Name: real-time imaging of myeloid cells dynamics in apcmin/+ intestinal tumors by spinning disk confocal microscopy
Uploaded: 2014-10-06T14:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 21 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Real-time Imaging of Myeloid Cells Dynamics in ApcMin/+ Intestinal Tumors by Spinning Disk Confocal Microscopy at JoVE.com

私たちは 、APC 最小/ +マウスのジェノタイピングのための英ゆうに感謝したいと思います。この研究は、INSERMと国立衛生研究所からの助成金（CA057621およびAI053194）からの資金によってサポートされていました。

注：すべての動物実験は、施設内動物管理使用委員会（IACUC）、UCSFによって承認された手順に従って行った。すべての画像化実験は、非生存手順た動物を、画像取得の終了の直後に安楽死させた。 マウスの1世代注：Apcの最小/ +マウス、APC遺伝子上の変異を有する、自然に小腸で50-100腺腫を開発しています。 <ol><li>クロスApcのアクチンプロモーター下にECFPを表現ACTB-ECFPラインと最小/ +マウス、および骨髄細胞を検出するために、C-FMSプロモーター下にEGFPを発現するのc-FMS-EGFPライン、とのさらなる。 ACTB-ECFPおよびc-fmsの-EGFPについてヘテロ接合性の動物を、蛍​​光を検出するために使用される。 </li><li>画像明らかに検出腺腫に生後3〜4ヶ月でマウスを使用してください。 </li></ol> Mの調製手術前aterials NOTE：顕微鏡セットアップの詳細は、以前に6,7に記載されている。 <ol><li>顕微鏡<ol><li>加熱ブランケットをオンにします。 488nmの励起固体を405nm、561 nmの波長は640nmレーザ用のアルゴンレーザーをオンにします。顕微鏡をオンにし、回転するディスク制御部と、AOTF、レーザ制御部と、カメラコントローラ。 </li><li>赤色LEDを点灯顕微鏡シャッターを開きます。コンピュータとカメラのソフトウェアの電源をオンにします。 </li></ol></li><li>イメージングプラットフォーム<ol><li>ステージインサートが汚れていないことを確認してください。それ以外の場合は、石鹸と水、次いで、乾燥した清潔な。 </li><li> 2カバースリップを取り、挿入時に、それらを保護するためにラボのテープを使用しています。ステージ上でインサートを置き、アルコールワイプで清掃してください。 </li><li>ラボのテープを使用して、ステージの右側に加熱ブランケットを添付します。 </li><li>ノーズコーンにゴム製のダイヤフラムの整合性を確認し、necessarに応じて変更しますyを。ガーゼとラボテープを用いて動物にイソフルラン麻酔送達用ノーズコーンを置き、固定します。 </li></ol></li><li>イソフルラン麻酔システム<ol><li>イソフルランタンクを補充。 </li><li>真空をオンにして、/分1.2リットルに調整します。 </li><li>噴霧器に蒸留水を追加し、イソフルランシステムにネブライザーを接続してください。 </li><li>酸素分析計の電源を入れ、イソフルランシステムに接続します。酸素タンクをオンにして、酸素濃度計が100％を示していることを確認してください。 /分0.2リットルのO 2流量を調整します。 </li><li>窒素タンクをオンにして/分0.8 Lの流れを調整します。酸素濃度計は21％を示していることを確認してください。 </li></ol></li><li>手術ツールとプラットフォームの準備<ol><li>石鹸と水で切開鉗子と鋏の2ペアを清掃してください。 </li><li>ホットビーズ滅菌器の電源を入れ、250℃に到達しましょう​​。 30秒間の手術ツールを滅菌する。彼らは冷やすましょう。 </li><li>手術台にラボおむつカバーを置きます。 </li><li>外科的プラットフォームとして発泡スチロールの蓋を使用します。ラボおむつカバー片で覆う。マウスを剃毛した後に変更するためにラボおむつカバー2枚目を準備します。 </li><li>覆われた発泡スチロールの蓋の上麻酔のラインにノーズコーンを置き、いくつかのテープで発泡スチロールの蓋（しないラボおむつカバー上）に添付して所定の位置に維持するためにノーズコーンの両側に2本の針を使用しています。 </li><li>ベタジン、アルコール綿、滅菌ガーゼ、スーパー接着剤、顕微鏡用スライド、電気シェーバー、とラボテープの4個を組み立てます。 </li></ol></li></ol>注射剤の調製<ol><li>水面下では、2000 kDaのローダミン - デキストラン（4 mg / mlの100μlの中にストック·AF647共役のLy-6G（群Gr1）抗体（1 mg / ml）を、7μlのインスリン注射器（28 Gのx½中）を調製）後眼窩注射のため。これらの動物に発症する貧血は、尾静脈のdifficuを作るので、後眼窩注射は、Apcの最小/ +マウスで推奨されているLTは、皮膚を通して検出する。 </li><li>腸の蠕動運動を減衰させるために画像化する前に、1mg / kgの皮下（sc）を150μlのPBS中に希釈アトロピン注射して第二のインスリン注射器を準備します。 </li></ol>イメージングのための腸の4。準備<ol><li>誘導室に麻酔ラインが開放されており、手術台や顕微鏡へのラインが閉鎖されていることを確認します。 </li><li>麻酔室に動物を転送します。麻酔チャンバーを閉じ、（21％O 2で）4％にイソフルランをオンにします。 </li><li>マウスは（5-6分後に）深くゆっくりと呼吸すると、その腹部に外科的ステージに転送し、群Gr1抗体溶液および/またはデキストラン溶液の眼窩を注入。 </li><li>外科プラットフォームにリンク麻酔ラインを開きます。麻酔室にラインを閉じ、麻酔コーンでの鼻との背中の上でマウスを置く。 </li><li>イソフルランを削減2.5％4％の濃度。 </li><li>マウスは十分にそのフットパッドをつまんで角膜反射をテストすることによって麻酔をかけていることを確認します。 </li><li>麻酔下ながら乾燥を防ぐために、目に眼科潤滑軟膏を追加します。 </li><li>ラボテープを追加することにより、外科的ステージにマウスの手足を固定します。 </li><li>電気シェーバーを使用して、腹面から髪を削除します。また、買収前に酸素濃度計を配置するために、左後肢から毛を取り除く。外科段階から研究室のおむつカバーを外し、髪の汚染を避けるためクリーンなものと交換してください。 </li><li>アルコールワイプとベタジンで腹面を消毒する。 </li><li>マウスのワン脇腹に皮下 （3.2）アトロピン液を注入。 </li><li>皮膚やハサミを使用して、腹膜や鉗子の1対を介して1センチメートル腹側正中切開を行います。慎重に腸3-4センチ引き出し、イメージにつまたは複数の腫瘍を同定。 </li><li>ガラスMICRを取るoscopeスライド位置上部の腫瘍を、その上に、腸のループ。 </li><li>スライドに付加する腸に沿っていくつかの場所にいくつかのスーパー接着剤を追加します。接着剤が乾燥するために1つの分待ちます。共焦点とその局在を容易にするために、腫瘍を指してスライド上に線を描画するためにマーカーを使用してください。 </li></ol> 5。位置決めステージ上のマウスと準備画像取得のための<ol><li>手足からラボテープを外します。 </li><li>顕微鏡ステージへの麻酔ラインを開き、外科プラットフォームに1を閉じます。 </li><li>下にその腹側とノーズコーンでの鼻顕微鏡ステージに慎重にマウスを転送します。いくつかの研究室テープで麻酔ラインを固定します。 </li><li>再位置マウスおよび/またはカバースリップをウィンドウのいずれかの中心に腸を持っているためにスライド。そっとラボテープでスライドを下テープで固定します。 </li><li>マウスの左肢に酸素濃度計プローブを取り付けますその心臓および呼吸数に従い、酸素飽和レベル動脈。 </li><li>低体温症を避けるために、加熱ブランケットマウスをカバー。 </li><li>イメージングのために1から1.5パーセント、2.5％からイソフルラン濃度を下げます。 </li></ol>マイクロマネージャーソフトウェアを使用して画像の取得6。 <ol><li>構成設定での画質を向上させるために2,500 rpmまでCSUX速度を上げます。 </li><li> 10X 0.5 NAまたは20X 0.75 NA Fluarレンズ目標を選択することが目的のドロップダウンメニューを使用します。 </li><li>カラードロップダウンメニューからのレーザは405nmを選択してください。 </li><li>ライブをクリックして、顕微鏡でピントを調整します。 </li><li>自動的に画像の極端な画素値に基づいて、表示画像の最大値と最小ピクセル強度を調整する自動クリックしてください。表示画像のピクセル強度のヒストグラムは、メインウィンドウの下部のグラフに示されている。 </li><li>パイパー[コントロールパネル]ウィンドウで、カメラの露出を調整することによりクロック数を（1クロックは33.333ミリ秒）に変更する。 </li><li>信号が最低の暴露と明るすぎる場合には、顕微鏡制御部を用いてレーザ強度​​を低下させる。 </li><li> 488nmで、561 nmおよび640 nmのレーザーライン用の信号強度を確認してください。レーザ自身の制御ユニット（488 nmおよび561 nm）以下顕微鏡制御部と、レーザ強度​​を調整します。 </li><li>マルチDアクイジション·ウィンドウで、タイムポイントボックスをチェックし、時点の数と所望の時間間隔を入力します。 </li><li> Z-スタックボックスをチェックし、「相対Z &quot;を選択し、現在の位置までのZの開始およびZエンド相対を定義します。 注：10Xまたは20X客観的には、離れてそれぞれ3 Z平面、8μm以上4μmで始まります。 </li><li>いくつかの場所を撮像するための複数の位置（XY）ボックスをチェックし、その後、編集位置リストをクリックして4から6の異なる位置をマークします。 </li><li>チャンネルボックスをチェックし、ドロップダウンメニューと標準の[新規]を選択レーザーラインからチャネルを追加（33.333ミリ秒の倍数）各チャンネルの露光の電子。 </li><li> 「マルチD取得」ウィンドウで[保存画像を確認してください。 </li><li>フォルダを選択し、取得したすべての画像は、自動的に指定された名前の接頭辞で、このフォルダに保存されます。 注：各連続取得は、各時点での各色の各Zスライスの個別のTIFFファイルとして個別のサブフォルダに保存されます。 </li><li>マルチDアクイジション·ウィンドウで設定の保存]をクリックしてすべての設定を保存します。 </li><li>取得を開始するために多次元の取得]ウィンドウに取得]をクリックします。 </li><li>オキシメータプローブが使用されていないか、うまく動作しなくなった場合（パルスが安定または検出が困難でない場合）、フットパッドをつまんと角膜反射をチェックすることにより、麻酔の効率化を画像化手順の間に15分ごとに確認してください。マウスはこれらの刺激に応答する場合は、麻酔を調整します。 </li><li>買収後、イソフルランコンセントを増やすことによって、マウスを安楽死させる5％配給。全く呼吸の動きが検出されない場合には、段階からマウスを削除し、頸椎脱臼を行います。 </li></ol> Imarisソフトウェアを利用した画像の解析7。 <ol><li>ファイル（ 補足図1A）.imsへの変換<ol><li>カメラのソフトウェアを開き、[ファイルにバッチコンバーターをクリックします。 </li><li>追加のファイルをクリックして、最初の位置の最初のファイルを選択します。各位置について、この手順を繰り返します。 </li><li>アップロードされたファイルごとに、[設定]をクリックすると、Zスタックのための時間チャンネルについては、「C」および「Z」の設定「t」がこの順序で表示されていることを確認します。 </li><li>任意のフォルダに保存します。ブラウズし、変換されたように、新しいファイルを作成します。 </li><li>すべてのセットをクリックして起動します。 </li></ol></li><li>調整（ 補足図1B） <ol><li>具体的な変換されたフォルダに移動し、最初のファイルを開きます。 </li><li>表示調整ウィンドウでは、背景を調整必要に応じて各チャンネル毎に最小番号を変更することにより、信号遮断。 </li><li>必要であれば、最大数（下位最大数、より高い信号の強度）を変更することにより、信号強度を調整する。 注：信号強度/コントラストの調整は、よりよい視覚化を持つために細胞の挙動または区画のハイライトを有効にしてください。それは、結果自体は変更されません。 </li><li>編集と画像のプロパティをクリックします。 </li><li> x、y、およびzの値に変更し（10×対物レンズ、xとy = 0.712、zは=8μmのために、20X対物レンズ用：xとy = 0.36、zは= 4）を形成した。 </li><li>時間点を調整するためにすべての等距離をクリックします。開始日を追加して、買収の開始時刻。買収（ 補足図1C）の終了日と終了時刻を追加します。 </li><li>映画を見て、再生ボタンをクリックします。 </li><li> [編集]をクリックし、ぼやけた画像を削除するには、時間点を削除します。 </li><li>つの別個の買収峠に参加するにはTHER 1ムービーに、最初の映画の最後の時点に移動し、[編集]をクリックしてください&gt; 2番目のファイルを追加した時点を追加します。 </li></ol></li><li>ムービーとして保存する（ 補足図1D） <ol><li>録音をクリックして、のMOV拡張子と0の圧縮率を選択します。 </li><li> [保存]をクリックします。 </li></ol></li></ol>

