Name: real-time imaging of myeloid cells dynamics in apcmin/+ intestinal tumors by spinning disk confocal microscopy
Uploaded: 2014-10-06T14:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 21 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Real-time Imaging of Myeloid Cells Dynamics in ApcMin/+ Intestinal Tumors by Spinning Disk Confocal Microscopy at JoVE.com

Nos gustaría dar las gracias a Ying Yu para APC Min / + ratones genotipado. Este estudio fue apoyado por fondos del INSERM y donaciones (CA057621 y AI053194) de los Institutos Nacionales de Salud.

NOTA: Todos los experimentos con animales se realizaron de conformidad con los procedimientos aprobados por el Cuidado de Animales y el empleo Comisión Institucional (IACUC), UCSF. Todos los experimentos de imagen eran procedimientos no de supervivencia y los animales fueron sacrificados inmediatamente después del final de la adquisición de imágenes. 1. generación de ratones NOTA: APC Min / + ratones, portadores de una mutación en el gen Apc, desarrollan espontáneamente 50-100 adenomas en el intestino delgado. <ol><li> Cruz APC Min / + ratones con la línea de ACTB-ECFP, que expresa ECFP bajo el promotor de la actina, y además con la línea c-fms-EGFP, que expresa EGFP bajo el promotor c-fms para detectar las células mieloides. Los animales heterocigotos para ACTB-ECFP y c-fms-EGFP se utilizan para detectar la fluorescencia. </li><li> Utilice ratones a los 3-4 meses de edad para imagen adenomas claramente detectables. </li></ol> 2 Preparación de Materiales antes de la cirugía NOTA: Los detalles de la configuración de microscopio han sido previamente descrito 6,7. <ol><li> Microscopio <ol><li> Encienda la manta calefactora. Encienda el láser de argón para 488 nm de excitación y el de estado sólido de 405 nm, 561 nm y 640 nm láseres. Encienda el microscopio, la unidad de control de disco giratorio, el AOTF, la unidad de control de láser, y el controlador de la cámara. </li><li> Abra el obturador microscopio, lo que convierte el LED rojo. Encienda el ordenador y el software de la cámara. </li></ol></li><li> Plataforma de Imagen <ol><li> Asegúrese de que el inserto etapa es limpio. De lo contrario, limpia con agua y jabón y luego secar. </li><li> Tome dos cubreobjetos y utilice cinta de laboratorio para fijarlos en el inserto. Coloque el inserto en el escenario y limpiar con toallitas con alcohol. </li><li> Con la cinta de laboratorio, adjuntar la manta de calentamiento a la parte derecha de la etapa. </li><li> Verificar la integridad de la membrana de goma en el cono de la nariz y cambiarlo si necessary. Posición y fijar el cono de la nariz para la administración de anestesia con isoflurano al animal mediante el uso de una gasa y cinta de laboratorio. </li></ol></li><li> El isoflurano Sistema de Anestesia <ol><li> Vuelva a llenar el tanque de isoflurano. </li><li> Encienda el vacío y ajustar a 1,2 l / min. </li><li> Añadir agua destilada hasta el nebulizador y conectar el nebulizador para el sistema de isoflurano. </li><li> Encienda el analizador de oxígeno y conectarlo al sistema de isoflurano. A su vez en el tanque de oxígeno y asegurar que el analizador de oxígeno muestra 100%. Ajuste el flujo de O 2 a 0,2 L / min. </li><li> Encienda el tanque de nitrógeno y ajustar el flujo a 0,8 L / min. Asegúrese de que el analizador de oxígeno muestra un 21%. </li></ol></li><li> Preparación de Herramientas de la cirugía y la Plataforma <ol><li> Limpie 2 pares de pinzas de disección y tijeras con agua y jabón. </li><li> Encienda el esterilizador de cuentas en caliente y se deja alcanzar 250 ° C. Esterilice los instrumentos de cirugía durante 30 segundos. Dejarlas enfriar. </li><li> Coloque un remojo de laboratorio en el banco de la cirugía. </li><li> Use una tapa de espuma de poliestireno como plataforma quirúrgica. Cubra con un pedazo de remojo laboratorio. Preparar una segunda pieza de remojo laboratorio a cambiar después de afeitar el ratón. </li><li> Coloque el cono de la nariz con la línea de la anestesia en la tapa de espuma de poliestireno cubierta, y adjuntarlo a la tapa de espuma de poliestireno (no en el laboratorio de remojo) con un poco de cinta y utilizar dos agujas a ambos lados del cono de la nariz para mantenerla en su lugar. </li><li> Ensamble betadine, toallitas de alcohol, gasas estériles, super pegamento, portaobjetos, máquina de afeitar eléctrica, y 4 unidades de cinta de laboratorio. </li></ol></li></ol> 3 Preparación de las inyecciones <ol><li> Bajo el capó, preparar una jeringa de insulina (28 G x ½ in) con 7 l de conjugado de stock AF647 Ly-6G (Gr1) de anticuerpos (1 mg / ml) en 100 l de 2000 kDa-rodamina dextrano (4 mg / ml ) para inyección retro-orbital. Inyección retro-orbital se recomienda en APC Min / + ratones ya que la anemia que se desarrolla en estos animales hace que la difficu venas de la colaLT para detectar a través de la piel. </li><li> Preparar una segunda jeringa de insulina con 1 mg / kg de atropina diluido en 150 l de PBS por vía subcutánea (sc) antes de la inyección de imágenes para amortiguar los movimientos peristálticos del intestino. </li></ol> 4 Preparación del intestino for Imaging <ol><li> Verifique que la línea de la anestesia a la cámara de inducción está abierto, y las líneas a la mesa de operaciones y el microscopio están cerrados. </li><li> Transferir el animal a la cámara de anestesia. Cierre la cámara de anestesia y encienda el isoflurano y el 4% (con 21% O 2). </li><li> Cuando el ratón se respira profunda y lentamente (después de 5-6 min), la transferencia a la fase quirúrgica en su flanco e inyectar la solución de anticuerpos Gr1 y / o solución de dextrano retro-orbital. </li><li> Abra la línea de la anestesia vinculado a la plataforma quirúrgica. Cierre de la línea a la cámara de anestesia y poner el ratón sobre su espalda con su nariz en el cono de la anestesia. </li><li> Reducir el isofluranoconcentración de 4% a 2,5%. </li><li> Verifique que el ratón está bien anestesiado pellizcando su almohadilla plantar y probar el reflejo corneal. </li><li> Añadir ungüento oftálmico lubricante en los ojos para evitar la sequedad, mientras que bajo anestesia. </li><li> Asegure las extremidades del ratón a la etapa quirúrgica mediante la adición de cinta de laboratorio. </li><li> Quite el pelo de la superficie ventral utilizando una máquina de afeitar eléctrica. También quite el pelo de la extremidad posterior izquierda para colocar el oxímetro antes de la adquisición. Retire el remojo de laboratorio de la etapa quirúrgica y reemplazar por uno limpio para evitar la contaminación del cabello. </li><li> Desinfectar la superficie ventral con toallitas con alcohol y betadine. </li><li> Se inyecta la solución de atropina (de 3.2) sc en un flanco del ratón. </li><li> Hacer un 1 cm incisión de línea media ventral a través de la piel y el peritoneo mediante el uso de tijeras y un par de fórceps. Tire con cuidado de 3-4 cm de intestino e identificar uno o varios tumores a la imagen. </li><li> Tome un vaso micrdiapositiva