The authors have nothing to disclose.

Todos los procedimientos y pruebas de comportamiento fueron aprobados por la Junta de Ética de Experimentación Animal de la Universidad de MacEwan con el número de protocolo 11/06/12, que está en cumplimiento con el Consejo Canadiense para las directrices del Cuidado de Animales para el cuidado y uso de animales de experimentación. 1. Preparar tanques de dosificación, soluciones y Horario Administración <ol><li> Preparar un programa de administración de tal manera que los animales se dosifican en el mismo entorno y durante la misma hora del día para evitar cualquier confunde de tiempo o de empuje a los estímulos visuales. </li><li> Obtener la mayor cantidad, 1,5 L, tanques de desove polipropileno claras idénticas como sea necesario para el número de tamaños de los grupos. Use grupos de 8 peces por tanque, lo que permite 2 grupos de peces a ensayar por día más tarde en el procedimiento (ver paso 3). Utilice un tanque de retención y un tanque de dosificación por grupo (2x número total de grupos). <ol><li> Coloque 400 micras inserciones de desove en todos los tanques de almacenamiento. Fenfermos los tanques con agua de hábitat o agua de ósmosis inversa a la temperatura correcta (para el pez cebra, 25-28 ° C) que sea consistente con los peces de temperatura son normalmente alojados en. NOTA: No puede haber interacciones químicas no deseadas entre algunos medicamentos y los componentes químicos del agua tamponada hábitat. En esta situación, utilizar agua de ósmosis inversa tamponada con sales mínimas o ninguna acuario para la administración de fármacos, así como para los grupos de control. </li><li> Asegúrese de que los tanques se encuentran en un ambiente neutral para evitar el pescado acondicionado a los estímulos visuales externos durante la dosificación. </li></ol></li><li> Preparar la solución de fármaco. Mezcle la cantidad apropiada de la droga con agua hábitat en los tanques de desove. Preparar la solución de etanol al 0,2% mediante la combinación de 3 ml de un etanol de alto grado (95% de etanol no desnaturalizado) con 1497 ml de agua. Preparar la solución de etanol al 1,4% mediante la combinación de 21 ml de etanol con 1479 ml de agua. </li></ol> 2. Compensación de Pesca y EtProcedimiento Administración Hanol <ol><li> Pescado con cuidado neto de sus tanques de hábitat y la transferencia en el tanque de retención adecuado que contiene el inserto de desove. Lo ideal sería que albergar a los peces en el inserto de desove para eliminar la compensación total. </li><li> Con todos los peces en sus respectivos tanques de almacenamiento, levante suavemente el desove insertar fuera del tanque de retención y colocarlo en el depósito de solución de fármaco apropiada (Figura 1A). <ol><li> Registre el tiempo de dosificación según sea necesario. Utilice 30 min en la solución de etanol para el procedimiento descrito aquí. </li><li> Si es posible, tener asistentes ayudan con la transferencia de todos los grupos experimentales para la solución de fármaco simultáneamente para garantizar el tiempo de dosificación precisa. Por otra parte, la transferencia de un grupo a la vez y hacer un seguimiento de la dosificación veces (Figura 1A) grupos individuales. </li></ol></li><li> Al final del período de dosificación requerida, quitar el pescado de la solución de etanol levantando cuidadosamente el inserto de desovede la solución de fármaco y colocando suavemente de nuevo en el tanque de retención. </li><li> Suavemente neta a los peces en los tanques de almacenamiento y colocarlos de nuevo en su hábitat hasta la próxima vez que la dosificación programada, o coloque el desove insertar de nuevo en el tanque de retención para eliminar la compensación. </li><li> Como se mencionó anteriormente, si es