Damos las gracias a Sean Pelkowski de ayuda en la optimización del ensayo conductual. Este trabajo fue apoyado por el Instituto Nacional de Salud Infantil y Desarrollo Humano, R01 HD060647 y el Instituto Nacional de Ciencias de Salud Ambiental, F32 y R03 ES021342 ES017755.

1. Recolección de embriones de pez cebra y provocar larvas <ol><li> Pyrex platos de cristal con hierba &quot;falso&quot; (realizado en lana verde) (Figura 1) se deben insertar en los tanques en la madrugada y se dejan en durante dos horas con el fin de recoger los embriones de pez cebra. Los platos de vidrio que contienen los embriones se vierte sobre un tamiz de mano y se aclararon con agua desionizada. Los embriones se deben cultivarse en agua huevo. El agua de huevo contiene 60 mg / L de Instant Ocean en agua desionizada y 0,25 mg / l de azul de metileno, que se utiliza como un inhibidor de moho. </li><li> Dependiendo de la hipótesis del experimento individual, los embriones pueden ser tratadas inmediatamente o durante etapas específicas de desarrollo utilizando sustancias tóxicas o productos farmacéuticos. Las sustancias tóxicas y productos farmacéuticos se disuelven habitualmente en DMSO (a una concentración de 1000 X) y se deben diluir aún más directamente en el medio de agua de huevo. </li><li> Durante el tratamiento de embriones y larvas con productos farmacéuticos o sustancias tóxicass, las larvas y embriones puede ser alojado en platos Petri profundas a una densidad de alrededor de 50 a 60 larvas por cada 50 ml hasta los análisis de comportamiento en 7 dpf (solución del agua del huevo se debe cambiar por lo menos cada dos días para evitar el crecimiento de hongos / bacterias a partir de embriones muertos). </li></ol> 2. Preparación de los moldes de Análisis del comportamiento <ol><li> Especialmente desarrollado moldes de plástico que miden 11,7 cm x 7,6 cm x 5 mm se construyó por encargo de la casa. Se necesitan los moldes para crear carriles utilizando agarosa que se vierte en placas de plástico así individuales de Thermo Scientific. El único pozo medida placas 12,4 cm x 8,1 cm x 1,2 cm. </li><li> Los moldes contienen cinco carriles en la que los lados están inclinados en 60 °. Los carriles en los moldes son de 3,5 mm de alto con una base de 18 mm en la parte superior, que es la más amplia, mientras que la anchura del fondo es de 14 mm. Hay una brecha de 4 mm entre los carriles en el molde (Figura 2). </li><li> Para preparar los carriles vierten 50 ml de agarosa fundida (0,8% de agarosa en desionizard agua con 60 mg / L Instant Ocean) en una sola placa así. El molde entonces se debe colocar muy lentamente en la parte superior de la agarosa líquido para eliminar cualquier formación de burbujas y se puede quitar cuando la agarosa se haya enfriado (que tarda aproximadamente 45 min). </li><li> Los carriles de agarosa deben hacerse no antes de un día antes del experimento conductual se va a ejecutar (para evitar la agarosa seque) Las pistas se pueden almacenar a temperatura ambiente con las tapas de los platos para un máximo de aproximadamente 36 horas. Los carriles de agarosa se deben utilizar solamente para un experimento y luego deben ser desechados. </li></ol> 3. Captura de imagen <ol><li> Hasta 20 larvas se colocan en cada carril de las placas. Típicamente 5 larvas por carril se utilizan para facilitar el seguimiento más exacto de la velocidad de nado y para reducir el número de larvas que se necesitan por experimento. Los carriles se pueden llenar con agua de huevo con o sin productos farmacéuticos o las sustancias tóxicas, dependiendo del experimento. Sin embargo, los carriles no deben ser filled todo el camino hasta que se colocan en los gabinetes de imagen, lo que evitará que rebose. Por razones de coherencia, las larvas debe tener un período de aclimatación de diez minutos después de que se colocan en los moldes de agarosa y se colocan en la parte superior de la pantalla del portátil. Mover eficientemente las larvas de la placa de Petri en el carril de agarosa ayudará a reducir el estrés larvas. Esto es más fácil cuando las larvas se alojan en tanques poco profundos o los platos de Petri. </li><li> Los gabinetes de imagen incluyen una cámara digital Canon utilizada para fotografía de lapso de tiempo y un ordenador portátil. La cámara debe ser colocado en la parte superior del armario y en dirección a la parte inferior del armario, donde un ordenador portátil de pantalla 15,6 pulgadas debe colocarse con la pantalla hacia arriba (Figura 3). Cuatro placas deben colocarse a mano directamente sobre la parte superior de la pantalla del portátil. En este momento los carriles pueden ser rematado con agua huevo o tratamiento químico para que esté a nivel con la parte superior del carril (para eliminar las sombras en los bordes de la lanestesia en las imágenes). </li><li> Una presentación de PowerPoint se utiliza como un estímulo aversivo para las larvas. En los últimos móviles bolas rojas se mostraron como las larvas de pez cebra en 6 o 12 placas de pocillos múltiples 15,17,18. El PowerPoint actual comienza con un fondo blanco en blanco durante 15 minutos, seguido de 15 minutos de una barra roja en movimiento en la mitad superior de la placa (Figura 4). A fin de eliminar las larvas de sobrecalentamiento, lo mejor es comprar un ordenador portátil con una pantalla en la que la temperatura no supera los 28 ° C. Para evitar la evaporación del líquido dentro de los carriles de agarosa, el tiempo de proyección de imagen máxima debe mantenerse a menos de una hora. </li><li> La cámara digital debe ser programado para fotografía de lapso de tiempo, tomando fotos cada 6 segundos para un total de 300 imágenes por experimento. Sin embargo, la frecuencia y la longitud se pueden ajustar dependiendo del experimento y la cuantificación del comportamiento. En los últimos tiempos prolongados imágenes se emplearon con intervalos más largos entre cada imagen. El camera se puede programar a resolución inferior para las imágenes de vídeo a una velocidad (30 cuadros por segundo). Si bien la resolución más baja limita las grabaciones a una sola placa de múltiples pocillos, las grabaciones de vídeo son apropiados para imágenes rápidas pruebas de natación 15. </li></ol> 4. Análisis de Imagen <ol><li> Las imágenes deben ser abiertos con ImageJ y utilizados con una macro que fue escrito específicamente en el local. La macro divide automáticamente los canales de color para que el color rojo se puede quitar, resta el fondo, se aplica un umbral, e identifica las larvas mediante el análisis de partículas. La macro más reciente de cinco carriles análisis larval es Zebrafish_macro25k. Utilice las instrucciones en la macro para establecer el número de imágenes, color que se debe restar, el umbral de la imagen, etc </li><li> Después de que todas las imágenes son administrados a través de la ImageJ macro, se mostrará un archivo de resultados y contendrá coordenadas x, y de las larvas individual para cada imagen junto con el número de la imagen y el número de carriles. </li&gt; <li> El archivo de resultados se debe guardar en un formato Excel y ordenadas en base a fondo en blanco contra fondo barra en movimiento y luego el número también. Una plantilla de Excel debe ser usado que tiene ecuaciones construido en la que determina automáticamente la colocación de las larvas en los pozos, la distancia entre las larvas, la velocidad de movimiento y la cantidad de descanso. El modelo más reciente de Excel se crea 25ib en el laboratorio Creton, que está disponible bajo petición. Gráficos que muestran diversos grupos de tratamiento debe ser incorporado en la hoja de Excel, junto con las pruebas t para la comparación entre los grupos de tratamiento y control. Además el análisis estadístico se puede realizar con el programa SPSS. </li></ol>

