This work was supported by the grant P01HL107151 from the NHLBI/NIH. The authors also gratefully acknowledge the support and access to instrumentation provided through grant P41GM103490 from the NIGMS/NIH.

NOTA: Las preocupaciones de seguridad de laboratorio En consonancia con las mejores prácticas de laboratorio estándar, observar lo siguiente. Guarde todos los disolventes orgánicos en lugares apropiados. Mantenga todos los materiales de desecho en contenedores de residuos químicos con un etiquetado claro de composiciones químicas. Como varios reactivos utilizados en estos protocolos son carcinógenos potenciales o generar gases combustibles volátiles, manejar todos los reactivos en una campana de humos con ventilación. Use el equipo de protección personal como guantes, bata de laboratorio y protección para los ojos cuando se trabaja con disolventes orgánicos. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/51840/51840fig1highres.jpg" width="450px" /> Figura 1. Procedimiento para la en-gel juntas glycomics. (A) Las proteínas de interés se resuelven por SDS-PAGE, detectado por los procedimientos de tinción apropiados (Coomassie o plata), y extirpados. Piezas de gel extirpados se cortan en rodajasen cubos pequeños, se destiñó, y se lavó con acetato de etilo para reducir los contaminantes que interfieren con el análisis MS subsiguiente. Una porción de la porción de gel puede ser reservado para in-gel digestión tríptica y la posterior caracterización proteómica por LC-MS / MS. (B) glicanos O-ligados se liberan de las glicoproteínas resueltos por en-gel reductivo β-eliminación. Pasos esenciales incluyen la desalinización y eliminación de borato por azeótropo con metanol. (C) glicanos liberados por β-eliminación reductora unida a O se permetilado y posteriormente dividido en fases acuosa y orgánica. Sulfoglycans se recuperan cuantitativamente en la fase superior (acuosa), mientras que los glicanos neutros y sialiladas partición en la (DCM) capa inferior. <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/51840/51840fig2highres.jpg" width="700px" /> Figura 2. Detalle de diagrama de flujo para glycomics en gel. Cada experimentalmenteTal paso se muestra en la Figura 1 se ilustra de forma individual. (A) destaining gel y extracción de EtOAc, (B) dirigir en gel reductivo β-eliminación de la liberación de glicanos O-ligados, y (C) permetilación y fase de partición. <a href="/files/ftp_upload/51840/51840fig2highres.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de la figura.</a> Gel 1. La escisión y eliminación de contaminantes derivados de Gel <ol><li> Antes de iniciar el procedimiento, preparar los productos químicos y reactivos en la Lista de Materiales. </li><li> Resolver la proteína en gel de SDS-PAGE utilizando sistemas de tampón Tris-glicina estándar. Manchas resuelto proteínas, ya sea con azul brillante de Coomassie o plata a las manchas. En general, la recuperación de los glicanos O-ligados de geles teñidos con plata es de aproximadamente el 80-90% de la recuperación alcanzado teñido con Coomassie de geles. </li><li> Después de la electroforesis, colocar el gel en una placa de vidrio y especial tél región de interés con un bisturí limpio o cuchilla de afeitar. </li><li> Para aumentar el rendimiento de O-glicanos, transferir la banda de gel de interés sobre otra placa de vidrio y cortar la pieza de gel extirpado en cubos de aproximadamente 2 mm. Evite hacer piezas de gel de menos de 1 mm cubos porque la recuperación de glicanos se reduce. Transfiera las pequeñas piezas de gel en un tubo de vidrio con tapa de rosca (13 x 100 mm) con un microespátula acero inoxidable. </li><li> Añadir 1 ml de bicarbonato de amonio 25 mM (Ambic, NH 4 HCO 3) en el tubo de la muestra, la tapa del tubo de vidrio con una tapa superior del tornillo revestido de teflón, y mezcle suavemente con un movimiento rápido del tubo antes de dejar reposar durante 10 minutos. No emplear agitación vigorosa para evitar la rasgadura de las piezas de gel. </li><li> Retire con cuidado Ambic desde el tubo de vidrio utilizando una pipeta de vidrio o una pipeta Pasteur equipado con una punta de plástico extra-largo. Evite aplastar y transferir las pequeñas piezas de gel mientras se quita la solución Ambic. </li><li> Añadir 1 ml de acetonitrilo (ACN) a latubo de vidrio, tapa, y mezcle suavemente con un movimiento rápido de tubo antes de dejar reposar durante 10 min. Asegúrese de que las piezas de gel están completamente cubiertos con disolvente. Si es necesario, empuje piezas de gel fuera de la pared del tubo y en solvente con punta de la pipeta. </li><li> Pipeta de ACN desde el tubo de vidrio y repita los pasos 1.5 a 1.7 hasta que el color azul brillante es eliminado. Repetir un mínimo de cinco lavados secuenciales Ambic / ACN, si es necesario. Para geles teñidos con plata, utilizar un kit destain. Proceda al siguiente paso cuando la pieza se convierte en gel, mientras que de manera uniforme blanco en ACN. </li><li> Pipetear con agua cualquier líquido del tubo de vidrio, vuelva a tapar el tubo, añadir 1 ml de Ambic y dejar reposar durante 5 minutos. </li><li> Retire Ambic y añadir 2 ml de acetato de etilo (EtOAc) para el tubo de vidrio. Recapitulación con tubo de teflón alineados tapa y lugar a 4 ° C durante la noche con agitación de extremo a extremo o, alternativamente, realizar tres lavados de EtOAc a temperatura ambiente durante 30 min cada uno. Cuanto más tiempo el lavado EtOAc, más eficiente la eliminación de contaminantes. </li><li> Quitarla final EtOAc lavar y realizar tres lavados cada uno con 2 ml de H 2 O. La eliminación completa de EtOAc se asegurará de una reacción de β-eliminación reductora robusto. </li><li> Pipetear off H 2 O y deshidratar el gel por lavado una vez con 1 ml de ACN. NOTA: Después del secado, los geles están listos para deshidratados en gel β-eliminación. Piezas de gel deshidratados se pueden almacenar a -20 ° C hasta su uso. </li><li> Detener el proceso de lavado en cualquier paso y almacenar las piezas de gel a 4 ° C durante la noche, independientemente de qué tampón o solución se aplica a la gel (Ambic, ACN, H 2 O). Reinicie la preparación de muestras en cualquier momento dentro de los próximos 2 días. </li><li> Use una parte de las piezas de gel destained y deshidratados para Identificación de proteínas mediante enfoques proteómicos estándar. </li></ol> 2. En-gel Release-O glicanos por β-eliminación reductiva <ol><li> Preparar una solución madre de 1 M de hidróxido de sodio (NaOH) utilizando 50% de NaOH o sólido tienda de NaOH y a 4 ° C hasta su uso. <ol&gt; <li> Tomar 5,2 ml de NaOH al 50% (o 4 g de NaOH sólido) y ajustar el volumen a 100 ml para hacer 1 M solución de NaOH. Diluir la solución madre 1 M NaOH a 100 mM NaOH, que se puede almacenar a 4 ° C hasta 6 meses sin pérdida de eficiencia en las reacciones de β-eliminación reductora. </li></ol></li><li> Hacer 2 M borohidruro de sodio (NaBH4) en NaOH 100 mM. Disolver 38 mg de NaBH4 en 0,5 ml de NaOH 100 mM. Generalmente, se utiliza 0,5-1,0 ml de la solución de borohidruro para cada muestra. Variar el volumen de la solución de reacción de la cantidad de piezas de gel secos preparados en la etapa 1. espera utilizar 0,5 ml de solución de borohidruro de 1-2 piezas de gel extirpados (paso 1.3). </li><li> Añadir 500 l de NaOH 100 mM a las piezas de gel deshidratados y dejar reposar durante 3-5 min en hielo con el fin de equilibrar el gel a las condiciones básicas que mejoran la recuperación de glicano. </li><li> Añadir 500 l de 2 M NaBH4 en NaOH 100 mM, resultando en concentraciones finales de 1 M NaBH <sub&gt; 4 en NaOH 100 mM. Mezclar suavemente el tubo y se incuba a 45 ° C durante 18 horas. <ol><li> Durante la primera hora de incubación, mezclar suavemente el tubo cada 15 min. Evitar fuerte agitación, ya que puede fragmentar las piezas de gel. Realizar la reacción en una incubadora / horno bien equilibrada, o en un bloque de calentamiento. Asegúrese de que las piezas de gel se cubren con solución de reacción. </li></ol></li><li> Detener la reacción mediante la eliminación del tubo de muestra de la incubadora o bloque de calentamiento y colocándola en hielo. NOTA: Después de permitir que la reacción de β-eliminación de proceder durante 18 horas, el proceso de desalación debe ser realizado en el mismo día. </li></ol> 3. La desalación en Cromatografía de intercambio catiónico <ol><li> Mientras se mantiene el tubo de muestra en hielo para evitar la formación de calor excesivo, añadir lentamente 10% de ácido acético (AcOH) gota a gota para neutralizar la base. Vórtice suavemente el tubo de la muestra entre las adiciones de AcOH. Tenga cuidado al añadir ácido lentamente y gota