El estudio fue apoyado por becas de investigación de la Transplant Roche Organ Research Foundation (ROTRF) y Astellas. Markus Selzner fue apoyado por un premio de desarrollo ASTS carrera. Matthias Knaak fue apoyado por la beca Astellas Investigación. Damos las gracias a Uwe Mummenhoff y la familia Birmingham por su generoso apoyo.

Una visión general esquemática del protocolo se presenta en la Figura 1. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/51419/51419fig1highres.jpg" /> Figura 1. protocolo de estudio. El diseño del estudio porcino de lesión hepática se basa en un modelo de donación después de la muerte cardíaca (DCD). Después de la disección de los vasos hepáticos, muerte cardiaca se induce seguido por 45 min de isquemia caliente injerto. Para simular un transporte de injerto entre los donantes y receptores hospitales en un entorno clínico, el injerto se almacena en hielo durante 4 h después de frío, de doble descarga. Después de almacenamiento en frío, el órgano se perfunde subnormothermic durante 6 horas con el fin de evaluar la estabilidad de perfusión. En un modelo de trasplante, el tiempo de perfusión podría ser más corto con el fin de recargar el almacenamiento de energía y para evaluar la viabilidad del órgano. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51419/51419fig1large.jpg" target="_blank">Por favor, haga clic en él</a>volver a ver una versión más grande de esta figura. 1. Animales NOTA: los cerdos macho Yorkshire, 30-35 kg, se utilizaron para este estudio. Todos los animales recibieron atención humanitaria en el cumplimiento de los &quot;Principios&quot; de Laboratorio Animal Care &#39;&#39; formulados por la Sociedad Nacional para la Investigación Médica y la &quot;Guía para el Cuidado de Animales de Laboratorio &#39;&quot;, publicado por los Institutos Nacionales de Salud. El Comité de Cuidado Animal del Instituto de Investigación General de Toronto aprobó todos los estudios. 2. Recuperación de Órganos <ol><li> Casa masculinos cerdos Yorkshire en las instalaciones de investigación para 1 semana antes de la perfusión / trasplante para reducir el nivel de estrés y para acostumbrar a los animales a las condiciones de la vivienda. Menos de 2 días de alojamiento dentro de las instalaciones dará lugar a una reacción física inducida por el estrés, que puede alterar el resultado de la perfusión 22,23. </li><li> Anestesiar cerdospor una inyección intramuscular (IM) de una mezcla de ketamina (25 mg / kg), atropina (0,04 mg / kg) y midazolam (0,15 mg / kg). </li><li> Antes de la intubación, asegurar el cerdo respira espontáneamente 2 L de O 2 dosificado con 5% de isoflurano. Rocíe las cuerdas vocales con lidocaína al 2% 2 min antes de la intubación para evitar los espasmos de las cuerdas vocales. Por ejemplo, para un cerdo de 35 kg utilizar un fr 6.5. tubo traqueal. Bloquear el tubo traqueal con 3-5 ml de aire de la habitación. </li><li> Después de la intubación, utilizar la capnografía para confirmar la correcta intubación. Bajar el gas isoflurano al 2%. Ajuste el ventilador para 14-16 respiraciones / min y un volumen corriente de 10 ml / kg de peso corporal. </li><li> Coloque una (iv) catéter 20 G intravenosa en una de las venas de la oreja para permitir la infusión de solución de lactato de Ringer (200 ml por hora). Luego frote el cerdo y la cubrirá con paños estériles. </li><li> Hacer una incisión de línea media seguido de una extensión lateral izquierdo. Use una toalla para cubrir los intestinos grandes y pequeños y colóquelos en el lado izquierdo. </li><li> Infe separadavena cava rior (IVC) y la aorta distal entre sí; aorta se ramifica ligar a la parte de atrás; aislar y arterias renales libres del tejido adherente. </li><li> Divida el ligamento falciforme y el ligamento triangular usando cauterio. </li><li> Soltar la vena porta por una incisión del peritoneo entre el páncreas y la vena portal. Ate venas de drenaje del páncreas a la vena porta. </li><li> Disecar el tronco celíaco por debajo de la vena porta y seguir hacia atrás a la aorta. Rodea la arteria mesentérica con un empate 2-0; rodear las arterias gástricas esplénica y de izquierda, que se ramifican posteriormente al tronco celíaco. Disecar el tronco celíaco de la vena porta. </li><li> Ligar los vasos linfáticos en el ligamento hepatoduodenal para evitar fugas linfático. Divida la arteria gástrica derecha entre los lazos. Ligar las venas más pequeñas. Separe el conducto de la bilis desde el ligamento y se divide distalmente después de la ligadura. </li><li> Diseccionar la aorta detrás del diafragma entre el corazón y tr celíacaunk; colocar un empate 2-0 alrededor de la aorta. </li><li> Soltar el hígado a partir de la cava inferior en el lado derecho usando electro cauterización; utilizar tijeras para la parte superior, entre cava y el hígado. </li><li> Retire la vesícula biliar y cauterizar vasos sangrantes de lecho vesicular. </li><li> Administrar iv 1.000 UI / kg de peso del donante de Heparina. Para un modelo de DCD, inducir un paro cardiaco por inyección intracardiaca de 40 mEq KCl 3 min después de la administración de heparina. Conjunto paro cardiaco como el punto de partida de la isquemia caliente. </li><li> Para la perfusión, recoger 1,6 L de sangre de cerdo en CPDA bolsas (citrato, fosfato, dextrosa, adenosina) inmediatamente después de la muerte cardíaca. Efectuar un lanzamiento suave (2000 xg sin freno). Retire el plasma y la capa leucocitaria en condiciones estériles (de bioseguridad de clase II del gabinete) y almacenar los eritrocitos en CPDA bolsas para transfusión. </li><li> Vena porta cannulate y aorta con líneas de lavado de órganos. Ate los lazos establecidos con anterioridad en torno femoral, renal, esplénica, mesentérica, y el arte gástrica izquierdaerie, así como la aorta superior. Para un modelo de corazón latiendo donante (HBD), realizar la canulación de la aorta y la vena porta en condiciones latidos de su corazón. </li><li> Después de 45 minutos de isquemia caliente, lavar el hígado con (UW) solución de la Universidad de Wisconsin usando doble perfusión a través de la aorta (bolsa de presión) y la vena porta (por gravedad). </li><li> Cortar el hígado de cerdo, dejando a todos los buques que permanezcan mucho tiempo. </li><li> Durante la preparación de back-mesa, sujetar la parte superior del IVC utilizando un Satinsky abrazadera y el hígado a eliminar una segunda vez con aproximadamente 0,5 L de solución de UW retrógradamente a través de IVC inferior hasta que el flujo de salida de la vena porta es clara. </li><li> Ate todas las ramas arteriales de la aorta y tronco celíaco. Realizar una presión de perfusión arterial back-mesa con aproximadamente 0,5 l de solución de UW. </li><li> Lave el conducto biliar usando solución UW. </li><li> Cannulate las partes superior e inferior de la vena cava inferior utilizando un medio &quot;x 3.8&quot; reductores con Luer Lock; canular la vena porta y la arteria hepática utilizando 8.3 &quot;; x 1/4 &quot;y 1/4&quot; x 3.8 &quot;reductores con Luer Lock. Utilice la vena cava superior e inferior como drenaje venoso. </li><li> Coloque el hígado en una bolsa de órganos, cerrar la bolsa de órganos, y almacenar el hígado en hielo hasta que se ha iniciado la perfusión. </li></ol> 3. ex vivo de perfusión de hígado <ol><li> Preparar la solución de perfusión que contiene la solución 2,000 ml Steen, 400 ml de eritrocitos lavados, 550 mg de piruvato de sodio, 100 ml de solución de ácido amino (10% Travasol), 10 mg de gluconato de calcio, 1000 IE de insulina de acción rápida, 1 g de cefazolina, 500 mg metronidazol, y 10.000 UI de heparina. Añadir otras moléculas de la vasodilatación, la inmunosupresión, la compactación de especies reactivas de oxígeno, o tratamiento con células del hígado basado en el protocolo de estudio particular. </li><li> Para el componente de diálisis, utilizar dializado estándar que contiene 3,5 mM de potasio, bicarbonato 25 mM, glucosa 27 mM, así como 275 mg / L piruvato. </li><li> Configure