This work was supported by a California State University Program for Education and Research in Biotechnology (CSUPERB) New Investigator Grant (KAW), a grant from Pfizer (WS753098, SH), and an NIH MARC fellowship (#2T34GM008253-21, JAF). The authors would like to thank Michael Sawchuk, Anusha Allawala, Nina Bubalo, Remie Mandawe and Peter Nguyen for their technical support.

Ética nacionales e institucionales apropiadas deben obtenerse antes de realizar los experimentos con animales. 1. Eliminación de EDL musculares y nerviosas <ol><li> Pesar y profundamente anestesiar a un ratón adulto con isofluorano inhalado usando un vaporizador con 5% de isofluorano más un / caudal de oxígeno min 1,5 L o una campana de vidrio con isofluorano algodón empapado en la parte inferior. </li><li> Asegúrese de que el ratón está profundamente anestesiados y no responde a una pizca dedo del pie. Decapitar rápidamente usando grandes, tijeras afiladas o una guillotina. </li><li> Haga un corte en la línea media ventral a través de las costillas con unas tijeras y quitar los órganos internos. </li><li> Piel animal sujetando la piel de la zona del cuello y tirando de ella más allá de los pies. </li><li> Retire las piernas cortando por encima de las caderas y coloque las piernas de piel en un plato con frío (4 ° C), carbogenated (95% O 2, 5% CO 2) niveles bajos de calcio, magnesio alta bicarbonato tamponada contai solución salinacación en mM: NaCl 128, KCl 1,9, 1,2 KH 2 PO 4, 26 NaHCO3, 0,85 CaCl 2, 6,5 MgSO4, y 10 de la glucosa (pH de 7,4 ± 0,05) 16. El bajo nivel de calcio, solución de alto magnesio inhibe la transmisión sináptica durante la disección. </li><li> Coloque las patas del lado dorsal en el plato y el pin de las piernas y las caderas hacia abajo usando agujas o alfileres de insectos para que las articulaciones de la rodilla y el tobillo están en un ángulo de 90 °. Coloque un perno en cada extremo de los pies y un pasador en cada uno de los muslos anterior y posterior para mantener el tejido en su lugar. </li><li> Usando tijeras de primavera Castroviejo, levante la capa superior de los músculos en los muslos y hacer una línea media cortado para exponer el nervio ciático directamente debajo. El nervio ciático se encuentra justo debajo de la capa muscular superior y discurre por encima del fémur de su salida cerca de las caderas hasta que se ramifica en el peroneo común y el nervio tibial justo antes de la articulación de la rodilla. </li><li> Retire el músculo por encima del nervio ciático hasta la point en el que las profundas inmersiones rama del nervio peroneal en el músculo flexor largo del dedo gordo (FHL) es visible. </li><li> Uso # 55 pinzas, diseccionar el tejido conectivo alrededor de la rama peronea para liberarla de los gemelos y sóleo músculos, que están en el lado medial de la tibia. Cortar los tendones de los músculos gastrocnemio y sóleo y retirar cuidadosamente el nervio de debajo. </li><li> Retire el músculo superficial en el lado lateral de la tibia para exponer tres paquetes distintos de los tendones en la articulación del tobillo de medial a lateral: FHL, EDL y tibial anterior (TA), con el EDL escondido debajo de la TA. </li><li> Cortar el tendón de TA en la articulación del tobillo, levante la TA arriba y lejos de la EDL, y cortar el músculo cerca de la rodilla para quitarla. </li><li> Cortar el tendón FHL en el tobillo y levantar de nuevo al llegar a la zona donde el nervio entra en la FHL. Corte justo debajo de ese punto y eliminar ~ 2/3 del músculo FHL. </li><li> Cortar el nervio ciático lo más cercano a la articulación de la cadera como possible y tira suavemente todas las ramas nerviosas excepción de la rama peroneo profundo. </li><li> Cortar los tendones EDL en las juntas ambas tobillo y la rodilla utilizando grandes tijeras de primavera. </li><li> Con unas tijeras afiladas, retire la EDL, el restante FHL y el nervio del tejido circundante al cortar a través del hueso de la tibia en la rodilla ya medio camino a través del muslo. Cortar el hueso de la tibia restante de manera que sólo el EDL, parte de la FHL y los nervios permanecen. </li></ol> 2. Montaje del músculo EDL y los nervios en el baño de tejidos (Figura 1A) <ol><li> Antes del inicio del experimento, preparar el baño de tejido. Constantemente perfundir el baño con oxigenada (100% O 2) líquido intersticial sintética (SIF) que contiene (en mM) 123 NaCl, 3,5 KCl, 0,7 MgSO4, 1,7 NaH 2 PO 4, 2,0 CaCl 2, 9,5 NaC 6 H 11 O ( gluconato de sodio), 5.5 glucosa, 7.5 sacarosa, y 10 N -2 hydroxyethylpiperazine--N &#39;-2-etácido hanesulfonic (HEPES); pH 7,4 ± 0,05 17. Se recomienda una velocidad de flujo de 15-30 ml / min. Se muestra un baño disponible en el comercio de la capacidad de 25 ml con dos electrodos de estimulación fijados a la parte inferior de la bañera, un puesto de tejido montado y un montaje para un controlador de fuerza y ​​la longitud (dimensiones aproximadas de baño de 8,5 cm x 3 cm x 1 cm; para las especificaciones véase la Tabla de Materiales / Equipos). </li><li> Utilice el