a gota como el additien de ácido producirá un &quot;volcán&quot; de burbujas. Centrifugar el tubo para eliminar las burbujas y evitar desbordamiento, si es necesario. <ol><li> Con el fin de eliminar la gran cantidad de sodio en la mezcla de reacción, pasar la mezcla de reacción a través de una columna de intercambio catiónico pequeña (o resina Dowex AG-50W-X8, forma H +). </li><li> Lavar la resina de intercambio de cationes con 1 M de NaOH y HCl 1 M antes de su uso con el fin de eliminar los contaminantes que interfieren con el análisis MS, incluso si la resina es de grado analítico. </li><li> Remoje la resina en NaOH 1 M y eliminar la solución por decantación. Añadir ionizada des agua, eliminar el agua, luego añadir HCl 1 M. </li></ol></li><li> Repita estos pasos hasta que la solución por encima de la resina es incoloro. Lavar la resina limpiado con agua destilada y almacenar en un 5% AcOH a 4 ° C. </li><li> Para hacer un pequeño vaso columna, cero y romper la punta de una pipeta de vidrio Pasteur utilizando un cortador de cerámica de manera que el cono de la punta de la pipeta es de aproximadamente 1 cm de largo. Desmenuzar un tapón de lana de vidrio y empujar hacia la punta que forma un soporte para el lecho de resina. Asegure la columna de la pipeta con una abrazadera o pinza de la ropa y el lugar en un tubo de ensayo de vidrio. </li><li> Lavar la pipeta de vacío con 1 ml de metanol (MeOH) y 3 ml de 5% de AcOH. Swirl H + Dowex AG50 o de intercambio catiónico suspensión de resina almacenan en 5% de AcOH y transferir suficiente de la suspensión para producir un volumen de lecho de 1 ml en la columna de la pipeta Pasteur. </li><li> Enjuague la columna usando cinco volúmenes de 5% AcOH. Compruebe el flujo a través de la aparición de partículas de resina y no utilice la columna si se detecta resina. </li><li> Coloque la columna en un nuevo tubo de vidrio con tapa de rosca (16 x 125 mm) y la muestra de carga. Recoger el flujo a través de glicanos y eluir con al menos 3 volúmenes de 5% de AcOH en el mismo tubo. </li><li> Cubra el tubo con Parafilm y hacer pequeños agujeros con una aguja. Colocar el tubo de la muestra a -80 ° C o en hielo seco. Una vez congelado, secar la muestra por liofilización. Guarde el material seco a -20 °C hasta su uso. </li></ol> 4. La eliminación de borato <ol><li> Preparar 10% de AcOH en MeOH. Tomar 10 ml de ácido acético glacial y ajustar el volumen a 100 ml con metanol. Guarde este reactivo en un frasco de vidrio con tapa de teflón forrado para un máximo de 6 meses. </li><li> Añadir 300 l de AcOH al 10% en MeOH al, tubo de muestra liofilizada se secó y se vórtice. Retire el borato de trimetilo resultante por evaporación bajo una corriente de N 2. NOTA: La mezcla de sales de borato con metanol bajo condiciones ácidas produce borato de trimetilo que es un compuesto volátil. </li><li> Seco en N2 corriente a 37 ° C. Después del secado, añadir otra alícuota de AcOH en MeOH como se describe en el paso 4.2. Seque el líquido durante 5 min en atmósfera de nitrógeno (N 2) flujo a 37 ° C. <ol><li> Repita la resuspensión y secado al menos 3 veces. Almacenar el material seco a -20 ° C hasta su uso. </li></ol></li></ol> 5. C18 Limpieza <ol><li> Equilibrar una columna de cartucho C18(Tamaño de 1 ml, 100 mg de resina) con tres volúmenes de ACN y cinco volúmenes de 5% AcOH. Acelerar el paso de las soluciones equilibrantes por aplicación de presión positiva de aire suave. </li><li> Añadir 500 l de 5% de AcOH al tubo de muestra desalada y borato libre y disolver por vórtice. </li><li> Cargar muestra resuspendida en la columna C18 equilibrada y recoger el flujo a través de en un tubo de tapón de rosca de vidrio (13 x 100 mm). Eluir O-glicanos con 3 ml de 5% de AcOH en el mismo tubo. </li><li> Parafilm el tubo, hacer pequeños agujeros con una aguja pequeña o utilice la tapa de PTFE forrado débilmente cerrado para cubrir el tubo, y congelar la muestra a -80 ° C o en hielo seco. Eliminar el disolvente por liofilización. Almacenar la muestra desecada a -20 ° C hasta su uso. </li></ol> 6. Preparación de la base para permetilación NOTA: Con el fin de lograr robusta permetilación, preparar NaOH fresco lodo. Toda la cristalería utilizado para las reacciones permetilación debe limpiarse exhaustivamente. <ol><li> Para preparar el reactivo de base para permetilación, añadir 400 l de NaOH al 50% a un tubo con tapa de rosca de vidrio limpio (13 x 100 mm). Añadir 800 l de MeOH anhidro y vórtice. </li><li> Añadir 4 ml de sulfóxido de dimetilo anhidro (DMSO) y agitar en vórtex para generar un precipitado blanco. </li><li> Centrifugar a 600 xg durante 1 min para sedimentar el precipitado. Pipetear el sobrenadante y desechar. Añadir un adicional de 4 ml de DMSO anhidro al sedimento. Vortex. </li><li> Repita el paso 6.2 y 6.3 con un mínimo de tres veces más o hasta que no se forma un precipitado blanco. </li><li> Disolver la base granulado en 3 ml de DMSO anhidro y mezclar suavemente pipeteando arriba y abajo con una pipeta Pasteur limpia. </li><li> Utilice la base inmediatamente para la siguiente reacción permetilación ya que no se puede almacenar. </li></ol> 7. permetilación de glucanos liberados <ol><li> Añadir 200 l de DMSO anhidro a la muestra purificada-C18 y de vórtice o sonicado para volver a suspender. </li><li> Añadir 300 l de la resuspcomposición lodo de base a la muestra y añadir inmediatamente 100 l de yodometano (MEI). Selle el tubo con tapón de teflón forrado y mezclar vigorosamente durante 5 min en vórtice. </li><li> Para detener la reacción permetilación, añadir 2 ml de 5% de AcOH en hielo y vórtice. Pipeta solución arriba y abajo 5 veces para reducir el volumen restante de Mel por evaporación. NOTA: El AcOH neutraliza la solución y la eliminación de MeI aumenta la eficiencia de la extracción de glicanos sulfatados en la fase acuosa durante la fase de partición. </li><li> Añadir 2 ml de diclorometano (DCM) y agitar. Centrifugar a 600 xg durante 1 min a temperatura ambiente para separar las fases acuosa y orgánica. </li><li> Transferir la capa superior (fase acuosa que contiene la mayoría de los glicanos sulfatados permetilados) en un nuevo tubo de vidrio (13 x 100 mm). </li><li> Añadir 2 ml de H 2 O a la fase orgánica y vórtice. Se centrifuga a 600 × g durante 1 min para separar las fases acuosa y orgánica y combinar esta segunda fase acuosa con el abetofase acuosa st (paso 7.5). </li><li> Repita el paso 7.6 y 7.5 más de tres veces, pero no hay necesidad de ahorrar las fases acuosas resultantes de las particiones posteriores. </li><li> Eliminar la capa final superior (fase acuosa) tanto como sea posible de la capa inferior (fase orgánica) y transferir la capa inferior (fase orgánica) en un tubo de vidrio limpio nuevo separada usando una pipeta Pasteur. </li><li> Se seca la fase orgánica bajo N2 corriente a 42 ° C. </li><li> Cubra el tubo con Parafilm y se almacena a -20 ° C hasta su uso. </li></ol> 8. C18 Clean-up de permetilados sulfatado O-glicanos de la fase acuosa <ol><li> Equilibrar una columna de cartucho C18 con tres volúmenes de ACN y cinco volúmenes de 5% de AcOH. </li><li> Cargar las fases acuosas recogidas y combinado de los pasos 7.5 y 7.6 en la columna. </li><li> Lavar la columna con 10 ml de H 2 O para la desalación. </li><li> Eluir el permetilado sulfatado O-glicanos en un nuevo tubo de vidrio con 2 mlde 50% de ACN. Utilice una elución adicional con un 85% de ACN para mejorar la recuperación de permetilado sulfatados O-glicanos en oligosacáridos más grandes. </li><li> Eluidos seco bajo corriente de nitrógeno a 42 ° C. </li><li> Guarde el material seco a -20 ° C hasta 6 meses antes de su análisis MS. </li></ol> 9. La espectrometría de masa de permetilado O-glicanos <ol><li> Analizar permetilados O-glicanos por infusión directa en un espectrómetro de masas apropiado usando una fuente de nanoelectropulverización a un caudal de jeringuilla de 0,40-0,60 l / min a 210 ° C de temperatura capilar. Para la fragmentación por CID en MS / MS y MS n de una trampa de iones instrumento, aplique un 30-40% de la energía de colisión. </li><li> Para el modo de ion negativo, reconstituir permetilado sulfatado O-glicanos en 50 l de metanol / 2-propanol / 1-propanol / 13 mM de acetato de amonio acuoso (16: 3: 3: 2 en volumen). Para el modo de iones positivos, reconstituir permetilado / O-glicanos sialiladas neutros en 50 l de sodio 1 mM hidroeléctricaXide en metanol / agua (1: 1). </li><li> Use el mapeo total de iones (TIM) y tomografía pérdida neutra (exploración NL) funcionalidad de la versión del paquete de software Xcalibur 2.0 para el análisis de MSN a caracterizar estructuras-O glicanos individuales 13,19. </li></ol>