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The authors have nothing to disclose.

本論文では、詳細なプロトコルは、腸の漿膜側から撮像生きた動物での数時間のために腸腫瘍における骨髄細胞動態のディスク共焦点画像を回転させる方法が記載されている。 炎症を避けるために、最適な生理学的条件を持つように、腸の画像化は、無傷の器官に行われなければならない。光が上皮に到達する前にそのような平滑筋などの異なる組織層を通過する必要?...

圧倒的な証拠が、腫瘍の微小環境は、線維芽細胞、内皮細胞、免疫および炎症細胞、細胞外マトリックスおよび可溶性因子を含む不均一な細胞集団からなる、ほぼすべてのに寄与することによって、固形腫瘍の開始と進行に重要な役割を果たしていることを示している癌1の特徴。実際、腫瘍進行中に、悪性2に有利な微小環境を生成するために進化し、形質転換癌細胞と間質細胞との間の一定の動的相互作用が存在する。腫瘍微小環境に浸潤する免疫細胞の中では、骨髄細胞を3で最も豊富である。 （TAM）腫瘍関連マクロファージから成る、骨髄由来サプレッサー細胞（MDSCを）、樹状細胞（DC）及び好中球（PMN）、骨髄細胞は骨髄から動員されると次第にサイトカイン、増殖因子及びプロテアーゼ放出、腫瘍に浸潤する促進することができます腫瘍増殖および4を広げる。がん細胞および骨髄細胞間のクロストークが複雑で動的である。従って、それらの相互作用の性質を理解することは、これらの細胞ではなく、抗腫瘍免疫応答に関与する癌の進行を促進する理由を決定するために重要であり、それを制御するための新しい目標を発見するのに役立つ。 生体顕微鏡による直接観察が生きたマウス5の組織内細胞動態に関する情報を提供します。四色は、多領域は、マイクロレンズ付きスピニングディスク共焦点システムは、乳腺腫瘍6内の間質細胞を研究するために設計された。このアプローチは、長期の連続撮影を可能にし、そのような運動アーチファクトを最小化するためには、（a）迅速な画像の取得、（b）は、長期の麻酔、（c）は、異なる細胞型に追従す​​る4色の取得、（d）の蛍光標識のようないくつかの利点を含む異なる腫瘍コンポーネント、および異なる腫瘍微小環境のウィットの（e）の観察マウス変動7-9にマウスを避けるために、同じマウスヒン。この技術により、異なる細胞行動が腫瘍形成の進行段階を表示する乳癌ウイルス（MMTV）プロモーター駆動オーマミドルT癌遺伝子（PyMT）モデルで報告されている。制御性Tリンパ球（Foxp3のEGFP導入遺伝子によって可視化Tregは、）のDC（CD11cの-DTR-EGFP）、癌関連線維芽細胞（FSP1 + / + -EGFP）および骨髄細胞（C-FMSのに対して、血管に近接して優先的に移行-EGFP）は、腫瘍塊内でよりも腫瘍周辺で高い運動性を示す。急性の全身性の低酸素状態において、細胞は、異なっ移行：Tregは6を移動し続ける骨髄細胞とは対照的に移行停止。また、同じマウスモデルでは、腫瘍段階とドキソルビシン感受性の変化を示したが、薬物分布は、薬物反応、およびドキソルビシンに関連している治療は、腫瘍への骨髄細胞のCCR2依存動員につながる。したがって、ライブイメージングはまた、その場および化学療法抵抗10,11の生物学における薬物応答への洞察を得るために使用することができる。 大腸腺腫様ポリポーシス（APC）遺伝子変異は、一般的にヒト結腸直腸腺腫および癌腫12および大腸癌13に非常に高いリスクを与える家族性大腸腺腫症（FAP）、中APC遺伝子結果の単一コピーの変異で起こる。マウス系統のApc 最小 / + は、APC 遺伝子のコドン850での切断変異を運び、自発的にすべての小腸14〜16を介して複数の腸腺腫を開発しています。腹膜腔を開くと、腸へのアクセスのために必要があるため、腸の長期生体内イメージングは​​、原因処置の侵襲性の挑戦である。短期ライブイメージングSTudiesは、以前に健康な腸17,18上で公開されているが、腸腫瘍の長期の直接観測が報告されていない。外科的処置は、以前に画像乳房腫瘍6,10に使用される生体スピニングディスク顕微鏡システムを使用して、腸の漿膜表面を介して腫瘍を可視化するために設計され、洗練されている。本論文では、プロトコルは、1 は 、APC 最小 / +マウスを使用することにより、小腸の腫瘍内の骨髄細胞の挙動に追従することを可能に記載されている。

<table><tbody><tr><td>&lt;em&gt;Apc&lt;sup&gt;Min/+&lt;/sup&gt;&lt;/em&gt; mice</td><td>Jackson Laboratory</td><td>2020</td><td></td></tr><tr><td>ACTB-ECFP mice</td><td>Jackson Laboratory</td><td>3773</td><td></td></tr><tr><td>cfms-EGFP mice</td><td>Jackson Laboratory</td><td>18549</td><td></td></tr><tr><td>2,000 kDa Dextran, rhodamine-conjugated</td><td>Invitrogen</td><td>D7139</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Butler Animal Health Supply</td><td>29450</td><td></td></tr><tr><td>Nitrogen</td><td>UCSF</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Oxygen</td><td>UCSF</td><td></td><td></td></tr><tr><td>1x PBS</td><td>UCSF cell culture facility</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Saline Buffer</td><td>UCSF cell culture facility</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Anti-mouse Ly-6G (GR1) antibody AF647</td><td>UCSF Monoclonal antibody core</td><td></td><td>Stock 1 mg/ml. Use at 7 &amp;mu;g/mouse</td></tr><tr><td>Atropine</td><td>LARC UCSF</td><td></td><td>Use at 1 mg/kg mouse</td></tr><tr><td>Alcohol wipes</td><td>Becton Dickinson</td><td>326895</td><td></td></tr><tr><td>28 G x 1/2 in. insulin syringe</td><td>Becton Dickinson</td><td>329465</td><td></td></tr><tr><td>Remium cover glass</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-548-5M</td><td>24x50-1</td></tr><tr><td>Betadine</td><td>LARC UCSF</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Heat blanket</td><td>Gaymar Industries</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Hot bead sterilizer</td><td>Fine Science Tools</td><td>18000-45</td><td>Turn ON 30 min before use</td></tr><tr><td>Cotton tipped apllicators 6-inch</td><td>Electron Microscopy Sciences</td><td>72310-10</td><td></td></tr><tr><td>Anesthesia system</td><td>Summit Anesthesia Support</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Inverted microscope</td><td>Carl Zeiss Inc</td><td>Zeiss Axiovert 200M</td><td></td></tr><tr><td>Stage insert</td><td>Applied Sientific Instrumentation</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mouse Ox oximeter, software and sensors</td><td>Starr Life Sciences</td><td>MouseOx</td><td></td></tr><tr><td>Nebulizer</td><td>Summit Anesthesia Support</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Imaris</td><td>Bitplane</td><td></td><td></td></tr><tr><td>&amp;mu;Manager</td><td>Vale lab, UCSF</td><td></td><td>Open-source software</td></tr><tr><td>ICCD camera</td><td>Stanford Photonics</td><td>XR-Mega-10EX S-30</td><td></td></tr><tr><td>Spinning disk confocal sacan-head</td><td>Yokogawa Corporation</td><td>CSU-10b</td><td></td></tr></tbody></table>