tejido FHL restante para manejar el músculo aislado del nervio y colocarlo en el baño de tejido. Colocar una pequeña pieza de Sylgard en la parte inferior del plato y utilizar un pasador de insectos a través del tejido FHL restante para estabilizar el músculo. </li><li> Utilice 6-0 suturas de seda para atar ambos tendones y colocar un extremo al poste de tejido y el otro al brazo de palanca de la fuerza y ​​regulador de duración (véase la Tabla de Materiales / Equipos para las especificaciones). Use la longitud más pequeña de sutura que es práctico. Retire el pasador de insectos y Sylgard después de haber empatado los tendones. NOTA: Para facilitar la fácilconexión con la palanca de armar un pequeño trozo de alambre se puede doblar en una &quot;j&quot; en forma de gancho y se fija en el brazo de palanca con epoxi. La sutura puede ser atado al alambre en lugar de rosca en el pequeño orificio en el brazo de palanca. </li><li> Hacer electrodos de succión de SA 16 vidrio utilizando primero un extractor de micropipeta de vidrio (Heat = 286, Pull = 0, Velocidad = 150, Tiempo = 200); romper la punta hacia atrás y manualmente se muele en una piedra de afilar hasta que no se trata de un cono de 3 mm. Derretir la punta usando una microforge al diámetro interior punta deseada de entre 10 a 100 micras dependiendo de la zona de los nervios que se desea muestrear (véanse las figuras 1B-1C para electrodo esquemática y en la Tabla de Materiales / Equipo para la información del producto). </li><li> Llene un premade electrodo de succión de vidrio para el alambre de plata interior con SIF. </li><li> Aspirar el extremo cortado del nervio al electrodo y conecte al puerto positivo de un amplificador diferencial. Envuelva el electrodo con una plata cloruradacable que se conecta al puerto negativo de la cabezal de la platina. Conecte a tierra el baño SIF ejecutando un segundo alambre de plata clorurada del baño al puerto de tierra del cabezal de la platina. También a tierra el tubo de perfusión a la jaula de Faraday en múltiples puntos para mitigar el ruido eléctrico introducido a través de las bombas de perfusión. </li><li> Estimular el músculo a través de los electrodos montados a cada lado del músculo en el baño de tejido para inducir una contracción de contracción. Alternativamente colocar un electrodo de estimulación en el extremo cortado del nervio. Aumenta la tensión estimulante hasta que se observe una fuerza contráctil pico y luego aumentar la tensión por un 15% adicional para alcanzar el voltaje supramáxima (0,5 ms de ancho de pulso). Continuar las contracciones musculares de contracción a la tensión supramáxima, con un descanso de 10 segundos en el medio, pero variar la longitud del músculo hasta que una fuerza contráctil máxima se alcanza para encontrar la longitud óptima (L o) del músculo. Todas las rampas de longitud y vibraciones comenzarán con el músculo en este lengª. </li><li> Permitir la preparación de músculo-nervio para permanecer en el baño durante al menos 1 hora antes de la recolección de datos subsiguiente a permitir que el tejido para llegar a la temperatura del baño y para la transmisión sináptica normal a recuperarse después de la disección en una solución baja en calcio. </li><li> Para recoger los datos a una temperatura distinta de la temperatura ambiente, coloque una sonda de temperatura en el baño de tejido cerca del músculo. Poco a poco llevar el baño a la temperatura mediante el bombeo de agua caliente a través de la placa de base de baño de tejido. Envuelva almohadillas térmicas para microondas de arcilla alrededor del embalse SIF para ayudar a mantener una temperatura constante. </li></ol> 3. Data Collection <ol><li> Para identificar un aferente como aferentes del huso, registrar la actividad neuronal durante las contracciones musculares de contracción repetidas producidas por un estímulo de tensión 0,5 supramáxima ms entregado una vez por segundo. NOTA: los aferentes del huso muscular deben hacer una pausa durante el 18,19 contracción contracción (Figura 2). </li><li> Uso dasoftware de adquisición ta para aplicar los cambios de longitud a diferentes velocidades y con diferentes longitudes. Utilice un script personalizado para automatizar esta tarea (ver información complementaria para una captura de pantalla de la secuencia de comandos y las instrucciones sobre cómo personalizar los tramos indicados). Aplicar rampa y retención tramos de 4 segundos a longitudes de estiramiento de 2,5%, 5%, y el 7,5% o L y velocidades de estiramiento de 20, 40, o 60% o L / seg 15. NOTA: Consulte el manual de usuario para la fuerza específica y regulador de duración para el factor necesario de conversión de voltaje a milímetro. </li><li> Al final del experimento, determinar la salud del músculo a 24 ° C por medio de contracciones tetánicas isométricas máximas (500 trenes ms, 120 Hz de frecuencia de trenes, 0,5 ms de ancho de pulso, tensión supramáxima). Comparar la fuerza de contracción de pico a valores reportados anteriormente (~ 24 N / cm 2 9,20). </li></ol>