posible dentro de los parámetros de equipo de alojamiento de los animales, la casa de los animales en el mismo tanque y el inserto de desove que se utiliza como el tanque de retención. Esto eliminará la compensación por completo durante el proceso de administración. </li></ol> 3. Pruebas de Comportamiento <ol><li> Obtener una luz / arena oscuro 9,5 cm de ancho por 55 cm de largo y 9,5 cm de profundidad con un piso impermeable blanco (Figura 1B). Coloque papel no reflectante impermeable blanco y negro a las paredes interiores de la arena usando velcro, con la mitad de la arena cubierta en blanco y negro en medio cubierto. Llenar la arena hasta una profundidad de 5 cm con agua hábitat a una temperatura de 25-28 ° C. Maintain esta temperatura durante toda la prueba. </li><li> Minimalize estímulos visuales externas mediante la construcción de un recinto blanco de tres lados de la arena que se encuentra en. Asegúrese de que el área de pruebas tiene difusa iluminación cenital que no causa reflejos en la superficie del agua, sin embargo, es lo suficientemente brillante para el software de seguimiento de movimiento, o post cuantificación manual de -hoc a partir de imágenes de vídeo. </li><li> Coloque la arena en el recinto y configurar los parámetros de grabación y análisis de movimiento del software de seguimiento de la conducta. Establezca la duración del ensayo a 5-15 minutos, dependiendo de la pregunta de investigación. NOTA: En este caso, hemos utilizado 5 min. </li><li> Transportar el grupo de peces a ensayar para el área de investigación en el tanque de hábitat y colocarlos fuera del recinto de la arena. Aclimatar a los peces durante 10 minutos. </li><li> Un pez con cuidado neto del grupo y el lugar adecuado en el centro de la luz / arena oscura, asegurándose de liberar a los peces cuando se coloca paralela al eje largo de la arena para evIdentificación del sesgar el pescado a la luz o de la zona oscura. </li><li> Comience comportamiento a grabar inmediatamente después de soltar al animal. Esté atento a cualquier problema de software con el seguimiento de los peces o de peces saltando o congelación. Gire la arena 180 ° después de la mitad de los sujetos se ha probado para prevenir cualquier confunde debido a los sesgos resultantes de qué extremo de la arena está orientada hacia el extremo abierto de la caja. </li><li> Después de que el juicio ha terminado, suavemente red y eliminar el pescado de la arena a un tanque de almacenamiento o depósito de hábitat. </li></ol> 4. Análisis <ol><li> Examine el tiempo dedicado a la luz frente a las zonas oscuras. Para cada grupo y cada uno de los peces, obtenga el tiempo relativo transcurrido en las zonas claras y oscuras y analizar el uso de una muestra de t-test (o prueba de Wilcoxon para datos no paramétricos; diferencia de (la mitad del tiempo total de prueba) 150 seg) para determinar si los grupos prefieren significativamente un área sobre el otro. </li><li> Para comparar las preferencias, calcular una prefeíndice rencia restando el tiempo pasado en la zona de luz desde el tiempo pasado en la zona oscura y comparar las diferencias entre grupos. pruebas t- se puede utilizar para comparar dos grupos. Comparación de varios grupos con un solo sentido el análisis de varianza utilizando el test post hoc de Tukey HSD cuando sea necesario (o prueba de Kruskal-Wallis con comparaciones múltiples de Dunn test post hoc de los datos no paramétricos). </li><li> Comparar la velocidad, número de transiciones de zona, serpenteantes, y la inmovilidad en todos los grupos. Utilice solo sentido el análisis de varianza utilizando el test post hoc de Tukey HSD cuando sea necesario (o prueba de Kruskal-Wallis con comparaciones múltiples de Dunn test post hoc de los datos no paramétricos). </li></ol>

