Estamos agradecidos a los Doctores Aravinthan Samuel y Marc Gershow que ayudaron a desarrollar la versión inicial del aparato conductual y a Matthew Batie que modificó el aparato conductual. Esta investigación fue apoyada por Trustee Grant del Cincinnati Children's Hospital, JST/PRESTO, March of Dimes y NIH R01 GM107582 a F.N.H.

1. Preparación de moscas
<ol><li>Experimentos de luz oscura (LD)
	<ol>
<li>Críe moscas en incubadoras (25 °C/40-60% de humedad relativa (RH)) bajo ciclos ligeros de 12 horas/oscuridad de 12 horas (LD). La intensidad de la luz de las incubadoras es de ~ 500-1,000 lux.</li>
		<li>Dos incubadoras son necesarias para completar los ensayos de comportamiento durante un período de 24 horas. Ambas incubadoras deben tener una luz programable con funciones ON OFF. También deben tener puertas sólidas que no sean permeables a la luz(es decir, sin vidrio o plexiglás). Nota: Una incubadora debe ser designada una incubadora de "día" y configurada a un ciclo de LD de 12 horas de luz y 12 horas de oscuridad. La segunda incubadora debe designarse como una incubadora "nocturna" y establecerse a la inversa de la primera con 12 horas de oscuridad seguida de luz de 12 horas. La incubadora nocturna debe colocarse en la habitación que es accesible en la oscuridad, de tal manera que las moscas que experimentan condiciones nocturnas pueden ser fácilmente accesibles para los experimentos.</li>
		<li>Coloque los viales de mosca en incubadoras de día o de noche. Recoger las moscas recién eclosionadas en un vial fresco, 20-30 por ensayo y mantener en la misma incubadora durante 2-3 días.</li>
		<li>Después de 2-3 días, use moscas para el ensayo de comportamiento de preferencia de temperatura.<ol>
<li>Para los experimentos del día (tiempo de Zeitgeber (ZT) 0-12), recoja las moscas de la incubadora del día.</li>
			<li>Justo antes de los experimentos de comportamiento, saque los viales de mosca recogidos de la incubadora de día.</li>
			<li>Para experimentos nocturnos (ZT 13-24), recoja las moscas de la incubadora nocturna.</li>
			<li>Justo antes de los experimentos de comportamiento, saque los viales de mosca recogidos de la incubadora nocturna, envuelva con papel de aluminio y colóquelos en una caja en la habitación oscura debajo de una lámpara roja. Nota: Dado que el ensayo de comportamiento de preferencia de temperatura se realiza bajo oscuridad para los experimentos nocturnos, la exposición a la luz a las moscas debe prevenirse hasta el final de los experimentos de comportamiento. Nota: Las moscas no deben estar expuestas al dióxido de carbono el día en que se lleven a cabo los experimentos.</li>
		</ol>
</li>
	</ol></li>
	<li>Experimentos de oscuridad constante (DD)
	<ol>
<li>
Día DD
		<ol>
<li>Una incubadora adicional es necesaria para los experimentos de dd day, a la que nos referimos como una incubadora de "transición" para el resto del manuscrito. La incubadora de transición debe colocarse en la habitación que es accesible en la oscuridad, de tal manera que las moscas que experimentan condiciones de DD se puede acceder fácilmente para los experimentos. Un programa de luz de ejemplo para una incubadora de transición tendría la luz encendía de 1 pm a 7 pm y la luz apagada a las 7 pm-1 pm (Figura 1).</li>
			<li>Recoger las moscas que se han criado en la incubadora de día. Coloque los viales de mosca en la incubadora de transición entre la 1 pm y las 7 pm, cuando la luz esté encendda. De esta manera, las moscas están adecuadamente expuestas a la luz hasta las 7 pm, momento en el que la luz se apaga.</li>
			<li>Al día siguiente, antes de la 1 pm, en condiciones oscuras, saque los viales de mosca de la incubadora de transición, envuélvalos con papel de aluminio y colóquelos en una caja. Mantenga la caja en cualquier incubadora durante un día más.</li>
		</ol>
</li>
		<li>
DD Noche
		<ol>
<li>Recoger las moscas que se han criado en la incubadora nocturna en la oscuridad bajo una lámpara roja. O, además, recoger las moscas cuando la luz de la incubadora nocturna está encendía.</li>
			<li>Envuelva los viales recogidos con papel de aluminio en la oscuridad en cualquier momento que las luces estén apagadas y coloque los viales en una caja. Mantenga la caja en cualquier incubadora durante dos días más (Figura 1B). Nota: Dado que el ensayo de comportamiento de preferencia de temperatura se realiza bajo oscuridad para los experimentos nocturnos, la exposición a la luz a las moscas debe prevenirse hasta el final de los experimentos de comportamiento.</li>
		</ol>
</li>
	</ol></li>
	<li>Experimentos de luz constante (LL)
	<ol>
<li>
Día ll
		<ol>
<li>Una incubadora adicional es necesaria para los experimentos del día ll. Esta incubadora mantiene la condición LL (25 °C, 800 lux), con la luz encendía continuamente.</li>
			<li>Recoger las moscas que se han criado en la incubadora de día. Coloque los viales de mosca en la incubadora LL en cualquier momento durante su "día".</li>
		</ol>
</li>
		<li>
LL Noche
		<ol>
<li>Recoger las moscas que se han criado en la incubadora nocturna. Transfiera los viales de mosca de la incubadora nocturna a la incubadora LL durante el tiempo que la luz en la incubadora nocturna esté encendida. Nota: Por ejemplo, la luz se apaga a las 7 am en la incubadora nocturna. Transfiera los viales de mosca de la incubadora nocturna a la incubadora LL antes de las 7 am y mantenga los viales en la incubadora LL durante 4 días más. Nota: Al día 4 en condiciones LL, se suprime la oscilación de la actividad locomotora15,16,mientras que el TPR se mantiene aún 3.</li>
		</ol>
</li>
	</ol></li>
</ol>2. El aparato para el ensayo de comportamiento de preferencia de temperatura
<ol><li>Colocar una cubierta de plexiglás (29 cm x 19,2 cm)(Figura 4)sobre una placa de aluminio.</li>
