Queremos dar las gracias a Sorin Group (Milano, Italia) para que nos proporciona circuitos de perfusión renal por encargo. Además agradecemos XVIVO perfusión Inc. (Gotemburgo, Suecia) para que nos proporciona la solución Steen, BBraun AG (Melsungen, Alemania) para el suministro de bombas de jeringa, y Rieber GmbH &amp; Co KG (Reutlingen, Alemania).

Nota: Una vista general esquemática del protocolo de estudio se presenta en la Figura 1. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/52909/52909fig1.jpg" /> Figura 1. Protocolo de estudio. Este protocolo de estudio de normotérmica ex vivo de perfusión renal se basa en un modelo porcino. Después de la disección quirúrgica de los vasos del injerto renal y el lavado con 500 ml de histidina-triptófano-cetoglutarato (HTK), el injerto puede ser recuperada. Después de almacenamiento en frío (SCS) durante 3 horas, el injerto renal es perfundido normotérmica ex vivo (NEVKP) para múltiples horas hasta el trasplante designado. Todos los animales recibieron atención humanitaria en el cumplimiento de las &#39;&#39; Principios de Laboratorio Animal Care &#39;&#39; formulados por la Sociedad Nacional para la Investigación Médica y la &#39;&#39; Guía para el Cuidado de Animales de Laboratorio &#39;&#39; publicado por los Institutos Nacionales de Salud,Ontario, Canadá. El Comité de Cuidado Animal del Instituto de Investigación General de Toronto aprobó todos los estudios. 1. Los animales <ol><li> Utilice los cerdos macho Yorkshire (27-33 kg) en este protocolo. </li></ol> 2. Recuperación de Órganos <ol><li> Procedimiento preoperatorio <ol><li> La Casa de los cerdos Yorkshire masculinos en un centro de investigación durante al menos una semana para reducir su nivel de estrés. Fast los cerdos durante un mínimo de 6 horas antes de la inducción de la anestesia. </li><li> Iniciar anestesia del cerdo por una inyección intramuscular de ketamina (25 mg / kg), atropina (0,04 mg / kg), y midazolam (0,15 mg / kg). Posteriormente, el transporte de los animales de las instalaciones de vivienda para la sala de operaciones (OR). </li><li> Coloque el cerdo en una posición supina sobre la mesa de quirófano. Deja que respire 2 litros de oxígeno con el 5% de isoflurano espontáneamente. Después de la relajación, exponer las cuerdas vocales con un laringoscopio y rociarlas con lidocaína al 2% para evitar un espasmo causado por intubación. Afintubación ter con un tubo 6,5 mm, bloquear el manguito con de 3 - 5 ml de aire. Nota: capnometría revela la posición correcta del tubo traqueal. </li><li> Baje el gas isoflurano al 2,5%. Ajuste el ventilador al 14 - 16 respiraciones / min y el volumen tidal a 10 - 15 ml / kg de peso corporal. Vigilar estrechamente el cerdo. La frecuencia cardiaca y saturación de oxígeno se registran por pulsioximetría. </li><li> En condiciones estériles, introducir un 8,5 P. x 10 cm catéter en la vena yugular en la técnica de Seldinger 13. Por lo tanto, utilizar una aguja para perforar el vaso venoso. Después de la introducción de un alambre, reemplace la aguja con un catéter. Eliminar el alambre y fijar el catéter a la piel. Administrar 200 ml de solución de lactato de Ringer por hora durante toda la cirugía. </li></ol></li><li> Procedimiento Quirúrgico <ol><li> Después de la desinfección y la cobertura del campo quirúrgico, realizar una incisión en la línea media del xifoides a la sínfisis púbica. Para mejorar la exposición, ampliar el abordaje quirúrgico conuna incisión lateral izquierdo. Cubra los grandes y pequeños intestinos con una toalla y la posición hacia el lado izquierdo para un acceso óptimo a el riñón derecho. </li><li> Separar la vena cava inferior (VCI) de la aorta abdominal. Ramas aórticas Se ligan los de la parte posterior de la aorta. </li><li> Después de la disección aórtica completa a la espalda, pasar una ligadura alrededor de la aorta craneal a las ramas renales. Además, colocar dos ligaduras craneales de la bifurcación ilíaca. Coloque un lazo alrededor de la arteria renal izquierda. </li><li> Libertad para los riñones derecha desde su tejido adherente. Diseccionar la vena renal, la arteria y uréter. </li><li> Abra el diafragma y administrar 1.000 UI de heparina por kg de peso del donante en el corazón. Para un modelo de DCD, inyecte 40 mval de KCl intracardially 3 minutos después de heparinización sistémica para inducir un paro cardíaco. El paro cardiaco es valorado como el punto de partida de la isquemia caliente. </li><li> Mientras tanto, para la recogida de sangre, conectar las líneas de CPDA bolsas (citrato, fosfato, dextrosa, undenosine) al catéter introducido en la vena yugular izquierda superior. Efectuar un lanzamiento suave (1500 xg sin freno). Retire el plasma y la capa leucocitaria en condiciones estériles (bioseguridad clase II del gabinete) y almacenar los eritrocitos para transfusión. </li><li> Canular la aorta con una línea de lavado de órganos por encima de la bifurcación ilíaca. Ate las ligaduras de la aorta y la arteria renal izquierda. </li><li> Enjuague el riñón con histidina-triptófano-cetoglutarato solución (HTK) con una presión de 100 cm H 2 O. Sujete el cava torácica y recoger la sangre a través del catéter yugular. Cortar la cava abdominal por debajo de la vena renal para asegurar una descarga óptima del riñón. </li><li> Después de un lavado completo del riñón derecho, recuperar el injerto con un segmento de la aorta. Cortar la vena renal y el uréter dejar mucho tiempo. </li></ol></li><li> Volver Tabla Preparación del injerto renal para la perfusión <ol><li> Libertad para los riñones a partir de tejido adherente. Cierre la parte craneal de la aorta con una corbata de unnd canular la parte inferior