<ol>
	<li>Gerlai, R., Lahav, M., Guo, S., Rosenthal, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drinks+like+a+fish:+zebra+fish+(Danio+rerio)+as+a+behavior+genetic+model+to+study+alcohol+effects.">Drinks like a fish: zebra fish (Danio rerio) as a behavior genetic model to study alcohol effects.</a> Pharmacol. Biochem. Behav. 67, 773-782 (2000).</li><li>Selderslaghs, I. W. T., Hooyberghs, J., De Coen, W., Witters, H. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Locomotor+activity+in+zebrafish+embryos:+A+new+method+to+assess+developmental+neurotoxicity.">Locomotor activity in zebrafish embryos: A new method to assess developmental neurotoxicity.</a> Neurotoxicol. Teratol. 32, 460-471 (2010).</li><li>Norton, W., Bally-Cuif, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adult+zebrafish+as+a+model+organism+for+behavioural+genetics.">Adult zebrafish as a model organism for behavioural genetics.</a> BMC Neuroscience. 11, 90 (2010).</li><li>Levin, E. D., Cerutti, D., Buccafusco, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ch.+15.">Ch. 15.</a> Methods of behavioral analysis in neuroscience. , (2009).</li><li>Kimmel, C., Ballard, W., Kimmel, S., Ullmann, B., Schilling, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stages+of+embryonic+development+of+the+zebrafish.">Stages of embryonic development of the zebrafish.</a> Dev. 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A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Zebrafish+Behavioral+Profiling+Links+Drugs+to+Biological+Targets+and+Rest/Wake+Regulation.">Zebrafish Behavioral Profiling Links Drugs to Biological Targets and Rest/Wake Regulation.</a> Science. 327, 348-351 (2010).</li><li>Cachat, J., Stewart, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Measuring+behavioral+and+endocrine+responses+to+novelty+stress+in+adult+zebrafish.">Measuring behavioral and endocrine responses to novelty stress in adult zebrafish.</a> Nat. Protoc. 5, 1786-1799 (2010).</li><li>Cachat, J., Stewart, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Three-Dimensional+Neurophenotyping+of+Adult+Zebrafish+Behavior.">Three-Dimensional Neurophenotyping of Adult Zebrafish Behavior.</a> PLoS ONE. 6, e17597 (2011).</li><li>Sledge, D., Yen, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Critical+duration+of+exposure+for+developmental+chlorpyrifos-induced+neurobehavioral+toxicity.">Critical duration of exposure for developmental chlorpyrifos-induced neurobehavioral toxicity.</a> Neurotoxicol. Teratol. 33, 742-751 (2011).</li><li>Stewart, A., Wu, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pharmacological+modulation+of+anxiety-like+phenotypes+in+adult+zebrafish+behavioral+models.">Pharmacological modulation of anxiety-like phenotypes in adult zebrafish behavioral models.</a> Prog. Neuropsychopharmacol. Biol. Psychiatry. 35, 1421-1431 (2011).</li><li>Eddins, D., Cerutti, D., Williams, P., Linney, E., Levin, E. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Zebrafish+provide+a+sensitive+model+of+persisting+neurobehavioral+effects+of+developmental+chlorpyrifos+exposure:+comparison+with+nicotine+and+pilocarpine+effects+and+relationship+to+dopamine+deficits.">Zebrafish provide a sensitive model of persisting neurobehavioral effects of developmental chlorpyrifos exposure: comparison with nicotine and pilocarpine effects and relationship to dopamine deficits.</a> Neurotoxicol. Teratol. 32, 99-108 (2010).</li><li>Emran, F., Rihel, J., Dowling, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+behavioral+assay+to+measure+responsiveness+of+zebrafish+to+changes+in+light+intensities.">A behavioral assay to measure responsiveness of zebrafish to changes in light intensities.</a> J. Vis. Exp. (20), e923 (2008).</li><li>Pelkowski, S., Kapoor, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+high-throughput+imaging+system+for+automated+analyses+of+avoidance+behavior+in+zebrafish+larvae.">A novel high-throughput imaging system for automated analyses of avoidance behavior in zebrafish larvae.</a> Behav. Brain Res. 223, 135-144 (2011).</li><li>Richendrfer, H., Pelkowski, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessment+of+developmental+toxicity+by+automated+analyses+of+behavior+in+zebrafish+larvae.">Assessment of developmental toxicity by automated analyses of behavior in zebrafish larvae.</a> Unpublished observations. , (2012).</li><li>Richendrfer, H., Pelkowski, S., Colwill, R. M., Creton, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=On+the+edge:+pharmacological+evidence+for+anxiety-related+behavior+in+zebrafish+larvae.">On the edge: pharmacological evidence for anxiety-related behavior in zebrafish larvae.</a> Behav. Brain Res. 228, 99-106 (2012).</li><li>Richendrfer, H. A., Pelkowski, S., Colwill, R., Creton, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Developmental+sub-chronic+exposure+to+chlorpyrifos+reduces+anxiety-related+behavior+in+zebrafish+larvae.">Developmental sub-chronic exposure to chlorpyrifos reduces anxiety-related behavior in zebrafish larvae.</a> Neurotoxicol. Teratol. , (2012).</li><li>Egan, R. J., Bergner, C. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Understanding+behavioral+and+physiological+phenotypes+of+stress+and+anxiety+in+zebrafish.">Understanding behavioral and physiological phenotypes of stress and anxiety in zebrafish.</a> Behav. Brain Res. 205, 38-44 (2009).</li><li>Colwill, R., Creton, R., Kalluef, A., Stewart, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Zebrafish protocols for neurobehavioral research. 66, (2012).</li></ol>