el circuito de perfusión (ver esquema de la figura 2). <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/51419/51419fig2highres.jpg" /> Figura 2. Circuito configurado. Viniendo desde el depósito principal como el punto de partida y final, la solución de perfusión es impulsado por una bomba centrífuga a través de un oxigenador. Justo después de la oxigenación de la solución, el circuito se divide en una línea más pequeña corriendo a una unidad de dializador para la homeostasis del electrolito y una línea más grande en ejecución a un filtro de leucocitos para la reducción de las células blancas de la sangre remanentes (WBC). La solución que se ejecuta a través del dializador devuelve al depósito principal. Después de que el filtro de leucocitos, el circuito se divide otra vez en 2 líneas iguales. Una línea funciona a alta presión (alrededor de 60 mm de Hg) directamente en la aorta para perfundir la arteria hepática. La otra línea desemboca en un segundo depósito. Desde este depósito se perfunde la vena portal. La presión de la perfusión portal depende de la energía de elevación de nivel de la solución del depósito (alrededor de 2-6 mm de Hg). Todos los fluidos son drobjetivó a través de la infraestructura y supra-hepática cava de vuelta al depósito principal. Para la reducción de la gravedad y la perfusión homogénea, el hígado se coloca en una piscina llena de agua con regulación de temperatura. Se separa del agua por una membrana impermeable y que nada en una suspensión de la perfusión. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51419/51419fig2large.jpg" target="_blank">Por favor haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> <ol><li> Recoge todos los fluidos del circuito en un 3 L depósito (reservorio principal) y sujetar la salida. </li><li> Conectar la salida a una bomba centrífuga seguido de un oxigenador comercial. </li><li> Detrás del oxigenador, dividir el tubo en 2 líneas. Conecte una línea a un dializador y escurrir de nuevo en el depósito principal. Conecte la segunda línea a un filtro de reducción de leucocitos. </li><li> Dividir la línea después del filtro de reducción de leucocitos en una línea arterial, que suministra solución de perfusión de la arteria hepática, y un portal vlínea endógeno entrega de solución de perfusión a un segundo depósito, que drena en la vena portal de salida por gravedad. Sujete la entrada del portal. </li><li> Conecte la línea arterial a una línea de vena cava desemboca en el principal reservorio de recolección de líquidos. </li><li> Para la recolección de ascitis o fuga de la solución de perfusión del hígado, preparar una línea de succión conectado al depósito principal. </li></ol></li><li> Soltar la abrazadera de flujo de salida desde el depósito principal y llenar el circuito con la solución de perfusión. Arranque la bomba centrífuga a 1500 revoluciones / min. La solución de perfusión conducirá a través de la línea arterial en la línea de la vena cava de vuelta al depósito principal. Asegúrese de que todo el aire es expulsado del circuito. </li><li> Abra el suministro de gas para el oxigenador. </li><li> Tome el hígado fuera del hielo. Enjuague la solución UW utilizando solución salina. </li><li> Coloque el hígado, con su lado convexo hacia abajo para facilitar el acceso a los vasos, idealmente en un ambiente libre de gravedad para evitarcompresión de órgano en la superficie de contacto. Use un baño de agua y calor refrigerable. Ajuste la temperatura inicial del baño de circuito y el agua a 20 ° C. Cubra el baño de agua con una membrana impermeable y colocar el hígado en esa membrana. Reducir la gravedad de compresión impulsado por sumergir el hígado con una solución de perfusión. </li><li> Reducir la velocidad de la bomba centrífuga a 1.000 revoluciones / min y colocar dos abrazaderas en la conexión de las líneas arteriales y la vena cava. Luego, cortar el tubo entre las abrazaderas. El uso de un conector de 3 vías, unir las dos salidas de cava y conectarlos a la línea de la vena cava. </li><li> Suelte la abrazadera de la línea arterial, vierta la solución de perfusión en la cánula arterial de deshacerse de las burbujas, y conecte la línea a la cánula. Aumente la bomba centrífuga a 1.500 vueltas / min. Suelte la segunda pinza de la línea de la vena cava. </li><li> Suelte la abrazadera del reservorio venoso portal a fin de llenarlo. Deje que la solución de perfusión verter en el portal cannula y conectarlo. Tenga especial cuidado de los niveles de líquidos estables en el depósito portal. </li><li> Conecte las líneas de presión a las Esclusas de Luer de las cánulas arterial, portal y la vena cava. </li><li> Para imitar las condiciones fisiológicas, aplicar tratamientos en el recipiente de la derecha. Inyectar la glucosa en la vena portal y no en la línea arterial con el fin de establecer un gradiente de imitar un mayor gradiente de glucosa venosa portal y la inducción de la síntesis de glucógeno 24,25. </li><li> Después de conectar el hígado al circuito, elevar la temperatura a 33 ° C dentro de 60 min. </li><li> Objetivo para un flujo arterial comenzando en alrededor de 250 ml / min a 40 mmHg. Esto puede llegar a 700 ml / min durante la perfusión una vez que la presión se incrementa hasta 70 mmHg. </li><li> Al comenzar la temperatura, el objetivo de un flujo de la vena porta de 500-600 ml / min a 3-5 mmHg. Después de elevar la temperatura, controlar el flujo venoso portal, que aumentará hasta 1100 ml / min a 4-6 mmHg. Evite sobrepasar la presión portal por encima de physiologicavalores l (alrededor de 8 mmHg) para proteger fenestraciones sinusoidales 26. Evitar sobrepasar el flujo total por encima de 2.000 ml / min con el fin de evitar daños en el órgano. Ajuste el flujo de salida de -2 mmHg bajando el principal reservorio para evitar la congestión del hígado por la obstrucción del flujo funcional. </li><li> Añadir el componente de diálisis para el circuito con el fin de equilibrar la solución de perfusión a los valores predeterminados 27. Ajuste el flujo de dializado de 500 ml / hr. Tome especial atención para ajustar el flujo de salida de diálisis para que la solución de perfusión se diluye ni tampoco se concentró. Dentro de la primera hora de la perfusión del depósito principal debe ser vigilado cuidadosamente! </li><li> Asegurar la oxigenación del tejido homogéneo para recuperar y mantener la función del órgano mediante el uso de un principal componente de la mezcla de gas de O 2 (95-98%) y CO 2 (2-5%). Utilice gas variable durante la perfusión ya que el hígado cambia su metabolismo y su demanda pH durante la perfusión. </li><li> Mantener un pH bajo durante el inicio deperfusión para proteger el órgano mediante el concepto de pH paradoja 28 y evitar daños graves en los tejidos que pueden resultar de conexiones rápidas a pH fisiológico bajo reoxigenación, ya que después de almacenamiento en solución UW, el órgano tenga un pH por debajo de 7 acidótico Ajustar la presión parcial de CO 2 continuamente a 25-30 mmHg modo que el pH alcance un nivel fisiológico dentro de 1 h. </li><li> Añadir bicarbonato de sodio o de potasio para el circuito para lograr una concentración fisiológica de bicarbonato estándar en la solución de perfusión. Inyectar cuidadosamente bajo gas sangre repetitivo y control de electrolito. </li><li> Vigilar la perfusión por periódico venosa y arterial de gases en sangre y AST análisis. El PO 2 venosa permanece por encima de 175 mmHg durante la perfusión. Monitorear el flujo y la presión vascular y nota una perfusión estable por una resistencia vascular constante. </li><li> Mantener el sistema de perfusión estable durante un máximo de 8 horas. Al final del período ex vivo de perfusión, frescopor el sistema de perfusión a 20 ° C y, después de desconectar el tubo del circuito desde el hígado, enjuagar la solución de perfusión a cabo el hígado dualmente con solución UW hielo frío. Almacenar el hígado, una vez más colocado en hielo en una bolsa de órganos estéril. </li></ol>