	<li>Controle la temperatura del aire entre la placa y la cubierta. Seis sondas de temperatura están conectadas en varias posiciones en el interior de la cubierta dentro de uno de los carriles (Figura 2). Nota: Asegúrese de que las sondas no toquen la placa de aluminio ni la cubierta de plexiglás. La temperatura del aire debe establecerse en un gradiente de 18-32 °C.</li>
	<li>Coloque el aparato en una sala ambiental mantenida a 25 °C/65-75% HR. Esta habitación necesita ser sellada de cualquier luz exterior. Una sala ambiental normalmente está equipada con ventiladores para mantener una cierta temperatura y humedad. Nota: El aire del ventilador probablemente perturba un gradiente de temperatura estable en el aparato. Para evitar esto, utilizamos una lámina transparente que cubre el área que rodea el aparato.</li>
	<li>Prepare un termómetro e higrómetro para comprobar la temperatura y la humedad en la sala ambiental. Nota: La luz influye en la preferencia de temperatura de Drosophila3. La misma intensidad de luz debe suministrarse en el aparato de manera uniforme. La intensidad de las luces ambientales de nuestra habitación es de ~ 800 lux. Nota: Cuando se realicen los experimentos de comportamiento, coloque un tubo conectado desde el tanque de CO2 o suministre cerca del orificio de la parte superior del aparato para anestesiar y deshacerse de las moscas.</li>
</ol>3. Preparación de aparatos para uso
<ol><li>Encienda el aparato durante al menos 30 minutos para establecer el gradiente de temperatura correctamente en la superficie de la placa (Figura 3).</li>
	<li>Cubra la cubierta del aparato de comportamiento con repelente al agua para evitar que las moscas trepe por las paredes o el techo de la cubierta. Limpie el exceso de repelente al agua y deje la cubierta durante 25-30 minutos para secar.</li>
	<li>Retire cualquier condensación en la placa de aluminio. Coloque la cubierta de plexiglás sobre la placa de aluminio y asegure con seis abrazaderas en C(Figura 2). Nota: Es muy importante que la cubierta esté bien sellada, si es necesario se puede utilizar cinta adhesiva doble.</li>
	<li>Deje la cubierta durante al menos 15 min. El gradiente de temperatura del aire entre la placa de aluminio y la cubierta se crea a partir de 18-32 °C.</li>
</ol>4. Ensayo de comportamiento de preferencia de temperatura
<ol><li>Cargue las moscas en el espacio entre la placa de aluminio y la cubierta de plexiglás del aparato a través de pequeños agujeros en el centro de cada carril de la cubierta (Figuras 2 y 4). Cubra los agujeros con resbalones de cubierta para evitar que las moscas escapen.</li>
	<li>Para las condiciones de oscuridad, apague todas las luces de la sala ambiental. Se puede utilizar una lámpara roja cuando las moscas se colocan en el aparato. Asegúrese de que las moscas no estén expuestas a ninguna luz excepto a una lámpara roja hasta que se realicen los experimentos de comportamiento.</li>
	<li>Para cada ensayo, use de 20 a 25 moscas adultas, que no deben reutilizarse en ensayos posteriores. El ensayo de comportamiento se realiza durante 30 min. Tome algunas fotos con o sin flash. Tenga cuidado de no hacer mucho ruido o cualquier movimiento repentino durante los experimentos.</li>
	<li>Registre la temperatura de las seis sondas del aparato. Tome nota de la temperatura ambiente, así como la humedad.</li>
	<li>Anestesiar las moscas en el aparato con gas de dióxido de carbono, aflojar las abrazaderas, quitar la cubierta de plexiglás, y quitar las moscas de la placa. Después de cada experimento, las moscas se desechan. Limpie cualquier condensación o humedad de la placa. Substituya la tapa de la placa y apriete con las abrazaderas en preparación para el próximo experimento.</li>
	<li>Para tener una representación de la preferencia de temperatura a lo largo de todo el día, el período de 24 horas se divide en ocho zonas horarias, cuatro durante el día y cuatro por la noche. Por ejemplo, usamos estos ZT o CT 1-3, 4-6, 7-9, 10-12, 13-15, 16-18, 19-21 y 22-24. Nota: Dado que las variaciones de fenotipo causadas por los efectos de enmascaramiento se esperan justo después de que la luz se enciende (ZT0) o apagado (ZT12), no examinamos el comportamiento de preferencia de temperatura durante estos tiempos (ZT o CT 0-1, 11.5-13 y 23.5-24). Se deben realizar al menos cinco ensayos en cada zona horaria para que los resultados sean estadísticamente sólidos.</li>
</ol>5. Análisis de datos
<ol><li>Calcule el gradiente de temperatura de la siguiente manera: Determine dónde se colocan las sondas de temperatura en función de las dos reglas que se colocan en el lado superior e inferior de la cubierta de plexiglás a lo largo de los bordes (Figura 2A).</li>
	<li>Se estima que el gradiente de temperatura entre las sondas de temperatura es lineal. Basándose en las ubicaciones de las sondas de temperatura, así como sus correspondientes temperaturas registradas, dibuje líneas que representen cada grado de temperatura en la posición adecuada en las imágenes. Cuente el número de moscas ubicadas en cada intervalo de grados. Excluir cualquier mosca en las paredes o el techo de la cubierta.</li>
	<li>Calcula el porcentaje de moscas en cada rango de temperatura de cada carril. Una temperatura media preferida se calcula sumando los productos del porcentaje de moscas y temperatura de cada intervalo, como se muestra a continuación: % de moscas x 18,5 °C + % de moscas x 19,5 °C + % de moscas x 20,5 °C ....+ % de moscas x 31,5 °C + % de moscas x 32,5 °C.</li>
