La financiación de los Institutos Nacionales de Salud (otorga R01EB008678, R01DK096075, R01DK084053, R00DK088962 y DK103500 F32), CIMIT Proyecto No. 12-1732 y los Hospitales Shriners para Niños Se agradece. Nos gustaría reconocer y agradecer el Banco de Órganos de Nueva Inglaterra para apoyar este trabajo.

La utilización de tejidos humanos debe ser revisada por un comité de revisión institucional (IRB) o equivalente. El trabajo que se describe aquí fue aprobado y declarado exento por el Hospital de la Junta de Revisión Institucional General de Massachusetts (núm 2011P001496). 1. Preparación de la solución <ol><li> Agregar asépticamente suplementos para rojo fenol libre de Williams &#39;E medio como se indica en la Tabla 1. La solución debe prepararse fresco antes de su uso. La insulina se debe añadir justo antes de su uso. </li></ol> 2. Volver Preparación Tabla del Hígado <ol><li> Publicar un tazón órgano lleno de hielo sobre una superficie estéril, cubierta. Retire el hígado de la caja, dejando en la bolsa de solución de preservación fría. Mantenga el hígado en su mayoría sumergidos. </li><li> Identificar la arteria hepática (HA), que se encuentra distal al parche aórtico. Diseccionar libre la arteria para revelar varias ramas cortadas a lo largo de la longitud con tijeras Metzenbaum. Cuidadosamente dissect toda la longitud de la arteria para evitar la ruptura de un vaso que suministra el hígado. No corte ni atar las ramas que no tienen un final visible. </li><li> Tie fuera de todas las ramas arteriales que no hayan entregado el hígado usando sutura de seda que van desde el tamaño de 0 a 4-0, dependiendo del tamaño de la embarcación. Cerrar ramas que son demasiado cortos para empatar o agujeros en la arteria con una puntada de 7-0 prolene. Lazo y cortó las arterias gástricas esplénica e izquierda cerca de su origen en el tronco celíaco. </li><li> Retire el parche aórtico cortando el tronco celíaco directamente debajo del parche. Cannulate tronco celíaco utilizando la cánula aórtica. </li><li> Identificar la vena porta (VP) y sin rodeos diseccionarlo libre. Ate las ramas y canular el PV con el segmento preparada de tamaño 24 tubos. </li><li> Eliminar secciones de diafragma de la vena cava suprahepática, sin cortar la vena sí mismo. Caudal de salida de los desagües de vena cava directamente en la cámara de órganos. </li><li> Cortar 2 circunferencia-timuestras DICIÓN (2-3 mm de longitud) desde el extremo del conducto biliar común; congelamiento rápido uno en nitrógeno líquido (almacenar a -80 ° C) y almacenar el otro en 10% de formalina tamponada, para el análisis histológico del tejido y, respectivamente. Canular el conducto biliar común con el recipiente de cánula y un tubo de drenaje de tubo de oxigenador de membrana. </li><li> Identificar y ligar el conducto cístico con un empate 0 seda. El conducto cístico se encuentra entre el conducto biliar común y la vesícula biliar. </li><li> Conecte el tubo de descarga fijado a las bolsas de helados de solución de lactato de Ringer (LR) y cebe el tubo, eliminando todo el aire. </li><li> Ajuste el regulador de flujo en la tubería de descarga a un goteo lento. Antes de conectar el tubo de descarga a la cánula de la vena portal, ocluir la vena portal con los dedos en el hilio y llenar la cánula y la vena con lavado para eliminar el aire de la vena portal. No elevar la bolsa de más de 20 cm por encima de la altura del hígado durante el lavado en frío para evitar una presión excesiva sobre lavena. </li><li> Durante el breve ras ocluir el PV en el punto más bajo. Examine el PV de fugas. Ramas del buque pueden cerrarse como se describe anteriormente. Enjuague el hígado a través del PV con un total de 2 L de LR enfriado con hielo. </li><li> Repita los pasos del 2,10, 2,11 para la HA con 1 l de LR. </li></ol> 3. Cebado del Sistema SNMP <ol><li> Primer dispositivo de perfusión mediante la adición de 2 L de líquido de perfusión (21 ° C) a la taza del órgano y de iniciar el dispositivo para cebar el tubo. Siga las instrucciones del dispositivo para prepararse para la perfusión, ajustar la temperatura a 21 ° C. Comience con presiones de 3 mmHg y 30 mmHg en el PV y HA, respectivamente. Abra el tanque de gas y establecer a un flujo de 3 L / min. </li><li> Tomar una muestra de gases en sangre tanto de la entrada de HA y PV dibujando una muestra de 0,3 ml a partir de los puertos de muestreo y ejecutarlo en la máquina de análisis de gases en sangre de acuerdo con las instrucciones del fabricante. Confirme la oxigenación adecuada (PO 2&gt; 700 mmHg) y pH (7,35-7,45). </li><li> Antes de que el hígado está conectado tomar una muestra del líquido de perfusión 1,0 ml como a = 0 medición en un tubo Eppendorf y se almacena a -80 ° C. Corta dos ± 250 biopsias de cuña mg de hígado usando una cuchilla de acero de un solo filo; complemento congelar uno en nitrógeno líquido (conservar a -80 ° C) y almacenar la otra en formalina al 10%. Pesar el hígado antes de la perfusión. </li></ol> 4. hígado humano de perfusión <ol><li> Transferir el hígado para el dispositivo. Conecte la entrada PV a la cánula PV, después de eliminar el aire del PV como en el paso 2.10. Conectar el HA de una manera similar. Establezca PV y la presión HA a 3 y 30 mmHg. El hígado se debe casi sumergido por perfusión. Cubra cualquier superficies secas, incluyendo los vasos de flujo de entrada, con una gasa estéril húmedo para prevenir la deshidratación </li><li> Dejar escurrir el tubo de bilis en un contenedor de recogida. Asegúrese de que la apertura de la fuga de bilis está en el nivel del hígado o inferior para permitir la bilis para ejecutar out libremente. </li><li> Caudales Target son 275-325 ml / min.kg y 50-100 ml / min.kg para el PV y HA respectivamente una vez que el hígado se ha calentado a 21 ° C. Puesto que cada hígado reacciona de manera diferente a la perfusión, controlar el flujo de cerca durante los primeros minutos. Aumente o disminuya la presión sobre cualquiera de los buques, si no se alcanzan las velocidades de flujo objetivo. No exceda de 50 mmHg en la HA y 5 mmHg en el PV. </li><li> Se pueden tomar muestras de tejido del hígado, perfundido y la bilis en la preferencia de los investigadores. Se recomienda como mínimo la siguiente régimen de recogida de muestras durante la perfusión. <ol><li> Biopsias de tejido, n = 2 x 250 mg, cada hora. Almacenamiento: snap congelar uno en nitrógeno líquido y se almacena a -80 ° C a largo plazo. Además, tome otra biopsia antes y después de la perfusión y fijar en el 10% formalina tamponada (n = 1) </li><li> Las muestras de perfusado, n = 2x 1 ml, cada 15 min durante la primera hora y cada 30 min a partir de entonces. Extraer muestras de la inf PVbajo puerto de la muestra. Almacenamiento: -80 ° C a largo plazo. </li><li> Análisis de gases en sangre de PV y HA entrada y salida de la vena cava. n = 3 x 0,3 ml, cada 30 min. Extraer muestras tanto de la PV y puertos de muestreo HA. Dibuje una muestra de 0,3 ml de la vena cava mediante la inserción de una jeringa en la vena y ejecutar directamente en el analizador de gases en sangre. Utilice la salida para asegurar la oxigenación y pH adecuado. </li><li> La producción de bilis, n = 1 x 1 ml, cada hr. Visualmente cuantificar la producción de bilis cada hora y tomar una muestra del recipiente de recogida. Renovar el contenedor después del muestreo. Almacenamiento: hielo seco y -80 ° C a largo plazo. </li></ol></li><li> Continuar la perfusión durante 3 h. Control de la presión, el pH y la oxigenación y la toma de muestras en todas partes. Ajustar el pH mediante la adición de él bicarbonato de sodio al perfundido. </li><li> Al final de la perfusión tomar las muestras finales mientras que el hígado se perfundió. Desconecte el hígado y retire la cánula de la vía biliar. Tomar 2 muestras de tejido post-perfusión delconducto biliar como se ha descrito antes para el almacenamiento a -80 ° C y en formalina al 10%. </li><li> Deseche el hígado humano siguiendo las pautas de eliminación de riesgo biológico adecuado. </li></ol>