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V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hypothermic+Machine+Preservation+of+Human+Liver+Allografts:+Markers+of+Reperfusion+Injury+[abstract#+1282].">Hypothermic Machine Preservation of Human Liver Allografts: Markers of Reperfusion Injury [abstract# 1282].</a> Am J Transpl. 7, 476 (2007).</li><li>Tolboom, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Subnormothermic+machine+perfusion+at+both+20&#176;C+and+30&#176;C+recovers+ischemic+rat+livers+for+successful+transplantation.">Subnormothermic machine perfusion at both 20&#176;C and 30&#176;C recovers ischemic rat livers for successful transplantation.</a> J Surg Res. 175 (1), 149-156 (2012).</li><li>Vollmar, B., Menger, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+hepatic+microcirculation:+mechanistic+contributions+and+therapeutic+targets+in+liver+injury+and+repair.">The hepatic microcirculation: mechanistic contributions and therapeutic targets in liver injury and repair.</a> Physiol Rev. 89 (4), 1269-1339 (2009).</li><li>Jamieson, R. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hepatic+steatosis+and+normothermic+perfusion-preliminary+experiments+in+a+porcine+model.">Hepatic steatosis and normothermic perfusion-preliminary experiments in a porcine model.</a> Transplantation. 92 (3), 289-295 (2011).</li></ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