Los autores declaran que no tienen intereses financieros en competencia.

A pesar de que constantemente mejoramos nuestro ensayo conductual novela, siempre ha sido de gran utilidad para la detección de la evasión y el comportamiento thigmotaxis larvas de pez cebra 15. Muchos ensayos se han realizado para optimizar los resultados del ensayo, tales como el color de estímulo utilizado, número ideal de larvas por carril, y la longitud del ensayo de comportamiento. Anteriormente, se utilizaron placas de múltiples pocillos (con 6 o 12 pozos) 15,17,18. Sin embargo, recientemente hemos creado la novela molde carril para crear un espacio más grande para la natación de las larvas que nos permite reunir un mayor número de medidas de comportamiento en un único ensayo 16 (Figura 5). Otras modificaciones incluyen variaciones del PowerPoint se muestra el movimiento alterado (o la longitud de ensayo) y el tamaño de las vías utilizadas (también tenemos moldes para carriles más estrechos). Actualmente, este sistema automatizado de alto rendimiento es único en su capacidad de medir una amplia gama de comportamientos en Zebrlarvas afish al mismo tiempo, como la velocidad, la evitación, la proximidad a otras larvas, y thigmotaxis en placas de varios carriles. Los resultados se pueden conseguir de forma rápida y un gran número de larvas pueden ser analizados en el momento de formación de imágenes. El sistema es barato de construir y rápida y fácil de configurar. Una limitación de este sistema es que los movimientos 3-D no pueden ser evaluados en las larvas de pez cebra. Los sistemas automatizados que hacen un seguimiento de pez cebra adultos tienen la capacidad de 3-D y pueden identificar una gama más amplia de comportamientos tales como el movimiento hacia arriba o hacia abajo dentro de la columna de agua 10,19. Otra limitación es que nuestro sistema de imagen actualmente no se optimiza para análisis de alto rendimiento a velocidad de video. Velocidad de imágenes de vídeo es posible cuando se configura la cámara a una resolución más baja 15, pero esto restringe el análisis a una sola placa. En el método de &quot;carril&quot; recién creado, varias partes del ensayo necesarios para ser ejecutado de una manera precisa. Al colocar las larvas en tque los carriles, es fundamental asegurarse de que el nivel de líquido es muy bajo hasta que las placas se colocan en la parte superior de la pantalla del portátil. Si los carriles están demasiado llenos de líquido, las larvas se escape hacia la periferia de la placa. Además, al insertar el molde en la agarosa, se debe tener cuidado para bajar el molde muy lentamente. Si el molde se inserta demasiado rápido, se formarán burbujas en la agarosa y serán identificados por el J macro imagen como larvas adicional. Se aconseja que si las pistas de agarosa tienen incluso algunas burbujas, lo mejor es hacer nuevos. En el futuro, queremos optimizar nuestro ensayo de comportamiento para analizar otros comportamientos complejos como el aprendizaje en larvas de pez cebra y examinar cómo el aprendizaje puede verse afectado por la exposición a sustancias tóxicas y productos farmacéuticos en el desarrollo temprano. Actualmente estamos trabajando en los ensayos que pueden ser útiles para analizar el comportamiento de aprendizaje en el que los resultados conductuales pueden facilitar la determinación de qué áreas del cerebro estánafectados por ciertas sustancias tóxicas o productos farmacéuticos durante el desarrollo. Ensayos automatizados se han desarrollado para la medición de los comportamientos en larvas de pez cebra 20 y estos ensayos de aprendizaje puede ser modificable para el cribado de alto rendimiento mediante el uso de la respuesta de evitación robusta en placas de varios carriles. Proponemos que este ensayo de comportamiento podría ser utilizado en estudios futuros para probar los efectos en el desarrollo de un gran número de productos farmacéuticos y sustancias tóxicas. Estos estudios proporcionan una gran cantidad de información sobre los factores de riesgo específicos y contribuir al establecimiento de mejores normas de seguridad y salud para las mujeres embarazadas y los niños.