<ol>
	<li>Merion, R. M., Pelletier, S. J., Goodrich, N., Englesbe, M. J., Delmonico, F. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Donation+after+cardiac+death+as+a+strategy+to+increase+deceased+donor+liver+availability.">Donation after cardiac death as a strategy to increase deceased donor liver availability.</a> Ann Surg. 244 (4), 555-562 (2006).</li><li>Guarrera, J. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hypothermic+machine+preservation+facilitates+successful+transplantation+of+'orphan'+extended+criteria+donor+livers.">Hypothermic machine preservation facilitates successful transplantation of 'orphan' extended criteria donor livers.</a> Am J Transplant. 15, 161-169 (2015).</li><li>Dutkowski, P., Schlegel, A., de Oliveira, M., M&#252;llhaupt, B., Clavien, P. -. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=HOPE+for+human+liver+grafts+obtained+from+donors+after+cardiac+death.">HOPE for human liver grafts obtained from donors after cardiac death.</a> J Hepatol. 60 (4), 765-772 (2013).</li><li>Dutkowski, P., Clavien, P. -. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Solutions+to+Shortage+of+Liver+Grafts+for+Transplantation.">Solutions to Shortage of Liver Grafts for Transplantation.</a> Br J Surg. 101 (7), 739-774 (2014).</li><li>Vogel, T., Brockmann, J. G., Friend, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ex-vivo+Normothermic+Liver+Perfusion:+An+Update.">Ex-vivo Normothermic Liver Perfusion: An Update.</a> Curr Opin Organ Transplant. 15 (2), 167-172 (2010).</li><li>Monbaliu, D., Brassil, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Machine+Perfusion+of+the+Liver:+Past,+Present,+and+Future.">Machine Perfusion of the Liver: Past, Present, and Future.</a> Curr Opin Organ Transplant. 15 (2), 160-166 (2010).</li><li>Matsuno, M., Uchida, K., Furukawa, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Impact+of+Machine+Perfusion+Preservation+of+Liver+Grafts+From+Donation+After+Cardiac+Death.">Impact of Machine Perfusion Preservation of Liver Grafts From Donation After Cardiac Death.</a> Transplant Proc. 46 (4), 1099-1103 (2014).</li><li>Schlegel, A., Dutkowski, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Role+of+hypothermic+machine+perfusion+in+liver+transplantation.">Role of hypothermic machine perfusion in liver transplantation.</a> Transplant Int. , (2014).</li><li>Op den Dries, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ex+vivo+normothermic+machine+perfusion+and+viability+testing+of+discarded+human+donor+livers.">Ex vivo normothermic machine perfusion and viability testing of discarded human donor livers.</a> Am J Transplant. 13, 1327-1335 (2013).</li><li>Bruinsma, B. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Antibiotic+prophylaxis+in+(sub)normothermic+organ+preservation:+In+vitro+efficacy+and+toxicity+of+cephalosporins.">Antibiotic prophylaxis in (sub)normothermic organ preservation: In vitro efficacy and toxicity of cephalosporins.</a> Transplantation. 95 (8), 1064-1069 (2013).</li><li>Post, I. C., Dirkes, M. C., Heger, M., Bezemer, R., van't Leven, J., van Gulik, T. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optimal+flow+and+pressure+management+in+machine+perfusion+systems+for+organ+preservation.">Optimal flow and pressure management in machine perfusion systems for organ preservation.</a> Ann Biomed Eng. 40 (12), 2698-2707 (2012).</li><li>Post, I. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Endothelial+cell+preservation+at+hypothermic+to+normothermic+conditions+using+clinical+and+experimental+organ+preservation+solutions.">Endothelial cell preservation at hypothermic to normothermic conditions using clinical and experimental organ preservation solutions.</a> Exp Cell Res. 319 (17), 2501-2513 (2013).</li><li>Klein, A. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Organ+Donation+and+Utilization+in+the+United+States,+1999-2008.">Organ Donation and Utilization in the United States, 1999-2008.</a> Am J Transplant. 10 (4), 973-986 (2010).</li><li>Jay, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Increased+Costs+of+Donation+After+Cardiac+Death+Liver+Transplantation.">The Increased Costs of Donation After Cardiac Death Liver Transplantation.</a> Ann Surg. 251 (4), 743-748 (2010).</li><li>Seehofer, D., Eurich, D., Veltzke-Schlieker, W., Neuhaus, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biliary+Complications+After+Liver+Transplantation:+Old+Problems+and+New+Challenges.">Biliary Complications After Liver Transplantation: Old Problems and New Challenges.</a> Am J Transplant. 13, 253-265 (2013).</li><li>Morrissey, P., Monaco, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Donation+After+Circulatory+Death:+Current+Practices,+Ongoing+Challenges+and+Potential+Improvement.">Donation After Circulatory Death: Current Practices, Ongoing Challenges and Potential Improvement.</a> Transplantation. 97 (3), 258-264 (2014).</li><li>Verdonk, R., Buis, C., Porte, R., Haagsma, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biliary+complications+after+liver+transplantation:+A+review.">Biliary complications after liver transplantation: A review.</a> Scand J Gastroenterol. 41, 89-101 (2006).</li><li>Pine, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Liver+Transplantation+Following+Donation+After+Cardiac+Death:+An+Analysis+Using+Matched+Pairs.">Liver Transplantation Following Donation After Cardiac Death: An Analysis Using Matched Pairs.</a> Liver Transpl. 15 (9), 1072-1082 (2009).</li><li>Sutton, M. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Criteria+for+viability+assessment+of+discarded+human+donor+livers+during+ex+vivo+normothermic+machine+perfusion.">Criteria for viability assessment of discarded human donor livers during ex vivo normothermic machine perfusion.</a> PLoS One. 11, e110642 (2014).</li><li>Bruinsma, B. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Subnormothermic+Machine+Perfusion+for+Ex+Vivo+Preservation+and+Recovery+of+the+Human+Liver+for+Transplantation.">Subnormothermic Machine Perfusion for Ex Vivo Preservation and Recovery of the Human Liver for Transplantation.</a> Am J Transplant. 14, 1400-1409 (2014).</li><li>Bruinsma, B. G., Yarmush, M. L., Uygun, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Organomatics+and+organometrics:+Novel+platforms+for+long-term+whole-organ+culture.">Organomatics and organometrics: Novel platforms for long-term whole-organ culture.</a> Technology. 02 (1), 13-22 (2014).</li><li>Berendsen, T. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+simplified+subnormothermic+machine+perfusion+system+restores+ischemically+damaged+liver+grafts+in+a+rat+model+of+orthotopic+liver+transplantation.">A simplified subnormothermic machine perfusion system restores ischemically damaged liver grafts in a rat model of orthotopic liver transplantation.</a> Transplant Res. 1 (1), 6 (2012).</li></ol>