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J. 5 (4), 397-409 (1988).</li><li>Ashline, D., Singh, S., Hanneman, A., Reinhold, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Congruent+strategies+for+carbohydrate+sequencing.+1.+Mining+structural+details+by+MSn.">Congruent strategies for carbohydrate sequencing. 1. Mining structural details by MSn.</a> Anal. Chem. 77 (19), 6250-6262 (2005).</li><li>Lapadula, A. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Congruent+strategies+for+carbohydrate+sequencing.+3.+OSCAR:+an+algorithm+for+assigning+oligosaccharide+topology+from+MSn+data.">Congruent strategies for carbohydrate sequencing. 3. OSCAR: an algorithm for assigning oligosaccharide topology from MSn data.</a> Anal. Chem. 77 (19), 6271-6279 (2005).</li><li>Ashline, D. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Carbohydrate+structural+isomers+analyzed+by+sequential+mass+spectrometry.">Carbohydrate structural isomers analyzed by sequential mass spectrometry.</a> Anal. Chem. 79 (10), 3830-3842 (2007).</li><li>Thomsson, K. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+salivary+mucin+MG1+(MUC5B)+carries+a+repertoire+of+unique+oligosaccharides+that+is+large+and+diverse.">The salivary mucin MG1 (MUC5B) carries a repertoire of unique oligosaccharides that is large and diverse.</a> Glycobiology. 12 (1), 1-14 (2002).</li><li>Yu, S. Y., Wu, S. W., Hsiao, H. H., Khoo, K. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Enabling+techniques+and+strategic+workflow+for+sulfoglycomics+based+on+mass+spectrometry+mapping+and+sequencing+of+permethylated+sulfated+glycans.">Enabling techniques and strategic workflow for sulfoglycomics based on mass spectrometry mapping and sequencing of permethylated sulfated glycans.</a> Glycobiology. 19 (10), 1136-1149 (2009).</li><li>Yu, S. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Priming+mass+spectrometry-based+sulfoglycomic+mapping+for+identification+of+terminal+sulfated+lacdiNAc+glycotope.">Priming mass spectrometry-based sulfoglycomic mapping for identification of terminal sulfated lacdiNAc glycotope.</a> Glycoconj J. 30 (2), 183-194 (2013).</li><li>Kumagai, T., Katoh, T., Nix, D. B., Tiemeyer, M., Aoki, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In-gel+&#946;-elimination+and+aqueous-organic+partition+for+improved+O-+and+sulfoglycomics.">In-gel &#946;-elimination and aqueous-organic partition for improved O- and sulfoglycomics.</a> Anal. Chem. 85 (18), 8692-8699 (2013).</li></ol>

The authors declare no competing financial interest.

Combining in-gel reductive &#946;-elimination with aqueous-organic extraction enhances the sensitivity and depth of structural data that can be acquired for characterizing sulfated and non-sulfated O-linked glycans harvested from small amounts of mucin-type glycoproteins resolved from other proteins by SDS-PAGE. The essential advances of the technical approaches presented in this study are: (a) facile removal of gel derived contaminants by simple washing steps; (b) quantitative recovery of permethylated sulfoglycans in t...