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</ol>

Los autores reconocen Josué Gallup para el uso de su equipo de fotografía utilizada para la Figura 1. Este trabajo fue apoyado por una subvención de Ingeniería de Investigación (NSERC) Canadá Descubrimiento Ciencias Naturales y (a TJH).

Estudios previos que implican la administración de fármacos en el pez cebra, simplemente se han basado en la compensación de pescado para transportarlos desde su tanque de casa en la solución de fármaco 12,16. Compensación no siempre es consistente y, a menudo toma más tiempo de lo esperado debido a la respuesta de escape del pez cebra, que tiene importante variabilidad individual. Métodos de transferencia tradicionales, aunque útiles, pueden mejorarse por la disminución de la cantidad de tiempo tot...

El pez cebra (Danio rerio) es una pequeña especie de teleósteos originarios de la India, que es un organismo modelo útil para conductual 1 y 2,3 médicos de investigación. El pez cebra también se utilizan comúnmente en el ensayo de diversas sustancias farmacológicas con el fin de caracterizar su impacto en el comportamiento. Varias dosis y programas de administración de drogas se han utilizado para investigar el comportamiento del pez cebra después de la administración de compuestos tales como estimulantes, ansiolíticos 4 5 y etanol 6-8. Nuestro laboratorio ha investigado los efectos de los diferentes programas de administración de etanol sobre la ansiedad pez cebra y la locomoción en la luz / oscuridad ensayo bien validado 9, 20, también se conoce comúnmente como el ensayo scototaxic. Un nuevo método de administración de etanol fue desarrollado para aumentar la eficiencia para la administración repetitiva, diariamente durante un largo período de tiempo (21 días) 6 </sarriba&gt;. Métodos utilizados anteriormente eran prácticos, sin embargo, hemos tratado de desarrollar un método que reduce la compensación, con sus costos de tiempo asociados, y permite la administración simultánea, precisamente cronometrado de la droga de interés para un gran número de peces. En la investigación usando etanol tradicional, el pez cebra se anotó y se transfiere desde un tanque a otro que contiene la mezcla apropiada de etanol y agua 10-12. Si bien este método es ampliamente aceptada, redes pez cebra puede aumentar la variabilidad en el tiempo necesario para introducir y eliminar el pescado de la solución de fármaco. Por lo tanto, la exposición exacta para el compuesto de interés puede variar en el transcurso de un experimento con dosificación repetida. Un método que reduce las fuentes de error generados por la variabilidad en los tiempos de transporte es por lo tanto deseable. Con nuestro método somos capaces de mover todos los peces de forma simultánea, lo que resulta en el tiempo de dosificación idéntica en cada pez. Después de la exposición de etanol (que se describe aquí), el pez cebra se puede probar en cualquier number de ensayos de comportamiento, entre ellos los que evalúan la ansiedad. Dosificación grupos de peces utilizando el nuevo método tiene usos prácticos más allá de la capacidad de replicar y estandarizar la dosificación entre sujetos y entre los grupos de peces con precisión. La llegada de un nuevo software que permite el seguimiento de los peces múltiple a la vez puede ver investigadores utilizan nuestros métodos para garantizar la replicabilidad y la precisión en sus experimentos. Teniendo en cuenta el amplio uso del pez cebra como organismo modelo para la neurociencia conductual, este método aumentará la eficiencia y la practicidad en el futuro los estudios farmacológicos. En el actual paradigma, un programa de dosificación repetida fue empleado que refleja aproximadamente horarios beber humanos. Los peces fueron asignados aleatoriamente a uno de tres grupos: control, diario-moderada, o semanal-compulsivos. El horario de dosis fue de 21 días de duración, elegido porque superó significativamente los tiempos de exposición en estudios previos 7. Peces de control recibió cero alcohol, pescado al día de moderada recibió 0,2% de alcohol una vez por día, y el pescado semanal-atracón recibió 1,4% de alcohol una vez por semana. La tarea de luz / oscuridad se utilizó para evaluar la ansiedad después de 2 días de abstinencia. Esta es una prueba relativamente simple de administrar que utiliza una arena rectangular en el que las paredes en un lado son de color blanco y en el otro lado son de color oscuro 9. Pez cebra adulto robustamente prefieren el lado oscuro de la arena bajo condiciones de control 6,9,13. El aumento de la ansiedad se define operacionalmente como significativamente más tiempo de permanencia en la zona oscura, y la disminución de la ansiedad se puede suponer cuando el pez pasa relativamente más tiempo de permanencia en la zona de luz. Con el software de seguimiento de movimiento, otras variables informativas también se pueden cuantificar, incluyendo velocidad media, la inmovilidad, meandros, y la zona de transiciones 14. El método de dosificación desarrollado en nuestro laboratorio puede aplicarse a cualquier investigación en el que los compuestos solubles en agua se administran a uno o más zebrafish. Muchos otros agentes farmacológicos que pueden beneficiarse de esta metodología en la actualidad se están probando en el pez cebra. Comúnmente compuestos ensayados incluyen la nicotina, clordiazepóxido, buspirona, y escopolamina, que se disolvió en una manera similar a etanol; mezclando la cantidad apropiada de la sustancia química en el agua. Por lo tanto, el alcance general de este procedimiento es mucho más amplio y no limitado a etanol. Además, después de la dosificación con fármacos para múltiples días, la tarea luz / oscuridad es sólo una de las muchas pruebas de comportamiento que podrían emplearse. Después de la administración de drogas o durante la retirada, otros ensayos populares que se pueden utilizar incluyen la prueba de buceo tanque de novela 15 y las pruebas de comportamiento social, tales como shoaling 16. El siguiente procedimiento se esbozarán un método eficiente de transferir repetidamente grupos de peces o peces individuales en soluciones que contienen un compuesto farmacológico de interés. Además, el proceso de las pruebas de la ansiedad con la prueba de luz / oscuridaden grupos de peces que están en retirada después de ser expuesto a largos horarios de la administración de alcohol se describirá.