Drs. SE Uygun, K Uygun y Yarmush son inventores de una patente pendiente que es relevante para este estudio (WO / 2011/002926), y los Dres. SE Uygun, K Uygun y Yarmush son inventores de una patente pendiente que es relevante para este estudio (WO / 2011/35223). Drs. K Uygun y Bruinsma tienen una solicitud de patente provisional relacionada con este trabajo. Dr. K Uygun y BE Uygun tienen un interés financiero en Soluciones de órganos, una empresa enfocada en el desarrollo de la tecnología de preservación de órganos. Dr. K Uygun y SER intereses de uygun son administrados por el MGH y Partners HealthCare en función de su situación de conflicto de intereses políticas.

En un intento de recuperar hígados heridos durante la isquemia hemos desarrollado un sistema SNMP que se puede emplear después de un período de almacenamiento en frío. Máquina de perfusión Subnormothermic ofrece una alternativa viable para el almacenamiento en frío convencional, así como las modalidades de la máquina de perfusión hipotérmica y normotérmicos. Existen varios sistemas diferentes; todos ofrecen diferentes ventajas y desventajas 3,9,20. SNMP permite la perfusión sin un portador de oxígeno, como las demandas de oxígeno del metabolismo en 21 ° C se reunió por la oxigenación activa de la perfusión. Aunque se ha reducido en condiciones subnormothermic, el metabolismo es importante y requiere el apoyo de una solución de perfusión rica en nutrientes. Disoluciones de perfusión tradicionales, tales como la solución de Belzer máquina de perfusión, son generalmente mínimo en la composición y están diseñados para la perfusión fría. Williams &#39;Medium E se ha utilizado como un medio de cultivo de hepatocitos durante muchos años, y contiene cOMPONENTES que son universales para apoyar la función celular, en particular bajo condiciones cálidas ex vivo. Las mediciones realizadas durante la máquina de perfusión son un reflejo de la función del órgano. Parámetros directamente observables, tales como la producción de bilis y el consumo de oxígeno son mediciones en tiempo real que pueden ser utilizados para evaluar el hígado pre-trasplante. Del mismo modo, los marcadores de la lesión celular y la isquemia (K +, la liberación de lactato) se pueden medir directamente en la solución de perfusión y pueden ser indicativos de la función del órgano 20. Como la tecnología de máquina de perfusión desarrolla y logra aplicación clínica más generalizada, las correlaciones precisas entre ex vivo la función y el resultado clínico se pueden hacer y parámetros de perfusión serán útiles en ayudar a las decisiones de trasplantar o rechazar hígados calidad marginal. Además, como punto de atención herramientas analíticas adelantado, un análisis más sofisticado estará disponible directamente en la máquina perfusión 21. En este trabajo se muestra que el hígado se pueden apoyar en el sistema SNMP con mínima lesión al hígado, que se refleja por la histología y la liberación de ALT. La recuperación funcional del hígado se refleja mejor por el ATP, que se ha demostrado que se correlaciona con la viabilidad de hígado y es fuertemente sugestivo de éxito del trasplante en modelos animales 22. Ex vivo y recuperación previa al trasplante de injertos de hígado permitiría una expansión significativa del donante piscina hígado, corregir la disparidad entre la oferta y la demanda de hígados de donantes en el trasplante.