El pez cebra se están convirtiendo en un modelo popular para las ciencias genéticas, de desarrollo y de conducta 1-4. Ellos salen de sus chorions en 2-3 días después de la fertilización (dpf), desarrollar plenamente órganos funcionen por 4-5 dpf, y presentan un gran número de comportamientos de 7 dpf 5,6. Larvas de pez cebra son ideales para análisis de alto rendimiento debido a su pequeño tamaño 7,8. El software está disponible comercialmente para los análisis automatizados de comportamiento en larvas y adultos de pez cebra 9-14. Sin embargo, este software puede ser caro y tiene opciones limitadas para la medición de comportamientos complejos de larvas de pez cebra en placas de múltiples pocillos. Hemos creado un sistema de imágenes de alto rendimiento de la novela que es barato de instalar y se puede cuantificar una serie de comportamientos en 7 dpf larvas de pez cebra 15,16. El sistema nos permite comprobar de forma rápida y eficiente las anomalías sutiles de comportamiento después de la exposición de embriones a un número deproductos farmacéuticos y sustancias tóxicas ambientales 16-18. El sistema fue construido con gabinetes de madera, que albergan una cámara digital en la parte superior del gabinete. La cámara mira hacia abajo a la parte inferior de la caja donde se coloca un ordenador portátil con la pantalla hacia arriba 15. Lapso de tiempo de imágenes se utiliza para capturar la colocación de las larvas en los carriles. Las larvas pueden ser alojados en un máximo de cuatro placas de múltiples pocillos o varios carriles que se colocan en la parte superior de la pantalla del portátil. Utilizamos una presentación de PowerPoint como un estímulo aversivo a los que las larvas responden al alejarse (evitación) y nadar hacia el borde (thigmotaxis) 15,17. Las imágenes se importan en ImageJ en el que una macro automatizado se utiliza para dividir los canales de color, restar el fondo, y aplicar un umbral para identificar larvas individuales. Las coordenadas se enumeran para cada larva en cada imagen y se pueden insertar en un archivo de Excel que se utiliza para cuantificar la evitación y thigmotaxis comportamiento, pescado a la distancia los peces, la velocidad y cantidad de descanso 16 de nadar.

<table border="1">
		<tbody>
		 <tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Reagent</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Instant Ocean</td>
			<td>That Pet Place</td>
			<td>198262</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Agarose</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>BP1356-100</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Methylene Blue</td>
			<td>That Pet Place</td>
			<td>214325</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Equipment</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>One well plates</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>12-565-493</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Digital camera</td>
			<td>Canon </td>
			<td>EOS Rebel T1i</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Imaging Cabinets</td>
			<td>WoodCraft Towers</td>
			<td></td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Laptops</td>
			<td>Acer Aspire</td>
			<td>Any is good as long as it has a 15.6 in. LCD screen with 1366 x 768 pixel resolution and a brightness of 220 cd/m2.</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Camera Lens</td>
			<td>Canon</td>
			<td>EF-S 55 - 250 mm f/4.0 - 5.6 IS zoom lens</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Plastic diffuser</td>
			<td>Pendaflex </td>
			<td>52345</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Software</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>PowerPoint 2010</td>
			<td>Microsoft</td>
			<td></td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>ImageJ</td>
			<td>NIH</td>
			<td></td>
			<td><a href="http://rsb.info.nih.gov/ij/" target="_blank">http://rsb.info.nih.gov/ij/</a></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Excel 2010</td>
			<td>Microsoft</td>
			<td></td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Statistical software</td>
			<td>SPSS 20</td>
			<td></td>
			<td></td>
		 </tr>
		</tbody>
 </table>

automated high-throughput behavioral analyses in zebrafish larvae

Hemos creado un sistema de imágenes de alto rendimiento novedoso para el análisis del comportamiento de 7 días de edad, las larvas de pez cebra en placas de varios carriles. Este sistema mide los comportamientos espontáneos y la respuesta a un estímulo aversivo, que se muestra a las larvas a través de una presentación de PowerPoint. Las imágenes grabadas se analizaron con una macro ImageJ, que divide automáticamente los canales de color, resta el fondo, y se aplica un umbral para identificar la colocación de larvas individuales en los carriles. A continuación, puede importar las coordenadas en una hoja de Excel para cuantificar la velocidad de nado, la preferencia por el borde o en el lado de la calle, el comportamiento descansando, thigmotaxis, la distancia entre la larva y la conducta de evitación. Los cambios sutiles en el comportamiento se detectan fácilmente con nuestro sistema, por lo que es útil para el análisis del comportamiento después de la exposición a los tóxicos ambientales o productos farmacéuticos.