<table><tbody><tr><td>Three shelf benchtop housing system</td><td><a href="http://aquatichabitats.com/research-systems/z-hab-system/" target="_blank"><img src="/img/new_window.png" /> Aquatic Habitats</a></td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>1.5 L Spawning tank w/400 &amp;mu;m baffle</td><td><a href="http://aquatichabitats.com/consumables/tanks-lids-and-baffles/info/nursery-tank-and-baffles/" target="_blank"><img src="/img/new_window.png" /> Aquatic Habitats</a></td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Pure Grain Ethanol</td><td><a href="http://www.luxco.com/brands/vodka-neutral-spirits-neutral-spirits-everclear" target="_blank"><img src="/img/new_window.png" /> Luxco, INC</a></td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Ethovision XT Motion tracking software</td><td><a href="http://www.noldus.com/animal-behavior-research/products/ethovision-xt" target="_blank"><img src="/img/new_window.png" /> Noldus Information Technology</a></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pipette</td><td><a href="http://eshop.eppendorf.ca/categories/1" target="_blank"><img src="/img/new_window.png" /> Eppendorf Canada</a></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Light/Dark Arena</td><td>Custom</td><td></td><td>Construct as per procedure description. 9.5 cm wide, 9.5 cm deep, 55 cm long.</td></tr></tbody></table>

a novel method of drug administration to multiple zebrafish (danio rerio) and the quantification of withdrawal

Anxiety testing in zebrafish is often studied in combination with the application of pharmacological substances. In these studies, fish are routinely netted and transported between home aquaria and dosing tanks. In order to enhance the ease of compound administration, a novel method for transferring fish between tanks for drug administration was developed. Inserts that are designed for spawning were used to transfer groups of fish into the drug solution, allowing accurate dosing of all fish in the group. This increases the precision and efficiency of dosing, which becomes very important in long schedules of repeated drug administration. We implemented this procedure for use in a study examining the behavior of zebrafish in the light/dark test after administering ethanol with differing 21 day schedules. In fish exposed to daily-moderate amounts of alcohol there was a significant difference in location preference after 2 days of withdrawal when compared to the control group. However, a significant difference in location preference in a group exposed to weekly-binge administration was not observed. 
This protocol can be generalized for use with all types of compounds that are water-soluble and may be used in any situation when the behavior of fish during or after long schedules of drug administration is being examined. The light/dark test is also a valuable method of assessing withdrawal-induced changes in anxiety.

Para mantener la precisión y el control en estudios farmacológicos con el pez cebra es importante el tiempo de la duración de la administración de etanol consistentemente y con precisión como se describe anteriormente. Nuestro procedimiento puede aumentar la facilidad y el rendimiento del procedimiento de dosificación. La administración de etanol en la fecha prevista o bien un binge-semanal o diaria de moderada resultó en niveles alterados de ansiedad, medida con el / test oscuro luz, en comparación con los con...

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A Novel Method of Drug Administration to Multiple Zebrafish Danio rerio and the Quantification of Withdrawal

A novel method for reducing variability when exposing fish to drugs is explained. Fish exposed to various patterns of ethanol exposure were found to have altered anxiety levels during withdrawal in a light/dark scototaxic assay.

Un nuevo método de la Administración de Drogas a múltiple pez cebra (<em&gt; Danio rerio</em&gt;) Y la cuantificación de Retiro

Anxiety testing in zebrafish is often studied in combination with the application of pharmacological substances. In these studies, fish are routinely ...

a-novel-method-drug-administration-to-multiple-zebrafish-danio-rerio

Research

JoVE Journal

Neuroscience

A Novel Method of Drug Administration to Multiple Zebrafish (Danio rerio) and the Quantification of Withdrawal

12.1K vistas.  MacEwan University. A novel method for reducing variability when exposing fish to drugs is explained. Fish exposed to various patterns of ethanol exposure were found to have altered anxiety levels during withdrawal in a light/dark scototaxic assay.

