The authors would like to thank: David Wishart, Valentyna Semenchenko, Mark McDermott, Michael Woodside, and Albert Cao for their help in developing and preparing the protein conjugates as well as the DNA aptamer; T. M. Fahim Amin, Mosa Sharmin Aktar, and Trevor Olsen for their assistance in the sample preparation, Jonathan Mane for his assistance in generating images of the molecular structures; and the funding sources including the National Research Council of Canada &#8211; National Institute for Nanotechnology (NRC-NINT), Natural Sciences and Engineering Research Council of Canada (NSERC), and the University of Alberta for supporting the work.

1. Preparación de las superficies <ol><li> Use una sierra de semiconductores dados para cortar una sílice fundida (FS) oblea en 1 cm x 1 cm o dados pequeños. </li><li> Muestras limpio en una solución de pirañas (H 2 SO 4 H 2 O 2, 3: 1; PRECAUCIÓN: fuerte oxidante) Baño de 28 durante 15 minutos, luego enjuague los dados en agua desionizada y se seca en nitrógeno. </li><li> Coloque las muestras en una placa caliente boca arriba a 180 ° C durante 15 minutos. Enfriar las muestras después de la eliminación de la placa de cocción a RT. </li><li> Para Diseños 1 y 3, vaya al paso 2. </li><li> Para Diseño 2, colocar la muestra en una cámara de evaporación por haz de electrones y la capa con una capa de 10 nm de Ni. </li></ol> 2. La fabricación de estampados-Nano Máscaras PMMA Uso de haz de electrones de litografía (EBL) <ol><li> Spin-capa del PMMA resistir y capas conductoras sobre los sustratos. <ol><li> Use un spinner oblea con un mandril vacío y colocar las muestras de forma individual en el centro de la pinza de sujeción. Lugar1 gota de polimetilmetacrilato (PMMA) resistir en el centro de las muestras usando una pipeta de vidrio y centrifugado a 3500 rpm durante 60 segundos con un tiempo de rampa de 2 seg. </li><li> Hornee los sustratos a 180 ° C durante 3-5 minutos. Después de la cocción de los sustratos, enfriar las muestras a RT. </li><li> Con los sustratos se enfriaron y se devuelven al mandril spinner, se extendió una gota de polímero conductor sobre el sustrato. Haga girar el sustrato durante 40 segundos a 3.000 rpm con un tiempo de rampa de 2 seg. Muestras Hornee a 80 ° C durante 1 min. </li></ol></li><li> Realizar una exposición EBL según el 16,17,18,29 procedimiento estándar. <ol><li> Usando las instrucciones del fabricante, preparar un diseño de la exposición empleando dosis de características de la Tabla 1 con el tamaño más pequeño posible el paso del haz. </li><li> Cargar la muestra en la cámara de litografía por haz de electrones. Si el sistema EBL no tiene el enfoque automático, utilizar un pequeño rasguño de distancia de donde el patrón se va a exponer y lejos del borde del grano para el enfoqueing. </li><li> Usando las instrucciones del fabricante, realice el enfoque requerido y corrección de astigmatismo, así como la alineación de campo de escritura en su caso, y exponer la muestra. Para tener en cuenta el perfil de la exposición adecuada y la mejor calidad patrón, utilice una energía del haz de electrones de 30 keV y 7,5 micras de abertura para las exposiciones. </li></ol></li><li> Retire el polímero conductor y desarrollar muestras expuestas. <ol><li> Preparar un vaso de precipitados con agua desionizada (DI) de agua para eliminar el polímero conductor y un segundo vaso de precipitados con una mezcla de revelador (IPA: H 2 O, 7: 3), y se agita durante 5 min a TA. Preparar isopropanol (de alta pureza) en un tercer vaso de precipitados como un agente de enjuague. </li><li> Usando las pinzas, coloque las muestras en el agua durante 3 segundos para retirar la película de polímero conductor, luego colocar la muestra en el desarrollador y mover las pinzas lentamente arriba y abajo durante 20 segundos. Transferir inmediatamente los sustratos para el isopropanol y enjuague de 10 segundos más, luego seque la muestra con nitrógeno. </li> &lt;/ Ol&gt; </li></ol> 3. Noble metal Nanoestructuras Fabrication <ol><li> Cargar las muestras boca abajo en el sistema de evaporador de haz de electrones para permitir que el metal se evaporó para ser depositado sobre la cara frontal de las muestras. Depósito a 10 nm de espesor Au capa sobre las muestras para los diseños de 1 y 3, y una capa de espesor de 10 nm Ag para el Diseño 2 a una velocidad de aproximadamente 0,1 nm / seg. </li><li> Llene un sistema de ultrasonidos para la altura recomendada con agua y llenar un vaso de precipitados separado con acetona. Coloque