con un reductor de 1/4 &quot;x 3/8&quot;. Ate las ramas arteriales más pequeñas procedentes de la aorta. </li><li> Canular la vena renal con un 1/4 &quot;x 3/8&quot; reductor directamente. Intubar el uréter con un 8 P. sonda de alimentación. </li><li> Coloque el riñón en hielo hasta el inicio de la NEVKP. </li></ol></li></ol> 3. Normotérmica ex vivo de perfusión renal (NEVKP) <ol><li> Preparación del circuito de perfusión El circuito de perfusión se compone de equipos de derivación cardiopulmonar neonatal (Figura 2). <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/52909/52909fig2.jpg" /> Figura 2. Esquema de dibujo del circuito de perfusión. El circuito consta de la tecnología de bypass cardiopulmonar neonatal. La solución de perfusión se recoge en el depósito venoso. Una bomba centrífuga impulsa la solución en el oxigenador, donde se enriquece con oxígeno y se calentó a 37 ° C. Después de passing el filtro de burbujas arterial, el líquido de perfusión es impulsado con una presión de 60 a 80 mmHg a través de la arteria renal en el riñón. El flujo de salida venoso (a 0 - 3 mmHg) conduce el perfundido de nuevo en el depósito venoso. Las bombas de jeringa e infusión asegurar el suministro con compuestos adicionales. La orina se recogió durante toda la perfusión. Características del circuito de perfusión se registran continuamente. Se analizaron muestras de gas venoso y arterial por hora, y los marcadores de lesión renal. <ol> <li> Conecte el circuito de perfusión por encargo al dispositivo de perfusión renal. </li><li> Conectar el tubo al depósito venoso y oxigenador. Conecte la tubería de la línea arterial para la salida arterial del oxigenador y coloque el filtro de burbujas en su soporte. Conecte la línea de purga. Conectar la tubería de la línea venosa a la entrada del depósito venoso. </li><li> Para la evaluación durante la perfusión, conecte la sonda de temperatura en la salida arterial, conecte el medidor de flujo y el busensor Bble a la tubería de la línea arterial, y conecte las líneas de presión. Conecte el sensor de nivel. </li><li> Conecte las líneas de muestra venosa y arterial a los puertos de muestras venosas y arteriales. </li><li> Coloque la cámara de órganos en un soporte e introducir el tubo venoso y arterial a través de los agujeros preparados. Fije el tubo a la mesa y la cámara con firmeza. </li><li> Introduzca el tubo de aspiración en la bomba de rodillo y la posición de un extremo en la cámara para recoger los fluidos. </li><li> Conecte el tubo de oxígeno al tanque de gas que contiene 95% de O2 / 5% de CO 2 y el oxigenador. Conectar el tubo unidad de calentamiento para el oxigenador y la cámara de órgano. </li><li> Utilice tubos abrazaderas para cerrar las líneas de flujo venoso y arterial. Aplique otra abrazadera de tubo para el flujo de salida del depósito venoso. </li></ol></li><li> Preparación de la solución de perfusión, los suplementos adicionales, y cebado del circuito <ol><li> Utilice una bomba de infusión para reemplazar la orina producida conLactato de Ringer. </li><li> Utilice una bomba de jeringa para administrar nutrición (glucosa 0,5 ml / h, aminoácidos 0,5 ml / hr) e insulina (5 UI / hr) en el depósito venoso. Utilizar una segunda bomba de jeringa para infundir un vasodilatador (verapamilo, 0,25 mg / h) directamente en la línea arterial. </li><li> Llene el depósito venoso con la solución de perfusión. Por lo tanto, verter Lactato de Ringer (175 ml), solución STEEN (200 ml), DRO (27 ml), heparina (1000 IU), bicarbonato de sodio para ajustar el pH, y gluconato de calcio en el depósito venoso. Por último, añadir los eritrocitos lavados (125 ml). </li><li> Encienda la máquina corazón-pulmón (HLM). Activar los paneles de presión, temperatura, nivel y sensores de burbujas. Activar el Sistema de Gestión de Datos (DMS) para grabar los datos en toda la perfusión. Activar la unidad de calentamiento para calentar la solución de perfusión y la cámara de órganos a 37 ° C. Abra el suministro de O2. </li><li> Abra la pinza de la línea detrás del reservorio venoso y liberar al centrifugcabeza de la bomba al del aire por completo. Arranque la bomba centrífuga a 1000 rpm y permite la solución a ser propulsado por todo el circuito. Abrazadera de la tubería sin pasar por el filtro arterial y liberar el aire desde el filtro arterial. </li><li> Cero las líneas de presión. Activar las bombas de jeringa y de infusión. </li></ol></li><li> Riñón injerto de perfusión <ol><li> Retire el riñón del hielo, y la posición de los riñones en la ropa de cama en la cámara de órganos. Coloque el catéter orina en el colector de orina. Después de asegurar que el venosa y el tubo arterial están libres de aire, enchufe los conectores a la tubería. </li><li> Cierre el atajo entre las líneas arterial y venosa de tubería. Ajustar la presión arterial a 75 mmHg mediante la regulación de la velocidad de la bomba centrífuga. </li><li> Presiones de Registros, el flujo arterial, temperatura y presencia de burbujas de forma continua con el DMS. Observe los valores cuidadosamente a lo largo de la perfusión. Durante la perfusión, fugas de sangre en la cámara es Collected a través de la tubería de succión de nuevo en el depósito venoso. </li><li> Registre la cantidad de orina producida. Recoger muestras de sangre y orina venosas por hora. Supervisar la perfusión tomando venosa y las muestras de gases en sangre arterial y la aspartato aminotransferasa (AST), y el análisis de lactato. </li><li> Al final de la perfusión, desconecte el tubo de la arteria y vena renal, lave el injerto de frío HTK, y almacenarla en el hielo en una bolsa de órganos estéril hasta el trasplante. </li></ol></li></ol>