La glicosilación es una modificación esencial de proteína después de la traducción, lo que contribuye a la fisiología del organismo, patología del tejido, y el reconocimiento celular 1-3. A pesar de los grandes avances en glicociencia analítica, la caracterización de la diversidad completa de glicanos en una proteína específica sigue siendo una tarea extremadamente difícil, sobre todo en las proteínas aisladas de fuentes biológicas primarias. No obstante, la microheterogeneidad de glicanos de glicoproteínas con frecuencia afecta a las interacciones funcionales con otras proteínas. Por lo tanto, la caracterización de la diversidad glicano es esencial para la comprensión de la importancia fisiológica de celular y tisular 4,5 glicosilación. A fin de comprender la contribución de glicosilación glicoproteína a la fisiología y la fisiopatología del tejido, robusto, sensible, y técnicas analíticas integrales glycomic han vuelto cada vez más importante. En el análisis proteómico, identificación de proteínas se obtienen generalmente por LC-MS/ MS análisis de péptidos trípticos 6. La digestión de proteínas puede llevarse a cabo usando una proteína o proteínas purificadas resueltas por SDS-PAGE después de la digestión en gel con proteasas tales como tripsina 7-9. Pre-enriquecimiento de la mezcla de proteínas por SDS-PAGE aumenta la profundidad y exactitud de ID de la proteína. El desarrollo de estrategias análogas para el análisis glycomic de glicosilación glicoproteína se encuentra a la vanguardia de la glicociencia. Las dos clases principales de glicanos están unidos a cadenas principales de proteínas a través de cualquiera de ligamiento o N-O-vinculación. Glicanos ligados a N están unidos a asparagina (Asn) residuos que se encuentran como parte de un sequon definido como Asn-X-Ser / Thr / Cys (X es cualquier aminoácido excepto prolina), y puede ser liberado por digestión enzimática con péptido-N -glycanase (PNGasaF o A), ya sea en solución, en gel, o en-blot 10-12. Glicanos O-ligados están asociadas principalmente a serina (Ser) o treonina (Thr) residuos. Sin embargo, sólo una enzima ha sido identificado que es capaz de liberar glicanos O-ligados de glicoproteína y tiene una especificidad glicano extremadamente limitada, liberando sólo los glicanos O-ligados simples. Estrategias de las emisiones químicas siguen siendo el método de elección para la liberación integral de glicanos O-ligados de glicoproteínas. Β-eliminación reductora o no reductora, o hidrazinolisis son técnicas de liberación química bien caracterizados y son actualmente los métodos más comúnmente utilizados para la liberación de los glicanos O-vinculado glicoproteínas de 13,14. Aunque reductora β-eliminación se ha utilizado para liberar los glicanos O-ligados de glicoproteínas separadas por SDS-PAGE, los enfoques anteriores requieren separación por HPLC para el análisis posterior 15-17. Análisis multidimensional MS (MS n) actualmente proporciona la fuente más rica de los datos estructurales para la caracterización de los glicanos liberados de glicoproteínas aisladas en las cantidades que se espera de la mayoría de fuentes biológicas. La profundidad de la EMcaracterización estructural basado ve facilitada en gran medida por permethylating los glicanos liberados antes de su análisis. Permetilación mejora la ionización y tiende a igualar las respuestas de señal molares través de una amplia gama de estructuras de glicano 18,19. Además, permetilación etiquetas inequívocamente restos de monosacáridos terminales y sustituidos con masas distintivos, mejorando así la elucidación estructural 20-23. Por ejemplo, los glicanos ácidos son generalmente difíciles de detectar como especies no permetilado por MS. Aunque glicanos ácidas se pueden detectar en modo de iones negativos por MS, es imposible detectar tanto glicanos ácidos y neutros en el mismo modo de iones. Una ventaja importante de permetilación glicano es que todos los grupos hidroxilo libres (OH) en sustituyentes de monosacáridos de un glicano se tapó con un grupo metilo (OCH 3 o OMe), por lo tanto los cargos de un sialilados glicano se neutralizan, por lo que como detectable como permetilado neutral (AsiaLO) glicanos. Sin embargo, los hidroxilos de restos de sulfato en sulfoglycans son resistentes a la permetilación, lo que resulta en la retención de carga aniónica, que suprime la ionización y disminuye la sensibilidad. Esta supresión actualmente impide el análisis glycomic integral de glicoproteínas muy complejas, como las mucinas, que llevan una gran abundancia de glicanos sulfatados 24-26. Informes recientes sobre purificadores de glicanos sulfatados usado cargado, cromatografía de fase inversa para purificar y glicanos permetilados separadas antes del análisis MALDI. Este método se basa en la separación completa de glicanos sulfatados y no sulfatados utilizando diferentes fases móviles para la elución, lo que hemos encontrado para ser menos estrictas que el particionamiento fase orgánica. Por lo tanto, las nuevas técnicas adecuadas para la detección y el enriquecimiento de sulfoglycans se presentan aquí. Estas técnicas permiten la recuperación cuantitativa de glicanos sulfatados en la fase acuosa de agua siguiente: DCM (diclorometano)extracción, que se realiza rutinariamente en el extremo de reacciones permetilación de glicano 27. Es importante destacar que esta robusta separación de sulfoglycans permetilados de una mezcla de glicanos sulfatados no permetilados enriquece concomitantemente para especies cargadas al mismo tiempo simplificar MS 2 patrones de fragmentación. También se presenta un protocolo integral para mejorar el análisis de glicanos O-ligados en gel. El protocolo de recuperación mejorada aumenta el glicano, aumenta la información estructural puede obtenerse a través de MS n análisis de glicanos permetilados, y mejora la sensibilidad del análisis sulfoglycomic aplicadas a glicoproteínas esenciales aislados de fuentes biológicas. Este protocolo está diseñado para O-glicano ligado análisis de extractos de glicoproteína enteros o de una glicoproteína específica de interés resueltas por SDS-PAGE y se compone de tres procedimientos experimentales; A) gel de limpieza, B) en gel reductora β-eliminación y C) permethy glicanolación. El objetivo es obtener datos glycomic integrales O-ligados para glicoproteínas cosechadas a partir de fuentes primarias de interés biológico (Figura 1). Las glicoproteínas separadas por SDS-PAGE se visualizaron por tinción y bandas de interés se escindieron y la banda de gel resultante se corta en trozos pequeños. Las piezas de gel se destiñeron y se sometieron a lavados de acetato de etilo para eliminar los contaminantes de gel (Figura 2a). La liberación de glucanos se consigue mediante in-gel reductora β-eliminación (Figura 2B) y los glicanos liberados se permetiló. Acuoso-orgánico de extracción siguiente permetilación particiones cuantitativamente los glicanos aniónicos sulfatados lejos de glicanos neutros no sulfatados (Figura 2C). En-gel reductora β-eliminación acoplado a extracción acuosa-orgánica permite la caracterización de glicanos O-ligados y sulfoglycans liberados de pequeñas cantidades de glicoproteína separados por SDS-PAGE. La visión estratégica es summariZed en la Figura 1 y los detalles se muestran en la Figura 2. Además, una parte de las piezas de gel se lavaron destained y se puede utilizar para ID de proteínas mediante técnicas proteómicas estándar LC-MS / MS.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="812">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:155px;">Company</td>
			<td style="width:124px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:303px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="19">
			<td height="19" style="height:19px;width:231px;">Water, deionized water</td>
			<td style="width:155px;">Sigma-Aldrich&#160;</td>
			<td>270733-4L</td>
			<td style="width:303px;">CHROMASOLV, for HPLC</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Acetic acid, Glacial</td>
			<td style="width:155px;">Fisher</td>
			<td>A38-500</td>
			<td style="width:303px;">Certified ACS&#8805;99.7 w/w %</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Methanol</td>