oscope y la posición de un bucle del intestino en él con un tumor en la parte superior. </li><li> Añadir un poco de pegamento súper a unos pocos lugares a lo largo del intestino para adjuntarlo a la diapositiva. Espere un minuto para que el pegamento se seque. Use un marcador para dibujar una línea en la diapositiva que apunta al tumor con el fin de facilitar su localización con el confocal. </li></ol> 5. Posicionamiento del ratón en el escenario y Preparación para la Adquisición de imágenes <ol><li> Retire la cinta de laboratorio a partir de las extremidades. </li><li> Abra la línea de anestesia para la platina del microscopio y cerrar la una a la plataforma quirúrgica. </li><li> Transferir el ratón con cuidado a la platina del microscopio con su lado ventral hacia abajo y la nariz en el cono de la nariz. Asegure la línea de la anestesia con un poco de cinta de laboratorio. </li><li> Vuelva a colocar el ratón y / o la diapositiva con el fin de tener el intestino en el centro de una de las ventanas de cubierta con engobe. Cinta suavemente por el tobogán con cinta laboratorio. </li><li> Conecte la sonda del oxímetro a la extremidad izquierda del ratón parasiga su corazón y los niveles de tasas y saturación arterial de oxígeno respiratorias. </li><li> Cubra el ratón en la manta eléctrica para evitar la hipotermia. </li><li> Disminuir la concentración de isoflurano del 2,5% al ​​1-1,5% para formación de imágenes. </li></ol> 6. Adquisición de Imágenes mediante μManager Software <ol><li> Aumentar la velocidad CSUX a 2.500 rpm para mejorar la calidad de la imagen en los ajustes de configuración. </li><li> Utilice el menú desplegable para elegir Objetivo 10X 0,5 NA o 20X 0,75 lente objetivo NA Fluar. </li><li> Elija el láser 405 nm en el menú desplegable en color. </li><li> Haga clic en en vivo y ajustar el enfoque con el microscopio. </li><li> Haga clic en Automático para ajustar automáticamente la intensidad máxima y mínima de píxeles de la imagen de la pantalla sobre la base de los valores de los píxeles extremos en la imagen. Un histograma de intensidad de imagen de visualización de píxeles se presenta en el gráfico en la parte inferior de la ventana principal. </li><li> Ajuste la exposición de la cámara en la ventana Panel de control Piper porcambiando el número de relojes (Un reloj es 33,333 ms). </li><li> Si la señal es demasiado brillante con la exposición más bajo, disminuir la intensidad del láser utilizando la unidad de control del microscopio. </li><li> Compruebe la intensidad de la señal de 488 nm, 561 nm y 640 nm láser de líneas. Ajusta la intensidad del láser con propia unidad de control del láser (488 nm y 561 nm) o la unidad de control microscopio. </li><li> En la ventana Multi D Adquisición, marque la casilla de puntos de tiempo y escriba el número de puntos de tiempo y el intervalo de tiempo deseado. </li><li> Marque la casilla Z-pilas, elija &quot;Z relativa&quot; y definir Z-inicio y Z-final relativa a la posición actual. NOTA: Para 10X o 20X objetivo, empezar con 3 aviones Z, 8 micras o 4 micras aparte respectivamente. </li><li> Marque la casilla de posiciones múltiples (XY) para obtener imágenes de varios lugares, a continuación, haga clic en Editar lista de posiciones, marque 4 a 6 posiciones diferentes. </li><li> Marque la casilla de Canales y añadir canales de Nueva y seleccione láseres líneas desde el menú desplegable y tipe en la exposición para cada canal (en múltiplos de 33.333 mseg). </li><li> A consultar Guardar imágenes en la ventana de &quot;adquisición Multi D&quot;. </li><li> Seleccione una carpeta y todas las imágenes obtenidas se guardarán automáticamente en esta carpeta con el nombre de prefijo dado. NOTA: Cada adquisición continua se guardará en una subcarpeta separada como archivos TIFF individuales para cada rebanada Z en cada color en cada punto de tiempo. </li><li> Guarde todos los ajustes, haga clic en Guardar configuración en la ventana Multi D Adquisición. </li><li> Haga clic en Adquirir en la ventana de adquisición multi-dimensional para iniciar la adquisición. </li><li> Si la sonda de oxímetro no se usa o deja de funcionar bien (cuando el pulso no es estable o difícil de detectar), comprobar la eficacia de la anestesia cada 15 minutos durante el procedimiento de imagen pellizcando la almohadilla plantar y comprobando el reflejo corneal. Ajuste la anestesia si el ratón es sensible a estos estímulos. </li><li> Después de la adquisición, la eutanasia el ratón por el aumento de la concent isofluranoración a 5%. Cuando no hay movimientos respiratorios son detectables, quite el ratón desde el escenario y realizar una dislocación cervical. </li></ol> 7. Análisis de Imágenes mediante Imaris Software <ol><li> La conversión a .ims de Archivos (Figura 1A) <ol><li> Abra el software de la cámara, haga clic en Archivo y luego Batch Converter. </li><li> Haga clic en Agregar archivos y seleccione el primer archivo de la primera posición. Repita el procedimiento para cada posición. </li><li> Para cada archivo cargado, haga clic en Configuración y compruebe que la configuración &quot;T&quot; para Time, &quot;c&quot; para los canales y &quot;z&quot; de Z-pilas aparecen en ese orden. </li><li> Guardar en la carpeta deseada. Explorar y crear un nuevo archivo como convertir. </li><li> Haga clic en Set para todos y de inicio. </li></ol></li><li> Ajustes (que complementa la figura 1B) <ol><li> Ir a la carpeta Construcción específica y abrir el primer archivo. </li><li> En la ventana de ajuste de la pantalla, ajustar el fondoseñal de corte modificando el número mínima para cada canal si es necesario. </li><li> Si es necesario, ajustar la intensidad de la señal modificando el número Max (cuanto menor es el número máximo, mayor es la intensidad de la señal). NOTA: Los ajustes de la señal de intensidad / contraste permiten el punto culminante de un comportamiento de la célula o de un compartimento con el fin de tener una visualización más agradable. No cambia el resultado en sí. </li><li> Haga clic en Editar e imagen en Propiedades. </li><li> Cambie las x, y, y los valores z (para un objetivo de 10X, x e y = 0,712, z = 8 m; para un objetivo de 20X: x e y = 0,36, z = 4 micras). </li><li> Haga clic en Todos Equidistante para ajustar los puntos de tiempo. Añade la fecha de inicio y la hora de inicio de la adquisición. Añade la fecha de finalización y la hora de finalización de la adquisición (que complementa la figura 1C). </li><li> Haga clic en el botón Reproducir para ver la película. </li><li> Haga clic en Editar y Eliminar los puntos de tiempo para eliminar las imágenes borrosas. </li><li> Para unir dos adquisiciones separadas Together en una película, ir al último punto de la primera película de hora y haga clic en Editar&gt; Añadir puntos de tiempo para añadir el segundo archivo. </li></ol></li><li> Guardar como película (Figura 1D Complementario) <ol><li> Haga clic en Registro, seleccione la extensión mov y un factor de compresión de 0. </li><li> Haga clic en Guardar. </li></ol></li></ol>