	<li>Calcular la temperatura media preferida en cada zona horaria: el comportamiento de preferencia de temperatura se realiza >5 veces durante cada zona horaria (ZT 1-3, 4-6, 7-9, 10-12, 13-15, 16-18, 19-21 y 22-24). Para calcular la temperatura media preferida en cada zona horaria, la temperatura media preferida de cada ensayo se promedia en conjunto. Las barras de error s.e.m. son iguales al error entre las pruebas.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Krauchi, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+thermophysiological+cascade+leading+to+sleep+initiation+in+relation+to+phase+of+entrainment.">The thermophysiological cascade leading to sleep initiation in relation to phase of entrainment.</a> Sleep Med. Rev. 11, 439-451 (2007).</li><li>Krauchi, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+human+sleep-wake+cycle+reconsidered+from+a+thermoregulatory+point+of+view.">The human sleep-wake cycle reconsidered from a thermoregulatory point of view.</a> Physiol. Behav. 90, 236-245 (2007).</li><li>Kaneko, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Circadian+Rhythm+of+Temperature+Preference+and+Its+Neural+Control+in+Drosophila.">Circadian Rhythm of Temperature Preference and Its Neural Control in Drosophila.</a> Curr. Biol. 22, 1851-1857 (2012).</li><li>Allada, R., Chung, B. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Circadian+organization+of+behavior+and+physiology+in+Drosophila.">Circadian organization of behavior and physiology in Drosophila.</a> Annu. Rev. Physiol. 72, 605-624 (2010).</li><li>Garrity, P. A., Goodman, M. B., Samuel, A. D., Sengupta, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Running+hot+and+cold:+behavioral+strategies,+neural+circuits,+and+the+molecular+machinery+for+thermotaxis+in+C.+elegans+and+Drosophila..">Running hot and cold: behavioral strategies, neural circuits, and the molecular machinery for thermotaxis in C. elegans and Drosophila..</a> Genes Dev. 24, 2365-2382 (2010).</li><li>Hamada, F. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+internal+thermal+sensor+controlling+temperature+preference+in+Drosophila.">An internal thermal sensor controlling temperature preference in Drosophila.</a> Nature. 454, 217-220 (2008).</li><li>Hong, S. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=cAMP+signalling+in+mushroom+bodies+modulates+temperature+preference+behaviour+in+Drosophila.">cAMP signalling in mushroom bodies modulates temperature preference behaviour in Drosophila.</a> Nature. 454, 771-775 (2008).</li><li>Dillon, M. E., Wang, G., Garrity, P. A., Huey, R. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Review:+Thermal+preference+in+Drosophila.">Review: Thermal preference in Drosophila.</a> J. Therm. Biol. 34, 109-119 (2009).</li><li>Viswanath, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Opposite+thermosensor+in+fruitfly+and.">Opposite thermosensor in fruitfly and.</a> Nature. 423, 822-823 (2003).</li><li>Gallio, M., Ofstad, T. A., Macpherson, L. J., Wang, J. W., Zuker, C. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+coding+of+temperature+in+the+Drosophila+brain.">The coding of temperature in the Drosophila brain.</a> Cell. 144, 614-624 (2011).</li><li>Stevenson, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+relative+importance+of+behavioral+and+physiological+adjustments+controlling+body+temperature+in+terrestrial+ectotherms.">The relative importance of behavioral and physiological adjustments controlling body temperature in terrestrial ectotherms.</a> Am. Nat. 126 (3), (1985).</li><li>Refinetti, R., Menaker, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+circadian+rhythm+of+body+temperature.">The circadian rhythm of body temperature.</a> Physiol. Behav. 51, 613-637 (1992).</li><li>Duffy, J. F., Dijk, D. J., Klerman, E. B., Czeisler, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Later+endogenous+circadian+temperature+nadir+relative+to+an+earlier+wake+time+in+older+people.">Later endogenous circadian temperature nadir relative to an earlier wake time in older people.</a> Am. J. Physiol. 275, 1478-1487 (1998).</li><li>Saper, C. B., Lu, J., Chou, T. C., Gooley, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+hypothalamic+integrator+for+circadian+rhythms.">The hypothalamic integrator for circadian rhythms.</a> Trends Neurosci. 28, 152-157 (2005).</li><li>Konopka, R. J., Pittendrigh, C., Orr, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reciprocal+behaviour+associated+with+altered+homeostasis+and+photosensitivity+of+Drosophila+clock+mutants.">Reciprocal behaviour associated with altered homeostasis and photosensitivity of Drosophila clock mutants.</a> J. Neurogenet. 6, 1-10 (1989).</li><li>Qiu, J., Hardin, P. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=per+mRNA+cycling+is+locked+to+lights-off+under+photoperiodic+conditions+that+support+circadian+feedback+loop+function.">per mRNA cycling is locked to lights-off under photoperiodic conditions that support circadian feedback loop function.</a> Mol. Cell Biol. 16, 4182-4188 (1996).</li><li>Crocker, A., Sehgal, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+analysis+of+sleep.">Genetic analysis of sleep.</a> Genes Dev. 24, 1220-1235 (1220).</li><li>Hendricks, J. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rest+in+Drosophila+is+a+sleep-like+state.">Rest in Drosophila is a sleep-like state.</a> Neuron. 25, 129-138 (2000).</li><li>Shaw, P. J., Cirelli, C., Greenspan, R. J., Tononi, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Correlates+of+sleep+and+waking+in+Drosophila+melanogaster.">Correlates of sleep and waking in Drosophila melanogaster.</a> Science. 287, 1834-1837 (2000).</li><li>Parisky, K. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=PDF+cells+are+a+GABA-responsive+wake-promoting+component+of+the+Drosophila+sleep+circuit.">PDF cells are a GABA-responsive wake-promoting component of the Drosophila sleep circuit.</a> Neuron. 60, 672-682 (2008).</li></ol>