En un modelo de cerdo que imita DCD trasplante de hígado, hemos demostrado que la perfusión del hígado con un subnormothermic celulares resultados solución de perfusión en los parámetros estables de perfusión de hepatocitos, lesión mínima, y ​​metabolismo hepático activo. Nuestra perfusión subnormothermic establecido ha demostrado para recuperar una homeostasis hepatocelular y el metabolismo. Almacenamiento de glucógeno se restaura y metabolitos se descartan. Ex vivo la perfusión del hígado como técnica de conservación ofrece por primera vez la oportunidad de evaluar marcadores de la función del injerto y la lesión durante la preservación de órganos y antes del trasplante. Además de la evaluación macroscópica de la homogeneidad de la perfusión del injerto, los valores de flujo proporcionan un buen indicador de la viabilidad del injerto y el grado de la lesión isquémica que había sufrido anteriormente 29. El consumo de oxígeno y la producción de bilis son marcadores de la función metabólica. Los niveles de enzimas hepáticas como AST se pueden utilizar comoSess el grado y la dinámica de la lesión hepatocelular 30. Esta evaluación exhaustiva injerto puede permitir una discriminación fiable entre órganos trasplantables marginales y no trasplantables. Elegimos una temperatura subnormothermic de 33 ° C en nuestro sistema de perfusión porque la temperatura es suficiente para permitir el metabolismo, así como ATP y la síntesis de glucógeno. Al mismo tiempo, proporciona una demanda de oxígeno disminuido en comparación con la configuración de perfusión normothermic que proporciona seguridad adicional contra la lesión isquémica. En general, las temperaturas de perfusión por encima de 30 ° C han demostrado para minimizar la lesión isquémica en frío y proporcionar suficiente actividad metabólica 31. A diferencia de otros grupos, no usamos sangre entera como perfusión, sino una solución de albúmina-normo osmótica (Steen) con glóbulos rojos lavados y filtrados. Al excluir los componentes del plasma, así como trombocitos y leucocitos, la solución de perfusión es defirmado para minimizar la señalización proinflamatoria durante la perfusión ex vivo. Además de la evaluación de injerto, condiciones de perfusión estables durante varias horas permiten el tratamiento de injerto. Numerosas moléculas han demostrado para atenuar la lesión por reperfusión en condiciones experimentales 32. Sin embargo, casi ningún régimen de tratamiento ha hecho su camino en la práctica clínica, sin embargo. Una de las razones parece ser la falta de oportunidad de aplicar los tratamientos durante el almacenamiento en frío. Un hígado metabólicamente activa en un sistema de perfusión ex vivo es óptimo para aplicar cualquier tipo de tratamiento. En este sentido, no sólo tratamientos para mejorar las condiciones de reperfusión como la atenuación de la actividad de las células de Kupffer o eliminadora de especies de oxígeno reactivas son concebibles sino también tratamientos como la terapia génica para acondicionar el injerto, por ejemplo, contra la hepatitis C recurrencia. Otras estrategias potenciales podrían incluir la reducción en la esteatosis durante la perfusión ex vivoperíodo de 33. En resumen, la perfusión del hígado ex vivo es una nueva estrategia para minimizar la lesión isquémica en frío y para evaluar injertos de hígado marginales antes del trasplante de hígado. El ajuste de la perfusión ex vivo proporciona la oportunidad única de reparación y condiciones injertos antes del trasplante.

El trasplante de hígado es la única opción de tratamiento para los pacientes con enfermedad hepática en fase terminal o el carcinoma hepatocelular avanzado. Durante los últimos 25 años, el número de candidatos en lista de espera ha aumentado gradualmente y superado el número de injertos disponibles. El número de donantes a corazón ha disminuido en la última década. Al mismo tiempo, el número de injertos marginales, tales como la donación después de la muerte cardíaca (DCD), así como hígados grasos viejos y han aumentado 1,2. Injertos marginales a menudo se disminuyeron para el trasplante de hígado debido a la mayor probabilidad de la función incumplimiento o retraso primario del injerto. En los injertos de DCD, el desarrollo de las estenosis biliares de tipo isquémico (ITBS) es motivo de especial preocupación. Con la técnica de conservación en frío estática convencional, ITBS ocurren en aproximadamente el 10-40% de los injertos DCD. En la mayoría de los pacientes, ITBS conduce a re-trasplante o la muerte del paciente. Especialmente prolongados tiempos de isquemia caliente y frío de riesgofactores para ITBS 3-7. La edad del donante, las predisposiciones genéticas (como CCR5 delta 32), y la elección de la solución de preservación también se han discutido como factores de riesgo adicionales 7-10. Microtrombosis parcial de los vasos peribiliary se ha sugerido como mecanismo potencial para ITBS después del trasplante hepático con injertos de DCD 11. Antes de la introducción clínica de trasplante de hígado, ex vivo perfusiones del hígado se han utilizado para estudiar el metabolismo hepático y la fisiología 12,13. Después de un trasplante de hígado encontró su camino en el ámbito clínico en la década de 1960, se han hecho innumerables intentos de utilizar la perfusión ex vivo de hígado como método de conservación mediante la imitación de las condiciones de nutrición y oxigenación fisiológicas. Su utilidad para la preservación de los injertos marginales se ha investigado en la última década, pero no llegar a la atención clínica estándar. Recientemente hemos descrito una reducción de la lesión de la vía biliar en DCD trasplante de hígado perfundido ex vivo por la preservación 14. Se realizaron diferentes enfoques con respecto a la solución de perfusión. La selección abarca desde soluciones celulares como toda la sangre del animal donante o de glóbulos rojos en combinación con plasma humano, a los enfoques acelulares como máquina Universidad de Wisconsin solución, solución IGL, o solución Steen 14-19. La temperatura oscila 4-37 ° C 20. La nomenclatura de hipotermia, subnormothermic y normothermic es muy variables e inconsistentes. Todas las diferentes técnicas, soluciones y configuraciones de temperatura tienen como objetivo 1) condiciones de perfusión estables, 2) de oxigenación suficiente, y 3) el restablecimiento de la función del órgano. Una capacidad de conservación mejorada, así como la capacidad de evaluación y el tratamiento de órganos durante la perfusión normotérmica y subnormothermic se enfrenta a mayor complejidad técnica y los costes en comparación con perfusión hipotérmica 20,21. Hemos desarrollado un sistema de perfusión vivo subnormothermic ex hígado en los últimos 4 años. El sistema se puede utilizar para 1) &quot;recargar&quot; el contenido de energía hepática, 2) para evaluar la calidad del injerto, y para 3) reparar hígados marginales antes del trasplante. El siguiente protocolo contiene toda la información para una perfusión hepática estable.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>circuit</td>
			<td>Maquet (Hirrlingen, GER)</td>
			<td>custom made</td>
			<td>main reservoir (3L, 3/8&#34; outflow)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>-</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>portal reservoir (1.5L, 1/4&#34;, outflow)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>-</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>centrifugal pump</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>-</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>oxygenator</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>-</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>leukocyte filter</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>tubing (1/4&#34; x 1/16&#34;)</td>
			<td>Raumedic (Helmbrechts, GER)</td>
			<td>MED7506</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>tubing (3/8&#34; x 3/32&#34;)</td>
			<td>Raumedic (Helmbrechts, GER)</td>
			<td>MED7536</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>tubing connectors</td>
			<td>Raumedic (Helmbrechts, GER)</td>
			<td></td>
			<td>various sizes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>dialysis filter, Optiflux F160NR</td>
			<td>Fresenius Medical Care (Waltham, MA)</td>
			<td>F160NR</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>STEEN solution</td>
			<td>XVIVO (G&#246;teborg, SWE)</td>
			<td>19004</td>
			<td>2L</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>dialysis acid concentrate A</td>
			<td>Baxter (Mississauga, ON)</td>
			<td>D12188M</td>
			<td>45ml</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>amino acid, Travasol 10%</td>
			<td>Baxter (Mississauga, ON)</td>
			<td>JB6760</td>
			<td>100ml</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium Pyruvate</td>
			<td>Sigma-Aldrich (St. Louis, MO)</td>
			<td>P2256</td>
			<td>1.1g</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin</td>
			<td>Sandoz Canada Inc (Toronto, ON)</td>
			<td>10750</td>
			<td>40000 iU</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Calcium Gluconate</td>
			<td>Pharmaceutical Partners of Canada (Richmond Hill, ON)</td>
			<td>C31110</td>
			<td>10mg</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>fast acting Insulin</td>
			<td>various vendors</td>
			<td></td>
			<td>1000 iU</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cefazoline</td>
			<td>various vendors</td>
			<td></td>
			<td>1g</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Metronidazole</td>
			<td>Baxter (Mississauga, ON)</td>
			<td>JB3401</td>
			<td>500mg</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

technique of subnormothermic ex vivo liver perfusion for the storage, assessment, and repair of marginal liver grafts