<ol>
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A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=et+al.+pilot+study+assessing+the+feasibility+of+a+short+period+of+normothermic+preservation+in+an+experimental+model+of+non+heart+beating+donor+kidneys.">et al. pilot study assessing the feasibility of a short period of normothermic preservation in an experimental model of non heart beating donor kidneys.</a> The Journal of surgical research. 171 (1), 283-290 (2011).</li><li>Hosgood, S. A., Patel, M., Nicholson, M. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+conditioning+effect+of+ex+normothermic+perfusion+in+an+experimental+kidney+model.">The conditioning effect of ex normothermic perfusion in an experimental kidney model.</a> The Journal of surgical research. 182 (1), 153-160 (2013).</li><li>Nicholson, M. L., Hosgood, S. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Renal+transplantation+after+ex+vivo+normothermic+perfusion:+the+first+clinical+study.+American+journal+of+transplantation.">Renal transplantation after ex vivo normothermic perfusion: the first clinical study. American journal of transplantation.</a> official journal of the American Society of Transplantation and the American Society of Transplant Surgeons. 13 (5), 1246-1252 (2013).</li><li>Seldinger, S. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Catheter+replacement+of+the+needle+in+percutaneous+arteriography;+a+new+technique.">Catheter replacement of the needle in percutaneous arteriography; a new technique.</a> Acta radiologica. 39 (5), 368-376 (1953).</li><li>Stubenitsky, B. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Exsanguinous+metabolic+support+perfusion--a+new+strategy+to+improve+graft+function+after+kidney+transplantation.">Exsanguinous metabolic support perfusion--a new strategy to improve graft function after kidney transplantation.</a> Transplantation. 70 (8), 1254-1258 (2000).</li><li>Delpech, P. 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M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Subnormothermic+Ex+vivo+liver+perfusion+reduces+endothelial+cell+and+bile+duct+injury+after+DCD+pig+liver+transplantation.">Subnormothermic Ex vivo liver perfusion reduces endothelial cell and bile duct injury after DCD pig liver transplantation.</a> Liver transplantation : official publication of the American Association for the Study of Liver Diseases and the International Liver Transplantation Society. , (2014).</li><li>Hosgood, S. A., Nicholson, M. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ex+vivo+normothermic+perfusion+of+declined+human+kidneys+after+inadequate+in+situ+perfusion.">Ex vivo normothermic perfusion of declined human kidneys after inadequate in situ perfusion.</a> American journal of transplantation official journal of the American Society of Transplantation and the American Society of Transplant Surgeons. 14 (2), 490-491 (2014).</li><li>Op den Dries, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ex+vivo+normothermic+machine+perfusion+and+viability+testing+of+discarded+human+donor+livers.">Ex vivo normothermic machine perfusion and viability testing of discarded human donor livers.</a> American journal of transplantation official journal of the American Society of Transplantation and the American Society of Transplant Surgeons. 13 (5), 1327-1335 (2013).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Este estudio demuestra que NEVKP con una solución basada en eritrocitos se puede realizar con excelentes resultados para un período de tiempo prolongado en un modelo porcino. Durante las 10 horas de perfusión ex vivo los riñones demostraron parámetros estables de perfusión, el metabolismo renal activa, la homeostasis y la lesión renal mínima. La producción de orina y lesión renal dependen de la composición de la solución de perfusión. Es importante mantener la presión oncótica y la osmolaridad del líquido de perfusión dentro de un rango fisiológico. En particular, una presión oncótica baja dará lugar a una producción no fisiológicamente alto orina con edema renal significativa y el aumento de marcadores de lesión renal. STEEN solución que contiene albúmina se elige en este modelo para regular la presión oncótica y para simular las condiciones fisiológicas para el riñón. El bicarbonato de sodio y gluconato de calcio se añaden al sistema para lograr valores fisiológicos de pH, HCO 3 </sub&gt;, sodio, potasio, calcio y cloruro. La selección y la dosificación de la vasodilatador es importante para asegurar el flujo de sangre suficiente y suministro de oxígeno. La técnica de la normotérmica ex vivo de perfusión de riñón tiene varias limitaciones. Perfusión ex vivo no está asociado con el apoyo hormonal del riñón, lo que podría impactar negativamente en períodos más largos de perfusión. Además, la nueva tecnología, en este punto en el tiempo, se asocia con un aumento de los costos. Futuras mejoras podrían simplificar la tecnología y reducir los costes. El desarrollo de un dispositivo de perfusión renal portátil podría permitir evitar por completo el almacenamiento en frío de riñón en el futuro. La escasez de órganos severa y persistente conduce a un mayor uso de órganos marginales (ECD o DCD renales injertos) 7. En la actualidad, la preservación de órganos se basa en el almacenamiento en frío estático o máquina de perfusión hipotérmica. Como el tiempo de isquemia fría prolongado tiene un imp significativaacto en el resultado de la función renal de los criterios estándar 15 e injertos marginales 8,9, las nuevas técnicas de preservación minimizando el almacenamiento en frío son de particular interés 16-19. Un obstáculo importante para utilizar injertos marginales más extensa es la incapacidad para evaluar la calidad y la viabilidad de los órganos antes del trasplante. Actualmente, parámetros sólo clínicos como la edad de los donantes, las enfermedades relacionadas con los donantes, y el tiempo de isquemia caliente de los injertos se utilizan para la decisión de si un órgano es aceptado o rechazado para trasplante. Al preservar el injerto bajo condiciones normotérmicas, la evaluación de injerto basa en las características de perfusión y de datos es posible. Parámetros en tiempo real tales como el flujo vascular renal, presión, resistencia intrarrenal, la producción de orina, el consumo de oxígeno, y los parámetros de daño renal (como la AST y lactato) se supone que son parámetros útiles para evaluar la viabilidad del injerto. En Additión, el metabolismo activo durante NEVKP permite la aplicación de estrategias de reparación para mejorar los injertos renales marginales antes del trasplante. Por ejemplo, la inhibición de las vías de pro-inflamatorias, la inmunomodulación, la transferencia de genes, así como la administración de células madre podría ser futuras técnicas para modificar los injertos renales durante el tiempo de conservación y mejorar el resultado destinatario.