No hay nada que revelar.

Aquí, ilustramos los detalles del aparato de comportamiento de preferencia de temperatura y el análisis del comportamiento de TPR. Drosophila exhiben las características salientes, robustas, y reproducibles de TPR reloj-controlado. Sin embargo, nuestros datos sugieren que por lo menos dos factores, luz ambiente y edad, disturben perceptiblemente los fenotipos del comportamiento de TPR.
Observamos que la luz afecta significativamente la preferencia de temperatura en Drosophila.<...

La temperatura es una señal ambiental ubicua. Los animales exhiben una variedad de comportamientos con el fin de evitar temperaturas dañinas y buscar temperaturas cómodas. Drosophila exhibe un comportamiento robusto de la preferencia de la temperatura6,7. Cuando las moscas se liberan en un gradiente de temperatura de 18-32 °C, las moscas evitan las temperaturas cálidas y frías y finalmente eligen una temperatura preferida de 25 °C por la mañana3. Los sensores de temperatura cálida son un conjunto de neuronas termosensoriales, neuronas AC, que expresan el potencial del receptor transitorio de Drosophila (TPR) canal, TRPA16,9. Los sensores de temperatura fría están situados en los segmentos de la 3ª antena, ya que la ablación de los segmentos de la 3ª antena provoca la falta de evitación de la temperatura fría6. Recientemente, se identificó la proteína TRPP Brivido (Brv)10. Dado que Brv se expresa en los segmentos de la 3ª antena y media la detección de frío, Brv es una posible molécula de detección de frío, que es crítica para el comportamiento de preferencia de temperatura. En resumen, las moscas utilizan estos dos sensores de temperatura para evitar las temperaturas cálidas y frías y encontrar una temperatura preferida.
Mientras que los mamíferos generan calor para regular su temperatura corporal, los ectotermos generalmente adaptan su temperatura corporal a la temperatura ambiente11. Algunos ectotherms se saben para exhibir un comportamiento diario de TPR que se cree para ser una estrategia para que los ectotherms regulen su BTR12. Para determinar si las moscas exhibieron TPR, repetimos el análisis del comportamiento de la preferencia de la temperatura en los varios puntos durante un palmo de 24 horas. Encontramos que Drosophila exhibe un TPR diario, que es bajo por la mañana y alto por la noche y sigue un patrón similar al de BTR en humanos13.
En Drosophila,hay ~ 150 neuronas del reloj en el cerebro. Las neuronas del reloj que regulan la actividad locomotriz se llaman osciladores M y E. Sin embargo, curiosamente, los osciladores M y E no regulan la TPR, en su lugar, mostramos que las neuronas de reloj DN2 en el cerebro regulan la TPR pero no la actividad locomotriz. Estos datos indican que TPR está regulado independientemente de actividad locomotriz. Notablemente, el BTR de mamíferos también está regulado independientemente de la actividad locomotriz. Los estudios de ablación en ratas muestran que la BTR se controla a través de neuronas SCN específicas que se dirigen a un subconjunto diferente de neuronas de la zona subparaventricular que las que controlan la actividad locomotriz14. Por lo tanto, nuestros datos consideran la posibilidad de que el BTR mamífero y la mosca TPR se conservan evolutivamente3, ya que tanto la mosca TPR y mamífero BTR exhiben ritmos de temperatura circadianos dependientes del reloj, que se regulan independientemente de la actividad locomotora.
Aquí, describimos los detalles de cómo analizar el ensayo de comportamiento TPR en Drosophila. Este método permite la investigación no sólo del mecanismo molecular y los circuitos neuronales de TPR, sino también de cómo el cerebro integra diversas señales ambientales y relojes biológicos internos.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="578">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:172px;">Bright Lab Jr. Safelight</td>
			<td style="width:109px;">Amazon</td>
			<td style="width:153px;">#B00013J8UY</td>
			<td style="width:144px;">Red light for dark rooms</td>
		</tr>
		<tr height="61">
			<td height="61" style="height:61px;width:172px;">Rain X</td>
			<td style="width:109px;">SOPUS products</td>
			<td style="width:153px;"></td>
			<td style="width:144px;">Water repellent: Apply the plexiglass cover</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:172px;">C-Clamp</td>
			<td style="width:109px;">Home Depot</td>
			<td style="width:153px;"></td>
			<td style="width:144px;"></td>
		</tr>
		<tr height="32">
			<td height="32" style="height:32px;width:172px;">Temperature/hygrometer</td>
			<td style="width:109px;">Fisher</td>
			<td style="width:153px;">15-077-963</td>
			<td style="width:144px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:172px;"></td>
			<td style="width:109px;"></td>
			<td style="width:153px;"></td>
			<td style="width:144px;"></td>
		</tr>
		<tr height="44">
			<td height="44" style="height:44px;width:172px;">Peltier devices</td>
			<td style="width:109px;">TE Technology, Inc.</td>
			<td style="width:153px;">HP-127-1.4-1.15-71P</td>
			<td style="width:144px;"></td>
		</tr>
		<tr height="30">
			<td height="30" style="height:30px;width:172px;">Thermometer</td>
			<td style="width:109px;">Fluke</td>
			<td style="width:153px;">Fluke 52II</td>
			<td style="width:144px;"></td>
		</tr>
		<tr height="46">
			<td height="46" style="height:46px;width:172px;">Bench top controller</td>
			<td style="width:109px;">Oven Industries</td>
			<td style="width:153px;">5R6-570-15R and 5R6-570-24R</td>
			<td style="width:144px;"></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;width:172px;">Temperature sensor probe</td>
			<td style="width:109px;">Oven Industries</td>
			<td style="width:153px;">TR67-32</td>
			<td style="width:144px;"></td>
		</tr>
		<tr height="52">
			<td height="52" style="height:52px;width:172px;">Generic 480 Watt ATX power supply</td>
			<td style="width:109px;"></td>
			<td style="width:153px;"></td>
			<td style="width:144px;">computer cooling system</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:172px;">MCR220-QP-RES Dual 120 mm Radiator with reservoir&#160;</td>
			<td style="width:109px;">Swiftech</td>
			<td style="width:153px;"></td>
			<td style="width:144px;">computer cooling system</td>
		</tr>
		<tr height="50">
			<td height="50" style="height:50px;width:172px;">MCP350 In-Line 12V DC pump</td>
			<td style="width:109px;">Swiftech</td>
			<td style="width:153px;"></td>
			<td style="width:144px;">computer cooling system</td>
		</tr>
		<tr height="49">
			<td height="49" style="height:49px;width:172px;">MCW50 graphics Card liquid cooler</td>
			<td style="width:109px;">Swiftech</td>
			<td style="width:153px;"></td>
			<td style="width:144px;">computer cooling system</td>
		</tr>
		<tr height="52">
			<td height="52" style="height:52px;width:172px;">Scythe Kaze-Jyuni SY1225SL12SH fan</td>
			<td style="width:109px;">Crazy PC</td>
			<td style="width:153px;"></td>
			<td style="width:144px;">computer cooling system</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