El éxito del trasplante de hígado se ha traducido en una dramática escasez de órganos. En la mayoría de las regiones de trasplante 20-30% de los pacientes en lista de espera para un trasplante de hígado mueren sin recibir un trasplante de órganos o se retiraron por progresión de la enfermedad. Una de las estrategias para aumentar el número de donantes es la utilización de injertos marginales, tales como hígados grasos, los injertos procedentes de donantes mayores, o la donación después de la muerte cardíaca (DCD). La técnica de conservación actual de almacenamiento estático en frío sólo se tolera mal por hígados marginales que resultan en daño a órganos importantes. Además, el almacenamiento de órganos en frío estática no permite la evaluación del injerto o reparación antes del trasplante. Estas deficiencias de conservación estática en frío han provocado un interés en la preservación de órganos perfundidos tibia para reducir la lesión de isquemia fría, evaluar los injertos hepáticos durante la conservación, y explorar la posibilidad de reparar hígados marginales antes del trasplante. Las pres óptimascondiciones seguras y de flujo, temperatura de perfusión, la composición de la solución de perfusión y la necesidad de un portador de oxígeno ha sido controvertida en el pasado. A pesar de los resultados prometedores en diversos estudios en animales, la complejidad y los costes han impedido una aplicación clínica más amplia hasta ahora. Recientemente, con una mejora de la tecnología y una mejor comprensión de la fisiología hepática durante la perfusión ex vivo el resultado del calentamiento de la perfusión hepática ha mejorado y consistentemente buenos resultados se puede lograr. Este artículo le proporcionará información acerca de la recuperación del hígado, las técnicas de almacenamiento, y la perfusión aislada de hígado en cerdos. Vamos a ilustrar a) los requisitos para garantizar un suministro suficiente de oxígeno al órgano, b) las consideraciones técnicas sobre la máquina de perfusión y la solución de perfusión, y c) los aspectos bioquímicos de órganos aislados.

A continuación, se presentan los resultados de 5 experimentos de perfusión con DCD-injertos después de 45 min de calentamiento y la isquemia de 4 h en frío antes del inicio de la subnormothermic perfusión ex vivo. El objetivo principal de una perfusión del hígado ex vivo es asegurar un suministro de oxígeno suficiente para el órgano. La isquemia produce vasoconstricción, aumentando así la resistencia a la perfusión. El logro de los flujos vasculares con constantes presiones estables es un buen indicador de la oxigenación adecuada. Durante un período de inducción de 1-2 h, la solución de perfusión y el órgano se calientan hasta 33 ° C, la cual decesos la resistencia vascular del hígado. Una vez que se alcanza la temperatura objetivo de 33 ° C, los valores de flujo de nivel en un rango constante, casi fisiológico para el resto del tiempo de perfusión 6 hr (Figuras 3A-3D). Al mismo tiempo, el órgano se convierte metabólicamente activo. Figura 4A muestra la pO venosa &lt;sub&gt; 2, un marcador del consumo de oxígeno. Dentro de la 2 hr inicial los venosos pO 2 descensos a una meseta constante. En este estado metabólicamente activo, el hígado comienza a producir bilis (Figura 4B). El dializador proporciona una homeostasis electrolítica equilibrada (Figuras 4C-4D). Un hiperpotasemia inicial se estabilizó rápidamente. Medición de AST en línea sirve como seguimiento de daño hepatocelular. Figura 5 muestra sólo un aumento superficial AST lineal a lo largo de todo el período de perfusión. Tinción H &amp; E después de 6 horas de la perfusión revela necrosis de hepatocitos &lt;5%, con un lobular intacta y estructura sinusoidal (Figura 6). Tinción PAS en el mismo punto de tiempo muestra repone el almacenamiento de glucógeno celular en comparación con el almacenamiento agotado DCD-injertos conservados en frío (Figura 7). <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/51419/51419fig3highres.jpg" /> Figura 3. flujos de perfusión y la presión (n = 5, las barras de error muestran la desviación estándar). (A, B) de la arteria hepática (HA) de flujo y presión: Durante la fase de calentamiento en la primera 1-2 horas, el caudal aumenta a presiones estables y es constante después. En cuanto a la presión venosa portal decreciente (C), el aumento del flujo de HA hacia el final de la perfusión puede ser una reacción de autorregulación del hígado. (C, D) La venoso portal (PV) aumenta el flujo correspondiente al flujo durante HA las primeras 2 horas de calentamiento. Las presiones se mantienen relativamente estables. <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/51419/51419fig4highres.jpg" /> Figura 4. Parámetros de control (n = 5, las barras de error muestran la desviación estándar). (A) La pO 2 venosa como un marcador de la demanda de oxígeno y la actividad metabólica disminuye dentro de la fase inicial de calentamiento debido a cellula activadometabolismo r; se mantiene estable después (B) La producción de bilis como un marcador de actividad metabólica se inicia a temperaturas alrededor de 30 ° C y, por tanto, entre la primera y la segunda hora de la perfusión (C, D) El dializador asegura la homeostasis del electrolito..; una hiperpotasemia inicial es rápidamente equilibrada. <img alt="Figura 5" src="/files/ftp_upload/51419/51419fig5highres.jpg" /> Figura 5. AST (n = 5, las barras de error muestran la desviación estándar) AST es un marcador sensible de daño hepatocelular.; el aumento superficial sugiere que no hay una lesión importante durante la perfusión ex vivo. <img alt="Figura 6" src="/files/ftp_upload/51419/51419fig6highres.jpg" /> Figura 6 H &amp; E tinción (aumento 20X). (A) muestra Sham hígado antes de isquemia caliente, un lóbulo del hígado representante con Architectur intactae. (B) muestra de hígado después de 45 min de isquemia caliente, 4 h de isquemia fría, y 6 hr de la perfusión subnormothermic, la arquitectura lobular está intacto sin necrosis y sólo hinchazón célula mínima, los espacios sinusoidales están ligeramente dilatados en comparación con el muestra simulada.