En nuestros ensayos anteriores, utilizando la pelota rebotando estímulo aversivo, larvas de tipo salvaje que no están tratados responder a la pelota en movimiento al nadar en el pozo (conducta de evitación) y hacia los bordes del pozo (comportamiento thigmotaxis) 15. Se confirmó más tarde que el comportamiento thigmotaxis en este ensayo es una medida del comportamiento relacionado con la ansiedad en larvas de pez cebra 17. No hubo diferencias significativas en el movimiento de las larvas de la pelota y la preferencia por el borde, en comparación con el fondo en blanco. Estas conductas también han sido confirmados en el nuevo ensayo utilizando la barra roja en movimiento y son aún más sólida 16. Además, ahora podemos probar a un mayor número de comportamientos en un único ensayo incluyendo velocidad de nado, el descanso, la preferencia por el extremo o al lado del pozo, y la distancia entre los peces (Figura 5). Larvas de control crecido en agua de huevo muestran un aumento de preferencia a estar abajo en el plato y en el borde del carril de unespués de que se les presenta un estímulo aversivo (moviendo barra roja). Se obtienen resultados similares cuando las larvas se cultivan en agua huevo que contiene 1 mg / ml de DMSO, un disolvente que se utiliza comúnmente para disolver diversos productos farmacéuticos y sustancias tóxicas como soluciones madre 1000 X. Los resultados representativos se muestran en la Figura 5 en las larvas tratadas con agua huevo y DMSO (como controles) y concentraciones variables de un pesticida organofosfato se encuentran comúnmente en los alimentos no orgánicos. Los resultados que se muestran son una muestra de un experimento. Sin embargo, cuando se repite, los resultados indican que la velocidad de nado y el comportamiento thigmotaxis se altera por bajas concentraciones de pesticidas organofosforados, que imitan los niveles en el consumo de alimento humano 18. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/50622/50622fig1.jpg" /> Figura 1. Bandejas de recogida. Pyrex platos de vidrio se utilizan para recoger embryos de los tanques de peces adultos. Las tapas de los platos de Pyrex se cortaron y se insertan con rejillas de plástico y hilo verde fue cosido en las rejillas en el plástico. Esto crea un ambiente de cultivo para el pez cebra adultos imitando el entorno natural. <img alt="La figura 2" fo:content-width="/files/ftp_upload/50622/50622fig2highres.jpg" fo:width="6in" src="/files/ftp_upload/50622/50622fig2.jpg" /> Figura 2. Molde de plástico y los carriles de agarosa. A) El molde se muestra a la izquierda. 0,8% de agarosa se ​​vierte en una placa de una sola así, el molde se inserta lentamente y luego se retira cuando la agarosa se ​​haya enfriado B) La placa de la derecha muestra los carriles creados en agarosa por el molde de plástico.. <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/50622/50622fig3.jpg" /> Figura 3. Gabinetes de imágenes. Armarios imágenes fueron specially construido en nuestro laboratorio y se utiliza para los análisis de comportamiento de alto rendimiento. Una cámara digital de 15 megapíxeles se adjunta a la parte superior de la cabina hacia abajo con el fin de recopilar imágenes de lapso de tiempo de las larvas en placas de varios carriles colocados en la parte superior de la pantalla de un ordenador portátil. Entre las placas y la pantalla hay un difusor de plástico que se utiliza para prevenir los patrones de moiré en las imágenes recogidas. <img alt="Figura 4" fo:content-width="/files/ftp_upload/50622/50622fig4highres.jpg" fo:width="4.5in" src="/files/ftp_upload/50622/50622fig4.jpg" /> La Figura 4. Fondo en blanco y PowerPoint estímulo aversivo. Este es el PowerPoint actual que se utiliza para evocar los cambios de comportamiento en larvas de pez cebra. Proporciona las diferencias de comportamiento entre los robustos A) el fondo en blanco y B), la barra roja movimiento. <img alt="La figura 5" fo:content-width="/files/ftp_upload/50622/50622fig5highres.jpg" fo:width="5.5in" src="/files/ftp_upload/50622/50622fig5.jpg" /> Figura 5. Comportamientos cuantificados en el ensayo de alto rendimiento. Ejemplo de las conductas que se cuantifican de nuestro ensayo de comportamiento dentro de la hoja de cálculo de Excel que se utiliza para x, y las coordenadas de las larvas. Las barras blancas muestran los datos de las larvas expuestas a un fondo en blanco y las barras rojas muestran los datos de las larvas expuestas a la barra móvil rojo en el PowerPoint. Los gráficos indican las mediciones que se pueden obtener a partir de análisis de comportamiento A) Porcentaje de larvas hacia abajo en el carril, B) Porcentaje de larvas en el extremo del carril, C) Porcentaje de larvas en el borde de la pista, D) Distancia entre los pescado (mm), E) la velocidad de las larvas (mm / min), F) Porcentaje resto de las larvas nadar. En los gráficos que se muestran, los datos es de Tratamientoiento de las larvas con el control DMSO y varias concentraciones de un pesticida que van de 0,001 a 0,1 micras (niveles que se encuentran comúnmente en la dieta humana). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50622/50622fig5large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver más grande la figura</a> .

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Automated High-throughput Behavioral Analyses in Zebrafish Larvae

Nuestro laboratorio ha desarrollado un sistema automatizado de imágenes de alto rendimiento novedoso que es útil para la detección de varios comportamientos diferentes en-7 días de edad, las larvas de pez cebra. El sistema se puede utilizar para detectar cambios sutiles en el comportamiento después de las larvas han sido expuestos a sustancias tóxicas ambientales o productos farmacéuticos.

Automatizados análisis de comportamiento de alto rendimiento en larvas de pez cebra

We have created a novel high-throughput imaging system for the analysis of behavior in 7-day-old zebrafish larvae in multi-lane plates. This system ...

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

15.1K vistas.  Brown University. Nuestro laboratorio ha desarrollado un sistema automatizado de imágenes de alto rendimiento novedoso que es útil para la detección de varios comportamientos diferentes en-7 días de edad, las larvas de pez cebra. El sistema se puede utilizar para detectar cambios sutiles en el comportamiento después de las larvas han sido expuestos a sustancias tóxicas ambientales o productos farmacéuticos.