<ol>
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J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Increased+sensitivity+of+group+III+and+group+IV+afferents+from+incised+muscle+in+vitro.">Increased sensitivity of group III and group IV afferents from incised muscle in vitro.</a> Pain. 151, 744-755 (2010).</li></ol>

The open access charges for this manuscript have been paid by Aurora Scientific, Inc., the company that makes the force and length controller and in vitro bath plate used in this manuscript.

El objetivo de este artículo es describir un método para la grabación desde los aferentes del huso muscular en una preparación del ratón músculo-nervio en forma aislada. Hemos encontrado que aferentes del huso ratón responden de manera similar para estirar como los de ratas, gatos y seres humanos 15, y otros laboratorios han utilizado ratones como organismos modelo para estudiar las neuronas sensoriales tanto en el músculo y la piel in vitro (por ejemplo 3,13) . Aferentes sensoriales musculares pueden ser grabados durante al menos 6-8 horas a ambos de 24 ° C y 34 ° C. Para reducir al mínimo el manejo de la EDL y el nervio, utilizar la parte restante de la FHL para manejar el tejido siempre que sea posible. Después de la disección, espere por lo menos 1 hora para iniciar la recopilación de datos para permitir que el tejido se equilibre a la temperatura del baño y para la transmisión sináptica normal para recuperarse. Anteriormente, la salud muscular se verificó en un subconjunto de los músculos usados ​​en esta preparación mediante la determinación de que la máxima tetánica contractile fuerza generada por los músculos es similar a la reportada por otros al principio y al final del experimento 15. Aferentes del huso muscular funcionalmente se identificaron en esta preparación mediante la búsqueda de una pausa en la característica de disparo en respuesta a la contracción de contracción (Figura 2), así como los aumentos instantáneos de frecuencia esperados en respuesta a cambios de longitud (Figura 3). En nuestra experiencia, la mayoría de los aferentes que disparan en condiciones de control son aferentes del huso muscular. La longitud del nervio retenido en esta preparación (~ 7 mm máximo) no es lo suficientemente largo para utilizar aferentes diferencias de velocidad de conducción para identificar subtipos de aferentes del músculo 13. Además, a diferencia de en los gatos y seres humanos, las medidas de sensibilidad dinámica no fueron capaces de diferenciar claramente Grupo Ia y II aferentes en ratones (para mayor discusión ver Wilkinson et al. 15). Otros subtipos de aferentes (es decir., Grupo III y IV) se pueden identificar mediante pruebas funcionales adicionales en esta preparación, por ejemplo mediante la adición de sustancias como la capsaicina, ATP, o la bradiquinina, la disminución del pH del baño, exponiendo el músculo a la isquemia, etc 3,13,21-23 El uso de electrodos de succión permite la actividad de múltiples neuronas sensoriales a grabar a la vez, lo que aumenta la cantidad de datos que pueden ser recogidos a partir de un solo músculo. Esta preparación se puede utilizar para medir el efecto global de una perturbación en las respuestas de población de las neuronas sensoriales o de las respuestas de los aferentes identificados. Si las formas de pico son lo suficientemente único, hasta 4 neuronas sensoriales pueden ser discriminados por software (tanto Spike2 (Cambridge Electronic Design) y LabChart Pro (AD Instruments) han realizado de manera similar). En los casos en que las neuronas no pueden ser discriminados, los cambios en la colocación de los electrodos o diámetro de la punta fácilmente se pueden implementar. En resumen, el ratón músculo-nervio en prepar vitroación es un enfoque experimental sencillo que se puede utilizar para investigar las propiedades de respuesta de los aferentes sensoriales musculares a varios modelos de perturbaciones, lesiones y enfermedades fisicoquímicas. Además, esta preparación es ideal para tomar ventaja de las poderosas herramientas genéticas disponibles en ratones, incluso los animales transgénicos y herramientas optogenética.

Los músculos esqueléticos están inervados por neuronas sensoriales que proporcionan el sistema nervioso central con información importante sobre el medio ambiente muscular. Los husos musculares son altamente especializados estructuras encapsuladas compuestos de fibras musculares intrafusal que se encuentran en paralelo con las fibras musculares extrafusales. Husillos están inervados por Grupo Ia y II aferentes que codifican los cambios en la longitud del músculo y el tono de fibra intrafusal está regulado dinámicamente por neuronas motoras gamma inervan 1. Grupo Ib aferentes están posicionados entre las fibras musculares y sus inserciones del tendón y son sensibles a cambios en la fuerza muscular, por ejemplo durante la contracción muscular 2. El Grupo Ia, Ib y II aferentes proporcionan retroalimentación propioceptiva que ayuda en el control motor apropiado. Poblaciones adicionales de los aferentes musculares ubicadas en todo el músculo (Grupo III y IV) sirven para indicar la acumulación de metabolito, la presencia de los estímulos nociceptivos, y la temperatura del músculo <sup&gt; 3. Esta información sensorial muscular es esencial para mantener la homeostasis, la prevención del daño muscular y la modulación de movimiento. Aferentes musculares pueden alterar sus patrones de disparo basado en la experiencia previa 4. La activación de los nociceptores puede conducir a la inducción de estados de dolor crónico y 5 de señalización aberrante de los propioceptores musculares puede conducir a problemas con el equilibrio o el movimiento 6. Utilizamos un músculo aislado del nervio en la preparación in vitro para estudiar la respuesta de los receptores musculares terminaciones de neuronas sensoriales de los ratones adultos de ambos sexos (mostrados son las respuestas de 2-4 meses de edad C57BL / 6 ratones). El ratón es la especie genética modelo para estudios en mamíferos. Esta preparación requiere el aislamiento de la rama profunda peroneo del nervio ciático y el músculo extensor digitorum longus (EDL), un músculo de contracción rápida del grupo peroneo se encuentra en la parte lateral de la pierna inferior. La EDL se utiliza a menudo para estudiar las propiedades contráctiles del músculo 7-9, tiene tendons que son fáciles de aislar y es lo suficientemente pequeño como para permitir el suministro de oxígeno por difusión adecuada en reposo y con ciclos de trabajo contracción razonables 10. Otros músculos en esta área (por ejemplo sóleo y tibial anterior) son de tamaño similar y esta preparación podrían ser fácilmente modificados para grabar desde los aferentes de estos músculos. Un electrodo de succión se coloca sobre el extremo cortado del nervio para grabar muscular sensorial aferente de disparo. Las neuronas individuales pueden ser identificados y analizados en función de su forma pico usando pico software de clasificación. Electrodos de estimulación en el baño o en el nervio puede ser utilizado para evocar la contracción muscular. La longitud del músculo y la fuerza pueden ser controlados y medidos usando sistemas disponibles comercialmente. Similar en preparaciones in vitro se han utilizado en roedores para estudiar los aferentes musculares Grupo III y IV en la rata EDL 11, Grupo Ia y II aferentes del huso en la rata cuarto dedo del pie muscular lumbrical 12 y musculares Grupo III y IV aferentes en tque el músculo plantar del ratón 13. Un sistema in vitro tiene las ventajas de la accesibilidad farmacológica y el control directo de las variables perfundido y fisicoquímicas como la temperatura y el pH. Un enfoque in vitro elimina el potencial in vivo confunde de la anestesia y el músculo estado de la perfusión. Si bien la preparación de músculo-nervio permite el estudio de la respuesta directa de una perturbación en los aferentes, la capacidad de estudiar gamma eferente de modulación de la sensibilidad del husillo y otras respuestas integradas que es posible con 14 in vivo o ex vivo 3 preparados como se sacrifica no hay cuerpos de las células neuronales en esta preparación. Esta preparación se utilizó previamente para caracterizar la respuesta de los aferentes del huso muscular de ratón a una batería de la rampa y mantenga estiramientos y vibraciones y se determinó que respons aferentes del huso ratónes fueron similares a los reportados en otras especies como ratas, gatos y seres humanos. Se encontraron respuestas de ratón aferentes del huso a ser similar en ambos de 24 ° C y 34 ° C la temperatura del baño, aunque a 34 ° C las tasas de disparo absoluta eran más rápidos y los aferentes eran más capaces de responder a la longitud más rápido cambia 15. Se describe a continuación cómo esta preparación se puede utilizar para identificar y estudiar los aferentes del huso muscular. Además, esta preparación puede ser fácilmente modificado para estudiar la respuesta de otros subtipos de aferentes muscular 13, para comparar las propiedades de los aferentes sensoriales en respuesta a un estado de drogas o enfermedad o una variedad de otras variables (por ejemplo, edad, sexo, knockout de genes).