Video: A Novel Method of Drug Administration to Multiple Zebrafish Danio rerio and the Quantification of Withdrawal

Drug Screening of Primary Patient Derived Tumor Xenografts in Zebrafish

Patient derived xenograft models are critical in defining how different cancers respond to drug treatment in an in vivo system. Mouse models are the standard in the field, but zebrafish have emerged as an alternative model with several advantages, including the ability for high-throughput and low-cost drug screening. Zebrafish also allow for in vivo drug screening with large replicate numbers that were previously only obtainable with in vitro systems. The ability to rapidly perform large scale drug screens may open up the possibility for personalized medicine with rapid translation of results back to clinic. Zebrafish xenograft models could also be used to rapidly screen for actionable mutations based on tumor response to targeted therapies or to identify new anti-cancer compounds from large libraries. The current major limitation in the field has been quantifying and automating the process so that drug screens can be done on a larger scale and be less labor-intensive. We have developed a workflow for xenografting primary patient samples into zebrafish larvae and performing large scale drug screens using a fluorescence microscope equipped imaging unit and automated sampler unit. This method allows for standardization and quantification of engrafted tumor area and response to drug treatment across large numbers of zebrafish larvae. Overall, this method is advantageous over traditional cell culture drug screening as it allows for growth of tumor cells in an in vivo environment throughout drug treatment, and is more practical and cost-effective than mice for large scale in vivo drug screens.

Zebrafish xenograft models allow for high-throughput drug screening and fluorescent imaging of human cancer cells in an in vivo microenvironment. We developed a workflow for large scale, automated drug screening on patient-derived leukemia samples in zebrafish using an automated fluorescence microscope equipped imaging unit.

Examen de drogas de xenoinjertos de tumores derivados del paciente primario en peces cebra

Patient derived xenograft models are critical in defining how different cancers respond to drug treatment in an in vivo system. Mouse models are the ...

Investigación

Investigación sobre el cáncer

Behavioral Approaches to Studying Innate Stress in Zebrafish

Responding appropriately to stressful stimuli is essential for survival of an organism. Extensive research has been done on a wide spectrum of stress-related diseases and psychiatric disorders, yet further studies into the genetic and neuronal regulation of stress are still required to develop better therapeutics. The zebrafish provides a powerful genetic model to investigate the neural underpinnings of stress, as there exists a large collection of mutant and transgenic lines. Moreover, pharmacology can easily be applied to zebrafish, as most drugs can be added directly to water. We describe here the use of the 'novel tank test' as a method to study innate stress responses in zebrafish, and demonstrate how potential anxiolytic drugs can be validated using the assay. The method can easily be coupled with zebrafish lines harboring genetic mutations, or those in which transgenic approaches for manipulating precise neural circuits are used. The assay can also be used in other fish models. Together, the described protocol should facilitate the adoption of this simple assay to other laboratories.

This manuscript describes a simple method to measure stress behaviorally in adult zebrafish. The approach takes advantage of the innate tendency that zebrafish prefer the bottom half of a tank when in a stressful state. We also describe methods for coupling the assay with pharmacology.

Enfoques conductuales para estudiar el estrés innato en el pez cebra

Responding appropriately to stressful stimuli is essential for survival of an organism. Extensive research has been done on a wide spectrum of ...

Comportamiento

Automated High-throughput Behavioral Analyses in Zebrafish Larvae

We have created a novel high-throughput imaging system for the analysis of behavior in 7-day-old zebrafish larvae in multi-lane plates. This system measures spontaneous behaviors and the response to an aversive stimulus, which is shown to the larvae via a PowerPoint presentation. The recorded images are analyzed with an ImageJ macro, which automatically splits the color channels, subtracts the background, and applies a threshold to identify individual larvae placement in the lanes. We can then import the coordinates into an Excel sheet to quantify swim speed, preference for edge or side of the lane, resting behavior, thigmotaxis, distance between larvae, and avoidance behavior. Subtle changes in behavior are easily detected using our system, making it useful for behavioral analyses after exposure to environmental toxicants or pharmaceuticals.

Our laboratory developed a novel high-throughput automated imaging system that is useful for the detection of several different behaviors in 7-day-old zebrafish larvae. The system can be used for detecting subtle changes in behavior after the larvae have been exposed to environmental toxicants or pharmaceuticals.

Automatizados análisis de comportamiento de alto rendimiento en larvas de pez cebra

We have created a novel high-throughput imaging system for the analysis of behavior in 7-day-old zebrafish larvae in multi-lane plates. This system ...