Los riñones son los órganos sólidos trasplantados con mayor frecuencia. Para los pacientes que sufren de enfermedad renal en etapa terminal, el trasplante renal ofrece una mayor esperanza de vida, y una mejor calidad de vida en comparación con la diálisis 1-4. La escasez de órganos persistente representa un grave problema en el campo de la medicina de trasplantes (Tabla 1) 5. <table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0"><tbody><tr><td></td><td> Estados Unidos * </td><td> Región Eurotransplant ** </td></tr><tr><td> Los pacientes en lista de espera de trasplante renal </td><td> 101.563 (febrero de 2015) </td><td> 10.689 (diciembre de 2014) </td></tr><tr><td> Riñones de donantes fallecidos trasplantaron en 2014 </td><td> 10650 </td><td> 3119 </td></tr><tr><td> La mediana de tiempo de espera para trasplante de riñón de un donante fallecido (en años) </td><td> Hasta 5 años * </td><td> Hasta 4 años ** </td></tr></tbody></table> Tabla 1. RiñónEscasez del injerto en Estados Unidos y Eurotransplant Región. El resultado del trasplante de riñón se ve afectada negativamente por el tiempo de espera, con un peor resultado para los pacientes sometidos a diálisis prolongada 6. Esto ha provocado interés en injertos renales marginales como una fuente adicional de los donantes, como los riñones de donantes mayores, donantes con múltiples comorbilidades (extendidos criterios de los donantes (ECD) y los riñones donados después de la muerte cardíaca (DCD). Riñones de donantes marginales que hubieran sido disminuido en el pasado ahora son considerados para trasplante 7. Un obstáculo importante para el uso de injertos renales marginales es la técnica de preservación de almacenamiento en frío anóxica. Actualmente, los injertos renales se almacenan estáticamente en hielo o perfundidos a 4 ° C sin oxígeno. La técnica de preservación anóxica frío se asocia con la lesión del injerto en curso durante la preservación del riñón y no permite la evaluación del injerto debido a la falta de metabmetabo- y la producción de orina. En particular, los injertos renales marginales toleran mal almacenamiento en frío, lo que resulta en daño renal significativa, y los altos índices de la función retardada del injerto (DGF) 8,9. DGF es un factor pronóstico para la función del injerto pobres a largo plazo. Perfusión renal extracorpórea representa un método alternativo para la conservación, evaluación y reparación de órganos. En un modelo porcino, resultados beneficiosos fueron presentados para los riñones perfundidos ex vivo en condiciones normotérmicas 10,11. El primer ensayo clínico realizado en 2013 demostró una tasa más baja de la función retardada del injerto cuando los riñones recuperados de criterios extendidos donantes fueron perfundidos durante 1 h inmediatamente antes del trasplante 12. En este trabajo se presenta un modelo de normotérmica ex vivo de perfusión renal (NEVKP). El objetivo de este estudio es el de reducir el tiempo de isquemia fría aplicada al mínimo y ampliar el período de NEVKP. NEVKPes un método de conservación alternativa que tiene como objetivo reducir el daño que puede ser causado por técnicas de almacenamiento en frío.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Neonatal cardiopulmonary bypass technology</td>
			<td>SORIN GROUP Canada Inc (Markhan, Canada)</td>
			<td>Custom made</td>
			<td>Neonatal venous reservoir D100 (500 mL, 1/16&#34; in- and outflow), neonatal oxygenator D100, centrifugal pump head (Revolution), arterial bubble filter (D130)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heart lung machine, St&#246;ckert S3</td>
			<td>SORIN GROUP Canada Inc (Markhan, Canada)</td>
			<td>Custom made</td>
			<td>Centrifugal pump, roller pump, control panel (sensors for pressure, flow, temperature, bubbles, and level), oxygen blender, heater unit</td>
		</tr>
		<tr>
			<td rowspan="3">Tubing</td>
			<td>SORIN GROUP Canada Inc (Markhan, Canada)</td>
			<td>01906BPC SG XS</td>
			<td>3/16&#34;x 1/16&#34;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>019071PC SG XS</td>
			<td>1/4&#34;x 1/16&#34;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>019060PC SG XH</td>
			<td>3/8&#34;x 1/16&#34;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tubing connectors</td>
			<td>SORIN GROUP Canada Inc (Markhan, Canada)</td>
			<td></td>
			<td>Various sizes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>STEEN solution</td>
			<td>XVIVO (G&#246;teborg, SWE)</td>
			<td>19004</td>
			<td>200 mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ringer&#39;s lactate</td>
			<td>Baxter (Mississauga, ON, CAN)</td>
			<td>JB2324</td>
			<td>175 mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium bicarbonate</td>
			<td>Hospira (Montr&#233;al, QC, CAN)</td>
			<td>6625050</td>
			<td>pH dependent</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Calcium gluconate</td>
			<td>Pharmaceutical Partners of Canada (Richmond Hill, ON)</td>
			<td>C31110</td>
			<td>Calcium dependent</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin</td>
			<td>Sandoz Canada Inc (Toronto, ON, CAN)</td>
			<td>10750</td>
			<td>1000 IU</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Amino acid and glucose, Travasol 10%</td>
			<td>Baxter (Mississauga, ON, CAN)</td>
			<td>JB6760</td>
			<td>1 mL/h</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fast acting insulin, Novorapid</td>
			<td>Novo Nordisk Canada Inc (Mississauga, ON, CAN)</td>
			<td>DS6H748</td>
			<td>5 IE/h</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Verapamil</td>
			<td>Sandoz Canada Inc (Quebec, QC, CAN)</td>
			<td>52216</td>
			<td>0,25 mg/h</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