design and analysis of temperature preference behavior and its circadian rhythm in drosophila

El reloj circadiano regula muchos aspectos de la vida, incluyendo el sueño, la actividad locomotriz y los ritmos de temperatura corporal (BTR)1,2. Recientemente hemos identificado una nueva producción circadiana de Drosophila, llamada ritmo de preferencia de temperatura (TPR), en la que la temperatura preferida en moscas sube durante el día y desciende durante la noche 3. Sorprendentemente, la TPR y la actividad locomotriz se controlan a través de distintas neuronas circadianas3. La actividad locomotriz de Drosophila es una salida de comportamiento circadiana bien conocida y ha proporcionado fuertes contribuciones al descubrimiento de muchos genes y mecanismos conservados del reloj circadiano de mamíferos4. Por lo tanto, la comprensión de TPR llevará a la identificación de mecanismos circadianos moleculares y celulares hasta ahora desconocidos. Aquí, describimos cómo realizar y analizar el ensayo TPR. Esta técnica no solo permite diseccionar los mecanismos moleculares y neuronales de la TPR, sino que también proporciona nuevos conocimientos sobre los mecanismos fundamentales de las funciones cerebrales que integran diferentes señales ambientales y regulan los comportamientos de los animales. Además, nuestros datos publicados recientemente sugieren que la mosca TPR comparte características con el mamífero BTR3. Drosophila son ectotherms, en los cuales la temperatura del cuerpo se regula típicamente comportamiento. Por lo tanto, TPR es una estrategia utilizada para generar una temperatura corporal rítmica en estas moscas5-8. Creemos que la exploración adicional de Drosophila TPR facilitará la caracterización de los mecanismos subyacentes al control de la temperatura corporal en animales.

Un ejemplo del ritmo de preferencia de temperatura se muestra en la Figura 5. Si el procedimiento de comportamiento se realiza con éxito, las moscas deben exhibir un TPR en el que prefieren una temperatura baja por la mañana y una temperatura más alta por la noche. El aumento de ~ 1-1.5 ° C durante el día en la preferencia de temperatura debe observarse durante el transcurso del día, independientemente del fondo genético, ya que mostramos que w1118, yw y canton S <...

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Design and Analysis of Temperature Preference Behavior and its Circadian Rhythm in Drosophila

Recientemente se identificó una nueva producción circadiana de Drosophila, ritmo de preferencia de temperatura (TPR), en el que la temperatura preferida en moscas se eleva durante el día y cae durante la noche. TPR se regula independientemente de otra salida circadiana, actividad locomotriz. Aquí describimos el diseño y análisis de TPR en Drosophila.

Diseño y Análisis Del Comportamiento De Preferencia De Temperatura Y Su Ritmo Circadiano En Drosophila

The circadian clock regulates many aspects of life, including sleep, locomotor activity, and body temperature (BTR) rhythms1,2. We recently identified a ...

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Design and Analysis of Temperature Preference Behavior and its Circadian Rhythm in Drosophila

Unit 1

Alternative Signaling Routes in Gene Expression

SCIENTISTS IN ACTION

8.0K vistas.  Cincinnati Childrens Hospital Medical Center. Recientemente se identificó una nueva producción circadiana de Drosophila, ritmo de preferencia de temperatura (TPR), en el que la temperatura preferida en moscas se eleva durante el día y cae durante la noche. TPR se regula independientemente de otra salida circadiana, actividad locomotriz. Aquí describimos el diseño y análisis de TPR en Drosophila.