real-time imaging of myeloid cells dynamics in apcmin/+ intestinal tumors by spinning disk confocal microscopy

骨髄細胞は、腫瘍内の最も豊富な免疫細胞であり、腫瘍の進行を促進することが示されている。現代の生体内イメージング技術は、臓器内部の生きた細胞挙動の観察を可能にするが、そのような腸などの臓器や腫瘍のアクセシビリティのためにいくつかのタイプの癌に挑戦することができます。腸腫瘍の直接観察は、以前に報告されていない。ここで説明する外科的処置は、トランスジェニック蛍光レポーターマウスおよび注射トレーサーまたは抗体を使用して生きたマウスにおける腸腫瘍内の骨髄細胞動態の直接観察を可能にする。この目的のために、迅速な画像取得との長期の連続撮影を可能にする四色、マルチリージョン、マイクロレンズ化スピニングディスク共焦点顕微鏡が用いられている。交差して小腸内の複数の腺腫を発症Apcの 最小 / +マウス骨髄細胞を可視化するには、c-FMS-EGFPマウスを用いたとACTB-ECFPマウスを用いた陰窩の腸上皮細胞を可視化した。そのような血管および好中球、および漿膜面を画像化するために、腫瘍を位置決めするための手順と異なる腫瘍の成分を標識するための手順も記載されている。イメージングの数時間からコンパイルタイムラプスムービーは、腸の微小環境におけるその場での骨髄細胞の挙動の分析を可能にする。

ACTB-ECFP;のc-fmsの-ECFPマウスは、漿膜面から可視化することができるスピニングディスク共焦点顕微鏡、Apcの最小/ +の小腸における非腫瘍及び腫瘍組織を使用することによって。イメージングの後、カメラのソフトウェアは、分析し、獲得（ 補足図1）を調整するために使用される。蛍光2000 kDaのデキストラン-ローダミンの静脈内（iv）注射とのLy-6G 647?...

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Real-time Imaging of Myeloid Cells Dynamics in ApcMin/+ Intestinal Tumors by Spinning Disk Confocal Microscopy

By using transgenic reporter mice and injectable fluorescent labels, long-term intravital spinning disk confocal microscopy enables direct visualization of myeloid cell behavior into intestinal adenoma in the ApcMin/+ colorectal cancer model.

における骨髄細胞ダイナミクスのリアルタイムイメージング<em&gt;のApc<sup&gt;最小/ +</sup</em&gt;腸腫瘍ディスク共焦点顕微鏡スピニングすることにより

Myeloid cells are the most abundant immune cells within tumors and have been shown to promote tumor progression. Modern intravital imaging techniques ...

real-time-imaging-myeloid-cells-dynamics-apcmin-intestinal-tumors

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

Real-time Imaging of Myeloid Cells Dynamics in ApcMin/+ Intestinal Tumors by Spinning Disk Confocal Microscopy

9.6K ビュー.  INSERM U661, Functional Genomic Institute. By using transgenic reporter mice and injectable fluorescent labels, long-term intravital spinning disk confocal microscopy enables direct visualization of myeloid cell behavior into intestinal adenoma in the ApcMin/+ colorectal cancer model. 

ビデオ: Real-time Imaging of Myeloid Cells Dynamics in ApcMin/+ Intestinal Tumors by Spinning Disk Confocal Microscopy

Ex Vivo Imaging of Resident CD8 T Lymphocytes in Human Lung Tumor Slices Using Confocal Microscopy

CD8 T cell are key players in the fight against cancer. In order for CD8 T cells to kill tumor cells they need to enter into the tumor, migrate within the tumor microenvironment and respond adequately to tumor antigens. The recent development of improved imaging approaches, such as 2-photon microscopy, and the use of powerful mouse tumor models have shed light on some of the mechanisms that regulate anti-tumor T cell activities. Whereas such systems have provided valuable insights, they do not always predict human responses. In human, our knowledge in the field mainly comes from a description of fixed tumor samples from human patients, as well as in vitro studies. However, in vitro models lack the complex three-dimensional tumor milieu and, therefore, are incomplete approximations of in vivo T cell activities. Fresh slices made from explanted tissue represent a complex multi-cellular tumor environment that can act as an important link between co-cultured studies and animal models. Originally set up in murine lymph nodes1 and previously described in a JoVE article2, this approach has now been transposed to human tumors to examine the dynamics of both plated3&#160;as well as resident&#160;T cells4.
Here, a protocol for the preparation of human lung tumor slices, immunostaining of resident CD8 T and tumor cells, and tracking of CD8 T lymphocytes within the tumor microenvironment using confocal microscopy is described. This system is uniquely placed to screen for novel immunotherapy agents favoring T cell migration in tumors.