normothermic ex vivo kidney perfusion for the preservation of kidney grafts prior to transplantation

Kidney transplantation has become a well-established treatment option for patients with end-stage renal failure. The persisting organ shortage remains a serious problem. Therefore, the acceptance criteria for organ donors have been extended leading to the usage of marginal kidney grafts. These marginal organs tolerate cold storage poorly resulting in increased preservation injury and higher rates of delayed graft function. To overcome the limitations of cold storage, extensive research is focused on alternative normothermic preservation methods.
Ex vivo normothermic organ perfusion is an innovative preservation technique. The first experimental and clinical trials for ex vivo lung, liver, and kidney perfusions demonstrated favorable outcomes.
In addition to the reduction of cold ischemic injury, the method of normothermic kidney storage offers the opportunity for organ assessment and repair. This manuscript provides information about kidney retrieval, organ preservation techniques, and isolated ex vivo normothermic kidney perfusion (NEVKP) in a porcine model. Surgical techniques, set up for the perfusion solution and the circuit, potential assessment options, and representative results are demonstrated.

En la raíz de los resultados de seis experimentos utilizando un modelo de recuperación de riñón corazón latiente se presentan. Después de ras situ y la recuperación de los riñones, los injertos fueron almacenadas en hielo durante 3 horas (SCS), mientras que se prepararon los eritrocitos. Para el entorno clínico, esto simula el tiempo requerido para la recuperación y la preparación posterior de la tabla. NEVKP se realizó durante 10 hr. Para mantener las condiciones fisiológicas y simular un in vivo que rodea el riñón, la cámara de órganos debe ser calentado y se sella. Perfusión y solución de reemplazo de la orina deben representar valores fisiológicos para el análisis de gases en sangre, la presión oncótica y osmolaridad. Los valores normales (valores basales) obtenidos a partir de cerdos Yorkshire in situ, se encuentran en la descripción de cada figura, respectivamente (Figuras 3 - 13). El objetivo de NEVKP es asegurar que el injerto se suministra con suficiente oxígeno y nutrición. Como la isquemia cautiliza la vasoconstricción, lo que aumenta la resistencia intrarrenal, logrando un flujo constante con una presión estable es un buen indicador para la oxigenación adecuada. Después de que se alcanza la temperatura de injerto objetivo de 37 ° C a través de recalentamiento del órgano después de SCS, los valores de flujo y la resistencia intrarrenal permanecen estables con una presión fisiológica constante de alrededor de 60-80 mmHg durante toda la perfusión (Figuras 3 y 4). La cantidad de la producción de orina depende principalmente de la composición de la solución de perfusión (Figura 5). Mediciones por hora de venosa y arterial pO 2 revelan la actividad metabólica del riñón. El consumo de oxígeno se calculó utilizando la ecuación ((pO2 arte - pO2 ven) x caudal / peso) (Figura 6) 14. Durante el pH de la perfusión, HCO 3, y los electrolitos son estables sin necesidad de intervenciones (Figuras 7-10). En tiempo real AST y las mediciones de lactato sirven para controlar el daño celular. No se detecta aumento de los parámetros de lesión de las células durante el período NEVKP (Figuras 11 y 12). La osmolaridad de la solución de perfusión es estable (Figura 13). Evaluación histológica revela cambios menores (Figura 14-16). <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/52909/52909fig3.jpg" /> Figura 3. flujo arterial media con desviación estándar (ml / min). A lo largo de la perfusión del flujo permanece en un rango fisiológico. Valores fisiológicos porcinos, medidos in situ: significa el arte. flujo: 170 ± 57 ml / min (rango de 83 a 325 ml / min). <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/52909/52909fig4.jpg" /> Figura 4. resistencia intrarrenal (TIR), media y desviación estándar (mmHg / </strong&gt; Ml / min). La presión arterial media (MAP) se mantiene constante entre 60 y 80 mmHg. La resistencia intrarrenal está por debajo de 0,5 mmHg / ml / min constantemente. <img alt="Figura 5" src="/files/ftp_upload/52909/52909fig5.jpg" /> Figura 5. El volumen total de orina, media y desviación estándar (ml). El volumen total de orina depende principalmente de la composición de la solución de perfusión. Cuanto mayor sea la presión oncótica y la osmolaridad, menor es la producción de orina. <img alt="Figura 6" src="/files/ftp_upload/52909/52909fig6.jpg" /> Figura 6. consumo de oxígeno, la media y la desviación estándar (ml / min / g). <img alt="Figura 7" src="/files/ftp_upload/52909/52909fig7.jpg" /> Figura 7. venosa pH, desviación media y estándar. La rema pHins constante en un rango fisiológico sin la administración de bicarbonatos. Valores Porcino fisiológicos medidos in situ: pH 7,46 ± 0,06 (rango 7,34-7,63). <img alt="Figura 8" src="/files/ftp_upload/52909/52909fig8.jpg" /> Figura 8. HCO 3 venosa, media y desviación estándar (mmol / l). El HCO 3 permanece en un rango fisiológico sin la administración de bicarbonatos. Porcino valores fisiológicos, medidos in situ: HCO 3 30,3 ± 2,4 mmol / L (rango de 21,6 a 35,8 mmol / L). <img alt="Figura 9" src="/files/ftp_upload/52909/52909fig9.jpg" /> 9. concentración de sodio venosa Figura, la desviación media y estándar (mmol / L). El sodio permanece en un rango fisiológico. Valores fisiológicos porcinos, medidos in situ: 137.1 y# 177; 3,8 mmol / L (rango de 118,7 a 140,9 mmol / L). <img alt="Figura 10" src="/files/ftp_upload/52909/52909fig10.jpg" /> 10. concentración de potasio venosa Figura, la desviación media y estándar (mmol / L). El potasio se mantiene constante en un rango fisiológico. Porcino valores fisiológicos, medidos in situ: 3,85 ± 0,46 mmol / L (rango de 3,5 a 5,36 mmol / l). <img alt="Figura 11" src="/files/ftp_upload/52909/52909fig11.jpg" /> Figura 11. aspartato aminotransferasa venosa, media y desviación estándar. (AST; U / L) En la perfusión renal normotérmica ex vivo, AST demuestra un marcador de daño celular. Los valores de AST son bajos en toda la perfusión. <img alt="Figura 12" src="/files/ftp_upload/52909/52909fig12.jpg" /> Figura 12: El lactato<html> , Desviación media y estándar (mmol / L). En la perfusión renal ex vivo normotérmica, lactato representa un marcador de lesión celular. Los valores son estables a lo largo de la perfusión. <img alt="Figura 13" src="/files/ftp_upload/52909/52909fig13.jpg" /> Figura 13:. Osmolaridad del suero, media y desviación estándar (mOsm / L) A osmolaridad constante en la solución de perfusión asegura bajo pero constante la producción de orina. Porcino valores fisiológicos, medidos in situ: 282 ± 1,7 mOsm / L (rango de 279 a 283 mOsm / L). <img alt="Figura 14" src="/files/ftp_upload/52909/52909fig14.jpg" /> Figura 14:. Histología (H &amp; E) 50X / 200X ampliación de unión corticomedular mostrando vacuolización tubular leve. No hay signos de necrosis.arget = &quot;_ blank&quot;&gt; Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura. <img alt="Figura 15" src="/files/ftp_upload/52909/52909fig15.jpg" /> Figura 15: Histología (PAS) 50X / 200X ampliación de unión corticomedular mostrando vacuolización tubular leve.. No hay signos de necrosis. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52909/52909fig15large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> <img alt="Figura 16" src="/files/ftp_upload/52909/52909fig16.jpg" /> Figura 16:. Histología (tinción TUNEL) 25X / 200X aumentos. Muy de vez en cuando los núcleos se tiñen demostrando tasas muy bajas de la apoptosis. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52909/52909fig16large.jpg" target="_blank">Por favor, haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>

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Normothermic Ex Vivo Kidney Perfusion for the Preservation of Kidney Grafts prior to Transplantation

La grave escasez de órganos ha dado lugar a un mayor uso de los injertos renales marginales para el trasplante. Esto ha provocado el interés en los métodos de almacenamiento alternativos, ya que los injertos marginales especialmente toleran mal almacenamiento en frío. La técnica de la normotérmica ex vivo de perfusión de riñón (NEVKP) representa un método de conservación novedoso para injertos renales antes del trasplante.