<ol>
	<li>Hanahan, D., Weinberg, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hallmarks+of+cancer:+the+next+generation.">Hallmarks of cancer: the next generation.</a> Cell. 144 (5), 646-674 (2011).</li><li>Hanahan, D., Coussens, L. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Accessories+to+the+crime:+functions+of+cells+recruited+to+the+tumor+microenvironment.">Accessories to the crime: functions of cells recruited to the tumor microenvironment.</a> Cancer Cell. 21 (3), 309-322 (2012).</li><li>Schouppe, E., De Baetselier, P., Van Ginderachter, J. A., Sarukhan, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Instruction+of+myeloid+cells+by+the+tumor+microenvironment:+Open+questions+on+the+dynamics+and+plasticity+of+different+tumor-associated+myeloid+cell+populations.">Instruction of myeloid cells by the tumor microenvironment: Open questions on the dynamics and plasticity of different tumor-associated myeloid cell populations.</a> Oncoimmunology. 1 (7), 1135-1145 (2012).</li><li>Egeblad, M., Nakasone, E. S., Werb, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tumors+as+organs:+complex+tissues+that+interface+with+the+entire+organism.">Tumors as organs: complex tissues that interface with the entire organism.</a> Dev Cell. 18 (6), 884-901 (2010).</li><li>Lohela, M., Werb, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intravital+imaging+of+stromal+cell+dynamics+in+tumors.">Intravital imaging of stromal cell dynamics in tumors.</a> Curr Opin Genet Dev. 20 (1), 72-78 (2010).</li><li>Egeblad, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visualizing+stromal+cell+dynamics+in+different+tumor+microenvironments+by+spinning+disk+confocal+microscopy.">Visualizing stromal cell dynamics in different tumor microenvironments by spinning disk confocal microscopy.</a> Dis Model Mech. 1 (2-3), 155-167 (2008).</li><li>Ewald, A. J., Werb, Z., Egeblad, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynamic+long-term+in+vivo+imaging+of+tumor-stroma+interactions+in+mouse+models+of+breast+cancer+using+spinning-disk+confocal+microscopy.">Dynamic long-term in vivo imaging of tumor-stroma interactions in mouse models of breast cancer using spinning-disk confocal microscopy.</a> Cold Spring Harb Protoc. 2011 (2), (2011).</li><li>Ewald, A. J., Werb, Z., Egeblad, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Monitoring+of+vital+signs+for+long-term+survival+of+mice+under+anesthesia.">Monitoring of vital signs for long-term survival of mice under anesthesia.</a> Cold Spring Harb Protoc. 2011 (2), (2011).</li><li>Ewald, A. J., Werb, Z., Egeblad, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Preparation+of+mice+for+long-term+intravital+imaging+of+the+mammary+gland.">Preparation of mice for long-term intravital imaging of the mammary gland.</a> Cold Spring Harb Protoc. 2011 (2), (2011).</li><li>Nakasone, E. S., Askautrud, H. A., Egeblad, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Live+imaging+of+drug+responses+in+the+tumor+microenvironment+in+mouse+models+of+breast+cancer.">Live imaging of drug responses in the tumor microenvironment in mouse models of breast cancer.</a> J Vis Exp. (73), e50088 (2013).</li><li>Nakasone, E. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+tumor-stroma+interactions+during+chemotherapy+reveals+contributions+of+the+microenvironment+to+resistance.">Imaging tumor-stroma interactions during chemotherapy reveals contributions of the microenvironment to resistance.</a> Cancer Cell. 21 (4), 488-503 (2012).</li><li>Walther, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+prognostic+and+predictive+markers+in+colorectal+cancer.">Genetic prognostic and predictive markers in colorectal cancer.</a> Nat Rev Cancer. 9 (7), 489-499 (2009).</li><li>Fearon, E. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+genetics+of+colorectal+cancer.">Molecular genetics of colorectal cancer.</a> Annu Rev Pathol. 6, 479-507 (2011).</li><li>Moser, A. R., Pitot, H. C., Dove, W. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+dominant+mutation+that+predisposes+to+multiple+intestinal+neoplasia+in+the+mouse.">A dominant mutation that predisposes to multiple intestinal neoplasia in the mouse.</a> Science. 247 (4940), 322-324 (1990).</li><li>Su, L. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multiple+intestinal+neoplasia+caused+by+a+mutation+in+the+murine+homolog+of+the+APC+gene.">Multiple intestinal neoplasia caused by a mutation in the murine homolog of the APC gene.</a> Science. 256 (5057), 668-670 (1992).</li><li>Watson, A. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Epithelial+barrier+function+in+vivo+is+sustained+despite+gaps+in+epithelial+layers.">Epithelial barrier function in vivo is sustained despite gaps in epithelial layers.</a> Gastroenterology. 129 (3), 902-912 (2005).</li><li>McDole, J. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Goblet+cells+deliver+luminal+antigen+to+CD103++dendritic+cells+in+the+small+intestine.">Goblet cells deliver luminal antigen to CD103+ dendritic cells in the small intestine.</a> Nature. 483 (7389), 345-349 (2012).</li><li>Xu, C., Shen, Y., Littman, D. R., Dustin, M. L., Velazquez, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visualization+of+mucosal+homeostasis+via+single-+and+multiphoton+intravital+fluorescence+microscopy.">Visualization of mucosal homeostasis via single- and multiphoton intravital fluorescence microscopy.</a> J Leukoc Biol. 92 (3), 413-419 (2012).</li><li>Haigis, K. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differential+effects+of+oncogenic+K-Ras+and+N-Ras+on+proliferation,+differentiation+and+tumor+progression+in+the+colon.">Differential effects of oncogenic K-Ras and N-Ras on proliferation, differentiation and tumor progression in the colon.</a> Nat Genet. 40 (5), 600-608 (2008).</li><li>Sansom, O. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Loss+of+Apc+allows+phenotypic+manifestation+of+the+transforming+properties+of+an+endogenous+K-ras+oncogene+in+vivo.">Loss of Apc allows phenotypic manifestation of the transforming properties of an endogenous K-ras oncogene in vivo.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 103 (38), 14122-14127 (2006).</li><li>Janssen, K. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=APC+and+oncogenic+KRAS+are+synergistic+in+enhancing+Wnt+signaling+in+intestinal+tumor+formation+and+progression.">APC and oncogenic KRAS are synergistic in enhancing Wnt signaling in intestinal tumor formation and progression.</a> Gastroenterology. 131 (4), 1096-1109 (2006).</li><li>Takaku, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intestinal+tumorigenesis+in+compound+mutant+mice+of+both+Dpc4+(Smad4)+and+Apc+genes.">Intestinal tumorigenesis in compound mutant mice of both Dpc4 (Smad4) and Apc genes.</a> Cell. 92 (5), 645-656 (1998).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