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Force and Length Controller &#38; Tissue Bath</td>
			<td>Aurora Scientific, Inc.</td>
			<td>300C-LR &#38; 809B-IV&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Masterflex L/S Digital Drive Perfusion Pump &#38; Easy Load II Pump Head</td>
			<td>Cole Parmer</td>
			<td>EW-07523-80 &#38; EW-77200-60</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2 Channel Microelectrode AC Differential Amplifier &#38; Headstage Amplifier</td>
			<td>A-M Systems</td>
			<td>Model 1800; 700000 &#38; 700500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Simulator</td>
			<td>Grass 
			OR 
			Aurora Scientific, Inc.</td>
			<td>S88 
			OR 
			701 C</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dissecting Microscope</td>
			<td>Swift</td>
			<td>892070</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fiber Optic Light Source</td>
			<td>Fiberlite</td>
			<td>Model 190</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Analog to Digital Board</td>
			<td>AD Instruments</td>
			<td>PL3508/P (PowerLab 8/35)</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Data Acquisition &#38; Analysis Software</td>
			<td>AD Instruments</td>
			<td>LabChart Pro 7</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electrode Holder</td>
			<td>A-M Systems</td>
			<td>672445</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electrode Glass</td>
			<td>Dagan</td>
			<td>SA16</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electrode Puller</td>
			<td>Sutter Instrument Co.</td>
			<td>P-80/PC</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microforge</td>
			<td>Narishige</td>
			<td>MF-9</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflourane</td>
			<td>MWI Veterinary Supply</td>
			<td>18627</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td colspan="4">Surgical Tools</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Large Dissecting Scissors</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>14014-17</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Large Forceps</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11000-12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Large Spring Scissors</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>15006-09</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>#5 Forceps</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11252-20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>#55 Forceps</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11255-20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sharp Scissors</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>14059-11</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6-0 Silk Suture</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>18020-50</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td colspan="4">Chemicals for Low Calcium- High Magnesium aCSF and SIF 
			(Low Calcium solution is equilibriated with 95% 02/5% C02 gas and pH of 7.4 &#177; 0.05; SIF is equilibriated with 100% 02 gas and pH of 7.4 &#177; 0.05)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium Chloride</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>S9888-1KG</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Magnesium Sulfate Heptahydrate</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>230391-500G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Calcium Chloride Dihydrate</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>223506-500G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium Gluconate</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>S2054-500G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium Phosphate Monobasic</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>S8282-500G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glucose</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>G5767-500G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sucrose</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>S5016-500G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HEPES</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>H3375-250G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Potassium Phosphate Monobasic</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>P0662-500G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Potassium Chloride</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>P3911-500G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium Bicarbonate</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>S6014-500G</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

an in vitro adult mouse muscle-nerve preparation for studying the firing properties of muscle afferents

Neuronas sensoriales musculares que inervan los husos musculares y los órganos tendinosos de Golgi codifican cambios esenciales a la propiocepción de longitud y fuerza. Fibras aferentes adicionales supervisan otras características del medio ambiente muscular, incluyendo la acumulación de metabolito, la temperatura y los estímulos nociceptivos. En general, la activación anormal de las neuronas sensoriales puede conducir a trastornos del movimiento o síndromes de dolor crónico. Se describe el aislamiento del extensor digitorum longus (EDL) del músculo y el nervio para el estudio in vitro de las respuestas de aferentes de estiramiento-evocado en el ratón adulto. Actividad sensorial se graba desde el nervio con un electrodo de succión y aferentes individuales se pueden analizar usando software de pico de clasificación. Preparaciones in vitro permiten estudios bien controlados sobre los aferentes sensoriales sin los factores de confusión potenciales de la anestesia o la perfusión del músculo alterado. Aquí se describe un protocolo para identificar y probar la respuesta de los aferentes del huso muscular a estirar. Es importante destacar que,esta preparación también apoya el estudio de otros subtipos de aferentes musculares, propiedades de respuesta después de la aplicación de drogas y la incorporación de enfoques genéticos de gran alcance y modelos de enfermedad en ratones.