Neurociencias

Optimized Intravenous Injection in Adult Zebrafish

Intravenous (IV) injection is widely recognized as the most effective and commonly utilized method for achieving systemic delivery of substances in mammalian research models. However, its application in adult zebrafish for drug delivery, stem cell transplantation, and regenerative and cancer studies has been limited due to the challenges posed by their small body size and intricate blood vessels. To overcome these limitations, alternative injection techniques such as intracardiac and retro-orbital (RO) injection have been explored in the past for stem cell transplantation in adult zebrafish. However, these techniques have their drawbacks, including the need for meticulous injection techniques or increased risk of mortality.
In this study, we have developed a refined and optimized IV injection procedure specifically tailored to adult zebrafish, addressing the challenges associated with their unique anatomy. To demonstrate the effectiveness of this technique, we performed successful IV injections of whole kidney marrow cells from Tg(mpo: EGFP) fish and FITC-dextran dye into adult Casper fish. The subsequent visualization of injected cells and dyes using a fluorescence microscope confirmed their successful delivery and engraftment within the zebrafish. Furthermore, we demonstrated that compared with the intracardiac and RO injections, the IV injection resulted in improved survival rates and engraftment efficiency in treated zebrafish. This approach enables precise delivery and localization of substances and holds great potential for large-scale drug and chemical screening using adult zebrafish. Additionally, the ability to visually track the injected cells and dyes provides invaluable insights into their engraftment, migration, and interactions with host tissues, enabling a more comprehensive evaluation of therapeutic effects and biological processes in zebrafish models.

Here, we present an optimized and effective protocol for the intravenous injection of cells or pharmacological agents into adult zebrafish, resulting in enhanced cell engraftment and increased survival rates of the treated zebrafish.

Inyección intravenosa optimizada en pez cebra adulto

Intravenous (IV) injection is widely recognized as the most effective and commonly utilized method for achieving systemic delivery of substances in ...

Gavaging Adult Zebrafish

The zebrafish has become an important in vivo model in biomedical research. Effective methods must be developed and utilized to deliver compounds or agents in solutions for scientific research. Current methods for administering compounds orally to adult zebrafish are inaccurate due to variability in voluntary consumption by the fish. A gavage procedure was developed to deliver precise quantities of infectious agents to zebrafish for study in biomedical research. Adult zebrafish over 6 months of age were anesthetized with 150 mg/L of buffered MS-222 and gavaged with 5 &mu;l of solution using flexible catheter implantation tubing attached to a cut 22-G needle tip. The flexible tubing was lowered into the oral cavity of the zebrafish until the tip of the tubing extended past the gills (approximately 1 cm). The solution was then injected slowly into the intestinal tract. This method was effective 88% of the time, with fish recovering uneventfully. This procedure is also efficient as one person can gavage 20-30 fish in one hour. This method can be used to precisely administer agents for infectious diseases studies, or studies of other compounds in adult zebrafish.

The increasing use of zebrafish as an animal model requires the development of effective methods for the delivery of known quantities of compounds and solutions. The gavage procedure described below allows for the oral delivery of precise volumes of solution reliably, safely and efficiently to adult zebrafish.

Gavage adultos de pez cebra

The zebrafish has become an important in vivo model in biomedical research. Effective methods must be developed and utilized to deliver compounds or ...

Biología

Rapid Evaluation of Toxicity of Chemical Compounds Using Zebrafish Embryos

The zebrafish is a widely used vertebrate model organism for the disease and phenotype-based drug discovery. The zebrafish generates many offspring, has transparent embryos and rapid external development. Zebrafish embryos can, therefore, also be used for the rapid evaluation of toxicity of the drugs that are precious and available in small quantities. In the present article, a method for the efficient screening of the toxicity of chemical compounds using 1-5-day post fertilization embryos is described. The embryos are monitored by stereomicroscope to investigate the phenotypic defects caused by the exposure to different concentrations of compounds. Half-maximal lethal concentrations (LC50) of the compounds are also determined. The present study required 3-6 mg of an inhibitor compound, and the whole experiment takes about 8-10 h to be completed by an individual in a laboratory having basic facilities. The current protocol is suitable for testing any compound to identify intolerable toxic or off-target effects of the compound in the early phase of drug discovery and to detect subtle toxic effects that may be missed in the cell culture or other animal models. The method reduces procedural delays and costs of drug development.