Normotérmica<em&gt; Ex Vivo</em&gt; Perfusión renal para la Preservación de riñón Injertos antes del trasplante

Kidney transplantation has become a well-established treatment option for patients with end-stage renal failure. The persisting organ shortage remains a ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

Normothermic Ex Vivo Kidney Perfusion for the Preservation of Kidney Grafts prior to Transplantation

18.9K vistas.  Toronto General Hospital.  La grave escasez de órganos ha dado lugar a un mayor uso de los injertos renales marginales para el trasplante. Esto ha provocado el interés en los métodos de almacenamiento alternativos, ya que los injertos marginales especialmente toleran mal almacenamiento en frío. La técnica de la normotérmica ex vivo de perfusión de riñón (NEVKP) representa un método de conservación novedoso para injertos renales antes del trasplante. 

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A Method for Murine Islet Isolation and Subcapsular Kidney Transplantation

Since the early pioneering work of Ballinger and Reckard demonstrating that transplantation of islets of Langerhans into diabetic rodents could normalize their blood glucose levels, islet transplantation has been proposed to be a potential treatment for type 1 diabetes 1,2. More recently, advances in human islet transplantation have further strengthened this view 1,3. However, two major limitations prevent islet transplantation from being a widespread clinical reality: (a) the requirement for large numbers of islets per patient, which severely reduces the number of potential recipients, and (b) the need for heavy immunosuppression, which significantly affects the pediatric population of patients due to their vulnerability to long-term immunosuppression. Strategies that can overcome these limitations have the potential to enhance the therapeutic utility of islet transplantation.
Islet transplantation under the mouse kidney capsule is a widely accepted model to investigate various strategies to improve islet transplantation. This experiment requires the isolation of high quality islets and implantation of islets to the diabetic recipients. Both procedures require surgical steps that can be better demonstrated by video than by text. Here, we document the detailed steps for these procedures by both video and written protocol. We also briefly discuss different transplantation models: syngeneic, allogeneic, syngeneic autoimmune, and allogeneic autoimmune.

Transplantation of isolated islets has been proposed to be a potential treatment for type 1 diabetes. Here we describe a method to isolate islets from mouse pancreata and transplant them to the subcapsular space of the kidney.

Un método para el aislamiento de los islotes murinos y Trasplante Renal subcapsular

Since the early pioneering work of Ballinger and Reckard demonstrating that transplantation of islets of Langerhans into diabetic rodents could normalize ...

Investigación

Medicina

Steps for the Autologous Ex vivo Perfused Porcine Liver-kidney Experiment

The use of ex vivo perfused models can mimic the physiological conditions of the liver for short periods, but to maintain normal homeostasis for an extended perfusion period is challenging. We have added the kidney to our previous ex vivo perfused liver experiment model to reproduce a more accurate physiological state for prolonged experiments without using live animals. Five intact livers and kidneys were retrieved post-mortem from sacrificed pigs on different days and perfused for a minimum of 6 hr. Hourly arterial blood gases were obtained to analyze pH, lactate, glucose and renal parameters. The primary endpoint was to investigate the effect of adding one kidney to the model on the acid base balance, glucose, and electrolyte levels. The result of this liver-kidney experiment was compared to the results of five previous liver only perfusion models. In summary, with the addition of one kidney to the ex vivo liver circuit, hyperglycemia and metabolic acidosis were improved. In addition this model reproduces the physiological and metabolic responses of the liver sufficiently accurately to obviate the need for the use of live animals. The ex vivo liver-kidney perfusion model can be used as an alternative method in organ specific studies. It provides a disconnection from numerous systemic influences and allows specific and accurate adjustments of arterial and venous pressures and flow.

Steps for the Autologous Ex vivo Perfused Porcine Liver-kidney Experiment

Study of the animal organ physiology can be achieved by performing an experimental ex vivo perfusion system. The addition of a porcine kidney, as a homeostatic organ to our previously developed ex vivo liver perfusion model can be a principal step to achieve a better physiological environment.

The use of ex vivo perfused models can mimic the physiological conditions of the liver for short periods, but to maintain normal homeostasis for an ...

Technique of Subnormothermic Ex Vivo Liver Perfusion for the Storage, Assessment, and Repair of Marginal Liver Grafts

The success of liver transplantation has resulted in a dramatic organ shortage. In most transplant regions 20-30% of patients on the waiting list for liver transplantation die without receiving an organ transplant or are delisted for disease progression. One strategy to increase the donor pool is the utilization of marginal grafts, such as fatty livers, grafts from older donors, or donation after cardiac death (DCD). The current preservation technique of cold static storage is only poorly tolerated by marginal livers resulting in significant organ damage. In addition, cold static organ storage does not allow graft assessment or repair prior to transplantation.
These shortcomings of cold static preservation have triggered an interest in warm perfused organ preservation to reduce cold ischemic injury, assess liver grafts during preservation, and explore the opportunity to repair marginal livers prior to transplantation. The optimal pressure and flow conditions, perfusion temperature, composition of the perfusion solution and the need for an oxygen carrier has been controversial in the past.
In spite of promising results in several animal studies, the complexity and the costs have prevented a broader clinical application so far. Recently, with enhanced technology and a better understanding of liver physiology during ex vivo perfusion the outcome of warm liver perfusion has improved and consistently good results can be achieved.
This paper will provide information about liver retrieval, storage techniques, and isolated liver perfusion in pigs. We will illustrate a) the requirements to ensure sufficient oxygen supply to the organ, b) technical considerations about the perfusion machine and the perfusion solution, and c) biochemical aspects of isolated organs.