En este trabajo, un protocolo detallado se describe para la hilatura disco de imagen confocal de las dinámicas celulares mieloides en tumores intestinales durante varias horas en un animal vivo, fotografiados desde la parte serosa del intestino. Para evitar la inflamación y para tener condiciones fisiológicas óptimas, formación de imágenes del intestino tiene que ser hecho en el órgano intacto. Sin embargo, las imágenes desde el lado de la serosa del intestino es un reto, ya que la l...

Evidencia abrumadora ahora demuestra que el microambiente tumoral, que consiste en poblaciones de células heterogéneas, incluyendo fibroblastos, células endoteliales, células inmunes e inflamatorias, matriz extracelular, y factores solubles, juega un papel crucial en la iniciación y progresión de tumores sólidos mediante la contribución a casi todos características del cáncer 1. De hecho, durante la progresión tumoral, hay constantes interacciones dinámicas entre las células cancerosas transformadas y las células del estroma que evolucionan para generar un microambiente favorable a la malignidad 2. Entre las células inmunes que infiltran el microambiente tumoral, las células mieloides son los más abundantes 3. Compuesto de macrófagos asociados al tumor (TAM), células supresoras de origen mieloide (MDSCs), células dendríticas (DC) y los neutrófilos (PMNs), células mieloides son reclutados desde la médula ósea y se infiltran en los tumores progresivamente, liberando citoquinas, factores de crecimiento y proteasas que puede promoverel crecimiento del tumor y se extendió 4. La diafonía entre las células cancerosas y las células mieloides es compleja, pero dinámico. Por lo tanto la comprensión de la naturaleza de sus interacciones es crucial para determinar por qué estas células promueven la progresión del cáncer en lugar de participar en una respuesta inmune anti-tumor, y puede ayudar a encontrar nuevas dianas para controlarla. La observación directa por microscopía intravital proporciona información sobre la dinámica de células dentro de los tejidos de ratones vivos 5. Un niño de cuatro-color, multi-región, el sistema confocal de disco giratorio micro-lensed fue diseñado para estudiar las células del estroma en los tumores mamarios 6. Este enfoque permite formación de imágenes continuo a largo plazo e incluye varias ventajas, tales como (a) adquisición de imágenes rápidas para minimizar los artefactos de movimiento, (b) la anestesia a largo plazo, (c) adquisición de cuatro colores para seguir diferentes tipos de células, (d) el marcaje fluorescente de diferentes componentes tumorales, y (e) observación de diferentes microambientes tumorales ingeniohin el mismo ratón evitar ratón para 7-9 variabilidad ratón. Con esta tecnología, diferentes comportamientos celulares han sido reportados en el modelo de virus de tumor mamario (MMTV) polioma medio promotor impulsado T oncogén (PYMT) que muestra etapas progresivas de la tumorigénesis. Linfocitos T reguladores (Treg, visualizado por el transgén EGFP Foxp3) migran preferentemente en la proximidad de los vasos sanguíneos que el DCS (CD11c-DTR-EGFP), fibroblastos de carcinoma asociado (FSP1 + / + EGFP) y las células mieloides (c-fms EGFP) exhiben mayor motilidad en la periferia del tumor que dentro de la masa tumoral. En la condición de hipoxia sistémica aguda, las células migraron de manera diferente: Tregs detener la migración en contraste con las células mieloides que continúan mover 6. Además, en el mismo modelo de ratón, se ha demostrado que los cambios de sensibilidad doxorrubicina con el estadio del tumor, la distribución de drogas está relacionada con la respuesta al fármaco, y doxorrubicinatratamiento conduce a la contratación CCR2-dependiente de las células mieloides a los tumores. Por lo tanto, las imágenes en directo también se puede utilizar para obtener información sobre las respuestas de drogas in situ y la biología de la quimio-resistencia 10,11. Poliposis coli (APC) mutaciones genéticas adenomatosos ocurren comúnmente en los adenomas colorrectales y carcinomas humanos 12 y la mutación de una sola copia de los resultados Apc genes en la poliposis adenomatosa familiar (PAF), que confiere un riesgo extremadamente alto de cáncer de colon 13. La cepa de ratón APC Min / + lleva una mutación en el codón 850 truncamiento del gen APC y se desarrolla de forma espontánea múltiples adenomas intestinales en todo el intestino delgado de 14 16. Intravital de imágenes a largo plazo del intestino es difícil debido a la invasividad del procedimiento, desde la apertura de la cavidad peritoneal es necesaria para el acceso al intestino. Corto plazo de imágenes en vivo studies han sido publicados anteriormente en intestino sano 17,18, pero la observación directa a largo plazo de los tumores intestinales no se ha reportado. Un procedimiento quirúrgico ha sido diseñado y perfeccionado para visualizar tumores a través de la superficie serosa del intestino, usando el sistema de microscopía intravital disco giratorio utilizado anteriormente para los tumores de mama 6,10 imagen. En este trabajo, un protocolo se describe que permite seguir el comportamiento de las células mieloides dentro de los tumores en el intestino delgado mediante el uso de APC Min / + ratones.