una cara de la muestra en el fondo del vaso y dejar que la muestra en remojo durante 10 minutos. Sosteniendo el vaso de precipitados, colóquelo en el baño de agua y deje que la altura de la acetona para que coincida con la altura del agua y encender el sistema de ultrasonidos. Permita ultrasonidos que se produzca durante un máximo de 60 segundos. </li><li> Utilizando el mismo procedimiento que se detalla en el paso 3.1, preparar sustratos del tampón uniformes Au y Ag por el depósito de 10 películas metálicas nm de espesor en FS (Designs 1 y 3) y FS recubiertos de Ni (Diseño 2) substrates saltarse el paso 2. </li></ol> 4. Bio-funcionalización de sustratos <ol><li> Preparar Diseño 1 muestras: <ol><li> Preparar una solución de 1 mM de ácido 11-mercaptodecanoic (MUA) en etanol a RT. Someter a ultrasonidos durante 10 min. </li><li> Sumerja sustrato nanoestructurado adecuada en la solución de MUA durante 48 horas. Enjuagar la muestra con etanol tres veces y seco durante 5 min a RT. </li><li> Preparar una solución de 75 mM de N-etil-N &#39;- (3- (dimetilamino) propil) carbodiimida (EDC) en agua DI. Prepare una solución de 15 mM de N hidroxisuccinimida (NHS) en agua DI. </li><li> El uso de un depósito de micropipeta 100 l de NHS en el Au sobre el sustrato, y añadir inmediatamente 100 l de EDC en la misma zona. Incubar durante 1 minuto para activar la monocapa auto-ensamblado (SAM) de MUA. </li><li> Coloque una gota 100 l de proteína A una solución (47 mM) en la misma área del sustrato y almacenar la muestra durante 24 horas a 5 ° C en un multi-compartimiento de Petri dish con 1 ml de agua DI en otro compartimiento, y con una cubierta de sellado. </li><li> Enjuague la muestra en agua DI 3 veces por agitación continua de las muestras en vasos de precipitados separados para 20 seg en cada vaso de precipitados. No dejes que las muestras se sequen después de enjuagar o durante el enjuague. </li><li> Continúe con el paso 5. </li></ol></li><li> Preparar Diseño 2 muestras: <ol><li> Preparar una solución 0,9 mM de proteína de unión a glucosa (GBP) en tampón de fosfato de potasio (K 2 HPO 4, 25 mM, pH 7,5). Preparar una solución de 100 mM de D-glucosa en el buffer. </li><li> Mezclar 30 l de solución de D-glucosa 100 mM y 30 l de solución 0,9 mM GBP usando un recipiente microtubo de plástico de 1 ml y una micropipeta. Incubar durante 30 min. </li><li> Depósito 20 l de la solución GBP-ligando libre y de la solución GBP ligando determinada cada uno en los sustratos preparados utilizando una micropipeta. Almacenar las muestras a 5 ° C durante 24 horas en una placa de Petri con una tapa sellada. </li><li> Enjuagar las muestras 3 veces en elsolución tampón de fosfato de potasio a RT. </li><li> Continúe con el paso 5. </li></ol></li><li> Preparar Diseño 3 muestras: <ol><li> Diluir la solución (DBA) aptámero de unión a la dopamina a una concentración de 1 mM utilizando el tampón de TRIS EDTA con un pH final de 7,4. </li><li> Preparar una solución de dopamina a una concentración 5 mM midiendo el polvo de la dopamina en una balanza analítica y mezclándolo en el tampón fosfato salino (PBS) con un cordón de agitar durante 5 min. </li><li> Depositar una gota de 20 l de la solución de DBA en la superficie de cada sustrato y dejar que las muestras se sientan durante 1 hora a RT con una cubierta sobre la placa de Petri. </li><li> Enjuagar las muestras 3 veces en un tampón de fosfato de potasio (K 2 HPO 4, 25 mM, pH 7,5). </li><li> Colocar las muestras en posición vertical en la parte superior de un grado de sala limpia toallita para secar la parte trasera mientras se mantiene una película en el lado frontal del sustrato. Establecer una muestra de lado como un control. </li><li> Coloque una gota 5 l de la solución de la dopamina on la superficie de la gota existente de la solución tampón PBS en las muestras restantes con las concentraciones de dopamina deseados. Incubar la muestra durante 10 min. </li><li> Coloque una gota de la solución de la dopamina en la superficie Au almohadilla sin aptámero. Incubar durante 10 min. </li><li> Enjuagar las muestras en la solución tampón de fosfato de potasio 3 veces. </li></ol></li></ol> 5. Raman Spectroscopy <ol><li> Colocar cada muestra en una cámara a prueba de agua para evitar la evaporación por la exposición láser. <ol><li> Llene una jeringa de plástico con grasa de alto vacío químicamente inerte, colocar las muestras sobre portaobjetos de vidrio y dispensar unos pocos milímetros de grasa que rodea a las muestras sin tocar las