Technique of Subnormothermic Ex Vivo Liver Perfusion for the Storage, Assessment, and Repair of Marginal Liver Grafts

Marginal grafts, such as fatty livers, grafts from older donors, or livers retrieved after cardiac death (DCD) tolerate conventional, cold static storage only poorly. We developed a novel model of subnormothermic ex vivo liver perfusion for preservation, assessment, and repair of marginal liver grafts prior to transplantation.

Técnica de Subnormothermic<em&gt; Ex Vivo</em&gt; Perfusión hepática para el Almacenamiento, Evaluación y Reparación de marginales injertos hepáticos

The success of liver transplantation has resulted in a dramatic organ shortage. In most transplant regions 20-30% of patients on the waiting list for ...

Mouse Kidney Transplantation: Models of Allograft Rejection

Rejection of the transplanted kidney in humans is still a major cause of morbidity and mortality. The mouse model of renal transplantation closely replicates both the technical and pathological processes that occur in human renal transplantation. Although mouse models of allogeneic rejection in organs other than the kidney exist, and are more technically feasible, there is evidence that different organs elicit disparate rejection modes and dynamics, for instance the time course of rejection in cardiac and renal allograft differs significantly in certain strain combinations. This model is an attractive tool for many reasons despite its technical challenges. As inbred mouse strain haplotypes are well characterized it is possible to choose donor and recipient combinations to model acute allograft rejection by transplanting across MHC class I and II loci. Conversely by transplanting between strains with similar haplotypes a chronic process can be elicited were the allograft kidney develops interstitial fibrosis and tubular atrophy. We have modified the surgical technique to reduce operating time and improve ease of surgery, however a learning curve still needs to be overcome in order to faithfully replicate the model. This study will provide key points in the surgical procedure and aid the process of establishing this technique.

Here, we present a protocol to study the immunology of rejection. The surgical model presented reports a short operating time and a concise technique. Depending on the donor-recipient strain combination, the transplanted kidney may develop acute cellular rejection or chronic allograft damage, defined by interstitial fibrosis and tubular atrophy.

Ratón Trasplante de Riñón: Modelos de rechazo del aloinjerto

Rejection of the transplanted kidney in humans is still a major cause of morbidity and mortality. The mouse model of renal transplantation closely ...

Ex Situ Normothermic Machine Perfusion of Donor Livers

In contrast to conventional static cold preservation (0-4 &#176;C), ex situ machine perfusion may provide better preservation of donor livers. Continuous perfusion of organs provides the opportunity to improve organ quality and allows ex situ viability assessment of donor livers prior to transplantation. This video article provides a step by step protocol for ex situ normothermic machine perfusion (37 &#176;C) of human donor livers using a device that provides a pressure and temperature controlled pulsatile perfusion of the hepatic artery and continuous perfusion of the portal vein. The perfusion fluid is oxygenated by two hollow fiber membrane oxygenators and the temperature can be regulated between 10 &#176;C and 37 &#176;C. During perfusion, the metabolic activity of the liver as well as the degree of injury can be assessed by biochemical analysis of samples taken from the perfusion fluid. Machine perfusion is a very promising tool to increase the number of livers that are suitable for transplantation.

Ex Situ Normothermic Machine Perfusion of Donor Livers

Here we present a protocol describing oxygenated ex situ machine perfusion of donor liver grafts. This article contains a step by step protocol to procure and prepare the liver graft for machine perfusion, prepare the perfusion fluid, prime the perfusion machine and perform oxygenated normothermic machine perfusion of the liver graft.

Ex Situ Normotérmica máquina de perfusión de hígados de donantes

In contrast to conventional static cold preservation (0-4 &#176;C), ex situ machine perfusion may provide better preservation of donor livers. Continuous ...

Murine Kidney Transplant Technique

The first mouse kidney transplant technique was published in 19731 by the Russell laboratory. Although it took some years for other labs to become proficient in and utilize this technique, it is now widely used by many laboratories around the world. A significant refinement to the original technique using the donor aorta to form the arterial anastomosis instead of the renal artery was developed and reported in 1993 by Kalina and Mottram 2 with a further advancement coming from the same laboratory in 1999 3. While one can become proficient in this model, a search of the literature reveals that many labs still experience a high proportion of graft loss due to arterial thrombosis. We describe here a technique that was devised in our laboratory that vastly reduces the arterial thrombus reported by others 4,5. This is achieved by forming a heel-and-toe cuff of the donor infra-renal aorta that facilitates a larger anastomosis and straighter blood flow into the kidney.

The goal of this manuscript is to describe the steps required to perform a kidney transplant in a mouse, paying particular attention to the details of the arterial anastomosis.

Riñón murino Trasplante Técnica

The first mouse kidney transplant technique was published in 19731 by the Russell laboratory. Although it took some years for other labs to become ...

A Small Animal Model of Ex Vivo Normothermic Liver Perfusion

There is a significant shortage of liver allografts available for transplantation, and in response the donor criteria have been expanded. As a result, normothermic ex vivo liver perfusion (NEVLP) has been introduced as a method to evaluate and modify organ function. NEVLP has many advantages in comparison to hypothermic and subnormothermic perfusion including reduced preservation injury, restoration of normal organ function under physiologic conditions, assessment of organ performance, and as a platform for organ repair, remodeling, and modification. Both murine and porcine NEVLP models have been described. We demonstrate a rat model of NEVLP and use this model to show one of its important applications &#8212; the use of a therapeutic molecule added to liver perfusate. Catalase is an endogenous reactive oxygen species (ROS) scavenger and has been demonstrated to decrease ischemia-reperfusion in the eye, brain, and lung. Pegylation has been shown to target catalase to the endothelium. Here, we added pegylated-catalase (PEG-CAT) to the base perfusate and demonstrated its ability to mitigate liver preservation injury. An advantage of our rodent NEVLP model is that it is inexpensive in comparison to larger animal models. A limitation of this study is that it does not currently include post-perfusion liver transplantation. Therefore, prediction of the function of the organ post-transplantation cannot be made with certainty. However, the rat liver transplant model is well established and certainly could be used in conjunction with this model. In conclusion, we have demonstrated an inexpensive, simple, easily replicable NEVLP model using rats. Applications of this model can include testing novel perfusates and perfusate additives, testing software designed for organ evaluation, and experiments designed to repair organs.