<table><tbody><tr><td>&lt;em&gt;Apc&lt;sup&gt;Min/+&lt;/sup&gt;&lt;/em&gt; mice</td><td>Jackson Laboratory</td><td>2020</td><td></td></tr><tr><td>ACTB-ECFP mice</td><td>Jackson Laboratory</td><td>3773</td><td></td></tr><tr><td>cfms-EGFP mice</td><td>Jackson Laboratory</td><td>18549</td><td></td></tr><tr><td>2,000 kDa Dextran, rhodamine-conjugated</td><td>Invitrogen</td><td>D7139</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Butler Animal Health Supply</td><td>29450</td><td></td></tr><tr><td>Nitrogen</td><td>UCSF</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Oxygen</td><td>UCSF</td><td></td><td></td></tr><tr><td>1x PBS</td><td>UCSF cell culture facility</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Saline Buffer</td><td>UCSF cell culture facility</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Anti-mouse Ly-6G (GR1) antibody AF647</td><td>UCSF Monoclonal antibody core</td><td></td><td>Stock 1 mg/ml. Use at 7 &amp;mu;g/mouse</td></tr><tr><td>Atropine</td><td>LARC UCSF</td><td></td><td>Use at 1 mg/kg mouse</td></tr><tr><td>Alcohol wipes</td><td>Becton Dickinson</td><td>326895</td><td></td></tr><tr><td>28 G x 1/2 in. insulin syringe</td><td>Becton Dickinson</td><td>329465</td><td></td></tr><tr><td>Remium cover glass</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-548-5M</td><td>24x50-1</td></tr><tr><td>Betadine</td><td>LARC UCSF</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Heat blanket</td><td>Gaymar Industries</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Hot bead sterilizer</td><td>Fine Science Tools</td><td>18000-45</td><td>Turn ON 30 min before use</td></tr><tr><td>Cotton tipped apllicators 6-inch</td><td>Electron Microscopy Sciences</td><td>72310-10</td><td></td></tr><tr><td>Anesthesia system</td><td>Summit Anesthesia Support</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Inverted microscope</td><td>Carl Zeiss Inc</td><td>Zeiss Axiovert 200M</td><td></td></tr><tr><td>Stage insert</td><td>Applied Sientific Instrumentation</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mouse Ox oximeter, software and sensors</td><td>Starr Life Sciences</td><td>MouseOx</td><td></td></tr><tr><td>Nebulizer</td><td>Summit Anesthesia Support</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Imaris</td><td>Bitplane</td><td></td><td></td></tr><tr><td>&amp;mu;Manager</td><td>Vale lab, UCSF</td><td></td><td>Open-source software</td></tr><tr><td>ICCD camera</td><td>Stanford Photonics</td><td>XR-Mega-10EX S-30</td><td></td></tr><tr><td>Spinning disk confocal sacan-head</td><td>Yokogawa Corporation</td><td>CSU-10b</td><td></td></tr></tbody></table>

real-time imaging of myeloid cells dynamics in apcmin/+ intestinal tumors by spinning disk confocal microscopy

Células mieloides son las células inmunes más abundantes dentro de los tumores y se ha demostrado para promover la progresión tumoral. Técnicas de imagen intravital modernos permiten la observación del comportamiento celular en vivo en el interior del órgano, pero puede ser un reto en algunos tipos de cáncer debido a la accesibilidad de órganos y el tumor tales como intestino. La observación directa de los tumores intestinales no ha sido descrito previamente. Un procedimiento quirúrgico aquí descrito permite la observación directa de la dinámica celular mieloides dentro de los tumores intestinales en ratones vivos mediante el uso de ratones transgénicos reportero fluorescente y trazadores inyectables o anticuerpos. Para este propósito, una de cuatro colores, multi-región, disco giratorio microscopio confocal micro-lensed que permite formación de imágenes continua a largo plazo con una rápida adquisición de la imagen se ha utilizado. APC Min / + ratones que desarrollan múltiples adenomas en el intestino delgado se cruzan con los ratones c-FMS-EGFP para visualizar las células mieloides y con ratones ACTB-ECFPpara visualizar las células epiteliales intestinales de las criptas. También se describen procedimientos para el etiquetado de diferentes componentes tumorales, tales como vasos sanguíneos y neutrófilos, y el procedimiento para el posicionamiento del tumor para formación de imágenes a través de la superficie serosa. Time-lapse películas recopilados de varias horas de proyección de imagen permiten el análisis del comportamiento de las células mieloides in situ en el microambiente intestinal.