La respuesta de los aferentes musculares se puede grabar después de una variedad de perturbaciones, dependiendo de qué subtipo aferente está siendo estudiado. Respuestas representativas de aferentes del huso muscular a la contracción muscular y la rampa y mantenga tramo se muestran aquí. Para identificar un aferente como un aferente husillo, de contracción contracciones se administra una vez cada segundo (0,5 mseg de ancho de pulso) para ver si hay una pausa en la cocción durante 18,19 contracción. Figura 2 muestra una traza representante de la actividad neuronal y la tensión muscular durante estas contracciones musculares de contracción. No se observa actividad neuronal durante las contracciones musculares de contracción, como se esperaba para aferentes del huso. Si el aferente registrada fue de un aferente órgano tendinoso de Golgi Grupo Ib, un aumento en la tasa de disparo durante la contracción sería de esperar. Bajo condiciones de control de la mayoría de los aferentes con un patrón de disparo normal (~ 12 impulsos / seg a 24 ° C y ~ 32 impulsos / seg a 34 ° C) Son aferentes del huso muscular. Un subconjunto de los aferentes del huso sólo se activará durante el tramo (en nuestras manos ~ 11% de las fibras aferentes del huso) 15. Figura 3A muestra una traza prima representante de dos aferentes del huso muscular en respuesta a una rampa y mantenga estiramiento producido por el controlador de la fuerza y duración. La característica de Spike histograma de LabChart se utiliza para identificar y analizar la frecuencia de disparo instantáneo de las dos neuronas individuales por separado (figuras 3B-3C). <img alt="Figura 1" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51948/51948fig1highres.jpg" width="500" /> Figura 1. musculares aisladas Preparación A) El extensor largo de los dedos (EDL) y que inerva el nervio ciático se montan en un baño de tejido aislado perfundido con líquido intersticial sintética oxigenada (SIF). Un amplificador extracelular conectado a un venten el electrodo registra la actividad neuronal. Un doble fuerza y ​​duración de controlador con software-controles y medidas apropiadas fuerza muscular y la longitud. Los electrodos de baño tejidos ofrecen estímulos para producir contracción o contracciones tetánicas. El bombeo de agua caliente a través de los canales internos de la placa del baño controla la temperatura del baño de tejidos. B) Pulled electrodo de succión de vidrio con ~ 3 mm punta cónica. C) ampliada representación de la forma de la punta ideal para el electrodo de succión que se produce utilizando un microforge. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51948/51948fig1highres.jpg" target="_blank">Por favor, haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> <img alt="Figura 2" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51948/51948fig2highres.jpg" width="500" /> Figura 2. husillo aferente Respuesta a Twitch contracción. Activit Neuronaly (trazo superior) y la tensión muscular (traza inferior) de 30 contracciones musculares de contracción se superponen con trazo superior superpuesta en negro. Actividad aferente hace una pausa durante el aumento de la tensión inducida por la contracción-, que es una respuesta característica de los aferentes del huso muscular. Soporte y flecha por encima del trazo superior denotan el tiempo durante la contracción cuando se detiene la actividad. <img alt="Figura 3" fo:content-width="6in" src="/files/ftp_upload/51948/51948fig3highres.jpg" width="600" /> Figura 3. husillo aferente Respuesta a la rampa y Hold Stretch A) la actividad neuronal Raw de dos vías aferentes (superior traza) durante una rampa y mantenga estiramiento aplicado a la EDL (longitud del músculo se muestra en la traza de fondo). B) frecuencia de disparo instantáneo (Inst. Fr., impulsos por segundo) de la unidad de actividad en L o de A que exhibe (en azul). C) instantanéous frecuencia de disparo de la unidad más pequeña que sólo se activa durante la recta final (se muestra en color naranja). Ambas unidades presentan la adaptación a la frecuencia pico durante tramo que es característico de aferentes del huso muscular 1.

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An In Vitro Adult Mouse Muscle-nerve Preparation for Studying the Firing Properties of Muscle Afferents

Neuronas sensoriales musculares están implicadas en la señalización propioceptor y también informan sobre los eventos estatales y lesiones relacionados con el metabolismo. Describimos un ratón adulto en preparación muscular del nervio vitro para estudios sobre los aferentes musculares activados por estiramiento.

Un<em&gt; In Vitro</em&gt; Mouse Adulto Preparación músculo-nervio para estudiar las propiedades de cocción de los aferentes musculares

Muscle sensory neurons innervating muscle spindles and Golgi tendon organs encode length and force changes essential to proprioception. Additional ...

an-vitro-adult-mouse-muscle-nerve-preparation-for-studying-firing

Research

JoVE Journal

Neuroscience

An In Vitro Adult Mouse Muscle-nerve Preparation for Studying the Firing Properties of Muscle Afferents

16.8K vistas.  San José State University.  Neuronas sensoriales musculares están implicadas en la señalización propioceptor y también informan sobre los eventos estatales y lesiones relacionados con el metabolismo. Describimos un ratón adulto en preparación muscular del nervio vitro para estudios sobre los aferentes musculares activados por estiramiento. 

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Studying the Integration of Adult-born Neurons

Neurogenesis occurs in adult mammalian brains in the sub-ventricular zone (SVZ) of the lateral ventricle and in the sub-granular zone (SGZ) of the hippocampal dentate gyrus throughout life. Previous reports have shown that adult hippocampal neurogenesis is associated with diverse brain disorders, including epilepsy, schizophrenia, depression and anxiety (1). Deciphering the process of normal and aberrant adult-born neuron integration may shed light on the etiology of these diseases and inform the development of new therapies.
SGZ adult neurogenesis mirrors embryonic and post-natal neuronal development, including stages of fate specification, migration, synaptic integration, and maturation. However, full integration occurs over a prolonged, 6-week period. Initial synaptic input to adult-born SGZ dentate granule cells (DGCs) is GABAergic, followed by glutamatergic input at 14 days (2). The specific factors which regulate circuit formation of adult-born neurons in the dentate gyrus are currently unknown.
Our laboratory uses a replication-deficient retroviral vector based on the Moloney murine leukemia virus to deliver fluorescent proteins and hypothesized regulatory genes to these proliferating cells. This viral technique provides high specificity and resolution for analysis of cell birth date, lineage, morphology, and synaptogenesis.
A typical experiment often employs two or three viruses containing unique label, transgene, and promoter elements for single-cell analysis of a desired developmental process in vivo. The following protocol describes a method for analyzing functional newborn neuron integration using a single green (GFP) or red (dTomato) fluorescent protein retrovirus and patch-clamp electrophysiology.

A way to study the integration of newborn dentate granule cells in adult animals is described. This technique uses an engineered retrovirus to label newborn neurons, followed by electrophysiological recordings to determine in vivo functional integration.

El estudio de la integración de los adultos nacidos en las neuronas

Neurogenesis occurs in adult mammalian brains in the sub-ventricular zone (SVZ) of the lateral ventricle and in the sub-granular zone (SGZ) of the ...