El trasplante hepático es el único tratamiento curativo para decenas de miles de pacientes que sufren de enfermedad hepática terminal. Para facilitar el éxito del trasplante, la preservación óptima del hígado desde el momento en que se adquirió desde el donante hasta el momento en que se implanta en el receptor es necesario para evitar el rápido deterioro del injerto. El estándar actual para la conservación del hígado se denomina &#39;almacenamiento en frío estático&#39;: el hígado se enfría en una solución de conservación en refrigeración con hielo, reduciendo así el metabolismo del hígado y ralentizar los efectos deletéreos de la isquemia. Aunque esta técnica de almacenamiento en frío ha permitido el éxito del trasplante, los órganos de calidad marginal, como órganos DCD dañados por la isquemia caliente o esteatosis paciente muestran resultados inferiores 1. Hay un cuerpo de rápida expansión de evidencia de que la máquina de perfusión ex vivo de los injertos de hígado como una modalidad alternativa de preservación puede potencialmente improbar los resultados para estos órganos marginales 2,3. El trasplante de hígado se ha convertido en una víctima de su propio éxito. Muchos más pacientes son remitidos para trasplante que hay hígados disponibles, y miles de personas mueren en lista de espera en los Estados Unidos cada año. Teniendo en cuenta la realidad de la escasez de donantes de hígado y la creciente utilización de injertos de hígado de calidad subóptima para los beneficiarios necesitados, se sostiene ampliamente que ex vivo máquina de perfusión de los injertos hepáticos antes de la implantación mantiene la promesa de un cambio de paradigma en el trasplante hepático. Ha habido un marcado aumento en interés de la investigación en este tema en los últimos años 4-8. En diversos centros europeos y norteamericanos máquina de perfusión hipotérmica ha hecho una introducción 8 y normothermic máquina de perfusión clínica a temperaturas fisiológicas se ha aplicado recientemente a hígados humanos desechados y está siendo traducido al uso clínico y 9.Extenso desarrollo ha llevado al desarrollo de diversos protocolos, mientras que la optimización continua identifica parámetros de la perfusión óptima 10-12. El uso de injertos de calidad marginal se ha incrementado más de 10 veces en la última década 13. Cuando se compara con el estándar actual para la preservación del hígado (almacenamiento en frío estática), la perfusión ex vivo máquina proporciona numerosos beneficios potenciales, todos los que dan lugar a la tan necesaria ampliación de la piscina de órganos y un potencial disminución de la incidencia de complicaciones post-trasplante. En particular, las complicaciones biliares que afectan actualmente injertos de hígado calidad subóptima después del trasplante siguen siendo una cuestión sustancial 14-18. Máquina de perfusión en condiciones subnormothermic ofrece una ventana de tiempo para evaluar la función del injerto más objetiva a la idoneidad para el trasplante 19. Mientras que el hígado se perfundió en un circuito ex vivo, tanto el perfundido unand la bilis producida durante la perfusión se puede muestrear para la medición de los marcadores de la función del órgano. De esta manera &#39;seriamente comprometida&#39; hígados que se descartan para el trasplante, según los criterios actuales se pueden evaluar de manera objetiva en cuanto a su idoneidad para el trasplante. Evaluación de la viabilidad potencialmente permite para muchos de estos órganos para ser utilizada para el trasplante. Un igualmente poderoso beneficio de máquina de perfusión es la reparación y mejora de los hígados que han sido dañados por la isquemia caliente / frío. ATP se agota muy rápidamente durante el calentamiento y posterior isquemia fría y se puede repleted durante un período de máquina de perfusión antes de la implantación del hígado 20. El hígado, con sus reservas de energía y estado metabólico repone, se preacondicionará y mejor preparados para los efectos perjudiciales de la lesión por reperfusión después de la implantación en el receptor. Este trabajo describe un método ex vivo máquina de perfusión de graf hígado humanots en el laboratorio, lo que será útil para los investigadores que deseen estudiar tanto la técnica y los efectos beneficiosos de la perfusión ex vivo máquina. Hacemos uso de hígados de donantes humanos que se han disminuido para el trasplante y luego son asignados para fines de investigación. Técnica de la contratación hígado estándar implica en ras arterial in situ del hígado tras el pinzamiento aórtico en donantes con muerte cerebral (DBD) o después de la parada circulatoria en donantes circulatorios muerte (DCD), que se describen en más detalle en otra parte 20. Además, el hígado se enfría durante la adquisición llenando la cavidad abdominal del donante con hielo. Preferencias solución de lavado varían entre regiones, con la mayoría de contratación con la Universidad de La histidina-triptófano-cetoglutarato (HTK) solución de Wisconsin o. Un back-ras tabla adicional de la vena portal mejora la de lavado de la sangre residual. Los hígados son a menudo adquiridos dejando un sur segmento aórticoredondeo del tronco celíaco. La vesícula biliar se realiza una incisión, la bilis se aspira, y el conducto biliar se vacía. Los hígados se empaquetan en bolsas estériles que contienen solución de preservación en frío con hielo y se transportan en cajas o enfriadores designados. Para obtener resultados representativos cálido y frío tiempo de isquemia se debe limitar a 60 minutos y 12 horas, respectivamente. A pesar de un control serológico de rutina para los patógenos transmisibles, se deben tomar las precauciones normales al manejar los órganos humanos, las muestras obtenidas de órganos humanos, y cualquier producto de desecho. El protocolo aquí se describe la máquina de perfusión subnormothermic usando un dispositivo de perfusión del hígado disponible comercialmente. El uso de un dispositivo de este tipo permite una traducción más rápida para el entorno clínico y de validación cruzada de los diferentes protocolos y la configuración del dispositivo entre grupos de investigación y centros de trasplante.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Liver Assist perfusion device</td>
			<td>Organ Assist B.V.</td>
			<td>Liver Assist</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Liver Assist disposable set</td>
			<td>Organ Assist B.V.</td>
			<td>Liver Assist disposable</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Williams&#8217; Medium E</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>W1878&#8211;6x500ml</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Insulin</td>
			<td>Eli Lilly &#38; Co</td>
			<td>Humulin R U-100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Penicillin/Streptomycin 5,000 U/ml</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>15070-063</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>L-glutamine</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>25030-156</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hydrocortisone</td>
			<td>MGH pharmacy</td>
			<td>7750500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Carbogen gas tank 95% O2/5% CO2</td>
			<td>Airgas</td>
			<td>ZO2OX9522000043</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Specialty gas regulator</td>
			<td>Airgas</td>
			<td>Y11244D580</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lactated Ringer&#8217;s solution</td>
			<td>Baxter</td>
			<td>2B2324X</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10% neutral buffered formalin</td>
			<td>Fischer Scientific</td>
			<td>316-155</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Toothed Adson forceps</td>
			<td>Roboz</td>
			<td>RS-5234</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Debakey tissue forceps, 7.75&#8221;, 2.25 mm</td>
			<td>Roboz</td>
			<td>RS-7562</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Metzenbaum Scissors 7&#34; Curved SureCut Tungsten</td>
			<td>Roboz</td>
			<td>RS-6965SC</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Castroviejo Needle holder 5.5&#8211;7&#8221;</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>12565-14</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0 blackbraided silk sutures</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>SA66G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4-0 nylon suture, Nurolon RB1</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>C554D</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Blood gas analysis machine</td>
			<td>Siemens</td>
			<td>RapidPoint 500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Balance scale</td>
			<td>Cole Parmer</td>
			<td>EW-10000-12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pressure display box</td>
			<td>Medtronic</td>
			<td>66000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Disposable pressure display sets</td>
			<td>Medtronic</td>
			<td>61000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Handheld thermocouple thermometer and probe</td>
			<td>Cole Parmer</td>
			<td colspan="2">EW-91500-04 and EW-08516-55</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Acorn-tipped vessel cannula, 4 mm</td>
			<td>Medtronic</td>
			<td>30005</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Irrigation set flush tubing</td>
			<td>Hospira</td>
			<td>06543-01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mixing bowl, 4L</td>
			<td>Cole Parmer</td>
			<td>EW-07300-40</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

functional human liver preservation and recovery by means of subnormothermic machine perfusion