Ex Vivo Imaging of Resident CD8 T Lymphocytes in Human Lung Tumor Slices Using Confocal Microscopy

This protocol describes a method to image resident tumor-infiltrating CD8 T cells labeled with fluorescently coupled antibodies within human lung tumor slices. This technique permits real-time analyses of CD8 T cell migration using confocal microscopy.

Ex Vivoひと肺腫瘍内常駐 cd8 陽性 T リンパ球の画像スライス共焦点顕微鏡を用いた

CD8 T cell are key players in the fight against cancer. In order for CD8 T cells to kill tumor cells they need to enter into the tumor, migrate within the ...

がん研究

埋め込み型安定化窓を用いたマウス膵臓イメージング

Stabilized Window for Intravital Imaging of the Murine Pancreas

The physiology and pathophysiology of the pancreas are complex. Diseases of the pancreas, such as pancreatitis and pancreatic adenocarcinoma (PDAC) have high morbidity and mortality. Intravital imaging (IVI) is a powerful technique enabling the high-resolution imaging of tissues in both healthy and diseased states, allowing for real-time observation of cell dynamics. IVI of the murine pancreas presents significant challenges due to the deep visceral and compliant nature of the organ, which make it highly prone to damage and motion artifacts. 
Described here is the process of implantation of the Stabilized Window for Intravital imaging of the murine Pancreas (SWIP). The SWIP allows IVI of the murine pancreas in normal healthy states, during the transformation from the healthy pancreas to acute pancreatitis induced by cerulein, and in malignant states such as pancreatic tumors. In conjunction with genetically labeled cells or the administration of fluorescent dyes, the SWIP enables the measurement of single-cell and subcellular dynamics (including single-cell and collective migration) as well as serial imaging of the same region of interest over multiple days. 
The ability to capture tumor cell migration is of particular importance as the primary cause of cancer-related mortality in PDAC is the overwhelming metastatic burden. Understanding the physiological dynamics of metastasis in PDAC is a critical unmet need and crucial for improving patient prognosis. Overall, the SWIP provides improved imaging stability and expands the application of IVI in the healthy pancreas and malignant pancreas diseases.

著者スポットライト:高度な生体内イメージングによる膵臓疾患の理解の革命 

We present a protocol for the surgical implantation of a stabilized indwelling optical window for subcellular-resolution imaging of the murine pancreas, allowing serial and longitudinal studies of the healthy and diseased pancreas.

マウス膵臓の生体内イメージングのための安定化ウィンドウ

The physiology and pathophysiology of the pancreas are complex. Diseases of the pancreas, such as pancreatitis and pancreatic adenocarcinoma (PDAC) have ...

Imaging Neutrophils and Monocytes in Mesenteric Veins by Intravital Microscopy on Anaesthetized Mice in Real Time

Efficient immune response is dependent on rapid mobilization of blood leukocytes to the site of infection or injury. Investigating leukocyte migration in vivo is crucial for understanding the molecular basis of leukocyte transendothelial migration and interaction with vascular endothelium. One powerful approach involves intravital microscopy on transgenic mice expressing fluorescent proteins in cells of interest.
Here we present a protocol for imaging monocytes and neutrophils in the CX3CR1gfp/wt mouse i.v. injected with orange dye-labeled neutrophils with an inverted confocal microscope. Time-lapse movies gathered from 30 min&#160;to several hours of imaging allow the analysis of leukocyte behavior in mesenteric veins under both steady state and inflammatory conditions. We also describe the steps to locally induce blood vessel inflammation with TLR2/TLR1 agonist Pam3SK4 and monitor the subsequent recruitment of neutrophils and monocytes.
The presented technique can also be used to monitor other populations of leukocytes and investigate molecules implicated in leukocyte recruitment or trafficking using other stimuli or transgenic mice.

We detail a protocol to monitor the behavior of neutrophils and monocytes in mesenteric veins under steady state and inflammatory conditions using intravital confocal microscopy on anaesthetized mice.

リアルタイムで麻酔したマウスに生体顕微鏡により腸間膜静脈に好中球および単球のイメージング

Efficient immune response is dependent on rapid mobilization of blood leukocytes to the site of infection or injury. Investigating leukocyte migration in ...