Investigación

Neurociencias

Time-lapse Imaging of Neuroblast Migration in Acute Slices of the Adult Mouse Forebrain

There is a substantial body of evidence indicating that new functional neurons are constitutively generated from an endogenous pool of neural stem cells in restricted areas of the adult mammalian brain. Newborn neuroblasts from the subventricular zone (SVZ) migrate along the rostral migratory stream (RMS) to their final destination in the olfactory bulb (OB)1. In the RMS, neuroblasts migrate tangentially in chains ensheathed by astrocytic processes2,3 using blood vessels as a structural support and a source of molecular factors required for migration4,5. In the OB, neuroblasts detach from the chains and migrate radially into the different bulbar layers where they differentiate into interneurons and integrate into the existing network1, 6.
In this manuscript we describe the procedure for monitoring cell migration in acute slices of the rodent brain. The use of acute slices allows the assessment of cell migration in the microenvironment that closely resembling to in vivo conditions and in brain regions that are difficult to access for in vivo imaging. In addition, it avoids long culturing condition as in the case of organotypic and cell cultures that may eventually alter the migration properties of the cells. Neuronal precursors in acute slices can be visualized using DIC optics or fluorescent proteins. Viral labeling of neuronal precursors in the SVZ, grafting neuroblasts from reporter mice into the SVZ of wild-type mice, and using transgenic mice that express fluorescent protein in neuroblasts are all suitable methods for visualizing neuroblasts and following their migration. The later method, however, does not allow individual cells to be tracked for long periods of time because of the high density of labeled cells. We used a wide-field fluorescent upright microscope equipped with a CCD camera to achieve a relatively rapid acquisition interval (one image every 15 or 30 sec) to reliably identify the stationary and migratory phases. A precise identification of the duration of the stationary and migratory phases is crucial for the unambiguous interpretation of results. We also performed multiple z-step acquisitions to monitor neuroblasts migration in 3D. Wide-field fluorescent imaging has been used extensively to visualize neuronal migration7-10. Here, we describe detailed protocol for labeling neuroblasts, performing real-time video-imaging of neuroblast migration in acute slices of the adult mouse forebrain, and analyzing cell migration. While the described protocol exemplified the migration of neuroblasts in the adult RMS, it can also be used to follow cell migration in embryonic and early postnatal brains.

We describe a protocol for real-time videoimaging of neuronal migration in the mouse forebrain. The migration of virally-labeled or grafted neuronal precursors was recorded in acute live slices using wide-field fluorescent imaging with a relatively rapid acquisition interval to study the different phases of cell migration, including the durations of the stationary and migration phases and the speed of migration.

Time-lapse de imágenes de Migración neuroblasto en rodajas agudas del cerebro anterior ratón adulto

There is a substantial body of evidence indicating that new functional neurons are constitutively generated from an endogenous pool of neural stem cells ...

An In Vitro Preparation for Eliciting and Recording Feeding Motor Programs with Physiological Movements in Aplysia californica

Multifunctionality, the ability of one peripheral structure to generate multiple, distinct behaviors1, allows animals to rapidly adapt their behaviors to changing environments. The marine mollusk Aplysia californica provides a tractable system for the study of multifunctionality. During feeding, Aplysia generates several distinct types of behaviors using the same feeding apparatus, the buccal mass. The ganglia that control these behaviors contain a number of large, identified neurons that are accessible to electrophysiological study. The activity of these neurons has been described in motor programs that can be divided into two types, ingestive and egestive programs, based on the timing of neural activity that closes the food grasper relative to the neural activity that protracts or retracts the grasper2. However, in isolated ganglia, the muscle movements that would produce these behaviors are absent, making it harder to be certain whether the motor programs observed are correlates of real behaviors. In vivo, nerve and muscle recordings have been obtained corresponding to feeding programs2,3,4, but it is very difficult to directly record from individual neurons5. Additionally, in vivo, ingestive programs can be further divided into bites and swallows1,2, a distinction that is difficult to make in most previously described in vitro preparations.
The suspended buccal mass preparation (Figure 1) bridges the gap between isolated ganglia and intact animals. In this preparation, ingestive behaviors - including both biting and swallowing - and egestive behaviors (rejection) can be elicited, at the same time as individual neurons can be recorded from and stimulated using extracellular electrodes6. The feeding movements associated with these different behaviors can be recorded, quantified, and related directly to the motor programs. The motor programs in the suspended buccal mass preparation appear to be more similar to those observed in vivo than are motor programs elicited in isolated ganglia. Thus, the motor programs in this preparation can be more directly related to in vivo behavior; at the same time, individual neurons are more accessible to recording and stimulation than in intact animals. Additionally, as an intermediate step between isolated ganglia and intact animals, findings from the suspended buccal mass can aid in interpretation of data obtained in both more reduced and more intact settings. The suspended buccal mass preparation is a useful tool for characterizing the neural control of multifunctionality in Aplysia.

An In Vitro Preparation for Eliciting and Recording Feeding Motor Programs with Physiological Movements in Aplysia californica

We describe a technique to extracellularly record and stimulate from nerves, muscles, and individual identified neurons in vitro while eliciting and observing different types of feeding behaviors in the feeding apparatus of Aplysia.

Un<em&gt; In Vitro</em&gt; Preparación para Obtener y grabar programas de alimentación del motor con los movimientos fisiológicos en<em&gt; Aplysia californica</em

Multifunctionality, the ability of one peripheral  structure to generate multiple, distinct behaviors1, allows animals  to rapidly adapt their behaviors ...