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In vivo Electroporation of Developing Mouse Retina

The functional characterization of genes expressed during mammalian retinal development remains a significant challenge. Gene targeting to generate constitutive or conditional loss of function knockouts remains cost and labor intensive, as well as time consuming. Adding to these challenges, retina expressed genes may have essential roles outside the retina leading to unintended confounds when using a knockout approach. Furthermore, the ability to ectopically express a gene in a gain of function experiment can be extremely valuable when attempting to identify a role in cell fate specification and/or terminal differentiation.
We present a method for the rapid and efficient incorporation of DNA plasmids into the neonatal mouse retina by electroporation. The application of short electrical impulses above a certain field strength results in a transient increase in plasma membrane permeability, facilitating the transfer of material across the membrane 1,2,3,4. Groundbreaking work demonstrated that electroporation could be utilized as a method of gene transfer into mammalian cells by inducing the formation of hydrophilic plasma membrane pores allowing the passage of highly charged DNA through the lipid bilayer 5. Continuous technical development has resulted in the viability of electroporation as a method for in vivo gene transfer in multiple mouse tissues including the retina, the method for which is described herein 6, 7, 8, 9, 10. 
DNA solution is injected into the subretinal space so that DNA is placed between the retinal pigmented epithelium and retina of the neonatal (P0) mouse and electrical pulses are applied using a tweezer electrode. The lateral placement of the eyes in the mouse allows for the easy orientation of the tweezer electrode to the necessary negative pole-DNA-retina-positive pole alignment. Extensive incorporation and expression of transferred genes can be identified by postnatal day 2 (P2). Due to the lack of significant lateral migration of cells in the retina, electroporated and non-electroporated regions are generated. Non-electroporated regions may serve as internal histological controls where appropriate. 
Retinal electroporation can be used to express a gene under a ubiquitous promoter, such as CAG, or to disrupt gene function using shRNA constructs or Cre-recombinase. More targeted expression can be achieved by designing constructs with cell specific gene promoters. Visualization of electroporated cells is achieved using bicistronic constructs expressing GFP or by co-electroporating a GFP expression construct. Furthermore, multiple constructs may be electroporated for the study of combinatorial gene effects or simultaneous gain and loss of function of different genes. Retinal electroporation may also be utilized for the analysis of genomic cis-regulatory elements by generating appropriate expression constructs and deletion mutants. Such experiments can be used to identify cis-regulatory regions sufficient or required for cell specific gene expression 11. Potential experiments are limited only by construct availability.

In vivo Electroporation of Developing Mouse Retina

A method for the incorporation of plasmid DNA into murine retinal cells for the purpose of performing either gain- or loss of function studies in vivo is presented. This method capitalizes on the transient increase in permeability of cell plasma membranes induced by the application of an external electrical field.

En electroporación in vivo de la retina del ratón en desarrollo

The functional characterization of genes expressed during mammalian retinal development remains a significant challenge.  Gene targeting to generate ...

Investigación

Neurociencias

FIM Imaging and FIMtrack: Two New Tools Allowing High-throughput and Cost Effective Locomotion Analysis

The analysis of neuronal network function requires a reliable measurement of behavioral traits. Since the behavior of freely moving animals is variable to a certain degree, many animals have to be analyzed, to obtain statistically significant data. This in turn requires a computer assisted automated quantification of locomotion patterns. To obtain high contrast images of almost translucent and small moving objects, a novel imaging technique based on frustrated total internal reflection called FIM was developed. In this setup, animals are only illuminated with infrared light at the very specific position of contact with the underlying crawling surface. This methodology results in very high contrast images. Subsequently, these high contrast images are processed using established contour tracking algorithms. Based on this, we developed the FIMTrack software, which serves to extract a number of features needed to quantitatively describe a large variety of locomotion characteristics. During the development of this software package, we focused our efforts on an open source architecture allowing the easy addition of further modules. The program operates platform independent and is accompanied by an intuitive GUI guiding the user through data analysis. All locomotion parameter values are given in form of csv files allowing further data analyses. In addition, a Results Viewer integrated into the tracking software provides the opportunity to interactively review and adjust the output, as might be needed during stimulus integration. The power of FIM and FIMTrack is demonstrated by studying the locomotion of Drosophila larvae.

FIM is a novel, cost effective imaging system designed to track small moving objects such as C. elegans, planaria or Drosophila larvae. The accompanying FIMTrack program is designed to deliver fast and efficient data analysis. Together, these tools allow high-throughput analysis of behavioral traits.

FIM Imaging y FIMtrack: Dos nuevas vías que hagan de alto rendimiento y Análisis de Costo Efectivo Locomoción

The analysis of neuronal network function requires a reliable measurement of behavioral traits. Since the behavior of freely moving animals is variable to ...

Electroretinogram Analysis of the Visual Response in Zebrafish Larvae

The electroretinogram (ERG) is a noninvasive electrophysiological method for determining retinal function. Through the placement of an electrode on the surface of the cornea, electrical activity generated in response to light can be measured and used to assess the activity of retinal cells in vivo. This manuscript describes the use of the ERG to measure visual function in zebrafish. Zebrafish have long been utilized as a model for vertebrate development due to the ease of gene suppression by morpholino oligonucleotides and pharmacological manipulation. At 5-10 dpf, only cones are functional in the larval retina. Therefore, the zebrafish, unlike other animals, is a powerful model system for the study of cone visual function in vivo. This protocol uses standard anesthesia, micromanipulation and stereomicroscopy protocols that are common in laboratories that perform zebrafish research. The outlined methods make use of standard electrophysiology equipment and a low light camera to guide the placement of the recording microelectrode onto the larval cornea. Finally, we demonstrate how a commercially available ERG stimulator/recorder originally designed for use with mice can easily be adapted for use with zebrafish. ERG of larval zebrafish provides an excellent method of assaying cone visual function in animals that have been modified by morpholino oligonucleotide injection as well as newer genome engineering techniques such as Zinc Finger Nucleases (ZFNs), Transcription Activator-Like Effector Nucleases (TALENs), and Clustered Regularly Interspaced Short Palindromic Repeats (CRISPR)/Cas9, all of which have greatly increased the efficiency and efficacy of gene targeting in zebrafish. In addition, we take advantage of the ability of pharmacological agents to penetrate zebrafish larvae to evaluate the molecular components that contribute to the photoresponse. This protocol outlines a setup that can be modified and used by researchers with various experimental goals.

We present a method for the electroretinographic (ERG) analysis of zebrafish larvae utilizing micromanipulation and electroretinography techniques. This is a simple and straightforward method for assaying visual function of zebrafish larvae in vivo.