A Small Animal Model of Ex Vivo Normothermic Liver Perfusion

There is a significant liver donor shortage, and criteria for liver donors have been expanded. Normothermic ex vivo liver perfusion (NEVLP) has been developed to evaluate and modify organ function. This study demonstrates a rat model of NEVLP and tests the ability of pegylated-catalase, to mitigate liver preservation injury.

Un pequeño modelo de la perfusión hepática normotérmica Ex Vivo

There is a significant shortage of liver allografts available for transplantation, and in response the donor criteria have been expanded. As a result, ...

Orthotopic Kidney Auto-Transplantation in a Porcine Model Using 24 Hours Organ Preservation And Continuous Telemetry

In the present era of organ transplantation with critical organ shortage, various strategies are employed to expand the pool of available allografts for kidney transplantation (KT). Even though, the use of allografts from extended criteria donors (ECD) could partially ease the shortage of organ donors, ECD organs carry a potentially higher risk for inferior outcomes and postoperative complications. Dynamic organ preservation techniques, modulation of ischemia-reperfusion and preservation injury, and allograft therapies are in the spotlight of scientific interest in an effort to improve allograft utilization and patient outcomes in KT.
Preclinical animal experiments are playing an essential role in translational research, especially in the medical device and drug development. The major advantage of the porcine orthotopic auto-transplantation model over ex vivo or small animal studies lies within the surgical-anatomical and physiological similarities to the clinical setting. This allows the investigation of new therapeutic methods and techniques and ensures a facilitated clinical translation of the findings. This protocol provides a comprehensive and problem-oriented description of the porcine orthotopic kidney auto-transplantation model, using a preservation time of 24 hours and telemetry monitoring. The combination of sophisticated surgical techniques with highly standardized and state-of-the-art methods of anesthesia, animal housing, perioperative follow up, and monitoring ensure the reproducibility and success of this model.

Large animal models play an essential role in preclinical transplantation research. Due to its similarities to the clinical setup, the porcine model of orthotopic kidney auto-transplantation described in this article provides an excellent in vivo setting for the testing of organ preservation techniques and therapeutic interventions.

Autoaplano de riñón ortotópico en un modelo porcino utilizando 24 horas de preservación de órganos y telemetría continua

In the present era of organ transplantation with critical organ shortage, various strategies are employed to expand the pool of available allografts for ...

Digital Home-Monitoring of Patients after Kidney Transplantation: The MACCS Platform

The MACCS (Medical Assistant for Chronic Care Service) platform enables secure sharing of key medical information between patients after kidney transplantation and physicians. Patients provide information such as vital signs, well-being, and medication intake via smartphone apps. The information is transferred directly into a database and electronic health record at the kidney transplant center, which is used for routine patient care and research. Physicians can send an updated medication plan and laboratory data directly to the patient app via this secure platform. Other features of the app are medical messages and video consultations. Consequently, the patient is better-informed, and self-management is facilitated. In addition, the transplant center and the patient's local nephrologist automatically exchange notes, medical reports, laboratory values, and medication data via the platform. A telemedicine team reviews all incoming data on a dashboard and takes action, if necessary. Tools to identify patients at risk for complications are under development. The platform exchanges data via a standardized secure interface (Health Level 7 (HL7), Fast Healthcare Interoperability Resources (FHIR)). The standardized data exchange based on HL7 FHIR guarantees interoperability with other eHealth solutions and allows rapid scalability to other chronic diseases. The underlying data protection concept is in concordance with the latest European General Data Protection Regulation. Enrollment started in February 2020, and 131 kidney transplant recipients are actively participating as of July 2020. Two large German health insurance companies are currently funding the telemedicine services of the project. The deployment for other chronic kidney diseases and solid organ transplant recipients is planned. In conclusion, the platform is designed to enable home monitoring and automatic data exchange, empower patients, reduce hospitalizations, and improve adherence, and outcomes after kidney transplantation.

The MACCS platform&#160;is a comprehensive telemedicine concept aiming at better outcomes after kidney transplantation by sharing key medical information between patients and physicians. A telemedicine team reviews incoming data to detect potential complications and to improve adherence in kidney transplant recipients to achieve better long-term outcomes.

Monitoreo digital en el hogar de pacientes después de un trasplante de riñón: la plataforma MACCS

The MACCS (Medical Assistant for Chronic Care Service) platform enables secure sharing of key medical information between patients after kidney ...

Robot-Assisted Kidney Transplantation

This paper describes robot-assisted kidney transplantation (RAKT) from a living donor. The robot is docked between the parted legs of the patient, placed in the supine Trendelenburg position. Kidney allografts are provided by a living donor. Before vascular anastomosis, the kidney allograft is prepared by inserting a double-J stent in the ureter, and the temperature for the anastomosis is lowered by wrapping it in an ice-packed gauze. A 12 mm or 8 mm port for the robotic camera and three 8 mm ports for robotic arms are placed. A peritoneal pouch is created for the kidney allograft by raising the peritoneal flaps on both sides over the psoas muscle before dissecting the iliac vessels and bladder. A 6 cm Pfannenstiel incision is made to insert the kidney into the peritoneal pouch, lateral to the right iliac vessels. 
After clamping the external iliac vein with Bulldogs clamps, a venotomy is performed, and the graft renal vein is anastomosed to the external iliac vein in an end-to-side continuous manner with a 6/0 polytetrafluoroethylene suture. After clamping the graft renal vein, the iliac vein is declamped. This is followed by clamping of the external iliac artery, arteriotomy, arterial anastomosis with a 6/0 polytetrafluoroethylene suture, clamping of the graft renal artery, and declamping of the external iliac artery. Reperfusion is then carried out, and ureteroneocystostomy is performed using the Lich-Gregoir technique. The peritoneum is closed at a few locations with polymer locking clips, and a closed-suction drain is placed through one of the working ports. After deflating the pneumoperitoneum, all incisions are closed.

This paper provides technical details for robot-assisted kidney transplantation from a living donor.

Trasplante de riñón asistido por robot

This paper describes robot-assisted kidney transplantation (RAKT) from a living donor. The robot is docked between the parted legs of the patient, placed ...