An In-vitro Preparation of Isolated Enteric Neurons and Glia from the Myenteric Plexus of the Adult Mouse

The enteric nervous system is a vast network of neurons and glia running the length of the gastrointestinal tract that functionally controls gastrointestinal motility. A procedure for the isolation and culture of a mixed population of neurons and glia from the myenteric plexus is described. The primary cultures can be maintained for over 7 days, with connections developing among the neurons and glia. The longitudinal muscle strip with the attached myenteric plexus is stripped from the underlying circular muscle of the mouse ileum or colon and subjected to enzymatic digestion. In sterile conditions, the isolated neuronal and glia population are preserved within the pellet following centrifugation and plated on coverslips. Within 24-48 hr, neurite outgrowth occurs and neurons can be identified by pan-neuronal markers. After two days in culture, isolated neurons fire action potentials as observed by patch clamp studies. Furthermore, enteric glia can also be identified by GFAP staining. A network of neurons and glia in close apposition forms within 5 - 7 days. Enteric neurons can be individually and directly studied using methods such as immunohistochemistry, electrophysiology, calcium imaging, and single-cell PCR. Furthermore, this procedure can be performed in genetically modified animals. This methodology is simple to perform and inexpensive. Overall, this protocol exposes the components of the enteric nervous system in an easily manipulated manner so that we may better discover the functionality of the ENS in normal and disease states.

An In-vitro Preparation of Isolated Enteric Neurons and Glia from the Myenteric Plexus of the Adult Mouse

We demonstrate a cell culture protocol for the direct study of neuronal and glial components of the enteric nervous system. A neuron/glia mixed culture on coverslips is prepared from the myenteric plexus of adult mouse providing the ability to examine individual neuron and glia function by electrophysiology, immunohistochemical, etc.

Un<em&gt; In-vitro</em&gt; Preparación de las neuronas entéricas aisladas y células gliales del plexo mientérico del ratón adulto

The enteric nervous system is a vast network of neurons and glia running the length of the gastrointestinal tract that functionally controls ...

Inducing Plasticity of Astrocytic Receptors by Manipulation of Neuronal Firing Rates

Close to two decades of research has established that astrocytes in situ and in vivo express numerous G protein-coupled receptors (GPCRs) that can be stimulated by neuronally-released transmitter. However, the ability of astrocytic receptors to exhibit plasticity in response to changes in neuronal activity has received little attention. Here we describe a model system that can be used to globally scale up or down astrocytic group I metabotropic glutamate receptors (mGluRs) in acute brain slices. Included are methods on how to prepare parasagittal hippocampal slices, construct chambers suitable for long-term slice incubation, bidirectionally manipulate neuronal action potential frequency, load astrocytes and astrocyte processes with fluorescent Ca2+ indicator, and measure changes in astrocytic Gq GPCR activity by recording spontaneous and evoked astrocyte Ca2+ events using confocal microscopy. In essence, a &#8220;calcium roadmap&#8221; is provided for how to measure plasticity of astrocytic Gq GPCRs. Applications of the technique for study of astrocytes are discussed. Having an understanding of how astrocytic receptor signaling is affected by changes in neuronal activity has important implications for both normal synaptic function as well as processes underlying neurological disorders and neurodegenerative disease.

Here we describe an adaptation of protocols used to induce homeostatic plasticity in neurons for the study of plasticity of astrocytic G protein-coupled receptors. Recently used to examine changes in astrocytic group I mGluRs in juvenile mice, the method can be applied to measure scaling of various astrocytic GPCRs, in tissue from adult mice in situ and in vivo, and to gain a better appreciation of the sensitivity of astrocytic receptors to changes in neuronal activity.

La inducción de la plasticidad de astrocítico Receptores por manipulación de Neuronales cocción Precios

Close to two decades of research has established that astrocytes in situ and in vivo express numerous G protein-coupled receptors (GPCRs) that can be ...

A Simple One-step Dissection Protocol for Whole-mount Preparation of Adult Drosophila Brains

There is an increasing interest in using Drosophila to model human brain degenerative diseases, map neuronal circuitries in adult brains, and study the molecular and cellular basis of higher brain functions. A whole-mount preparation of adult brains with well-preserved morphology is critical for such whole brain-based studies, but can be technically challenging and time-consuming. This protocol describes an easy-to-learn, one-step dissection approach of an adult fly head in less than 10 s, while keeping the intact brain attached to the rest of the body to facilitate subsequent processing steps. The procedure helps remove most of the eye and tracheal tissues normally associated with the brain that can interfere with the later imaging step, and also places less demand on the quality of the dissecting forceps. Additionally, we describe a simple method that allows convenient flipping of the mounted brain samples on a coverslip, which is important for imaging both sides of the brains with similar signal intensity and quality. As an example of the protocol, we present an analysis of dopaminergic (DA) neurons in adult brains of WT (w1118) flies. The high efficacy of the dissection method makes it particularly useful for large-scale adult brain-based studies in Drosophila.

A Simple One-step Dissection Protocol for Whole-mount Preparation of Adult Drosophila Brains

The adult Drosophila brain is a valuable system for studying neuronal circuitry, higher brain functions, and complex disorders. An efficient method to dissect whole brain tissue from the small fly head will facilitate brain-based studies. Here we describe a simple, one-step dissection protocol of adult brains with well-preserved morphology.

Un simple de un solo paso para la disección Protocolo Todo el montaje Preparación de adulto<em&gt; Drosophila</emLos cerebros&gt;

There is an increasing interest in using Drosophila to model human brain degenerative diseases, map neuronal circuitries in adult brains, and study the ...

Preparation of Horizontal Slices of Adult Mouse Retina for Electrophysiological Studies

Vertical slice preparations are well established to study circuitry and signal transmission in the adult mammalian retina. The plane of sectioning in these preparations is perpendicular to the retinal surface, making it ideal for the study of radially oriented neurons like photoreceptors and bipolar cells. However, the large dendritic arbors of horizontal cells, wide-field amacrine cells, and ganglion cells are mostly truncated, leaving markedly reduced synaptic activity in these cells. Whereas ganglion cells and displaced amacrine cells can be studied in a whole-mounted preparation of the retina, horizontal cells and amacrine cells located in the inner nuclear layer are only poorly accessible for electrodes in whole retina tissue.
To achieve maximum accessibility and synaptic integrity, we developed a horizontal slice preparation of the mouse retina, and studied signal transmission at the synapse between photoreceptors and horizontal cells. Horizontal sectioning allows&#160;(1) easy and unambiguous visual identification of horizontal cell bodies for electrode targeting, and (2) preservation of the extended horizontal cell dendritic fields, as a prerequisite for intact and functional cone synaptic input to horizontal cell dendrites.
Horizontal cells from horizontal slices exhibited tonic synaptic activity in the dark, and they responded to brief flashes of light with a reduction of inward current and diminished synaptic activity. Immunocytochemical evidence indicates that almost all cones within the dendritic field of a horizontal cell establish synapses with its peripheral dendrites. The horizontal slice preparation is therefore well suited to study the physiological properties of horizontally extended retinal neurons as well as sensory signal transmission and integration across selected synapses.