Zebrafish embryos are used for evaluating the toxicity of chemical compounds. They develop externally and are sensitive to chemicals, allowing detection of subtle phenotypic changes. The experiment only requires a small amount of compound, which is directly added to the plate containing embryos, making the testing system efficient and cost-effective.

Evaluación rápida de la toxicidad de compuestos químicos mediante embriones de pez cebra

The zebrafish is a widely used vertebrate model organism for the disease and phenotype-based drug discovery. The zebrafish generates many offspring, has ...

Medicina

High-throughput Measurement of Gut Transit Time Using Larval Zebrafish

Zebrafish are used as alternative model organisms for drug safety testing. The gastrointestinal (GI) tract of zebrafish has genetic, neuronal, and pharmacological similarities to that of the mammals. GI intolerance during clinical testing of drug candidates is common and may pose a serious threat to human health. Testing for GI toxicity in preclinical mammalian models can be expensive in terms of time, test compound, and labor. The high-throughput method presented here may be used to predict GI safety issues. Compared to mammalian models, this method allows for more expedient assessment of test compound effects on GI transit while using low quantities of compound. In this method, larval zebrafish (7 days post fertilization) are fed food containing a fluorescent label. After feeding, each larval fish is placed into a well of a 96-conical-bottom-well plate and dosed with test compound (dissolved in water) or the vehicle. As gut transit occurs, fecal matter accumulates on the bottom of the wells, and the rate at which this happens is monitored by measuring fluorescence from the bottom of the well repeatedly over time using a plate spectrophotometer. The fluorescence from larvae in a given treatment group are averaged and these values are graphed along with standard error, for each measurement time, yielding a curve representing average transit of food over time. Effects on gut transit time are identified by comparing the area under the curve for each treatment group to that of the vehicle-treated group. This method detected changes in zebrafish GI transit time induced by drugs with known clinical GI effects; it can be employed to interrogate dozens of treatments for GI effects per day. As such, safer compounds can be quickly prioritized for mammalian testing, which expedites discovery and proffers 3Rs advancement.

The goal of this protocol is to measure the transit time of fluorescently labeled food through the gut of larval zebrafish in a high throughput fashion.

Medida de alto rendimiento de tiempo de tránsito intestinal utilizando larvas peces cebra

Zebrafish are used as alternative model organisms for drug safety testing. The gastrointestinal (GI) tract of zebrafish has genetic, neuronal, and ...

Inyección intraperitoneal optimizada para la administración de compuestos en pez cebra adulto

An Intraperitoneal Injection Technique in Adult Zebrafish that Minimizes Body Damage and Associated Mortality

The adult zebrafish (Danio rerio), which is genetically accessible, is being employed as a valuable vertebrate model to study human disorders such as cardiomyopathy. Intraperitoneal (IP) injection is an important method that delivers compounds to the body for either testing therapeutic effects or generating disease models such as doxorubicin-induced cardiomyopathy (DIC). Currently, there are two methods of IP injection. Both&#160;methods have limitations when handling toxic compounds such as doxorubicin, which result in side effects manifesting as severe damage to the body shape and fish death. While these shortcomings could be overcome by extensive investigator training, a new IP injection method that has minimal side effects is desirable. Here, a unique IP injection method that is able to handle toxic compounds is reported. Consistently reduced cardiac function can result without incurring significant fish death. The technique can be easily mastered by researchers who have minimal experience with adult zebrafish.

Autor destacado: Nuevo método de inyección intraperitoneal para modelos de cardiotoxicidad del pez cebra

A new intraperitoneal (IP) injection method in adult zebrafish is described. When handling toxic compounds such as doxorubicin, this procedure is more effective than the two previously reported IP methods. The technique is designed to be easily adopted by researchers with limited experience in the zebrafish model.

Una técnica de inyección intraperitoneal en peces cebra adultos que minimiza el daño corporal y la mortalidad asociada

The adult zebrafish (Danio rerio), which is genetically accessible, is being employed as a valuable vertebrate model to study human disorders such as ...

Un nuevo método de la Administración de Drogas a múltiple pez cebra (

Resumen

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Una técnica de inyección intraperitoneal en peces cebra adultos que minimiza el daño corporal y la mortalidad asociada

Una técnica de inyección intraperitoneal en peces cebra adultos que minimiza el daño corporal y la mortalidad asociada

Una técnica de inyección intraperitoneal en peces cebra adultos que minimiza el daño corporal y la mortalidad asociada