There is currently a severe shortage of liver grafts available for transplantation. Novel organ preservation techniques are needed to expand the pool of donor livers. Machine perfusion of donor liver grafts is an alternative to traditional cold storage of livers and holds much promise as a modality to expand the donor organ pool. We have recently described the potential benefit of subnormothermic machine perfusion of human livers. Machine perfused livers showed improving function and restoration of tissue ATP levels. Additionally, machine perfusion of liver grafts at subnormothermic temperatures allows for objective assessment of the functionality and suitability of a liver for transplantation. In these ways a great many livers that were previously discarded due to their suboptimal quality can be rescued via the restorative effects of machine perfusion and utilized for transplantation. Here we describe this technique of subnormothermic machine perfusion in detail. Human liver grafts allocated for research are perfused via the hepatic artery and portal vein with an acellular oxygenated perfusate at 21 &#176;C.

Una serie de observaciones y análisis se puede realizar en el hígado durante la perfusión, incluyendo observaciones en tiempo real directos, como las tasas de flujo y la producción de bilis; mediciones en tiempo real, tales como el análisis de gas de la perfusión, y las mediciones post-hoc que se realizan después de la recogida de la muestra incluyendo el análisis bioquímico del perfundido y el tejido y el análisis histológico. Resultados mencionados aquí son de 22 hígados humanos perfundidos. Los hígados fueron rechazados para el trasplante, por diversas razones, incluyendo la edad del donante, excesivo tiempo de isquemia caliente, resultados de la biopsia (esteatosis, inflamación, fibrosis) y por razones logísticas. 18 hígados fueron adquiridos después de la muerte cardiaca y 4 después de la muerte cerebral. En ambos casos, los donantes se pretrataron con 30 000 unidades de heparina y se lavó abundantemente in situ y en la mesa del fondo con solución UW. Tiempo de isquemia fría medio fue de 531 ± 237 (SD) min y el tiempo medio cálido isquémico fue 27 ± 10 (SD) min, medido a partir de la retirada de la vidaapoyo a ras frío. Observaciones en tiempo real y las mediciones se pueden utilizar para evaluar el hígado durante la perfusión, mientras que las mediciones post-hoc se revelaron después de la perfusión. Observaciones en tiempo real Flujo a través del hígado comienza inferiores a las tasas de flujo objetivo, como resultado de una mayor resistencia en el hígado frío. Usando una presión de 3 mmHg en el PV y 30 mmHg en el HA de los flujos de objetivo se puede conseguir generalmente una vez que el hígado se ha calentado hasta 21 &#160; ° C después de 60 minutos de perfusión (Figura 1A). El flujo biliar generalmente se puede observar dentro de 10 min de perfusión y se produce de manera constante durante la perfusión (Figura 1B). La bilis cantidad depende de la calidad del hígado y oscila entre 0,3 ml / h / kg de hígado de 18 ml / min / kg. En hígados con mayor tiempo de isquemia caliente, el flujo de la bilis tenderá a disminuir, mientras más cortos calientes resultados en tiempo de isquemia en un más estable o incluso ha aumentadola producción de bilis. Mediciones en tiempo real La medición directa y frecuente del perfundido por análisis de gases en sangre en esencial tanto para fines experimentales, así como el mantenimiento de condiciones de perfusión adecuados, de manera importante la oxigenación y pH. Presión parcial de oxígeno disuelto debe ser mayor de 700 mmHg en la entrada tanto de la PV y HA. Presión de oxígeno de salida, medido en la vena cava, generalmente disminuye con la perfusión más tiempo, lo que refleja un aumento de la absorción de oxígeno. Las tasas de captación de oxígeno pueden calcularse como se ha descrito previamente 13 y osciló desde 0,5 hasta 2,2 ml O 2 / min / kg al comienzo de la perfusión de 2.4 a 9.7 ml O2 / min / kg en t = 3 horas (Figura 1C). Una gota en el pH se observa en la primera 30 min (Figura 1D), principalmente como resultado de la liberación de lactato en el perfundido. Esto puede ser apoyado por la suplementación con 8,4% bicarbo sodionate y después de unos 90 minutos, el pH cae de nuevo en rango normal. Comúnmente, se requiere 30 a 50 ml de 8,4% de bicarbonato de sodio. Aumenta la concentración de lactato rápidamente en los primeros 15 a 30 minutos, pero comienza a decease después de la primera hora (Figura 1E). Mediciones post-hoc Transaminasas hepáticas tales como ALT se pueden medir en el perfundido. En los primeros 30 minutos de un gran aumento de la ALT se observa en general que refleja el lavado de ALT que fue lanzado durante la isquemia (Figura 1F). ALT mostró una buena correlación con el tiempo de isquemia caliente 13. Máquina de perfusión se incrementó el contenido de ATP 2,8 veces, lo que refleja un estado de recuperación de energía (Figura 1G). H &amp; E análisis histológico revela ninguna lesión adicional sostenida durante máquina de perfusión (Figura 1 H, I). Cabe señalar que el régimen de biopsia propuesto en este protocolo es para resfines earch y pueden no ser aplicables para fines clínicos. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/52777/52777fig1.jpg" /> Figura 1:. Evaluación de hígados humanos durante máquina de perfusión de flujo a través de la PV y HA durante SNMP (A), la producción de bilis, cuantificado por hora de perfusión (B), la tasa de aumento de potencia de oxígeno (OUR), calculada a partir de la diferencia en el flujo de entrada (PV + HA) y de salida (vena cava), interrumpieron líneas muestran las presiones parciales de oxígeno en la entrada y salida durante la perfusión (C), el pH y el lactato durante la perfusión (D, E), liberación de ALT en el líquido de perfusión (F), ATP contenido medido en el tejido a partir de biopsias por hora (G) y H &amp; E manchas del hígado (54 años de edad DCD, 19 min de isquemia caliente, 559 min de isquemia fría) antes (H) y después (I) de perfusión. Los resultados se presentan como media ± SEM. <ahref = &quot;https://www.jove.com/files/ftp_upload/52777/52777fig1large.jpg&quot; target = &quot;_ blank&quot;&gt; Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Watch this Scientific Journal Video about Functional Human Liver Preservation and Recovery by Means of Subnormothermic Machine Perfusion at JoVE.com

Functional Human Liver Preservation and Recovery by Means of Subnormothermic Machine Perfusion

Se describe un método ex vivo de la máquina de perfusión de injertos de hígado humano a temperatura subnormothermic (21 ° C).