We developed a horizontal slice preparation of the adult mammalian retina with the plane of sectioning parallel to the retinal surface. Dendritic fields of nonradially oriented retinal neurons were not truncated, allowing the study of signal processing with patch-clamp and imaging techniques.

Preparación de cortes horizontales de ratón adulto Retina de Estudios electrofisiológicos

Vertical slice preparations are well established to study circuitry and signal transmission in the adult mammalian retina. The plane of sectioning in ...

In Vitro Characterization of the Electrophysiological Properties of Colonic Afferent Fibers in Rats

Dysfunction of the colonic sensory nerves has been implicated in the pathophysiology of several common conditions, including functional and inflammatory bowel diseases and diabetes. Here, we describe a protocol for the in vitro characterization of the electrophysiological properties of colonic afferents in rats. The colorectum, with the intact pelvic ganglion (PG) attached, is removed from the rat; superfused with carbogenated Krebs solution in the recording chamber; and cannulated at the oral and anal ends to allow for distension. A fine nerve bundle emanating from the PG is identified, and the multiunit afferent nerve activity is recorded using a suction electrode. Distension of the colonic segment elicits gradual increases in multiunit discharge. A principal component analysis is conducted to differentiate the low-threshold, the high-threshold, and the wide-dynamic range afferent fibers. Chemical sensitivity of colonic afferents can be studied through the bath or intraluminal administration of test compounds. This protocol can be modified for application to other species, such as mice and guinea pigs, and to study the differences in the electrophysiological properties of thoracolumbar/hypogastric and lumbosacral/pelvic afferents of the descending colon in normal and pathological conditions.

In Vitro Characterization of the Electrophysiological Properties of Colonic Afferent Fibers in Rats

Abnormal sensory function underlies visceral pain and other symptoms of functional and inflammatory bowel diseases. A protocol for the electrophysiological recording of the colonic afferent nerves in an ex vivo rat colorectum preparation is presented here.

In Vitro Caracterización de las propiedades electrofisiológicas de las fibras aferentes colónicas en ratas

Dysfunction of the colonic sensory nerves has been implicated in the pathophysiology of several common conditions, including functional and inflammatory ...

In Vitro Assay for Studying the Aggregation of Tau Protein and Drug Screening

Aggregation of tau protein and formation of paired helical filaments is a hallmark of Alzheimer&#39;s disease and other tauopathies. Compared to other proteins associated with neurodegenerative diseases, the reported in vitro aggregation kinetics for tau protein are less consistent presenting a relatively high variability. Here we describe the development of an in vitro aggregation assay that mimics the expected steps associated with tau misfolding and aggregation in vivo. The assay uses the longest tau isoform (huTau441) which contains both N-terminal acidic inserts as well as four microtubule binding domains (MBD). The in vitro aggregation is triggered by addition of heparin and followed continuously by thioflavin T fluorescence in a 96 well microplate format. The tau aggregation assay is highly reproducible between different wells, experimental runs and batches of the protein. The aggregation leads to tau PHF-like morphology which is very efficient in seeding the formation of de novo fibrillar structures. In addition to its application in studying the mechanism of tau misfolding and aggregation, the current assay is a robust tool for screening drugs that could interfere with the pathogenesis of tau.

In Vitro Assay for Studying the Aggregation of Tau Protein and Drug Screening

The tau aggregation assay described in this manuscript mimics the anticipated features of in vivo tau misfolding and aggregation.

In Vitro Análisis para el estudio de la agregación de la proteína Tau y detección de drogas

Aggregation of tau protein and formation of paired helical filaments is a hallmark of Alzheimer&#39;s disease and other tauopathies. Compared to other ...

Preparation of Rhythmically-active In Vitro Neonatal Rodent Brainstem-spinal Cord and Thin Slice

Mammalian inspiratory rhythm is generated from a neuronal network in a region of the medulla called the preB&#246;tzinger complex (pBC), which produces a signal driving the rhythmic contraction of inspiratory muscles. Rhythmic neural activity generated in the pBC and carried to other neuronal pools to drive the musculature of breathing may be studied using various approaches, including en bloc nerve recordings and transverse slice recordings. However, previously published methods have not extensively described the brainstem-spinal cord dissection process in a transparent and reproducible manner for future studies. Here, we present a comprehensive overview of a method used to reproducibly cut rhythmically-active brainstem slices containing the necessary and sufficient neuronal circuitry for generating and transmitting inspiratory drive. This work builds upon previous brainstem-spinal cord electrophysiology protocols to enhance the likelihood of reliably obtaining viable and rhythmically-active slices for recording neuronal output from the pBC, hypoglossal premotor neurons (XII pMN), and hypoglossal motor neurons (XII MN). The work presented expands upon previous published methods by providing detailed, step-by-step illustrations of the dissection, from whole rat pup, to in vitro slice containing the XII rootlets.

This protocol both visually communicates the brainstem-spinal cord preparation and clarifies the preparation of brainstem transverse slices in a comprehensive step-by-step manner. It was designed to increase reproducibility and enhance the likelihood of obtaining viable, long lasting, rhythmically-active slices for recording neural output from the respiratory regions of the brainstem.

Preparación de rítmicamente activa en Vitro Neonatal roedor del médula oblonga-medulares y rebanada fina

Mammalian inspiratory rhythm is generated from a neuronal network in a region of the medulla called the preB&#246;tzinger complex (pBC), which produces a ...