Mediante el uso de microscopía confocal de disco giratorio, los tejidos no tumorales y tumorales en el intestino delgado de APC Min / +; ACTB-ECFP; ratones c-fms-ECFP se pueden visualizar desde la superficie serosa. Después de formación de imágenes, software de la cámara se utiliza para analizar y ajustar la adquisición (Figura 1). Después intravenosa (iv) la inyección de 2000 kDa de dextrano fluorescente rodamina y un anticuerpo conjugado Ly-6G 647, los vas...

Watch this Scientific Journal Video about Real-time Imaging of Myeloid Cells Dynamics in ApcMin/+ Intestinal Tumors by Spinning Disk Confocal Microscopy at JoVE.com

Real-time Imaging of Myeloid Cells Dynamics in ApcMin/+ Intestinal Tumors by Spinning Disk Confocal Microscopy

By using transgenic reporter mice and injectable fluorescent labels, long-term intravital spinning disk confocal microscopy enables direct visualization of myeloid cell behavior into intestinal adenoma in the ApcMin/+ colorectal cancer model.

Imágenes en tiempo real de las células mieloides en Dinámica<em&gt; Apc<sup&gt; Min / +</sup</em&gt; Intestinal Tumores de Spinning disco microscopía confocal

Myeloid cells are the most abundant immune cells within tumors and have been shown to promote tumor progression. Modern intravital imaging techniques ...

real-time-imaging-myeloid-cells-dynamics-apcmin-intestinal-tumors

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

Real-time Imaging of Myeloid Cells Dynamics in ApcMin/+ Intestinal Tumors by Spinning Disk Confocal Microscopy

9.6K vistas.  INSERM U661, Functional Genomic Institute. By using transgenic reporter mice and injectable fluorescent labels, long-term intravital spinning disk confocal microscopy enables direct visualization of myeloid cell behavior into intestinal adenoma in the ApcMin/+ colorectal cancer model. 

Video: Real-time Imaging of Myeloid Cells Dynamics in ApcMin/+ Intestinal Tumors by Spinning Disk Confocal Microscopy

Ex Vivo Imaging of Resident CD8 T Lymphocytes in Human Lung Tumor Slices Using Confocal Microscopy

CD8 T cell are key players in the fight against cancer. In order for CD8 T cells to kill tumor cells they need to enter into the tumor, migrate within the tumor microenvironment and respond adequately to tumor antigens. The recent development of improved imaging approaches, such as 2-photon microscopy, and the use of powerful mouse tumor models have shed light on some of the mechanisms that regulate anti-tumor T cell activities. Whereas such systems have provided valuable insights, they do not always predict human responses. In human, our knowledge in the field mainly comes from a description of fixed tumor samples from human patients, as well as in vitro studies. However, in vitro models lack the complex three-dimensional tumor milieu and, therefore, are incomplete approximations of in vivo T cell activities. Fresh slices made from explanted tissue represent a complex multi-cellular tumor environment that can act as an important link between co-cultured studies and animal models. Originally set up in murine lymph nodes1 and previously described in a JoVE article2, this approach has now been transposed to human tumors to examine the dynamics of both plated3&#160;as well as resident&#160;T cells4.
Here, a protocol for the preparation of human lung tumor slices, immunostaining of resident CD8 T and tumor cells, and tracking of CD8 T lymphocytes within the tumor microenvironment using confocal microscopy is described. This system is uniquely placed to screen for novel immunotherapy agents favoring T cell migration in tumors.

Ex Vivo Imaging of Resident CD8 T Lymphocytes in Human Lung Tumor Slices Using Confocal Microscopy

This protocol describes a method to image resident tumor-infiltrating CD8 T cells labeled with fluorescently coupled antibodies within human lung tumor slices. This technique permits real-time analyses of CD8 T cell migration using confocal microscopy.

Ex Vivo Proyección de imagen de los linfocitos de T CD8 residente en Tumor de pulmón humano rebanadas utilizando Microscopía Confocal

CD8 T cell are key players in the fight against cancer. In order for CD8 T cells to kill tumor cells they need to enter into the tumor, migrate within the ...

Investigación

Investigación sobre el cáncer

Imágenes pancreáticas murinas con ventana estabilizada implantada

Stabilized Window for Intravital Imaging of the Murine Pancreas

The physiology and pathophysiology of the pancreas are complex. Diseases of the pancreas, such as pancreatitis and pancreatic adenocarcinoma (PDAC) have high morbidity and mortality. Intravital imaging (IVI) is a powerful technique enabling the high-resolution imaging of tissues in both healthy and diseased states, allowing for real-time observation of cell dynamics. IVI of the murine pancreas presents significant challenges due to the deep visceral and compliant nature of the organ, which make it highly prone to damage and motion artifacts. 
Described here is the process of implantation of the Stabilized Window for Intravital imaging of the murine Pancreas (SWIP). The SWIP allows IVI of the murine pancreas in normal healthy states, during the transformation from the healthy pancreas to acute pancreatitis induced by cerulein, and in malignant states such as pancreatic tumors. In conjunction with genetically labeled cells or the administration of fluorescent dyes, the SWIP enables the measurement of single-cell and subcellular dynamics (including single-cell and collective migration) as well as serial imaging of the same region of interest over multiple days. 
The ability to capture tumor cell migration is of particular importance as the primary cause of cancer-related mortality in PDAC is the overwhelming metastatic burden. Understanding the physiological dynamics of metastasis in PDAC is a critical unmet need and crucial for improving patient prognosis. Overall, the SWIP provides improved imaging stability and expands the application of IVI in the healthy pancreas and malignant pancreas diseases.