Funcional hígado humano Conservación y Recuperación de Medios de Subnormothermic máquina de perfusión

There is currently a severe shortage of liver grafts available for transplantation.  Novel organ preservation techniques are needed to expand the pool of ...

functional-human-liver-preservation-recovery-means-subnormothermic

Research

JoVE Journal

Medicine

16.6K vistas.  Massachusetts General Hospital, Harvard Medical School.  Se describe un método ex vivo de la máquina de perfusión de injertos de hígado humano a temperatura subnormothermic (21 ° C). 

Video: Functional Human Liver Preservation and Recovery by Means of Subnormothermic Machine Perfusion

Technique of Subnormothermic Ex Vivo Liver Perfusion for the Storage, Assessment, and Repair of Marginal Liver Grafts

The success of liver transplantation has resulted in a dramatic organ shortage. In most transplant regions 20-30% of patients on the waiting list for liver transplantation die without receiving an organ transplant or are delisted for disease progression. One strategy to increase the donor pool is the utilization of marginal grafts, such as fatty livers, grafts from older donors, or donation after cardiac death (DCD). The current preservation technique of cold static storage is only poorly tolerated by marginal livers resulting in significant organ damage. In addition, cold static organ storage does not allow graft assessment or repair prior to transplantation.
These shortcomings of cold static preservation have triggered an interest in warm perfused organ preservation to reduce cold ischemic injury, assess liver grafts during preservation, and explore the opportunity to repair marginal livers prior to transplantation. The optimal pressure and flow conditions, perfusion temperature, composition of the perfusion solution and the need for an oxygen carrier has been controversial in the past.
In spite of promising results in several animal studies, the complexity and the costs have prevented a broader clinical application so far. Recently, with enhanced technology and a better understanding of liver physiology during ex vivo perfusion the outcome of warm liver perfusion has improved and consistently good results can be achieved.
This paper will provide information about liver retrieval, storage techniques, and isolated liver perfusion in pigs. We will illustrate a) the requirements to ensure sufficient oxygen supply to the organ, b) technical considerations about the perfusion machine and the perfusion solution, and c) biochemical aspects of isolated organs.

Technique of Subnormothermic Ex Vivo Liver Perfusion for the Storage, Assessment, and Repair of Marginal Liver Grafts

Marginal grafts, such as fatty livers, grafts from older donors, or livers retrieved after cardiac death (DCD) tolerate conventional, cold static storage only poorly. We developed a novel model of subnormothermic ex vivo liver perfusion for preservation, assessment, and repair of marginal liver grafts prior to transplantation.

Técnica de Subnormothermic<em&gt; Ex Vivo</em&gt; Perfusión hepática para el Almacenamiento, Evaluación y Reparación de marginales injertos hepáticos

The success of liver transplantation has resulted in a dramatic organ shortage. In most transplant regions 20-30% of patients on the waiting list for ...

Investigación

Medicina

Ex Situ Normothermic Machine Perfusion of Donor Livers

In contrast to conventional static cold preservation (0-4 &#176;C), ex situ machine perfusion may provide better preservation of donor livers. Continuous perfusion of organs provides the opportunity to improve organ quality and allows ex situ viability assessment of donor livers prior to transplantation. This video article provides a step by step protocol for ex situ normothermic machine perfusion (37 &#176;C) of human donor livers using a device that provides a pressure and temperature controlled pulsatile perfusion of the hepatic artery and continuous perfusion of the portal vein. The perfusion fluid is oxygenated by two hollow fiber membrane oxygenators and the temperature can be regulated between 10 &#176;C and 37 &#176;C. During perfusion, the metabolic activity of the liver as well as the degree of injury can be assessed by biochemical analysis of samples taken from the perfusion fluid. Machine perfusion is a very promising tool to increase the number of livers that are suitable for transplantation.

Ex Situ Normothermic Machine Perfusion of Donor Livers

Here we present a protocol describing oxygenated ex situ machine perfusion of donor liver grafts. This article contains a step by step protocol to procure and prepare the liver graft for machine perfusion, prepare the perfusion fluid, prime the perfusion machine and perform oxygenated normothermic machine perfusion of the liver graft.

Ex Situ Normotérmica máquina de perfusión de hígados de donantes

In contrast to conventional static cold preservation (0-4 &#176;C), ex situ machine perfusion may provide better preservation of donor livers. Continuous ...

Normothermic Ex Vivo Kidney Perfusion for the Preservation of Kidney Grafts prior to Transplantation

Kidney transplantation has become a well-established treatment option for patients with end-stage renal failure. The persisting organ shortage remains a serious problem. Therefore, the acceptance criteria for organ donors have been extended leading to the usage of marginal kidney grafts. These marginal organs tolerate cold storage poorly resulting in increased preservation injury and higher rates of delayed graft function. To overcome the limitations of cold storage, extensive research is focused on alternative normothermic preservation methods.
Ex vivo normothermic organ perfusion is an innovative preservation technique. The first experimental and clinical trials for ex vivo lung, liver, and kidney perfusions demonstrated favorable outcomes.
In addition to the reduction of cold ischemic injury, the method of normothermic kidney storage offers the opportunity for organ assessment and repair. This manuscript provides information about kidney retrieval, organ preservation techniques, and isolated ex vivo normothermic kidney perfusion (NEVKP) in a porcine model. Surgical techniques, set up for the perfusion solution and the circuit, potential assessment options, and representative results are demonstrated.

Normothermic Ex Vivo Kidney Perfusion for the Preservation of Kidney Grafts prior to Transplantation

The severe organ shortage has resulted in increased use of marginal kidney grafts for transplantation. This has triggered interest in alternative storage methods, since marginal grafts especially tolerate cold storage poorly. The technique of normothermic ex vivo kidney perfusion (NEVKP) represents a novel preservation method for kidney grafts prior to &#160;transplantation.

Normotérmica<em&gt; Ex Vivo</em&gt; Perfusión renal para la Preservación de riñón Injertos antes del trasplante

Kidney transplantation has become a well-established treatment option for patients with end-stage renal failure. The persisting organ shortage remains a ...