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High-resolution Measurement of Odor-Driven Behavior in Drosophila Larvae

Olfactory responses in Drosophila larvae have been traditionally studied in Petri dishes comprising a single peripheral odor source. In this behavioral paradigm, the experimenter usually assumes that the rapid diffusion of odorant molecules from the source leads to the creation of a stable gradient in the dish. To establish a quantitative correlation between sensory inputs and behavioral responses, it is necessary to achieve a more thorough characterization of the odorant stimulus conditions. In this video article, we describe a new method allowing the construction of odorant gradients with stable and controllable geometries. We briefly illustrate how these gradients can be used to screen for olfactory defects (full and partial anosmia) and to study more subtle features of chemotaxis behavior.

In this video article, we describe a new method allowing the construction of odorant gradients with stable and controllable geometries. We briefly illustrate how these gradients can be used to screen for olfactory defects (full and partial anosmia) and to study more subtle features of chemotaxis behavior.

De alta resolución de medición del comportamiento de olor-Driven en larvas de Drosophila

Olfactory responses in Drosophila larvae have been traditionally studied in Petri dishes comprising a single peripheral odor source. In this behavioral ...

Investigación

Biología

Lens Transplantation in Zebrafish and its Application in the Analysis of Eye Mutants

The lens plays an important role in the development of the optic cup[1,2]. Using the zebrafish as a model organism, questions regarding lens development can be addressed. The zebrafish is useful for genetic studies due to several advantageous characteristics, including small size, high fecundity, short lifecycle, and ease of care. Lens development occurs rapidly in zebrafish. By 72 hpf, the zebrafish lens is functionally mature [3]. Abundant genetic and molecular resources are available to support research in zebrafish. In addition, the similarity of the zebrafish eye to those of other vertebrates provides basis for its use as an excellent animal model of human defects[4-7]. Several zebrafish mutants exhibit lens abnormalities, including high levels of cell death, which in some cases leads to a complete degeneration of lens tissues [8]. To determine whether lens abnormalities are due to intrinsic causes or to defective interactions with the surrounding tissues, transplantation of a mutant lens into a wild-type eye is performed. Using fire-polished metal needles, mutant or wild-type lenses are carefully dissected from the donor animal, and transferred into the host. To distinguish wild-type and mutant tissues, a transgenic line is used as the donor. This line expresses membrane-bound GFP in all tissues, including the lens. This transplantation technique is an essential tool in the studies of zebrafish lens mutants.

Lens development involves interactions with other tissues. Several zebrafish eye mutants are characterized by an abnormally small lens size. Here we demonstrate a lens transplantation experiment to determine whether this phenotype is due to intrinsic causes or defective interactions with tissues that surround the lens.

Trasplante de lentes en el pez cebra y su aplicación en el análisis de mutantes de ojos

The lens plays an important role in the development of the optic cup[1,2]. Using the zebrafish as a model organism, questions regarding lens development ...

Studying Mitotic Checkpoint by Illustrating Dynamic Kinetochore Protein Behavior and Chromosome Motion in Living Drosophila Syncytial Embryos

The spindle assembly checkpoint (SAC) mechanism is an active signal, which monitors the interaction between chromosome kinetochores and spindle microtubules to prevent anaphase onset until the chromosomes are properly connected. Cells use this mechanism to prevent aneuploidy or genomic instability, and hence cancers and other human diseases like birth defects and Alzheimer's1. A number of the SAC components such as Mad1, Mad2, Bub1, BubR1, Bub3, Mps1, Zw10, Rod and Aurora B kinase have been identified and they are all kinetochore dynamic proteins2. Evidence suggests that the kinetochore is where the SAC signal is initiated. The SAC prime regulatory target is Cdc20. Cdc20 is one of the essential APC/C (Anaphase Promoting Complex or Cyclosome) activators3 and is also a kinetochore dynamic protein4-6. When activated, the SAC inhibits the activity of the APC/C to prevent the destruction of two key substrates, cyclin B and securin, thereby preventing the metaphase to anaphase transition7,8. Exactly how the SAC signal is initiated and assembled on the kinetochores and relayed onto the APC/C to inhibit its function still remains elusive.
Drosophila is an extremely tractable experimental system; a much simpler and better-understood organism compared to the human but one that shares fundamental processes in common. It is, perhaps, one of the best organisms to use for bio-imaging studies in living cells, especially for visualization of the mitotic events in space and time, as the early embryo goes through 13 rapid nuclear division cycles synchronously (8-10 minutes for each cycle at 25 &deg;C) and gradually organizes the nuclei in a single monolayer just underneath the cortex9.
Here, I present a bio-imaging method using transgenic Drosophila expressing GFP (Green Fluorescent Protein) or its variant-targeted proteins of interest and a Leica TCS SP2 confocal laser scanning microscope system to study the SAC function in flies, by showing images of GFP fusion proteins of some of the SAC components, Cdc20 and Mad2, as the example.

Studying Mitotic Checkpoint by Illustrating Dynamic Kinetochore Protein Behavior and Chromosome Motion in Living Drosophila Syncytial Embryos

The kinetochore is where the SAC initiates its signal monitoring the mitotic segregation of the sister chromatids. A method is described to visualize the recruitment and turnover of one of the kinetochore proteins and its coordination with the chromosome motion in Drosophila embryos using a Leica laser scanning confocal system.

El estudio de puesto de control mitótico, ilustrando comportamiento dinámico de proteínas cinetocoro y el movimiento de cromosomas en vivo<em&gt; Drosophila</em&gt; Los embriones Sincitial

The spindle assembly checkpoint (SAC) mechanism is an active signal, which monitors the interaction between chromosome kinetochores and spindle ...