muestras. </li><li> Coloque un cubreobjetos de microscopio en la parte superior de los sustratos y presiona suavemente para formar un sello, creando una interfaz líquida delgada entre los sustratos y los cubreobjetos sin permitir que el tampón entre en contacto con la grasa de vacío. </li></ol></li><li> El uso de unasistema de microscopio Raman óptico, obtener un enfoque en la superficie de la región de nano-modelado de metal a muestrear sin necesidad de encender el láser. </li><li> Realizar Raman de muestreo 18,19 con una intensidad del láser entre 2.4 a 3.1 mW con una duración total de menos de 20 seg para evitar el daño a la muestra con un objetivo de aumento de 10X. Adquirir los espectros Raman de las muestras de los diseños de 1, 2 y 3 utilizando las longitudes de onda de excitación, como se indica en la Tabla 1. También adquirir espectros Raman de control para soluciones de proteína A, GBP, y D-glucosa, y para el polvo de la dopamina empleando láminas de vidrio metal nanoestructuras como soportes para la comparación. </li></ol>

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The authors have nothing to disclose.

SERS está ganando reconocimiento como una muy poderosa técnica de bio-detección que ofrece muchas ventajas únicas. La relación con las vibraciones moleculares permite identificar de manera selectiva &quot;huellas digitales&quot; de sustancias específicas de análisis de espectros SERS, mientras que la muy alta sensibilidad permite detectar cantidades muy pequeñas de analito 9,10,11,35. Además, SERS es una técnica no destructiva que también es relativamente insensible al agua, y por lo tanto se adapta muy bien para sondear materiales biológicos en su entorno natural, 9 acuosa. Los resultados presentados enfatizan estas ventajas también demuestran como más fuerte potencial de SERS como una técnica libre de etiquetas muy flexible de bio-detección. En tres diseños que emplean monocapas de diferentes biomoléculas sustrato inmovilizado, modos Raman se han detectado que podrían confianza atribuye a los analitos particulares. Que la detección de estas biomoléculas, or sus respectivos ligandos, se ha demostrado el empleo de superficies planas de sílice fundida como el soporte para sustratos SERS, hace que los diseños compatibles con la electrónica y ajustes actuales de microfluidos, prometiendo numerosas aplicaciones en relación con las arquitecturas de bio-electrónica de interfaz materiales biológicos con superficies de electrónica emergente y dispositivos electroquímicos 2,3. Es importante destacar que, en dos de tres diseños de detección SERS se ha demostrado para la unión específica de las pequeñas moléculas, tales como la glucosa y la dopamina, el empleo de monocapas de la proteína y aptámero inmovilizado en la superficie, respectivamente, como los elementos de reconocimiento. Sin embargo, varios aspectos deben ser atendidos con el fin de lograr un SERS bio-detección eficaz en el ajuste &quot;on-chip&quot;. En primer lugar, un desafío bien conocido que es común para la mayoría de biomoléculas es su propensión a degradarse, en particular cuando se expone a condiciones no naturales tales como ENVI secamedio o intenso de luz láser. A lo largo del protocolo, hemos hecho hincapié en la importancia de mantener siempre las muestras bio-funcionalizado sumergidos en soluciones adecuadas durante todo el experimento, desde la preparación de las muestras para la adquisición de espectros Raman. Para este último, una cámara a prueba de agua de encargo ha sido diseñado (Figura 7) para evitar la evaporación del líquido durante las exposiciones de láser. La duración de la exposición y de la intensidad del láser también se debe limitar, como se describe en el paso 5.3 del protocolo para evitar el daño de las muestras. Los resultados de la detección SERS se encuentran sensible a la geometría del sustrato empleado, y en particular la separación inter-característica de las nanoestructuras metálicas. Como se desprende de las figuras 8 y 9, la intensidad SERS de Diseño 1 muestras depende en gran medida de la anchura de los huecos entre Au nano-puntos en sílice fundida. Fuera de tres matrices de Au nanopuntos probados in este diseño (Figura 8), la mayor intensidad de Raman se logra con la matriz I, que tiene los huecos estrechos entre las características de Au y por lo tanto proporciona una mejora más eficiente campo electromagnético. Como muestra la Figura 9 ilustra, se requiere el control de las separaciones entre las características a nivel de 10 a 20 nm o menos. Empleando