Autor destacado: Revolucionando la comprensión de la enfermedad pancreática a través de imágenes intravitales avanzadas 

We present a protocol for the surgical implantation of a stabilized indwelling optical window for subcellular-resolution imaging of the murine pancreas, allowing serial and longitudinal studies of the healthy and diseased pancreas.

Ventana estabilizada para la obtención de imágenes intravitales del páncreas murino

The physiology and pathophysiology of the pancreas are complex. Diseases of the pancreas, such as pancreatitis and pancreatic adenocarcinoma (PDAC) have ...

Imaging Neutrophils and Monocytes in Mesenteric Veins by Intravital Microscopy on Anaesthetized Mice in Real Time

Efficient immune response is dependent on rapid mobilization of blood leukocytes to the site of infection or injury. Investigating leukocyte migration in vivo is crucial for understanding the molecular basis of leukocyte transendothelial migration and interaction with vascular endothelium. One powerful approach involves intravital microscopy on transgenic mice expressing fluorescent proteins in cells of interest.
Here we present a protocol for imaging monocytes and neutrophils in the CX3CR1gfp/wt mouse i.v. injected with orange dye-labeled neutrophils with an inverted confocal microscope. Time-lapse movies gathered from 30 min&#160;to several hours of imaging allow the analysis of leukocyte behavior in mesenteric veins under both steady state and inflammatory conditions. We also describe the steps to locally induce blood vessel inflammation with TLR2/TLR1 agonist Pam3SK4 and monitor the subsequent recruitment of neutrophils and monocytes.
The presented technique can also be used to monitor other populations of leukocytes and investigate molecules implicated in leukocyte recruitment or trafficking using other stimuli or transgenic mice.

We detail a protocol to monitor the behavior of neutrophils and monocytes in mesenteric veins under steady state and inflammatory conditions using intravital confocal microscopy on anaesthetized mice.

Imaging neutrófilos y monocitos en mesentérica venas por Microscopia intravital en ratones anestesiados en Tiempo Real

Efficient immune response is dependent on rapid mobilization of blood leukocytes to the site of infection or injury. Investigating leukocyte migration in ...

Inmunología e Infección

Imaging CD4 T Cell Interstitial Migration in the Inflamed Dermis

The ability of CD4 T cells to carry out effector functions is dependent upon the rapid and efficient migration of these cells in inflamed peripheral tissues through an as-yet undefined mechanism. The application of multiphoton microscopy to the study of the immune system provides a tool to measure the dynamics of immune responses within intact tissues. Here we present a protocol for non-invasive intravital multiphoton imaging of CD4 T cells in the inflamed mouse ear dermis. Use of a custom imaging platform and a venous catheter allows for the visualization of CD4 T cell dynamics in the dermal interstitium, with the ability to interrogate these cells in real-time via the addition of blocking antibodies to key molecular components involved in motility. This system provides advantages over both in vitro models and surgically invasive imaging procedures. Understanding the pathways used by CD4 T cells for motility may ultimately provide insight into the basic function of CD4 T cells as well as the pathogenesis of both autoimmune diseases and pathology from chronic infections.

The mechanisms that govern the interstitial motility of CD4 effector T cells at sites of inflammation are relatively unknown. We present a non-invasive approach to visualize and manipulate in vitro-primed CD4 T cells in the inflamed ear dermis, allowing for study of the dynamic behavior of these cells in situ.

La migración de células T CD4 obtener imágenes intersticial en la dermis inflamadas

The ability of CD4 T cells to carry out effector functions is dependent upon the rapid and efficient migration of these cells in inflamed peripheral ...

Extended Time-lapse Intravital Imaging of Real-time Multicellular Dynamics in the Tumor Microenvironment

In the tumor microenvironment, host stromal cells interact with tumor cells to promote tumor progression, angiogenesis, tumor cell dissemination and metastasis. Multicellular interactions in the tumor microenvironment can lead to transient events including directional tumor cell motility and vascular permeability. Quantification of tumor vascular permeability has frequently used end-point experiments to measure extravasation of vascular dyes. However, due to the transient nature of multicellular interactions and vascular permeability, the kinetics of these dynamic events cannot be discerned. By labeling cells and vasculature with injectable dyes or fluorescent proteins, high-resolution time-lapse intravital microscopy has allowed the direct, real-time visualization of transient events in the tumor microenvironment. Here we describe a method for using multiphoton microscopy to perform extended intravital imaging in live mice to directly visualize multicellular dynamics in the tumor microenvironment. This method details cellular labeling strategies, the surgical preparation of a mammary skin flap, the administration of injectable dyes or proteins by tail vein catheter and the acquisition of time-lapse images. The time-lapse sequences obtained from this method facilitate the visualization and quantitation of the kinetics of cellular events of motility and vascular permeability in the tumor microenvironment.

This protocol describes the use of multiphoton microscopy to perform extended time-lapse imaging of multicellular interactions in real time, in vivo at single cell resolution.

Prolongado lapso de tiempo intravital de imágenes de tiempo real multicelular Dinámica en el microambiente tumoral

In the tumor microenvironment, host stromal cells interact with tumor cells to promote tumor progression, angiogenesis, tumor cell dissemination and ...