Extraction and Analysis of Cortisol from Human and Monkey Hair

The stress hormone cortisol (CORT) is slowly incorporated into the growing hair shaft of humans, nonhuman primates, and other mammals. We developed and validated a method for CORT extraction and analysis from rhesus monkey hair and subsequently adapted this method for use with human scalp hair. In contrast to CORT &#34;point samples&#34; obtained from plasma or saliva, hair CORT provides an integrated measure of hypothalamic-pituitary-adrenocortical (HPA) system activity, and thus physiological stress, during the period of hormone incorporation. Because human scalp hair grows at an average rate of 1 cm/month, CORT levels obtained from hair segments several cm in length can potentially serve as a biomarker of stress experienced over a number of months.
In our method, each hair sample is first washed twice in isopropanol to remove any CORT from the outside of the hair shaft that has been deposited from sweat or sebum. After drying, the sample is ground to a fine powder to break up the hair&#39;s protein matrix and increase the surface area for extraction. CORT from the interior of the hair shaft is extracted into methanol, the methanol is evaporated, and the extract is reconstituted in assay buffer. Extracted CORT, along with standards and quality controls, is then analyzed by means of a sensitive and specific commercially available enzyme immunoassay (EIA) kit. Readout from the EIA is converted to pg CORT per mg powdered hair weight. This method has been used in our laboratory to analyze hair CORT in humans, several species of macaque monkeys, marmosets, dogs, and polar bears. Many studies both from our lab and from other research groups have demonstrated the broad applicability of hair CORT for assessing chronic stress exposure in natural as well as laboratory settings.

Cortisol (CORT) accumulates in the growing hair shaft of humans and nonhuman primates. We describe methods for extracting and analyzing hair CORT with high precision and sensitivity. Measurement of hair CORT is particularly well-suited for assessing chronic stress over periods of weeks to months.

Extracción y análisis de cortisol de Derechos Humanos y de mono de pelo

The stress hormone cortisol (CORT) is slowly incorporated into the growing hair shaft of humans, nonhuman primates, and other mammals. We developed and ...

Cytological Analysis of Spermatogenesis: Live and Fixed Preparations of Drosophila Testes

Drosophila melanogaster is a powerful model system that has been widely used to elucidate a variety of biological processes. For example, studies of both the female and male germ lines of Drosophila have contributed greatly to the current understanding of meiosis as well as stem cell biology. Excellent protocols are available in the literature for the isolation and imaging of Drosophila ovaries&#160;and testes3-12. Herein, methods for the dissection and preparation of Drosophila testes for microscopic analysis are described with an accompanying video demonstration. A protocol for isolating testes from the abdomen of adult males and preparing slides of live tissue for analysis by phase-contrast microscopy as well as a protocol for fixing and immunostaining testes for analysis by fluorescence microscopy are presented. These techniques can be applied in the characterization of Drosophila mutants that exhibit defects in spermatogenesis as well as in the visualization of subcellular localizations of proteins.

Cytological Analysis of Spermatogenesis: Live and Fixed Preparations of Drosophila Testes

Methods for isolating and preparing Drosophila testes samples (live and fixed) for imaging by phase-contrast and fluorescence microscopy are described herein.&#160;

Análisis citológico de espermatogénesis: Los preparativos en directo y fijas de<em&gt; Drosophila</em&gt; Testículos

Drosophila melanogaster is a powerful model system that has been widely used to elucidate a variety of biological processes. For example, studies of both ...

Rapid Analysis of Circadian Phenotypes in Arabidopsis Protoplasts Transfected with a Luminescent Clock Reporter

The plant circadian clock allows the anticipation of daily changes to the environment. This anticipation aids the responses to temporally predictable biotic and abiotic stress. Conversely, disruption of circadian timekeeping severely compromises plant health and reduces agricultural crop yields. It is therefore imperative that we understand the intricate regulation of circadian rhythms in plants, including the factors that affect motion of the transcriptional clockwork itself.
Testing circadian defects in the model plant Arabidopsis thaliana (Arabidopsis) traditionally involves crossing specific mutant lines to a line rhythmically expressing firefly luciferase from a circadian clock gene promoter. This approach is laborious, time-consuming, and could be fruitless if a mutant has no circadian phenotype. The methodology presented here allows a rapid initial assessment of circadian phenotypes. Protoplasts derived from mutant and wild-type Arabidopsis are isolated, transfected with a rhythmically expressed luminescent reporter, and imaged under constant light conditions for 5 days. Luminescent traces will directly reveal whether the free-running period of mutant plants is different from wild-type plants. The advantage of the method is that any Arabidopsis line can efficiently be screened, without the need for generating a stably transgenic luminescent clock marker line in that mutant background.

The circadian clock regulates about a third of the Arabidopsis transcriptome, but the percentage of genes that feed back into timekeeping remains unknown. Here we visualize a method to rapidly assess circadian phenotypes in any mutant line of Arabidopsis using luminescent imaging of a circadian reporter transiently expressed in protoplasts.

Análisis rápido de los fenotipos circadianos en Arabidopsis protoplastos transfectadas con un reloj luminiscentes Reportero

The plant circadian clock allows the anticipation of daily changes to the environment. This anticipation aids the responses to temporally predictable ...