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Technique of Subnormothermic Ex Vivo Liver Perfusion for the Storage, Assessment, and Repair of Marginal Liver Grafts

Injertos marginales, tales como hígados grasos, los injertos procedentes de donantes de edad avanzada, o hígados recuperados después de la muerte cardíaca (DCD) toleran el almacenamiento estático convencional, fría solamente mal. Hemos desarrollado un novedoso modelo de subnormothermic vivo de perfusión ex hígado para su conservación, evaluación y reparación de los injertos hepáticos marginales antes del trasplante.

Técnica de Subnormothermic<em&gt; Ex Vivo</em&gt; Perfusión hepática para el Almacenamiento, Evaluación y Reparación de marginales injertos hepáticos

The success of liver transplantation has resulted in a dramatic organ shortage. In most transplant regions 20-30% of patients on the waiting list for ...

technique-subnormothermic-ex-vivo-liver-perfusion-for-storage

Research

JoVE Journal

Medicine

Technique of Subnormothermic Ex Vivo Liver Perfusion for the Storage, Assessment, and Repair of Marginal Liver Grafts

14.7K vistas.  Toronto General Hospital.  Injertos marginales, tales como hígados grasos, los injertos procedentes de donantes de edad avanzada, o hígados recuperados después de la muerte cardíaca (DCD) toleran el almacenamiento estático convencional, fría solamente mal. Hemos desarrollado un novedoso modelo de subnormothermic vivo de perfusión ex hígado para su conservación, evaluación y reparación de los injertos hepáticos marginales antes del trasplante. 

Video: Technique of Subnormothermic Ex Vivo Liver Perfusion for the Storage, Assessment, and Repair of Marginal Liver Grafts

Steps for the Autologous Ex vivo Perfused Porcine Liver-kidney Experiment

The use of ex vivo perfused models can mimic the physiological conditions of the liver for short periods, but to maintain normal homeostasis for an extended perfusion period is challenging. We have added the kidney to our previous ex vivo perfused liver experiment model to reproduce a more accurate physiological state for prolonged experiments without using live animals. Five intact livers and kidneys were retrieved post-mortem from sacrificed pigs on different days and perfused for a minimum of 6 hr. Hourly arterial blood gases were obtained to analyze pH, lactate, glucose and renal parameters. The primary endpoint was to investigate the effect of adding one kidney to the model on the acid base balance, glucose, and electrolyte levels. The result of this liver-kidney experiment was compared to the results of five previous liver only perfusion models. In summary, with the addition of one kidney to the ex vivo liver circuit, hyperglycemia and metabolic acidosis were improved. In addition this model reproduces the physiological and metabolic responses of the liver sufficiently accurately to obviate the need for the use of live animals. The ex vivo liver-kidney perfusion model can be used as an alternative method in organ specific studies. It provides a disconnection from numerous systemic influences and allows specific and accurate adjustments of arterial and venous pressures and flow.

Steps for the Autologous Ex vivo Perfused Porcine Liver-kidney Experiment

Study of the animal organ physiology can be achieved by performing an experimental ex vivo perfusion system. The addition of a porcine kidney, as a homeostatic organ to our previously developed ex vivo liver perfusion model can be a principal step to achieve a better physiological environment.

The use of ex vivo perfused models can mimic the physiological conditions of the liver for short periods, but to maintain normal homeostasis for an ...

Investigación

Medicina

Procedure for Human Saphenous Veins Ex Vivo Perfusion and External Reinforcement

The mainstay of contemporary therapies for extensive occlusive arterial disease is venous bypass graft. However, its durability is threatened by intimal hyperplasia (IH) that eventually leads to vessel occlusion and graft failure. Mechanical forces, particularly low shear stress and high wall tension, are thought to initiate and to sustain these cellular and molecular changes, but their exact contribution remains to be unraveled. To selectively evaluate the role of pressure and shear stress on the biology of IH, an ex&#160;vivo perfusion system (EVPS) was created to perfuse segments of human saphenous veins under arterial regimen (high shear stress and high pressure). Further technical innovations allowed the simultaneous perfusion of two segments from the same vein, one reinforced with an external mesh. Veins were harvested using a no-touch technique and immediately transferred to the laboratory for assembly in the EVPS. One segment of the freshly isolated vein was not perfused (control, day 0). The two others segments were perfused for up to 7 days, one being completely sheltered with a 4 mm (diameter) external mesh. The pressure, flow velocity, and pulse rate were continuously monitored and adjusted to mimic the hemodynamic conditions prevailing in the femoral artery. Upon completion of the perfusion, veins were dismounted and used for histological and molecular analysis. Under ex&#160;vivo conditions, high pressure perfusion (arterial, mean = 100 mm Hg) is sufficient to generate IH and remodeling of human veins. These alterations are reduced in the presence of an external polyester mesh.

Procedure for Human Saphenous Veins Ex Vivo Perfusion and External Reinforcement

The mechanisms leading to the development of intimal hyperplasia (IH) and vein graft failure are still poorly understood. This study describes an ex&#160;vivo system to perfuse human veins under controlled flow and pressure. Furthermore the efficiency of external mesh reinforcement to limit the development of IH was evaluated.

Procedimiento para safena humana Venas<em&gt; Ex Vivo</em&gt; Perfusión y refuerzo externo

The mainstay of contemporary therapies for extensive occlusive arterial disease is venous bypass graft. However, its durability is threatened by intimal ...