Análisis Electrorretinograma de la respuesta visual en pez cebra larvas

The electroretinogram (ERG) is a noninvasive electrophysiological method for determining retinal function. Through the placement of an electrode on the ...

Ablation of a Neuronal Population Using a Two-photon Laser and Its Assessment Using Calcium Imaging and Behavioral Recording in Zebrafish Larvae

To identify the role of a subpopulation of neurons in behavior, it is essential to test the consequences of blocking its activity in living animals. Laser ablation of neurons is an effective method for this purpose when neurons are selectively labeled with fluorescent probes. In the present study, protocols for laser ablating a subpopulation of neurons using a two-photon microscope and testing of its functional and behavioral consequences are described. In this study, prey capture behavior in zebrafish larvae is used as a study model. The pretecto-hypothalamic circuit is known to underlie this visually-driven prey catching behavior. Zebrafish pretectum were laser-ablated, and neuronal activity in the inferior lobe of the hypothalamus (ILH; the target of the pretectal projection) was examined. Prey capture behavior after pretectal ablation was also tested.

Here, we present a protocol to ablate a genetically labeled subpopulation of neurons by a two-photon laser from Zebrafish larvae.

Ablación de una población Neuronal utilizando un láser de dos fotones y su evaluación mediante grabación comportamiento y proyección de imagen de calcio en las larvas de pez cebra

To identify the role of a subpopulation of neurons in behavior, it is essential to test the consequences of blocking its activity in living animals. Laser ...

Behavioral And Physiological Analysis In A Zebrafish Model Of Epilepsy

Epilepsy represents one of the most common neurological disorders, affecting an estimated 50 million people worldwide. Recent advances in genetic research have uncovered a large spectrum of genes implicated in various forms of epilepsy, highlighting the heterogeneous nature of this disorder. Appropriate animal models are essential for investigating the pathological mechanisms triggered by genetic mutations implicated in epilepsy and for developing specialized, targeted therapies. In recent years, zebrafish has emerged as a valuable vertebrate organism for modeling epilepsies, with the use of both genetic manipulation and exposure to known epileptogenic drugs, such as pentylenetetrazole (PTZ), to identify novel anti-epileptic therapeutics. Deleterious mutations in the mTOR regulator DEPDC5 have been associated with various forms of focal epilepsies and knock-down of the zebrafish orthologue causes hyperactivity associated with spontaneous seizure-like episodes, as well as enhanced electrographic activity and characteristic turn wheel swimming. Here, we described the method involved in generating the DEPDC5 loss-of-function model and illustrate the protocol for assessing motor activity at 28 and 48 h post fertilization (hpf), as well as a method for recording field activity in the zebrafish optic tectum. An illustration of the effect of the epileptogenic drug PTZ on neuronal activity over time is also provided.

Here, we present a protocol for the development and the characterization of a zebrafish model of epilepsy resulting from the transient inhibition of the DEPDC5 gene.

Análisis conductual y fisiológico en un modelo de epilepsia de pez cebra

Epilepsy represents one of the most common neurological disorders, affecting an estimated 50 million people worldwide. Recent advances in genetic research ...

Using Zebrafish Larvae to Study the Pathological Consequences of Hemorrhagic Stroke

Despite being the most severe subtype of stroke with high global mortality, there is no specific treatment for patients with intracerebral hemorrhage (ICH). Modelling ICH pre-clinically has proven difficult, and current rodent models poorly recapitulate the spontaneous nature of human ICH. Therefore, there is an urgent requirement for alternative pre-clinical methodologies for study of disease mechanisms in ICH and for potential drug discovery.
The use of zebrafish represents an increasingly popular approach for translational research, primarily due to a number of advantages they possess over mammalian models of disease, including prolific reproduction rates and larval transparency allowing for live imaging. Other groups have established that zebrafish larvae can exhibit spontaneous ICH following genetic or chemical disruption of cerebrovascular development. The aim of this methodology is to utilize such models to study the pathological consequences of brain hemorrhage, in the context of pre-clinical ICH research. By using live imaging and motility assays, brain damage, neuroinflammation and locomotor function following ICH can be assessed and quantified.
This study shows that key pathological consequences of brain hemorrhage in humans are conserved in zebrafish larvae highlighting the model organism as a valuable in vivo&#160;system for pre-clinical investigation of ICH. The aim of this methodology is to enable the pre-clinical stroke community to employ the zebrafish larval model as an alternative complementary model system to rodents.

Here we present a protocol to quantify brain injury, locomotor deficits and neuroinflammation following bleeding in the brain in zebrafish larvae, in the context of human intracerebral hemorrhage (ICH).

El uso de larvas de pez cebra para estudiar las consecuencias patológicas de accidente cerebrovascular hemorrágico

Despite being the most severe subtype of stroke with high global mortality, there is no specific treatment for patients with intracerebral hemorrhage ...

Alternate Immersion in Glucose to Produce Prolonged Hyperglycemia in Zebrafish

Zebrafish (Danio rerio) are an excellent model to investigate the effects of chronic hyperglycemia, a hallmark of Type II Diabetes Mellitus (T2DM). This alternate immersion protocol is a noninvasive, step-wise method of inducing hyperglycemia for up to eight weeks. Adult zebrafish are alternately exposed to sugar (glucose) and water for 24 hours each. The zebrafish begin treatment in a 1% glucose solution for 2 weeks, then a 2% solution for 2 weeks, and finally a 3% solution for the remaining 4 weeks. Compared to water-treated (stress) and mannitol-treated (osmotic) controls, glucose-treated zebrafish have significantly higher blood sugar levels. The glucose-treated zebrafish show blood sugar levels of 3-times that of controls, suggesting that after both four and eight weeks hyperglycemia can be achieved. Sustained hyperglycemia was associated with increased Glial Fibrillary Acidic Protein (GFAP) and increased nuclear factor Kappa B (NF-kB)&#160;levels in retina and decreased physiological responses, as well as cognitive deficits suggesting this protocol can be used to model disease complications.