Observation and Quantification of Mating Behavior in the Pinewood Nematode, Bursaphelenchus xylophilus

A method for observing and quantifying the mating behavior of the pinewood nematode, Bursaphelenchus xylophilus, was established under a stereomicroscope. To improve the mating efficiency of B. Xylophilus and to increase the chances of mating observation, virgin adults were cultured and used for the investigation. Eggs were obtained by keeping the nematodes in water and allowing the females to lay eggs for 10 min. The second-stage juveniles (J2) were synchronized by incubating the eggs for 24 h at 25 &#176;C in the dark, and the early J4 were obtained by culturing the J2 with grey mold, Botrytis cinerea, for another 52 h. At this time point, most J4 nematodes could be clearly distinguished as being male or female using their genital morphology. The male and female J4 were collected and cultured separately in two different Petri dishes for 24 h to get virgin adult nematodes. A virgin male and a virgin female were paired in a drop of water in the well of a concave slide. The mating behavior was filmed with a video recorder under a stereomicroscope. The whole period of the mating process was 82.8 &#177;3.91 min (mean &#177;SE) and could be divided into 4 different phases: searching, contacting, copulating, and lingering. The mean minutes of duration were 21.8 &#177; 2.0, 28.0 &#177; 1.9, 25.8 &#177; 0.7 and 7.2 &#177; 0.5, respectively. Eleven sub-behaviors were described: cruising, approaching, encountering, touching, hooping, locating, attaching, ejaculating, separating, quiescence, and roaming. Interestingly, obvious intra-sexual competition was observed when one female was grouped with 3 males or one male with 3 females. This protocol is useful and valuable, not only in investigating the mating behavior of B. xylophilus, but also in acting as a reference for ethological studies of other nematodes.

Observation and Quantification of Mating Behavior in the Pinewood Nematode, Bursaphelenchus xylophilus

A protocol for investigating the mating behavior of the pinewood nematode, Bursaphelenchus xylophilus, is presented. Behavioral features of B. xylophilus are described in the mating process.

La observación y cuantificación de la conducta de apareamiento en el nematodo del pino,<em&gt; Bursaphelenchus xylophilus</em

A method for observing and quantifying the mating behavior of the pinewood nematode, Bursaphelenchus xylophilus, was established under a stereomicroscope. ...

Analysis of Arabidopsis thaliana Growth Behavior in Different Light Qualities

Plant biologists often need to observe the growth behavior of their chosen species. To this end, the plants need constant environmental and stable light conditions, which are preferably variable in quantity and quality so that studies under different setups can be conducted. These requirements are met by climatic chambers featuring light emitting diodes (LED) lights, which can &#8211; in contrast to fluorescent lights &#8211; be set to different wavelengths. LEDs are energy conserving and emit virtually no heat even at light intensities, which often constitutes a problem with other light sources. The presented protocol provides a step-by-step guidance of how to program a climatic chamber equipped with variable LED lights as well as describing several approaches for in depth analysis of growth phenotypes. Depending on the experimental set-up various characteristics of the growing plants can be observed and analyzed. Here we describe how to determine fresh weight, leaf area, photosynthetic activity, and stomatal density. We demonstrate that in order to obtain reliable data and draw valid conclusions it is mandatory to use a sufficient number of individuals for statistical evaluation. Taking too few plants for this kind of analysis results in high statistical errors and consequently in less clear interpretations of the data.

Analysis of Arabidopsis thaliana Growth Behavior in Different Light Qualities

Here, we present a protocol for studying plant growth behavior and especially phenotypes in a reproducible manner. We show how to provide variable and at the same time stable light conditions. Proper analyses depend on sufficient sample numbers and valid statistical evaluations.

Análisis del comportamiento de crecimiento de Arabidopsis thaliana en diferentes calidades de luz

Plant biologists often need to observe the growth behavior of their chosen species. To this end, the plants need constant environmental and stable light ...

Circadian Entrainment of Drosophila Melanogaster

Nearly universal among organisms, circadian rhythms coordinate biological activity to earth&#39;s orbit around the sun. To identify factors creating this rhythm and to understand the resulting outputs, entrainment of model organisms to defined circadian time-points is required. Here we detail a procedure to entrain many Drosophila to a defined circadian rhythm. Furthermore, we detail post-entrainment steps to prepare samples for immunofluorescence, nucleic acid, or protein extraction-based analysis.

Here, we detail how to synchronize Drosophila to a circadian day. This is the first, and most important step necessary for studying biological rhythms and chronobiology.

Nearly universal among organisms, circadian rhythms coordinate biological activity to earth&#39;s orbit around the sun. To identify factors creating this ...

Dissecting, Fixing, and Visualizing the Drosophila Pupal Notum

The pupae of Drosophila melanogaster are immobile for several days during metamorphosis, during which they develop a new body with a thin transparent adult integument. Their immobility and transparency make them ideal for in vivo live imaging experiments. Many studies have focused on the dorsal epithelial monolayer of the pupal&#160;notum because of its accessibility and relatively large size. In addition to the studies of epithelial mechanics and development, the notum has been an ideal tissue to study wound healing. After an injury, the entire epithelial repair process can be captured by live imaging over 6-12 h. Despite the popularity of the notum for live imaging, very few published studies have utilized fixed notum samples. Fixation and staining are common approaches for nearly all other Drosophila tissues, taking advantage of the large repertoire of simple cellular stains and antibodies. However, the pupal notum is fragile and prone to curling and distortion after removal from the body, making it challenging to complement live imaging. This protocol offers a straightforward method for fixing and staining the pupal notum, both intact and after laser-wounding. With this technique, the ventral side of the pupa is glued down to a coverslip to immobilize the pupa, and the notum is carefully removed, fixed, and stained. The notum epithelium is mounted on a slide or between two coverslips to facilitate imaging from the tissue&#39;s dorsal or ventral side.

Dissecting, Fixing, and Visualizing the Drosophila Pupal Notum

The present protocol details the preparation and visualization of fixed tissue of the Drosophila pupal notum. It can be used for either intact or wounded tissue, and the original architecture of the tissue is preserved. The procedures for dissecting, fixing, and staining are all described in this article.

Disección, fijación y visualización del Drosophila Pupal Notum

The pupae of Drosophila melanogaster are immobile for several days during metamorphosis, during which they develop a new body with a thin transparent ...