			<td style="width:155px;">Sigma-Aldrich&#160;</td>
			<td>34860-4L-R</td>
			<td style="width:303px;">CHROMASOLV, for HPLC, &#8805;99.9%</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Ammonium bicarbonate</td>
			<td style="width:155px;">Fluka</td>
			<td>09830-500G</td>
			<td style="width:303px;">BioUltra, &#8805;99.5% (T), Step 1</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:231px;">Acetonitrile</td>
			<td style="width:155px;">Sigma-Aldrich&#160;</td>
			<td>34998-4L</td>
			<td style="width:303px;">CHROMASOLV Plus, for HPLC, &#8805;99.9%, Step 1</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Ethyl acetate</td>
			<td style="width:155px;">Fluka</td>
			<td>34972-1L-R</td>
			<td style="width:303px;">LC-MS CHROMASOLV, Step 1</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Sodium borohydride</td>
			<td style="width:155px;">Aldrich</td>
			<td>213462-25G</td>
			<td style="width:303px;">ReagentPlus, 99%, Step 2</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:231px;">Iodomethane</td>
			<td style="width:155px;">Sigma-Aldrich&#160;</td>
			<td>289566-100G</td>
			<td style="width:303px;">ReagentPlus, 99.5%,&#160; Step 6.&#160; Store at 4 &#176;C until use.&#160; Sit at room temperature before use.</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:231px;">Sodium hydroxide solution, 50% w/w</td>
			<td style="width:155px;">Fisher</td>
			<td>SS254-1</td>
			<td style="width:303px;">Certified, Step 6</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Dimethyl sulfoxide, anhydrous</td>
			<td style="width:155px;">Sigma-Aldrich&#160;</td>
			<td>276855-1L</td>
			<td style="width:303px;">Anhydrous, &#8805;99.9%, Step 6</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Methanol, anhydrous</td>
			<td style="width:155px;">Sigma-Aldrich&#160;</td>
			<td>322415-100ML</td>
			<td style="width:303px;">Anhydrous, 99.8%, Step 6</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:231px;">Dichloromethane</td>
			<td style="width:155px;">Sigma-Aldrich&#160;</td>
			<td>34856-4L</td>
			<td style="width:303px;">CHROMASOL&#174;, for HPLC, &#8805;99.8%, contains amylene as stabilizer, Step 7</td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;width:231px;">Dowex 50WX8 hydrogen formhydrogen form 100-200&#160;mesh</td>
			<td style="width:155px;">Sigma-Aldrich&#160;</td>
			<td>217506-500G</td>
			<td style="width:303px;">Step 3</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">AG 50W-X8 Resin&#160;</td>
			<td style="width:155px;">Bio-Rad</td>
			<td>142-1441</td>
			<td style="width:303px;">Step 3</td>
		</tr>
		<tr height="23">
			<td height="23" style="height:23px;width:231px;">BAKERBOND spe 1 ml x 100 mg Solid Phase Extraction Column, PP, Octadecyl (C18) Reverse Phase</td>
			<td style="width:155px;">JT Baker</td>
			<td>JT-7020-01</td>
			<td style="width:303px;">Step 5 and 8</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:231px;">7.5% Mini-PROTEAN TGX Precast Gel&#160;</td>
			<td style="width:155px;">Bio-Rad</td>
			<td></td>
			<td style="width:303px;">Step 1</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Bio-Safe Coomassie Stain&#160;</td>
			<td style="width:155px;">Bio-Rad</td>
			<td>161-0786</td>
			<td style="width:303px;">G-250, Step 1</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:231px;">Silver Stain Kit for Mass Spectrometry</td>
			<td style="width:155px;">Pierce</td>
			<td>24600</td>
			<td style="width:303px;">Step 1</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:231px;">Oligosaccharides Kit (Maltotriose, Dp3: R474140)</td>
			<td style="width:155px;">Supelco&#160;</td>
			<td>47265</td>
			<td style="width:303px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:231px;">Oligosaccharides Kit (Maltotetraose, Dp4: R474135)</td>
			<td style="width:155px;">Supelco&#160;</td>
			<td>47265</td>
			<td style="width:303px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:231px;">Disposable Pasteur Pipets, Glass, Short Tip</td>
			<td style="width:155px;">VWR</td>
			<td>14673-010</td>
			<td style="width:303px;">Wash before use</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:231px;">PYREX 13 x 100 mm Disposable Round Bottom Threaded Culture Tubes</td>
			<td style="width:155px;">Corning</td>
			<td>99447-13</td>
			<td style="width:303px;">Wash before use</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:231px;">PYREX 16 x 125 mm Disposable Round Bottom Threaded Culture Tubes</td>
			<td style="width:155px;">Corning</td>
			<td>99447-16</td>
			<td style="width:303px;">Wash before use</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:231px;">Phenolic Caps/Closures with PTFE-Faced Rubber Liner</td>
			<td style="width:155px;">Kimble</td>
			<td>45066C-13</td>
			<td style="width:303px;">Wash before use</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:231px;">Phenolic Caps/Closures with PTFE-Faced Rubber Liner</td>
			<td style="width:155px;">Kimble</td>
			<td>45066C-15</td>
			<td style="width:303px;">Wash before use</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Hamilton HPLC syringe</td>
			<td style="width:155px;">HAMILTON</td>
			<td>81265</td>
			<td style="width:303px;">volume 500&#160;&#956;L, needle size 22 ga&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Hamilton HPLC syringe</td>
			<td style="width:155px;">HAMILTON</td>
			<td>81165</td>
			<td style="width:303px;">volume 250&#160;&#956;L, needle size 22 ga</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Hamilton HPLC syringe</td>
			<td style="width:155px;">HAMILTON</td>
			<td>81065</td>
			<td style="width:303px;">volume 100&#160;&#956;L, needle size 22s ga&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Hamilton HPLC syringe</td>
			<td style="width:155px;">HAMILTON</td>
			<td>80965</td>
			<td style="width:303px;">volume 50&#160;&#956;L, needle size 22s ga</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Hamilton Calibrated Syringes</td>
			<td style="width:155px;">HAMILTON</td>
			<td>80300</td>
			<td style="width:303px;">volume 10&#160;&#956;L, needle size 26s ga&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:231px;">Petri Dish Glass 100mm x 15mm</td>
			<td style="width:155px;">GSC INTERNATIONAL INC</td>
			<td>1500-4</td>
			<td style="width:303px;">Wash before use, Step 1</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Bard-Parker Surgical Blades</td>
			<td style="width:155px;">Fisher</td>
			<td>371310</td>
			<td style="width:303px;">Step 1</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:231px;">Reacti-Therm Heating/Stirring Module</td>
			<td style="width:155px;">Pierce</td>
			<td>18870</td>
			<td style="width:303px;">Step 1, 4 and 7</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Heating Blocks</td>
			<td style="width:155px;">Fisher</td>
			<td>125D</td>
			<td style="width:303px;">Step 2</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:231px;">Pyrex fiber glass wool borosilicate pore size 8&#160;&#956;m</td>
			<td style="width:155px;">Aldrich</td>
			<td>CLS3950</td>
			<td style="width:303px;">Step 3</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Fused Silica CutterTubing cutter</td>
			<td style="width:155px;">alltech</td>
			<td>3194</td>
			<td style="width:303px;">Step 3</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Multi-tube vortexers&#160;</td>
			<td style="width:155px;">VWR</td>
			<td>444-7063</td>
			<td style="width:303px;">Step 6</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Lyophilizer 25EL Freezemobile</td>
			<td style="width:155px;">Virtis</td>
			<td>25EL</td>
			<td style="width:303px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Centrifuge</td>
			<td style="width:155px;">VWR</td>
			<td>Clinical 50</td>
			<td style="width:303px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;"></td>
			<td style="width:155px;"></td>
			<td></td>
			<td style="width:303px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:231px;">LTQ Orbitrap Discovery</td>
			<td style="width:155px;">Thermo Fisher Scientific</td>
			<td></td>
			<td style="width:303px;">0</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