Medicina

Time-lapse 3D Imaging of Phagocytosis by Mouse Macrophages

Phagocytosis plays a key role in host defense, as well as in tissue development and maintenance, and involves rapid, receptor-mediated rearrangements of the actin cytoskeleton to capture, envelop and engulf large particles. Although phagocytic receptors, downstream signaling pathways, and effectors, such as Rho GTPases, have been identified, the dynamic cytoskeletal remodeling of specific receptor-mediated phagocytic events remain unclear. Four decades ago, two distinct mechanisms of phagocytosis, exemplified by Fc&#947; receptor (Fc&#947;R)- and complement receptor (CR)-mediated phagocytosis, were identified using scanning electron microscopy. Binding of immunoglobulin G (IgG)-opsonized particles to Fc&#947;Rs triggers the protrusion of thin membrane extensions, which initially form a so-called phagocytic cup around the particle before it becomes completely enclosed and retracted into the cell. In contrast, complement opsonized particles appear to sink into the phagocyte following binding to complement receptors. These two modes of phagocytosis, phagocytic cup formation and sinking in, have become well established in the literature. However, the distinctions between the two modes have become blurred by reports that complement receptor-mediated phagocytosis may induce various membrane protrusions. With the availability of high resolution imaging techniques, phagocytosis assays are required that allow real-time 3D (three dimensional) visualization of how specific phagocytic receptors mediate the uptake of individual particles. More commonly used approaches for the study of phagocytosis, such as end-point assays, miss the opportunity to understand what is happening at the interface of particles and phagocytes. Here we describe phagocytic assays, using time-lapse spinning disk confocal microscopy, that allow 3D imaging of single phagocytic events. In addition, we describe assays to unambiguously image Fc&#947; receptor- or complement receptor-mediated phagocytosis.

Here we describe methods using spinning disk confocal microscopy to image single phagocytic events by mouse resident peritoneal macrophages. The protocols can be extended to other phagocytic cells.

Proyección de imagen 3D Time-lapse de la fagocitosis por macrófagos de ratón

Phagocytosis plays a key role in host defense, as well as in tissue development and maintenance, and involves rapid, receptor-mediated rearrangements of ...

Intravital Microscopy of Tumor-associated Vasculature Using Advanced Dorsal Skinfold Window Chambers on Transgenic Fluorescent Mice

Tumor and tumor vessel development, as well as tumor response to therapeutics, are highly dynamic biological processes. Histology provides static information and is often not sufficient for a correct interpretation. Intravital evaluation, in which a process is followed in time, provides extra and often unexpected information. With the creation of transgenic animals expressing cell-specific markers and live cell tracers, improvements to imaging equipment, and the development of several imaging chambers, intravital microscopy has become an important tool to better understand biological processes. This paper describes an experimental design for the investigation of tumor vessel development and of therapeutic effects in a spatial and temporal manner. Using this setup, the stage of vessel development, tip cell and lumen formation, blood flow, extravasation, an established vascular bed, and vascular destruction can be visualized and followed. Furthermore, therapeutic effects, intratumoral fate, and the localization of chemotherapeutic compounds can also be followed.

This protocol describes the intravital imaging of transgenic mice expressing cell-specific fluorescent markers. Intravital imaging provides a non-invasive method for high-resolution observations in living animals using implantable windows through which the microscopic visualization of processes is possible. This method is especially useful to study longitudinal processes.

La microscopia intravital de la utilización de la vasculatura asociada a Tumor avanzado Dorsal cámaras de ventana pliegues cutáneos en ratones transgénicos fluorescentes

Tumor and tumor vessel development, as well as tumor response to therapeutics, are highly dynamic biological processes. Histology provides static ...

Intravital Imaging of Intraepithelial Lymphocytes in Murine Small Intestine

Intraepithelial lymphocytes expressing &#947;&#948; T cell receptor (&#947;&#948; IEL) play a key role in immune surveillance of the intestinal epithelium. Due in part to the lack of a definitive ligand for the &#947;&#948; T cell receptor, our understanding of the regulation of &#947;&#948; IEL activation and their function in vivo remains limited. This necessitates the development of alternative strategies to interrogate signaling pathways involved in regulating &#947;&#948; IEL function and the responsiveness of these cells to the local microenvironment. Although &#947;&#948; IELs are widely understood to limit pathogen translocation, the use of intravital imaging has been critical to understanding the spatiotemporal dynamics of IEL/epithelial interactions at steady-state and in response to invasive pathogens. Herein, we present a protocol for visualizing IEL migratory behavior in the small intestinal mucosa of a GFP &#947;&#948; T cell reporter mouse using inverted spinning disk confocal laser microscopy. Although the maximum imaging depth of this approach is limited relative to the use of two-photon laser-scanning microscopy, spinning disk confocal laser microscopy provides the advantage of high speed image acquisition with reduced photobleaching and photodamage. Using 4D image analysis software, T cell surveillance behavior and their interactions with neighboring cells can be analyzed following experimental manipulation to provide additional insight into IEL activation and function within the intestinal mucosa.

We describe a method to visualize GFP-labeled &#947;&#948; IELs using intravital imaging of murine small intestine by inverted spinning disk confocal microscopy. This technique enables the tracking of live cells within the mucosa for up to 4 h and can be used to investigate a variety of intestinal immune-epithelial interactions. &#160;

Imágenes en tiempo real de las células mieloides en Dinámica

Resumen

Explorar más videos

Capítulos en este video

Ex Vivo Proyección de imagen de los linfocitos de T CD8 residente en Tumor de pulmón humano rebanadas utilizando Microscopía Confocal

Ventana estabilizada para la obtención de imágenes intravitales del páncreas murino

Ventana estabilizada para la obtención de imágenes intravitales del páncreas murino

Ventana estabilizada para la obtención de imágenes intravitales del páncreas murino

Imaging neutrófilos y monocitos en mesentérica venas por Microscopia intravital en ratones anestesiados en Tiempo Real

La migración de células T CD4 obtener imágenes intersticial en la dermis inflamadas

Prolongado lapso de tiempo intravital de imágenes de tiempo real multicelular Dinámica en el microambiente tumoral

Proyección de imagen 3D Time-lapse de la fagocitosis por macrófagos de ratón

La microscopia intravital de la utilización de la vasculatura asociada a Tumor avanzado Dorsal cámaras de ventana pliegues cutáneos en ratones transgénicos fluorescentes

Imágenes intravitales de linfocitos intraepiteliales en el intestino pequeño murino