
Mice older than 10 d of age can be analyzed using the present technique. The technique is composed of 3 main steps: set-up, image acquisition, and image analysis. The set-up step consists of getting the mouse anesthetized with 1% isoflurane, shaving it, and taping it in a supine position to a heated EKG board where the image acquisition will take place. The image acquisition step consists of learning to identify the cardiac structures and obtaining all the required images with its correspondent probe and axis in order to be able to calculate volumes and diameters. The image analysis step consists of measuring the previously acquired images with the aid of computer software.
Advantages of the proposed technique include a fast (15 min) procedure that would allow the researcher to evaluate interventions in a non-invasive, non-terminal approach and therefore follow the same mouse over time; each mouse can be used as its own control. This fact plus having the same operator perform all the acquisition and analysis for the entire experiment minimizes the limitation of operator-dependency. The present methodology is useful for mouse researchers in cardiovascular and pulmonary medicine.

The following protocol describes the methodology for the acquisition and analysis of echocardiographic images used to obtain the Left Atrial Volume (LAV), Aorta (Ao) diameter, and Pulmonary Artery (PA) diameter in mice. This technique is a non-invasive, non-terminal procedure that allows assessment of the cardiopulmonary function.

Murino de Ecocardiografía del atrio izquierdo, la aorta y arteria pulmonar

The present methodology teaches the investigator how to measure and use the LAV as a surrogate of chronic elevations in Left Ventricular diastolic ...

Echocardiographic Measurement of Right Ventricular Diastolic Parameters in Mouse

Diastolic dysfunction is a prominent feature of right ventricular (RV) remodeling associated with conditions of pressure overload. However, the RV diastolic function is rarely quantified in experimental studies. This might be due to technical difficulties in the visualization of the RV in the apical four-chamber view in rodents. Here we describe two positions facilitating the visualization of the apical four-chamber view in mice to assess the RV diastolic function.
The apical four-chamber view is enabled by tilting the mouse fixation platform to the left and caudally (LeCa) or to the right and cranially (RiCr). Both positions provide images of comparable quality. The results of the RV diastolic function obtained from two positions are not significantly different. Both positions are comparably easy to perform. This protocol can be incorporated into published protocols and enables detailed investigations of the RV function.

Here we describe and compare two positions for obtaining the apical four-chamber view in mice. These positions enable the quantification of the right ventricular function, provide comparable results, and can be used interchangeably.

Medición ecocardiográfica de parámetros diastólicos ventriculares derecho en ratón

Diastolic dysfunction is a prominent feature of right ventricular (RV) remodeling associated with conditions of pressure overload. However, the RV ...

Noninvasive Electrocardiography in the Perinatal Mouse

Electrocardiography (ECG) has long been relied upon as an effective and reliable method of assessing cardiovascular (and cardiopulmonary) function in both human and animal models of disease. Individual heart rate, rhythm, and regularity, combined with quantitative parameters collected from ECG, serve to assess the integrity of the cardiac conduction system as well as the integrated physiology of the cardiac cycle. This article provides a comprehensive description of the methods and techniques used to perform a noninvasive ECG on perinatal and neonatal mouse pups as early as the first postnatal day, without requiring the use of anesthetics. This protocol was designed to directly address a need for a standardized and repeatable method for obtaining ECG in newborn mice. From a translational perspective, this protocol proves to be entirely effective for characterization of congenital cardiopulmonary defects generated using transgenic mouse lines, and particularly for analysis of defects causing lethality at or during the first postnatal days. This protocol also aims to directly address a gap in the scientific literature to characterize and provide normative data associated with maturation of the early postnatal cardiac conduction system. This method is not limited to a specific postnatal timepoint, but rather allows for ECG data collection in neonatal mouse pups from birth to postnatal day 10 (P10), a window that is of critical importance for modeling human diseases in vivo, with particular emphasis on congenital heart disease (CHD).

Here, we present a noninvasive electrocardiography (ECG) protocol, optimized for early postnatal mice, that does not require the use of anesthetics.

Electrocardiografía no invasiva en el ratón perinatal

Electrocardiography (ECG) has long been relied upon as an effective and reliable method of assessing cardiovascular (and cardiopulmonary) function in both ...

Echocardiographic Characterization of Left Ventricular Structure, Function, and Coronary Flow in Neonate Mice

Echocardiography is a non-invasive procedure that enables the evaluation of structural and functional parameters in animal models of cardiovascular disease and is used to assess the impact of potential treatments in preclinical studies. Echocardiographic studies are usually conducted in young adult mice (i.e., 4-6 weeks of age). The evaluation of early neonatal cardiovascular function is not usually performed because of the small size of the mouse pups and the associated technical difficulties. One of the most important challenges is that the short length of the pups&#39; limbs prevents them from reaching the electrodes in the echocardiography platform. Body temperature is the other challenge, as pups are very susceptible to changes in temperature. Therefore, it is important to establish a practical guide for performing echocardiographic studies in small mouse pups to help researchers detect early pathological changes and study the progression of cardiovascular disease over time. The current work describes a protocol for performing echocardiography in mouse pups at the early age of 7 days old. The echocardiographic characterization of cardiac morphology, function, and coronary flow in neonatal mice is also described.

The present protocol describes the echocardiographic assessment of left ventricular morphology, function, and coronary blood flow in 7-day old neonate mice.

Caracterización ecocardiográfica de la estructura, función y flujo coronario del ventrículo izquierdo en ratones neonatos

Echocardiography is a non-invasive procedure that enables the evaluation of structural and functional parameters in animal models of cardiovascular ...