This protocol noninvasively induces hyperglycemia in zebrafish for up to 8 weeks. Using this protocol, an in-depth study of the adverse effects of hyperglycemia can be made.

Inmersión alternativa en glucosa para producir hiperglucemia prolongada en el pez cebra

Zebrafish (Danio rerio) are an excellent model to investigate the effects of chronic hyperglycemia, a hallmark of Type II Diabetes Mellitus (T2DM). This ...

A Rat Model of EcoHIV Brain Infection

It has been well studied that the EcoHIV infected mouse model is of significant utility in investigating HIV associated neurological complications. Establishment of the EcoHIV infected rat model for studies of drug abuse and neurocognitive disorders, would be beneficial in the study of neuroHIV and HIV-1 associated neurocognitive disorders (HAND). In the present study, we demonstrate the successful creation of a rat model of active HIV infection using chimeric HIV (EcoHIV). First, the lentiviral construct of EcoHIV was packaged in cultured 293 FT cells for 48 hours. Then, the conditional medium was concentrated and titered. Next, we performed bilateral stereotaxic injections of the EcoHIV-EGFP into F344/N rat brain tissue. One week after infection, EGFP fluorescence signals were detected in the infected brain tissue, indicating that EcoHIV successfully induces an active HIV infection in rats. In addition, immunostaining for the microglial cell marker, Iba1, was performed. The results indicated that microglia were the predominant cell type harboring EcoHIV. Furthermore, EcoHIV rats exhibited alterations in temporal processing, a potential underlying neurobehavioral mechanism of HAND as well as synaptic dysfunction eight weeks after infection. Collectively, the present study extends the EcoHIV model of HIV-1 infection to the rat offering a valuable biological system to study HIV-1 viral reservoirs in the brain as well as HAND and associated comorbidities such as drug abuse.

Here, we present a protocol to establish a new rat model of active HIV infection using chimeric HIV (EcoHIV), which is critical for enhancing our understanding of HIV-1 viral reservoirs in the brain and offering a system to study HIV-associated neurocognitive disorders and associated comorbidities (i.e., drug abuse).

Un modelo de rata de la infección cerebral EcoHIV

It has been well studied that the EcoHIV infected mouse model is of significant utility in investigating HIV associated neurological complications. ...

Optogenetic Phase Transition of TDP-43 in Spinal Motor Neurons of Zebrafish Larvae

Abnormal protein aggregation and selective neuronal vulnerability are two major hallmarks of neurodegenerative diseases. Causal relationships between these features may be interrogated by controlling the phase transition of a disease-associated protein in a vulnerable cell type, although this experimental approach has been limited so far. Here, we describe a protocol to induce phase transition of the RNA/DNA-binding protein TDP-43 in spinal motor neurons of zebrafish larvae for modeling cytoplasmic aggregation of TDP-43 occurring in degenerating motor neurons in amyotrophic lateral sclerosis (ALS). We describe a bacterial artificial chromosome (BAC)-based genetic method to deliver an optogenetic TDP-43 variant selectively to spinal motor neurons of zebrafish. The high translucency of zebrafish larvae allows for the phase transition of the optogenetic TDP-43 in the spinal motor neurons by a simple external illumination using a light-emitting diode (LED) against unrestrained fish. We also present a basic workflow of live imaging of the zebrafish spinal motor neurons and image analysis with freely available Fiji/ImageJ software to characterize responses of the optogenetic TDP-43 to the light illumination. This protocol enables the characterization of TDP-43 phase transition and aggregate formation in an ALS-vulnerable cellular environment, which should facilitate an investigation of its cellular and behavioral consequences.

We describe a protocol to induce phase transition of TAR DNA-binding protein 43 (TDP-43) by light in the spinal motor neurons using zebrafish as a model.

Transición de fase optogenética de TDP-43 en neuronas motoras espinales de larvas de pez cebra

Abnormal protein aggregation and selective neuronal vulnerability are two major hallmarks of neurodegenerative diseases. Causal relationships between ...

In vivo Imágenes de todo el cerebro de larvas de pez cebra

In Vivo Whole-Brain Imaging of Zebrafish Larvae Using Three-Dimensional Fluorescence Microscopy

As a vertebrate model animal, larval zebrafish are widely used in neuroscience and provide a unique opportunity to monitor whole-brain activity at the cellular resolution. Here, we provide an optimized protocol for performing whole-brain imaging of larval zebrafish using three-dimensional fluorescence microscopy, including sample preparation and immobilization, sample embedding, image acquisition, and visualization after imaging. The current protocol enables in vivo imaging of the structure and neuronal activity of a larval zebrafish brain at a cellular resolution for over 1 h using confocal microscopy and custom-designed fluorescence microscopy. The critical steps in the protocol are also discussed, including sample mounting and positioning, preventing bubble formation and dust in the agarose gel, and avoiding motion in images caused by incomplete solidification of the agarose gel and paralyzation of the fish. The protocol has been validated and confirmed in multiple settings. This protocol can be easily adapted for imaging other organs of a larval zebrafish.

Autor destacado: Imágenes in vivo de todo el cerebro de larvas de pez cebra utilizando microscopía de fluorescencia tridimensional  

Presented here is a protocol for in vivo whole-brain imaging of larval zebrafish using three-dimensional fluorescence microscopy. The experimental procedure includes sample preparation, image acquisition, and visualization.

In vivo Imágenes de todo el cerebro de larvas de pez cebra usando microscopía de fluorescencia tridimensional

As a vertebrate model animal, larval zebrafish are widely used in neuroscience and provide a unique opportunity to monitor whole-brain activity at the ...