improved in-gel reductive &#946;-elimination for comprehensive o-linked and sulfo-glycomics by mass spectrometry

Separation of proteins by SDS-PAGE followed by in-gel proteolytic digestion of resolved protein bands has produced high-resolution proteomic analysis of biological samples. Similar approaches, that would allow in-depth analysis of the glycans carried by glycoproteins resolved by SDS-PAGE, require special considerations in order to maximize recovery and sensitivity when using mass spectrometry (MS) as the detection method. A major hurdle to be overcome in achieving high-quality data is the removal of gel-derived contaminants that interfere with MS analysis. The sample workflow presented here is robust, efficient, and eliminates the need for in-line HPLC clean-up prior to MS. Gel pieces containing target proteins are washed in acetonitrile, water, and ethyl acetate to remove contaminants, including polymeric acrylamide fragments. O-linked glycans are released from target proteins by in-gel reductive &#946;-elimination and recovered through robust, simple clean-up procedures. An advantage of this workflow is that it improves sensitivity for detecting and characterizing sulfated glycans. These procedures produce an efficient separation of sulfated permethylated glycans from non-sulfated (sialylated and neutral) permethylated glycans by a rapid phase-partition prior to MS analysis, and thereby enhance glycomic and sulfoglycomic analyses of glycoproteins resolved by SDS-PAGE.

Efecto de Etil Acetato de Tratamiento Antes del En-gel reductora β-eliminación Un espectro de masas representativo de muestras permetilados glicanos O-ligados liberados de mucina bovina utilizando en gel reductora β-eliminación se muestra en la Figura 3. El lavado EtOAc de las piezas de gel SDS y elimina de forma efectiva poliacrílicos contaminantes que interfieren con el posterior análisis MS 27. <p class="jove_content" fo:keep-together...

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Improved In-gel Reductive &amp;#946;-Elimination for Comprehensive O-linked and Sulfo-glycomics by Mass Spectrometry

In order to comprehensively explore the diversity of O-linked glycans, a new procedure for in-gel reductive &#946;-elimination, combined with permethylation and a rapid phase-partition method, is applied to the analysis of O-linked glycans directly released from glycoproteins resolved by SDS-PAGE and amenable to subsequent glycomic analysis by mass spectrometry.

Mejora En-gel β-eliminación para ligada al O y exhaustiva sulfo-glycomics reductoras de Espectrometría de Masas

Separation of proteins by SDS-PAGE followed by in-gel proteolytic digestion of resolved protein bands has produced high-resolution proteomic analysis of ...

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Improved In-gel Reductive &#946;-Elimination for Comprehensive O-linked and Sulfo-glycomics by Mass Spectrometry

Unit 1

Nucleophilic Substitution and Elimination Reactions of Alkyl Halides

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11.7K vistas.  University of Georgia.   

Video: Improved In-gel Reductive &#946;-Elimination for Comprehensive O-linked and Sulfo-glycomics by Mass Spectrometry

Large Scale Non-targeted Metabolomic Profiling of Serum by Ultra Performance Liquid Chromatography-Mass Spectrometry (UPLC-MS)

Non-targeted metabolite profiling by ultra performance liquid chromatography coupled with mass spectrometry (UPLC-MS) is a powerful technique to investigate metabolism. The approach offers an unbiased and in-depth analysis that can enable the development of diagnostic tests, novel therapies, and further our understanding of disease processes. The inherent chemical diversity of the metabolome creates significant analytical challenges and there is no single experimental approach that can detect all metabolites. Additionally, the biological variation in individual metabolism and the dependence of metabolism on environmental factors necessitates large sample numbers to achieve the appropriate statistical power required for meaningful biological interpretation. To address these challenges, this tutorial outlines an analytical workflow for large scale non-targeted metabolite profiling of serum by UPLC-MS. The procedure includes guidelines for sample organization and preparation, data acquisition, quality control, and metabolite identification and will enable reliable acquisition of data for large experiments and provide a starting point for laboratories new to non-targeted metabolite profiling by UPLC-MS.

Large Scale Non-targeted Metabolomic Profiling of Serum by Ultra Performance Liquid Chromatography-Mass Spectrometry UPLC-MS

Non-targeted metabolite profiling by ultra performance liquid chromatography coupled with mass spectrometry (UPLC-MS) is a powerful technique to investigate metabolism. This article outlines a typical workflow utilized for non-targeted metabolite profiling of serum including sample organization and preparation, data acquisition, data analysis, quality control, and metabolite identification.

A gran escala que no son objeto de perfiles metabolómicos de Serum Ultra Performance Liquid Chromatography-espectrometría de masas (UPLC-MS)

Non-targeted metabolite profiling by ultra performance liquid chromatography coupled with mass spectrometry (UPLC-MS) is a powerful technique to ...

Investigación

Química

A Study of the Complexation of Mercury(II) with Dicysteinyl Tetrapeptides by Electrospray Ionization Mass Spectrometry

In this study we evaluated a method for the characterization of complexes, formed in different relative ratios of mercury(II) to dicysteinyl tetrapeptide, by electrospray ionization orbitrap mass spectrometry. This strategy is based on previous successful characterization of mercury-dicysteinyl complexes involving tripeptides by utilizing mass spectrometry among other techniques. Mercury(II) chloride and a dicysteinyl tetrapeptide were incubated in a degassed buffered medium at varying stoichiometric ratios. The complexes formed were subsequently analyzed on an electrospray mass spectrometer consisting of a hybrid linear ion- and orbi- trap mass analyzer. The electrospray ionization mass spectrometry (ESI-MS) spectra were acquired in the positive mode and the observed peaks were then analyzed for distinct mercury isotopic distribution patterns and associated monoisotopic peak. This work demonstrates that an accurate stoichiometry of mercury and peptide in the complexes formed under specified electrospray ionization conditions can be determined by using high resolution ESI MS based on distinct mercury isotopic distribution patterns.

A Study of the Complexation of MercuryII with Dicysteinyl Tetrapeptides by Electrospray Ionization Mass Spectrometry

The characterization of complexes formed in different relative ratios of mercury(II) to dicysteinyl tetrapeptides by electrospray ionization orbitrap mass spectrometry is presented.

Un estudio de la complejación de Mercurio (II) con Dicysteinyl tetrapéptidos por electrospray espectrometría de masas de ionización

In this study we evaluated a method for the characterization of complexes, formed in different relative ratios of mercury(II) to dicysteinyl tetrapeptide, ...