免疫・感染学

Imaging CD4 T Cell Interstitial Migration in the Inflamed Dermis

The ability of CD4 T cells to carry out effector functions is dependent upon the rapid and efficient migration of these cells in inflamed peripheral tissues through an as-yet undefined mechanism. The application of multiphoton microscopy to the study of the immune system provides a tool to measure the dynamics of immune responses within intact tissues. Here we present a protocol for non-invasive intravital multiphoton imaging of CD4 T cells in the inflamed mouse ear dermis. Use of a custom imaging platform and a venous catheter allows for the visualization of CD4 T cell dynamics in the dermal interstitium, with the ability to interrogate these cells in real-time via the addition of blocking antibodies to key molecular components involved in motility. This system provides advantages over both in vitro models and surgically invasive imaging procedures. Understanding the pathways used by CD4 T cells for motility may ultimately provide insight into the basic function of CD4 T cells as well as the pathogenesis of both autoimmune diseases and pathology from chronic infections.

The mechanisms that govern the interstitial motility of CD4 effector T cells at sites of inflammation are relatively unknown. We present a non-invasive approach to visualize and manipulate in vitro-primed CD4 T cells in the inflamed ear dermis, allowing for study of the dynamic behavior of these cells in situ.

炎症真皮における撮像CD4 T細胞間質への移行

The ability of CD4 T cells to carry out effector functions is dependent upon the rapid and efficient migration of these cells in inflamed peripheral ...

Extended Time-lapse Intravital Imaging of Real-time Multicellular Dynamics in the Tumor Microenvironment

In the tumor microenvironment, host stromal cells interact with tumor cells to promote tumor progression, angiogenesis, tumor cell dissemination and metastasis. Multicellular interactions in the tumor microenvironment can lead to transient events including directional tumor cell motility and vascular permeability. Quantification of tumor vascular permeability has frequently used end-point experiments to measure extravasation of vascular dyes. However, due to the transient nature of multicellular interactions and vascular permeability, the kinetics of these dynamic events cannot be discerned. By labeling cells and vasculature with injectable dyes or fluorescent proteins, high-resolution time-lapse intravital microscopy has allowed the direct, real-time visualization of transient events in the tumor microenvironment. Here we describe a method for using multiphoton microscopy to perform extended intravital imaging in live mice to directly visualize multicellular dynamics in the tumor microenvironment. This method details cellular labeling strategies, the surgical preparation of a mammary skin flap, the administration of injectable dyes or proteins by tail vein catheter and the acquisition of time-lapse images. The time-lapse sequences obtained from this method facilitate the visualization and quantitation of the kinetics of cellular events of motility and vascular permeability in the tumor microenvironment.

This protocol describes the use of multiphoton microscopy to perform extended time-lapse imaging of multicellular interactions in real time, in vivo at single cell resolution.

腫瘍微小環境におけるリアルタイム多細胞ダイナミクスの拡張タイムラプス生体内イメージング

In the tumor microenvironment, host stromal cells interact with tumor cells to promote tumor progression, angiogenesis, tumor cell dissemination and ...

医学

Time-lapse 3D Imaging of Phagocytosis by Mouse Macrophages

Phagocytosis plays a key role in host defense, as well as in tissue development and maintenance, and involves rapid, receptor-mediated rearrangements of the actin cytoskeleton to capture, envelop and engulf large particles. Although phagocytic receptors, downstream signaling pathways, and effectors, such as Rho GTPases, have been identified, the dynamic cytoskeletal remodeling of specific receptor-mediated phagocytic events remain unclear. Four decades ago, two distinct mechanisms of phagocytosis, exemplified by Fc&#947; receptor (Fc&#947;R)- and complement receptor (CR)-mediated phagocytosis, were identified using scanning electron microscopy. Binding of immunoglobulin G (IgG)-opsonized particles to Fc&#947;Rs triggers the protrusion of thin membrane extensions, which initially form a so-called phagocytic cup around the particle before it becomes completely enclosed and retracted into the cell. In contrast, complement opsonized particles appear to sink into the phagocyte following binding to complement receptors. These two modes of phagocytosis, phagocytic cup formation and sinking in, have become well established in the literature. However, the distinctions between the two modes have become blurred by reports that complement receptor-mediated phagocytosis may induce various membrane protrusions. With the availability of high resolution imaging techniques, phagocytosis assays are required that allow real-time 3D (three dimensional) visualization of how specific phagocytic receptors mediate the uptake of individual particles. More commonly used approaches for the study of phagocytosis, such as end-point assays, miss the opportunity to understand what is happening at the interface of particles and phagocytes. Here we describe phagocytic assays, using time-lapse spinning disk confocal microscopy, that allow 3D imaging of single phagocytic events. In addition, we describe assays to unambiguously image Fc&#947; receptor- or complement receptor-mediated phagocytosis.

Here we describe methods using spinning disk confocal microscopy to image single phagocytic events by mouse resident peritoneal macrophages. The protocols can be extended to other phagocytic cells.

マウスのマクロファージによる貪食のコマ撮りの 3 D イメージング

Phagocytosis plays a key role in host defense, as well as in tissue development and maintenance, and involves rapid, receptor-mediated rearrangements of ...