Method of Direct Segmental Intra-hepatic Delivery Using a Rat Liver Hilar Clamp Model

Major hepatic surgery with inflow occlusion, and liver transplantation, necessitate a period of warm ischemia, and a period of reperfusion leading to ischemia/reperfusion (I/R) injury with myriad negative consequences. Potential I/R injury in marginal organs destined for liver transplantation contributes to the current donor shortage secondary to a decreased organ utilization rate. A significant need exists to explore hepatic I/R injury in order to mediate its impact on graft function in transplantation. Rat liver hilar clamp models are used to investigate the impact of different molecules on hepatic I/R injury. Depending on the model, these molecules have been delivered using inhalation, epidural infusion, intraperitoneal injection, intravenous administration or injection into the peripheral superior mesenteric vein. A rat liver hilar clamp model has been developed for use in studying the impact of pharmacologic molecules in ameliorating I/R injury. The described model for rat liver hilar clamp includes direct cannulation of the portal supply to the ischemic hepatic segment via a side branch of the portal vein, allowing for direct segmental hepatic delivery. Our approach is to induce ischemia in the left lateral and median lobes for 60 min, during which time the substance under study is infused. In this case, pegylated-superoxide dismutase (PEG-SOD), a free radical scavenger, is infused directly into the ischemic segment. This series of experiments demonstrates that infusion of PEG-SOD is protective against hepatic I/R injury. Advantages of this approach include direct injection of the molecule into the ischemic segment with consequent decrease in volume of distribution and reduction in systemic side effects.

A unique rat liver hilar clamp model was developed for studying the impact of pharmacologic molecules in ameliorating ischemia-reperfusion injury. This model includes direct cannulation of the portal supply to the ischemic liver segment via a branch of the portal vein, allowing for direct hepatic delivery.

Método de la entrega directa segmentaria intra-hepática utilizando un modelo de hígado de rata hiliar abrazadera

Major hepatic surgery with inflow occlusion, and liver transplantation, necessitate a period of warm ischemia, and a period of reperfusion leading to ...

A Small Animal Model of Ex Vivo Normothermic Liver Perfusion

There is a significant shortage of liver allografts available for transplantation, and in response the donor criteria have been expanded. As a result, normothermic ex vivo liver perfusion (NEVLP) has been introduced as a method to evaluate and modify organ function. NEVLP has many advantages in comparison to hypothermic and subnormothermic perfusion including reduced preservation injury, restoration of normal organ function under physiologic conditions, assessment of organ performance, and as a platform for organ repair, remodeling, and modification. Both murine and porcine NEVLP models have been described. We demonstrate a rat model of NEVLP and use this model to show one of its important applications &#8212; the use of a therapeutic molecule added to liver perfusate. Catalase is an endogenous reactive oxygen species (ROS) scavenger and has been demonstrated to decrease ischemia-reperfusion in the eye, brain, and lung. Pegylation has been shown to target catalase to the endothelium. Here, we added pegylated-catalase (PEG-CAT) to the base perfusate and demonstrated its ability to mitigate liver preservation injury. An advantage of our rodent NEVLP model is that it is inexpensive in comparison to larger animal models. A limitation of this study is that it does not currently include post-perfusion liver transplantation. Therefore, prediction of the function of the organ post-transplantation cannot be made with certainty. However, the rat liver transplant model is well established and certainly could be used in conjunction with this model. In conclusion, we have demonstrated an inexpensive, simple, easily replicable NEVLP model using rats. Applications of this model can include testing novel perfusates and perfusate additives, testing software designed for organ evaluation, and experiments designed to repair organs.

A Small Animal Model of Ex Vivo Normothermic Liver Perfusion

There is a significant liver donor shortage, and criteria for liver donors have been expanded. Normothermic ex vivo liver perfusion (NEVLP) has been developed to evaluate and modify organ function. This study demonstrates a rat model of NEVLP and tests the ability of pegylated-catalase, to mitigate liver preservation injury.

Un pequeño modelo de la perfusión hepática normotérmica Ex Vivo

There is a significant shortage of liver allografts available for transplantation, and in response the donor criteria have been expanded. As a result, ...

Dynamic Navigation in Endodontics: Guided Access Cavity Preparation by Means of a Miniaturized Navigation System

In the case of teeth with pulp canal calcification (PCC) and apical pathology or pulpitis, root canal treatment can be very challenging. PCC are common sequelae of dental trauma but can also occur with stimuli such as caries, bruxism, or after placing a restoration. In order to access the root canal as minimally invasive as possible in case of a necessary root canal treatment, dynamic navigation has recently been introduced in endodontics in addition to static navigation. The use of a dynamic navigation system (DNS) requires pre-operative cone-beam computed tomography (CBCT) imaging and a digital surface scan. If necessary, reference markers must be placed on the teeth before the CBCT scan; with some systems, these can also be planned and created digitally afterward. By means of a stereo camera connected to the planning software, the drill can now be coordinated with the help of reference markers and virtual planning. As a result, the position of the drill can be displayed on the monitor in real-time during preparation in different planes. In addition, the spatial displacement, the angular deviation, and the depth position are also displayed separately. The few commercially available DNS mostly consist of relatively large camera-marker-systems. Here, the DNS contains miniaturized components: a low-weight camera (97 g) mounted on the micromotor of the electric handpiece utilizing a manufacturer-specific connecting mechanism and a small marker (10 mm x 15 mm), which can be easily attached to an individually manufactured intraoral tray. For research purposes, a post-operative CBCT scan can be matched with the pre-operative one, and the volume of tooth structure removed can be calculated by the software. This work aims to present the technique of guided access cavity preparation by means of a miniaturized navigation system from imaging to clinical implementation.

Dynamic navigation systems (DNS) provide real-time visualization and guidance to the operator during endodontic access cavities preparation. The planning of the procedure requires three-dimensional imaging utilizing cone beam computed tomography and surface scans. After the export of the planning data to the DNS, access cavities can be prepared with minimal invasion.

Navegación dinámica en endodoncia: preparación de cavidades de acceso guiado mediante un sistema de navegación miniaturizado

In the case of teeth with pulp canal calcification (PCC) and apical pathology or pulpitis, root canal treatment can be very challenging. PCC are common ...

Normothermic Ex Vivo Pancreas Perfusion for the Preservation of Pancreas Allografts before Transplantation

Pancreas transplantation (PTx) is a curative treatment for people who live with the burden of a diagnosis of diabetes mellitus (DM). However, due to organ shortages and increasing numbers of patients being listed for PTx, new strategies are needed to increase the number of available grafts for transplantation. 
Static cold storage (SCS) is considered the gold standard for standard criteria organs. However, standard criteria donors (SCD) are becoming scarce and new strategies that can increase the rate of organ acceptance from extended criteria donors (ECD) are urgently needed. 
Normothermic ex vivo perfusion (NEVP) is one of the strategies that has become increasingly popular over the past couple of decades. This preservation method has already been used successfully in other organs (liver, kidneys, and lungs) but has been minimally explored in pancreas transplantation. The few papers that describe the method for pancreas show little success, edema being one of the major issues. The following manuscript describes the successful NEVP method and setup developed by our group to perfuse swine pancreas.