Real-time Breath Analysis by Using Secondary Nanoelectrospray Ionization Coupled to High Resolution Mass Spectrometry

Exhaled volatile organic compounds (VOCs) have aroused considerable interest, since they can serve as biomarkers for disease diagnosis and environmental exposure in a non-invasive manner. In this work, we present a protocol to characterize the exhaled VOCs in real time by using secondary nanoelectrospray ionization coupled to high resolution mass spectrometry (Sec-nanoESI-HRMS). The homemade Sec-nanoESI source was readily set up based on a commercial nanoESI source. Hundreds of peaks were observed in the background-subtracted mass spectra of exhaled breath, and the mass accuracy values are -4.0-13.5 ppm and -20.3-1.3 ppm in the positive and negative ion detection modes, respectively. The peaks were assigned with accurate elemental composition according to the accurate mass and isotopic pattern. Less than 30 s is used for one exhalation measurement, and it takes approximately 7 min for six replicated measurements.

A protocol for characterizing chemical composition of exhaled breath in real time by using secondary nanoelectrospray ionization coupled to high resolution mass spectrometry is demonstrated.

Análisis de la respiración en tiempo real mediante el uso de ionización secundaria Nanoelectrospray acoplada a espectrometría de masas de alta resolución

Exhaled volatile organic compounds (VOCs) have aroused considerable interest, since they can serve as biomarkers for disease diagnosis and environmental ...

Synthesis and Mass Spectrometry Analysis of Oligo-peptoids

Peptoids are sequence-controlled peptide-mimicking oligomers consisting of N-alkylated glycine units. Among many potential applications, peptoids have been thought of as a type of molecular information storage. Mass spectrometry analysis has been considered the method of choice for sequencing peptoids. Peptoids can be synthesized via solid phase chemistry using a repeating two-step reaction cycle. Here we present a method to manually synthesize oligo-peptoids and to analyze the sequence of the peptoids using tandem mass spectrometry (MS/MS) techniques. The sample peptoid is a nonamer consisting of alternating N-(2-methyloxyethyl)glycine (Nme) and N-(2-phenylethyl)glycine (Npe), as well as an N-(2-aminoethyl)glycine (Nae) at the N-terminus. The sequence formula of the peptoid is Ac-Nae-(Npe-Nme)4-NH2, where Ac is the acetyl group. The synthesis takes place in a commercially available solid-phase reaction vessel. The rink amide resin is used as the solid support to yield the peptoid with an amide group at the C-terminus. The resulting peptoid product is subjected to sequence analysis using a triple-quadrupole mass spectrometer coupled to an electrospray ionization source. The MS/MS measurement produces a spectrum of fragment ions resulting from the dissociation of charged peptoid. The fragment ions are sorted out based on the values of their mass-to-charge ratio (m/z). The m/z values of the fragment ions are compared against the nominal masses of theoretically predicted fragment ions, according to the scheme of peptoid fragmentation. The analysis generates a fragmentation pattern of the charged peptoid. The fragmentation pattern is correlated to the monomer sequence of the neutral peptoid. In this regard, MS analysis reads out the sequence information of the peptoids.

A protocol is described for the manual synthesis of oligo-peptoids followed by sequence analysis by mass spectrometry.

Síntesis y análisis de espectrometría de masas de peptoides Oligo

Peptoids are sequence-controlled peptide-mimicking oligomers consisting of N-alkylated glycine units. Among many potential applications, peptoids have ...

Analyzing Protein Architectures and Protein-Ligand Complexes by Integrative Structural Mass Spectrometry

Proteins are an important class of biological macromolecules that play many key roles in cellular functions including gene expression, catalyzing metabolic reactions, DNA repair and replication. Therefore, a detailed understanding of these processes provides critical information on how cells function. Integrative structural MS methods offer structural and dynamical information on protein complex assembly, complex connectivity, subunit stoichiometry, protein oligomerization and ligand binding. Recent advances in integrative structural MS have allowed for the characterization of challenging biological systems including large DNA binding proteins and membrane proteins. This protocol describes how to integrate diverse MS data such as native MS and ion mobility-mass spectrometry (IM-MS) with molecular dynamics simulations to gain insights into a helicase-nuclease DNA repair protein complex. The resulting approach provides a framework for detailed studies of ligand binding to other protein complexes involved in important biological processes.

Mass spectrometry (MS) has emerged as an important tool for the investigation of structure and dynamics of macromolecular assemblies. Here, we integrate MS-based approaches to interrogate protein complex formation and ligand binding.

Análisis de arquitecturas de proteínas y complejos de proteína-ligando por espectrometría de masa estructural integrativo

Proteins are an important class of biological macromolecules that play many key roles in cellular functions including gene expression, catalyzing ...

High-throughput and Comprehensive Drug Surveillance Using Multisegment Injection-Capillary Electrophoresis-Mass Spectrometry

New analytical methods are urgently needed to enable high-throughput, yet comprehensive drug screening, given an alarming opioid and prescription drug crisis in public health. Conventional urine drug testing based on a two-tier immunoassay screen followed by a gas chromatography-tandem mass spectrometry (GC-MS/MS) or liquid chromatography-tandem mass spectrometry (LC-MS/MS) method are expensive and prone to bias while being limited to targeted panels of known drugs of abuse (DoA). Herein, we outline an improved method for drug surveillance that allows for the resolution and detection of an expanded panel of DoA and their metabolites when using multisegment injection-capillary electrophoresis-mass spectrometry (MSI-CE-MS). Multiplexed separations of ten urine samples with a quality control by CE (&lt; 3 min/sample) in conjunction with full-scan data acquisition using a time-of-flight mass spectrometer (TOF-MS) under positive ion mode detection allows for the identification and quantification of DoA above recommended cut-off levels. An excellent resolution of drug isomers and isobars, including background interferences, are achieved when using MSI-CE-MS with an electrokinetic spacer between sample segments, where accurate mass/molecular formula together with the comigration of a matching deuterated internal standard and the detection of one or more bio-transformed metabolites facilitate DoA identification over a wider detection window. Additionally, urine samples can be analyzed directly without enzyme deconjugation for the rapid screening without complicated sample workup. MSI-CE-MS enables the surveillance of a broad spectrum of DoA that is required for the treatment monitoring of high-risk patients, including confirming prescribed drug adherence, revealing illicit drug use/substitution, and evaluating optimal dosage regimes as required for new advances in precision medicine.

Here we describe a high-throughput method for comprehensive drug surveillance that allows for the improved resolution and detection of large panels of drugs of abuse and their metabolites, with quality control based on multisegment injection-capillary electrophoresis-mass spectrometry.

Alto rendimiento y amplio farmacovigilancia mediante espectrometría de masas siguientes electroforesis capilar de inyección

New analytical methods are urgently needed to enable high-throughput, yet comprehensive drug screening, given an alarming opioid and prescription drug ...