Intravital Microscopy of Tumor-associated Vasculature Using Advanced Dorsal Skinfold Window Chambers on Transgenic Fluorescent Mice

Tumor and tumor vessel development, as well as tumor response to therapeutics, are highly dynamic biological processes. Histology provides static information and is often not sufficient for a correct interpretation. Intravital evaluation, in which a process is followed in time, provides extra and often unexpected information. With the creation of transgenic animals expressing cell-specific markers and live cell tracers, improvements to imaging equipment, and the development of several imaging chambers, intravital microscopy has become an important tool to better understand biological processes. This paper describes an experimental design for the investigation of tumor vessel development and of therapeutic effects in a spatial and temporal manner. Using this setup, the stage of vessel development, tip cell and lumen formation, blood flow, extravasation, an established vascular bed, and vascular destruction can be visualized and followed. Furthermore, therapeutic effects, intratumoral fate, and the localization of chemotherapeutic compounds can also be followed.

This protocol describes the intravital imaging of transgenic mice expressing cell-specific fluorescent markers. Intravital imaging provides a non-invasive method for high-resolution observations in living animals using implantable windows through which the microscopic visualization of processes is possible. This method is especially useful to study longitudinal processes.

腫瘍関連血管系を使用しての生体顕微鏡が背高度な蛍光トランスジェニック マウスの皮下脂肪のウィンドウの部屋

Tumor and tumor vessel development, as well as tumor response to therapeutics, are highly dynamic biological processes. Histology provides static ...

Intravital Imaging of Intraepithelial Lymphocytes in Murine Small Intestine

Intraepithelial lymphocytes expressing &#947;&#948; T cell receptor (&#947;&#948; IEL) play a key role in immune surveillance of the intestinal epithelium. Due in part to the lack of a definitive ligand for the &#947;&#948; T cell receptor, our understanding of the regulation of &#947;&#948; IEL activation and their function in vivo remains limited. This necessitates the development of alternative strategies to interrogate signaling pathways involved in regulating &#947;&#948; IEL function and the responsiveness of these cells to the local microenvironment. Although &#947;&#948; IELs are widely understood to limit pathogen translocation, the use of intravital imaging has been critical to understanding the spatiotemporal dynamics of IEL/epithelial interactions at steady-state and in response to invasive pathogens. Herein, we present a protocol for visualizing IEL migratory behavior in the small intestinal mucosa of a GFP &#947;&#948; T cell reporter mouse using inverted spinning disk confocal laser microscopy. Although the maximum imaging depth of this approach is limited relative to the use of two-photon laser-scanning microscopy, spinning disk confocal laser microscopy provides the advantage of high speed image acquisition with reduced photobleaching and photodamage. Using 4D image analysis software, T cell surveillance behavior and their interactions with neighboring cells can be analyzed following experimental manipulation to provide additional insight into IEL activation and function within the intestinal mucosa.

We describe a method to visualize GFP-labeled &#947;&#948; IELs using intravital imaging of murine small intestine by inverted spinning disk confocal microscopy. This technique enables the tracking of live cells within the mucosa for up to 4 h and can be used to investigate a variety of intestinal immune-epithelial interactions. &#160;

における骨髄細胞ダイナミクスのリアルタイムイメージング

要約

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Ex Vivoひと肺腫瘍内常駐 cd8 陽性 T リンパ球の画像スライス共焦点顕微鏡を用いた

マウス膵臓の生体内イメージングのための安定化ウィンドウ

マウス膵臓の生体内イメージングのための安定化ウィンドウ

マウス膵臓の生体内イメージングのための安定化ウィンドウ

リアルタイムで麻酔したマウスに生体顕微鏡により腸間膜静脈に好中球および単球のイメージング

炎症真皮における撮像CD4 T細胞間質への移行

腫瘍微小環境におけるリアルタイム多細胞ダイナミクスの拡張タイムラプス生体内イメージング

マウスのマクロファージによる貪食のコマ撮りの 3 D イメージング

腫瘍関連血管系を使用しての生体顕微鏡が背高度な蛍光トランスジェニックマウスの皮下脂肪のウィンドウの部屋

マウス小腸における上皮内リンパ球の分体イメージング

における骨髄細胞ダイナミクスのリアルタイムイメージング

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Ex Vivoひと肺腫瘍内常駐 cd8 陽性 T リンパ球の画像スライス共焦点顕微鏡を用いた

マウス膵臓の生体内イメージングのための安定化ウィンドウ

マウス膵臓の生体内イメージングのための安定化ウィンドウ

マウス膵臓の生体内イメージングのための安定化ウィンドウ

リアルタイムで麻酔したマウスに生体顕微鏡により腸間膜静脈に好中球および単球のイメージング

炎症真皮における撮像CD4 T細胞間質への移行

腫瘍微小環境におけるリアルタイム多細胞ダイナミクスの拡張タイムラプス生体内イメージング

マウスのマクロファージによる貪食のコマ撮りの 3 D イメージング

腫瘍関連血管系を使用しての生体顕微鏡が背高度な蛍光トランスジェニック マウスの皮下脂肪のウィンドウの部屋

マウス小腸における上皮内リンパ球の分体イメージング

腫瘍関連血管系を使用しての生体顕微鏡が背高度な蛍光トランスジェニックマウスの皮下脂肪のウィンドウの部屋