Isolated Hepatic Perfusion as a Treatment for Liver Metastases of Uveal Melanoma

Isolated hepatic perfusion (IHP) is a procedure where the liver is surgically isolated and perfused with a high concentration of the chemotherapeutic agent melphalan. Briefly, the procedure starts with the setup of a percutaneous veno-venous bypass from the femoral vein to the external jugular vein. Via a laparotomy, catheters are then inserted into the proper hepatic artery and the caval vein. The portal vein and the caval vein, both supra- and infrahepatically, are then clamped. The arterial and venous catheters are connected to a heart lung machine and the liver is perfused with melphalan (1 mg/kg body weight) for 60 min. This way it is possible to locally perfuse the liver with a high dose of a chemotherapeutic agent, without leakage to the systemic circulation.
In previous studies including patients with isolated liver metastases of uveal melanoma, an overall response rate of 33-100% and a median survival between 9 and 13 months, have been reported. The aim of this protocol is to give a clear description of how to perform the procedure and to discuss IHP as a treatment option for liver metastases of uveal melanoma.

Here, we present a protocol how to perform an isolated liver perfusion (IHP) with melphalan and we also discuss IHP as a treatment option for liver metastases of uveal melanoma.

Aislado hepática de perfusión como un tratamiento para las metástasis hepáticas de melanoma uveal

Isolated hepatic perfusion (IHP) is a procedure where the liver is surgically isolated and perfused with a high concentration of the chemotherapeutic ...

Ex Situ Normothermic Machine Perfusion of Donor Livers

In contrast to conventional static cold preservation (0-4 &#176;C), ex situ machine perfusion may provide better preservation of donor livers. Continuous perfusion of organs provides the opportunity to improve organ quality and allows ex situ viability assessment of donor livers prior to transplantation. This video article provides a step by step protocol for ex situ normothermic machine perfusion (37 &#176;C) of human donor livers using a device that provides a pressure and temperature controlled pulsatile perfusion of the hepatic artery and continuous perfusion of the portal vein. The perfusion fluid is oxygenated by two hollow fiber membrane oxygenators and the temperature can be regulated between 10 &#176;C and 37 &#176;C. During perfusion, the metabolic activity of the liver as well as the degree of injury can be assessed by biochemical analysis of samples taken from the perfusion fluid. Machine perfusion is a very promising tool to increase the number of livers that are suitable for transplantation.

Ex Situ Normothermic Machine Perfusion of Donor Livers

Here we present a protocol describing oxygenated ex situ machine perfusion of donor liver grafts. This article contains a step by step protocol to procure and prepare the liver graft for machine perfusion, prepare the perfusion fluid, prime the perfusion machine and perform oxygenated normothermic machine perfusion of the liver graft.

Ex Situ Normotérmica máquina de perfusión de hígados de donantes

In contrast to conventional static cold preservation (0-4 &#176;C), ex situ machine perfusion may provide better preservation of donor livers. Continuous ...

Functional Human Liver Preservation and Recovery by Means of Subnormothermic Machine Perfusion

There is currently a severe shortage of liver grafts available for transplantation. Novel organ preservation techniques are needed to expand the pool of donor livers. Machine perfusion of donor liver grafts is an alternative to traditional cold storage of livers and holds much promise as a modality to expand the donor organ pool. We have recently described the potential benefit of subnormothermic machine perfusion of human livers. Machine perfused livers showed improving function and restoration of tissue ATP levels. Additionally, machine perfusion of liver grafts at subnormothermic temperatures allows for objective assessment of the functionality and suitability of a liver for transplantation. In these ways a great many livers that were previously discarded due to their suboptimal quality can be rescued via the restorative effects of machine perfusion and utilized for transplantation. Here we describe this technique of subnormothermic machine perfusion in detail. Human liver grafts allocated for research are perfused via the hepatic artery and portal vein with an acellular oxygenated perfusate at 21 &#176;C.

We describe a method of ex vivo machine perfusion of human liver grafts at subnormothermic temperature (21 &#176;C).

Funcional hígado humano Conservación y Recuperación de Medios de Subnormothermic máquina de perfusión

There is currently a severe shortage of liver grafts available for transplantation.  Novel organ preservation techniques are needed to expand the pool of ...

Normothermic Ex Vivo Kidney Perfusion for the Preservation of Kidney Grafts prior to Transplantation

Kidney transplantation has become a well-established treatment option for patients with end-stage renal failure. The persisting organ shortage remains a serious problem. Therefore, the acceptance criteria for organ donors have been extended leading to the usage of marginal kidney grafts. These marginal organs tolerate cold storage poorly resulting in increased preservation injury and higher rates of delayed graft function. To overcome the limitations of cold storage, extensive research is focused on alternative normothermic preservation methods.
Ex vivo normothermic organ perfusion is an innovative preservation technique. The first experimental and clinical trials for ex vivo lung, liver, and kidney perfusions demonstrated favorable outcomes.
In addition to the reduction of cold ischemic injury, the method of normothermic kidney storage offers the opportunity for organ assessment and repair. This manuscript provides information about kidney retrieval, organ preservation techniques, and isolated ex vivo normothermic kidney perfusion (NEVKP) in a porcine model. Surgical techniques, set up for the perfusion solution and the circuit, potential assessment options, and representative results are demonstrated.

Normothermic Ex Vivo Kidney Perfusion for the Preservation of Kidney Grafts prior to Transplantation

The severe organ shortage has resulted in increased use of marginal kidney grafts for transplantation. This has triggered interest in alternative storage methods, since marginal grafts especially tolerate cold storage poorly. The technique of normothermic ex vivo kidney perfusion (NEVKP) represents a novel preservation method for kidney grafts prior to &#160;transplantation.

Normotérmica<em&gt; Ex Vivo</em&gt; Perfusión renal para la Preservación de riñón Injertos antes del trasplante

Kidney transplantation has become a well-established treatment option for patients with end-stage renal failure. The persisting organ shortage remains a ...

Method of Direct Segmental Intra-hepatic Delivery Using a Rat Liver Hilar Clamp Model

Major hepatic surgery with inflow occlusion, and liver transplantation, necessitate a period of warm ischemia, and a period of reperfusion leading to ischemia/reperfusion (I/R) injury with myriad negative consequences. Potential I/R injury in marginal organs destined for liver transplantation contributes to the current donor shortage secondary to a decreased organ utilization rate. A significant need exists to explore hepatic I/R injury in order to mediate its impact on graft function in transplantation. Rat liver hilar clamp models are used to investigate the impact of different molecules on hepatic I/R injury. Depending on the model, these molecules have been delivered using inhalation, epidural infusion, intraperitoneal injection, intravenous administration or injection into the peripheral superior mesenteric vein. A rat liver hilar clamp model has been developed for use in studying the impact of pharmacologic molecules in ameliorating I/R injury. The described model for rat liver hilar clamp includes direct cannulation of the portal supply to the ischemic hepatic segment via a side branch of the portal vein, allowing for direct segmental hepatic delivery. Our approach is to induce ischemia in the left lateral and median lobes for 60 min, during which time the substance under study is infused. In this case, pegylated-superoxide dismutase (PEG-SOD), a free radical scavenger, is infused directly into the ischemic segment. This series of experiments demonstrates that infusion of PEG-SOD is protective against hepatic I/R injury. Advantages of this approach include direct injection of the molecule into the ischemic segment with consequent decrease in volume of distribution and reduction in systemic side effects.