Analysis of Complex Molecules and Their Reactions on Surfaces by Means of Cluster-Induced Desorption/Ionization Mass Spectrometry

Desorption/Ionization Induced by Neutral SO2 Clusters (DINeC) is employed as a very soft and efficient desorption/ionization technique for mass spectrometry (MS) of complex molecules and their reactions on surfaces. DINeC is based on a beam of SO2 clusters impacting on the sample surface at low cluster energy. During cluster-surface impact, some of the surface molecules are desorbed and ionized via dissolvation in the impacting cluster; as a result of this dissolvation-mediated desorption mechanism, low cluster energy is sufficient and the desorption process is extremely soft. Both surface adsorbates and molecules of which the surface is composed of can be analyzed. Clear and fragmentation-free spectra from complex molecules such as peptides and proteins are obtained. DINeC does not require any special sample preparation, in particular no matrix has to be applied. The method yields quantitative information on the composition of the samples; molecules at a surface coverage as low as 0.1 % of a monolayer can be detected. Surface reactions such as H/D exchange or thermal decomposition can be observed in real-time and the kinetics of the reactions can be deduced. Using a pulsed nozzle for cluster beam generation, DINeC can be efficiently combined with ion trap mass spectrometry. The matrix-free and soft nature of the DINeC process in combination with the MSn capabilities of the ion trap allows for very detailed and unambiguous analysis of the chemical composition of complex organic samples and organic adsorbates on surfaces.

Neutral SO2 clusters of low kinetic energy (&#60; 0.8 eV/constituent) are used to desorb complex surface molecules such as peptides or lipids for further analysis by means of mass spectrometry using an ion trap mass spectrometer. No special sample preparation is required, and real-time observation of reactions is possible.

Análisis de moléculas complejas y sus reacciones en superficies por medios de espectrometría de masas de desorción/ionización inducida por racimos

Desorption/Ionization Induced by Neutral SO2 Clusters (DINeC) is employed as a very soft and efficient desorption/ionization technique for mass ...

Capillary Electrophoresis Mass Spectrometry Approaches for Characterization of the Protein and Metabolite Corona Acquired by Nanomaterials

The adsorption of biomolecules from surrounding biological matrices to the surface of nanomaterials (NMs) to form the corona has been of interest for the past decade. Interest in the bio-nano interface arises from the fact that the biomolecular corona confers a biological identity to NMs and thus causes the body to identify them as &#8220;self&#8221;. For example, previous studies have demonstrated that the proteins in the corona are capable of interacting with membrane receptors to influence cellular uptake and established that the corona is responsible for cellular trafficking of NMs and their eventual toxicity. To date, most research has focused upon the protein corona and overlooked the possible impacts of the metabolites included in the corona or synergistic effects between components in the complete biomolecular corona. As such, this work demonstrates methodologies to characterize both the protein and metabolite components of the biomolecular corona using bottom-up proteomics and metabolomics approaches in parallel. This includes an on-particle digest of the protein corona with a surfactant used to increase protein recovery, and a passive characterization of the metabolite corona by analyzing metabolite matrices before and after NM exposures. This work introduces capillary electrophoresis &#8211; mass spectrometry (CESI-MS) as a new technique for NM corona characterization. The protocols outlined here demonstrate how CESI-MS can be used for the reliable characterization of both the protein and metabolite corona acquired by NMs. The move to CESI-MS greatly decreases the volume of sample required (compared to traditional liquid chromatography &#8211; mass spectrometry (LC-MS) approaches) with multiple injections possible from as little as 5 &#181;L of sample, making it ideal for volume limited samples. Furthermore, the environmental consequences of analysis are reduced with respect to LC-MS due to the low flow rates (&#60;20 nL/min) in CESI-MS, and the use of aqueous electrolytes which eliminates the need for organic solvents.

Here we present a protocol to characterize the complete biomolecular corona, proteins, and metabolites, acquired by nanomaterials from biofluids using a capillary electrophoresis &#8211; mass spectrometry approach.

Electroforesis capilar Enfoques de espectrometría de masas para la caracterización de la proteína y el metabolito Corona adquiridos por nanomateriales

The adsorption of biomolecules from surrounding biological matrices to the surface of nanomaterials (NMs) to form the corona has been of interest for the ...

Covalent Labeling with Diethylpyrocarbonate for Studying Protein Higher-Order Structure by Mass Spectrometry

Characterizing a protein&#39;s higher-order structure is essential for understanding its function. Mass spectrometry (MS) has emerged as a powerful tool for this purpose, especially for protein systems that are difficult to study by traditional methods. To study a protein&#39;s structure by MS, specific chemical reactions are performed in solution that encode a protein&#39;s structural information into its mass. One particularly effective approach is to use reagents that covalently modify solvent accessible amino acid side chains. These reactions lead to mass increases that can be localized with residue-level resolution when combined with proteolytic digestion and tandem mass spectrometry. Here, we describe the protocols associated with use of diethylpyrocarbonate (DEPC) as a covalent labeling reagent together with MS detection. DEPC is a highly electrophilic molecule capable of labeling up to 30% of the residues in the average protein, thereby providing excellent structural resolution. DEPC has been successfully used together with MS to obtain structural information for small single-domain proteins, such as &#946;2-microglobulin, to large multi-domain proteins, such as monoclonal antibodies.

The experimental procedures for performing diethylpyrocarbonate-based covalent labeling with mass spectrometric detection are described. Diethylpyrocarbonate is simply mixed with the protein or protein complex of interest, leading to the modification of solvent accessible amino acid residues. The modified residues can be identified after proteolytic digestion and liquid chromatography/mass spectrometry analysis.

Etiquetado Covalente Con Dietilpirocarbonato Para El Estudio De La Estructura De Orden Superior De Proteínas Por Espectrometría De Masas

Characterizing a protein&#39;s higher-order structure is essential for understanding its function. Mass spectrometry (MS) has emerged as a powerful tool ...

Characterizing RNA Modifications in Single Neurons Using Mass Spectrometry

Post-transcriptional modifications (PTMs) of RNA represent an understudied mechanism involved in the regulation of translation in the central nervous system (CNS). Recent evidence has linked specific neuronal RNA modifications to learning and memory paradigms. Unfortunately, conventional methods for the detection of these epitranscriptomic features are only capable of characterizing highly abundant RNA modifications in bulk tissues, precluding the assessment of unique PTM profiles that may exist for individual neurons within the activated behavioral circuits. In this protocol, an approach is described&#8212;single-neuron RNA modification analysis by mass spectrometry (SNRMA-MS)&#8212;to simultaneously detect and quantify numerous modified ribonucleosides in single neurons. The approach is validated using individual neurons of the marine mollusk, Aplysia californica, beginning with surgical isolation and enzymatic treatment of major CNS ganglia to expose neuron cell bodies, followed by manual single-neuron isolation using sharp needles and a micropipette. Next, mechanical and thermal treatment of the sample in a small volume of buffer is done to liberate RNA from an individual cell for subsequent RNA digestion. Modified nucleosides are then identified and quantified using an optimized liquid chromatography-mass spectrometry method. SNRMA-MS is employed to establish RNA modification patterns for single, identified neurons from A. californica that have known morphologies and functions. Examples of qualitative and quantitative SNRMA-MS are presented that highlight the heterogeneous distribution of RNA modifications across individual neurons in neuronal networks.

Post-transcriptional modifications of RNA represent an understudied layer of translation regulation that has recently been linked to central nervous system plasticity. Here, sample preparation and liquid chromatography-tandem mass spectrometry approach is described for simultaneous characterization of numerous RNA modifications in single neurons.

Caracterización de modificaciones de ARN en neuronas individuales mediante espectrometría de masas

Post-transcriptional modifications (PTMs) of RNA represent an understudied mechanism involved in the regulation of translation in the central nervous ...