Normothermic Ex Vivo Pancreas Perfusion for the Preservation of Pancreas Allografts before Transplantation

Normothermic ex vivo machine perfusion (NEVP) has scarcely been explored for the preservation of pancreas allografts. We present an innovative preservation technique for pancreas allografts before transplantation.

Perfusión pancreática normothermic ex vivo para la preservación de los aloinjertos pancreáticos antes del trasplante

Pancreas transplantation (PTx) is a curative treatment for people who live with the burden of a diagnosis of diabetes mellitus (DM). However, due to organ ...

Lung Rapid Recovery Procurement Combined with Abdominal Normothermic Regional Perfusion in Controlled Donation after Circulatory Death

Controlled donation after circulatory death (cDCD) has contributed to increasing donor numbers all over the world. Experiences published in the last years confirm that the outcomes after lung transplantation from cDCD are similar to those from brain death donors; however, the utilization of lungs from asystole donors remains low. Several reasons may be involved: different legal frameworks among countries and centers with different premortem interventions, inadequate lung donor care before procurement, or even poor experience with cDCD procedures and protocols.
Initially, the rapid recovery technique was commonly employed for the procurement of thoracic and abdominal organs in cDCD, but, in the last decade, abdominal normothermic regional perfusion (ANRP) with extracorporeal membrane oxygenation devices has become a useful method to restore blood flow to abdominal organs, allowing their quality improvement and their functional assessment prior to transplantation. This makes the donation procedure more complex and generates doubts about injury to the grafts due to dual temperature.
The aim of this article is to describe a protocol based on a single center experience with Maastricht III donors combining lung cooling rapid recovery in the thorax and abdominal normothermic regional perfusion. Tips and tricks focused on premortem interventions and lung procurement procedure techniques are explained. This may help to minimize the reluctance among professionals to use this combined technique and encourage other donor centers to use it, despite the increased complexity of the procedure.

The protocol combines a lung cooling rapid recovery technique with abdominal normothermic regional perfusion for abdominal graft procurement in controlled asystole donors, which is a safe and useful method to expand the donor pool.

Obtención de recuperación rápida pulmonar combinada con perfusión regional normatérmica abdominal en donación controlada después de la muerte circulatoria

Controlled donation after circulatory death (cDCD) has contributed to increasing donor numbers all over the world. Experiences published in the last years ...

In Situ Mouse Liver Perfusion Model to Study Metabolic Responses to Substrates

Hepatic Glucose Production, Ureagenesis, and Lipolysis Quantified using the Perfused Mouse Liver Model

The liver has numerous functions, including nutrient metabolism. In contrast to other in vitro and in vivo models of liver research, the isolated perfused liver allows the study of liver biology and metabolism in the whole liver with an intact hepatic architecture, separated from the influence of extra-hepatic factors. Liver perfusions were originally developed for rats, but the method has been adapted to mice as well. Here we describe a protocol for in situ perfusion of the mouse liver. The liver is perfused antegradely through the portal vein with oxygenated Krebs-Henseleit bicarbonate buffer, and the output is collected from the suprahepatic inferior vena cava with clamping of the infrahepatic inferior vena cava to close the circuit. Using this method, the direct hepatic effects of a test compound can be evaluated with a detailed time resolution. Liver function and viability are stable for at least 3 h, allowing the inclusion of internal controls in the same experiment. The experimental possibilities using this model are numerous and may infer insight into liver physiology and liver diseases.

Author Spotlight: Investigating Hepatic Adaptations and Prediabetic Progression in Liver Diseases 

Here, we present a robust method for in situ perfusion of the mouse liver to study the acute and direct regulation of liver metabolism without disturbing the hepatic architecture but in the absence of extra-hepatic factors.

Producción hepática de glucosa, ureagénesis y lipólisis cuantificadas mediante el modelo de hígado de ratón perfundido

The liver has numerous functions, including nutrient metabolism. In contrast to other in vitro and in vivo models of liver research, the isolated perfused ...

Mouse Liver Operation and Perfusion for Studying Hepatic Metabolism 

To begin, place the anesthetized C57 Black/6 JRj mouse. Supine on a heated operation table. Confirm the absence of reflex responses to toe pinching.Spray the mouse with 70%ethanol to prevent hair from sticking to the scissors. Using scissors, make an abdominal incision at the base, cutting upwards on both sides to the rib cage to expose the abdominal cavity. Use a cotton swab to move the intestines to the right, exposing the portal vein.Using curved forceps, place two ligatures under the portal vein and loosely tie each ligature. Next, insert a 0.7-millimeter catheter into the portal vein. When perforated, remove the needle from the catheter and guide the catheter through the vein until the tip of the catheter is close to the liver.Then, tighten the ligatures. Observe the liver. Set the flow rate from the roller pump and attach the profusion tube.Initiate the profusion of the liver at 37 degrees Celsius. Once the liver turns pale, use scissors to cut the rib cage and diaphragm. Then, using fine point forceps, place ligature under the suprahepatic inferior vena cava.Next, insert a catheter into the suprahepatic inferior vena cava through the right atrium of the heart. When perforated, remove the needle and guide the catheter through the vein closer to the liver. Then, tighten the ligature.Attach a tube for the collection of perfusion effluent and secure all tubes with waterproof tape. Using a vessel clamp adapter, place a vessel clamp across the infrahepatic vena cava immediately above the right renal vein to prevent dead mixture. Next, increase the perfusion flow rate to 3.5 milliliters per minute.Start the timer and pressure recording. Cover the liver with a sterile drape moistened with saline, equilibrate for 30 minutes, and measure the volume of effluent. After 30 minutes of equilibration, initiate the experiment for the first baseline sample collection in the fraction collector.Monitor the bubble trap regularly and refill with perfusion buffer when close to empty. Collect a buffer sample via a three-way stopcock immediately before it enters the organ and from the collecting catheter inserted in the inferior vena cava. Using a blood gas analyzer, measure the collected sample to confirm that the organ is metabolically active.After 15 minutes of baseline perfusion, using a syringe pump, start the first stimulation by infusing a test substance through a three-way stopcock at desired flow rate. After the simulation, collect baseline samples for 20 to 30 minutes before starting the second stimulation. The production of urea in the perfused liver with steady baseline periods preceding each of two stimulation periods suggested that the response of urea to two consecutive stimulations with mixed amino acids is consistent.A steady basal release of glucose and non-esterified fatty acids was observed. Before a robust increase in glucose and non-ED fatty acids during the glucagon infusion. The mean value at the basal state and during the glucagon infusion suggests that glucagon rapidly stimulates hepatic glycogenolysis and lipolysis.However, without steady basal periods, it becomes impossible to distinguish one urea response from the next.