A unique rat liver hilar clamp model was developed for studying the impact of pharmacologic molecules in ameliorating ischemia-reperfusion injury. This model includes direct cannulation of the portal supply to the ischemic liver segment via a branch of the portal vein, allowing for direct hepatic delivery.

Método de la entrega directa segmentaria intra-hepática utilizando un modelo de hígado de rata hiliar abrazadera

Major hepatic surgery with inflow occlusion, and liver transplantation, necessitate a period of warm ischemia, and a period of reperfusion leading to ...

Assessment of Plasma Coagulation on Liver Tissue in a Large Animal Model In Vivo

Plasma coagulation as a form of electrocautery is used in liver surgery for decades to seal the large liver cut surface after major hepatectomy to prevent hemorrhages at a later stage. The exact effects of plasma coagulation on liver tissue are only poorly examined. In our porcine model, the coagulation effects can be examined close to the clinical application. A combined laser Doppler flowmeter and spectrophotometer documents microcirculation changes during coagulation at 8 mm tissue depth noninvasively, providing quantifiable information about hemostasis beyond the subjective clinical impression. The temperature at coagulation site is assessed with an infrared thermometer prior and post coagulation and with a thermographic camera during coagulation, a measurement of the gas beam temperature is not possible due to the upper threshold of the devices. The depth of coagulation is measured microscopically on hematoxylin/eosin stained sections after calibration with an object micrometer and gives an exact information about the power setting-coagulation depth-relation. The sealing effect is examined on the bile ducts as it is not possible for a plasma coagulator to seal larger blood vessels. Burst pressure experiments are carried out on explanted organs to rule out blood pressure related effects.

Assessment of Plasma Coagulation on Liver Tissue in a Large Animal Model In Vivo

Here we present a protocol to experimentally assess plasma coagulation in liver tissue in vivo. In a porcine model, microcirculation is examined by laser Doppler, coagulation depth is measured histologically, temperature at coagulation site by infrared thermometer and thermographic camera, and duct sealing effect is documented by burst pressure experiments.

Evaluación de la coagulación con Plasma en tejido del hígado en un modelo Animal grande en Vivo

Plasma coagulation as a form of electrocautery is used in liver surgery for decades to seal the large liver cut surface after major hepatectomy to prevent ...

A Small Animal Model of Ex Vivo Normothermic Liver Perfusion

There is a significant shortage of liver allografts available for transplantation, and in response the donor criteria have been expanded. As a result, normothermic ex vivo liver perfusion (NEVLP) has been introduced as a method to evaluate and modify organ function. NEVLP has many advantages in comparison to hypothermic and subnormothermic perfusion including reduced preservation injury, restoration of normal organ function under physiologic conditions, assessment of organ performance, and as a platform for organ repair, remodeling, and modification. Both murine and porcine NEVLP models have been described. We demonstrate a rat model of NEVLP and use this model to show one of its important applications &#8212; the use of a therapeutic molecule added to liver perfusate. Catalase is an endogenous reactive oxygen species (ROS) scavenger and has been demonstrated to decrease ischemia-reperfusion in the eye, brain, and lung. Pegylation has been shown to target catalase to the endothelium. Here, we added pegylated-catalase (PEG-CAT) to the base perfusate and demonstrated its ability to mitigate liver preservation injury. An advantage of our rodent NEVLP model is that it is inexpensive in comparison to larger animal models. A limitation of this study is that it does not currently include post-perfusion liver transplantation. Therefore, prediction of the function of the organ post-transplantation cannot be made with certainty. However, the rat liver transplant model is well established and certainly could be used in conjunction with this model. In conclusion, we have demonstrated an inexpensive, simple, easily replicable NEVLP model using rats. Applications of this model can include testing novel perfusates and perfusate additives, testing software designed for organ evaluation, and experiments designed to repair organs.

A Small Animal Model of Ex Vivo Normothermic Liver Perfusion

There is a significant liver donor shortage, and criteria for liver donors have been expanded. Normothermic ex vivo liver perfusion (NEVLP) has been developed to evaluate and modify organ function. This study demonstrates a rat model of NEVLP and tests the ability of pegylated-catalase, to mitigate liver preservation injury.

Un pequeño modelo de la perfusión hepática normotérmica Ex Vivo

There is a significant shortage of liver allografts available for transplantation, and in response the donor criteria have been expanded. As a result, ...

Murine Precision-Cut Liver Slices as an Ex Vivo Model of Liver Biology

Understanding the mechanisms of liver injury, hepatic fibrosis, and cirrhosis that underlie chronic liver diseases (i.e., viral hepatitis, non-alcoholic fatty liver disease, metabolic liver disease, and liver cancer) requires experimental manipulation of animal models and in vitro cell cultures. Both techniques have limitations, such as the requirement of large numbers of animals for in vivo manipulation. However, in vitro cell cultures do not reproduce the structure and function of the multicellular hepatic environment. The use of precision-cut liver slices is a technique in which uniform slices of viable mouse liver are maintained in laboratory tissue culture for experimental manipulation. This technique occupies an experimental niche that exists between animal studies and in vitro cell culture methods. The presented protocol describes a straightforward and reliable method to isolate and culture precision-cut liver slices from mice. As an application of this technique, ex vivo liver slices are treated with bile acids to simulate cholestatic liver injury and ultimately assess the mechanisms of hepatic fibrogenesis.

This protocol provides a simple and reliable method for the production of viable precision-cut liver slices from mice. The ex vivo tissue samples can be maintained under laboratory tissue culture conditions for multiple days, providing a flexible model to examine liver pathobiology.

Rebanadas de hígado cortadas con precisión de la murino como modelo Ex Vivo de biología hepática

Understanding the mechanisms of liver injury, hepatic fibrosis, and cirrhosis that underlie chronic liver diseases (i.e., viral hepatitis, non-alcoholic ...