EBL para la fabricación de sustratos SERS, como se ha demostrado aquí, proporciona una resolución eficiente específicamente para el control de las anchuras de las brechas entre las funciones. Con una EBL-tono positivo resistir tales como PMMA, el tamaño de los agujeros en las máscaras de PMMA se puede variar simplemente cambiando las dosis de exposición. Después de lift-off esto resulta en diferentes tamaños de puntos de metal, y la anchura de los vacíos entre los puntos puede ser sintonizado como se desee mediante la selección de la exposición EBL adecuada dosis de 18. El otro reto es la optimización de la geometría sustrato SERS para la aplicación específica de detección de bio. Aunque el efecto de mejora increases con una disminución de las brechas entre las características, el tamaño relativamente grande de las moléculas biológicas impone limitaciones sobre la estrecha pueden ser los vacíos. Esto es evidente a partir de los resultados para el Diseño 2, donde el método de inmovilización es tal que la proteína se une de manera eficiente sólo a la superficie entre los puntos de metales nobles, pero no a los mismos puntos (véase la Figura 3B). Como se desprende de la Figura 10, los espectros SERS para los cojines de Ag no estructurados no muestran ninguna banda a partir del analito. Aunque las pastillas presentan una estructura nano-cristalino con brechas entre las islas muy delgadas (ver Figura 6F) estas brechas son demasiado estrechas para dar cabida a una molécula de proteína. Sin embargo, se añade otra dimensión de complejidad cuando tiene proteína ligando de unión a detectar. En la Figura 10, las bandas SERS CH son más pronunciadas en los espectros de ligando unido GBP que en el de un ligando libre, lo que puede explicarse hipotéticamente por un cambio en la conformación GBPtras la unión de D-glucosa 2 7,27, resultando en una estructura más rígida con una mayor actividad Raman. Si se comparan los dos sustratos nanoestructurados, la banda CH de la proteína-ligando libre es más fuerte en los espectros SERS obtenido con el sustrato nano-puntos, mientras que tanto las proteínas y glucosa CH bandas de proteína ligando determinada son más pronunciados con los nano-hexágonos sustrato. Se espera que dos factores para dar lugar a estas diferencias, la disponibilidad de espacio entre Ag cuenta que el GBP podría obligar a Ni, y la susceptibilidad de la proteína ligando determinada y ligando libre a la mejora electromagnético de la dispersión Raman en &quot;puntos calientes&quot; entre estas características. Por un lado, el patrón-nano puntos ofrece una zona inter-estelar relativamente grande donde recubrimiento de Ni está disponible para que la proteína se une, lo que puede explicar una banda CH más pronunciada observado para GBP libre de glucosa en Ag sustrato nano-puntos. Por otro lado, debido a su estruc no uniformetura (ver Figura 6D), Ag nano-hexágonos podría ser propensos a mostrar una mejora electromagnética fuerte en huecos estrechos entre las islas de Ag en nano-hexágonos resultando en fuertes bandas CH vibración desde GBP glucosa unida en el sustrato nano-hexágonos. Algunos detalles de esta interacción requieren mayor verificación y optimización de sustratos SERS para analitos complejos que implican proteínas de gran tamaño como el GBP se encuentra todavía en la tubería. Claramente, la detección SERS de la unión empleando biomoléculas inmovilizadas como un elemento de reconocimiento ligando se facilita cuando sólo el ligando es Raman activo en una región seleccionada, mientras que los otros componentes no son. Este es el caso de Diseño 3, donde se obtienen SERS pronunciadas bandas de dopamina aptámero unido (Figura 11). La pareja aptámero-dopamina exhibe excelente especificidad y el espectro SERS comprende bandas pronunciadas sin señal de fondo significativo. <p class="jove_content"&gt; Futuro avance de la tecnología SERS etiqueta-fee implicaría extensas pruebas de mejora de la señal SERS biomoléculas &quot;con una amplia gama de diferentes diseños nanoestructura superficie. El uso de escritura directa litografía por haz de electrones para fabricar varios nanoestructuras con un excelente nivel de control sobre el tamaño, forma, y ​​la separación inter-característica, combinada con los protocolos de preparación de muestras presentadas aquí, sería facilitar la comparación y validación cruzada de los resultados obtenidos por diferentes grupos de investigación. Esto sería abordar el importante reto de reproducibilidad cuando sustratos SERS se fabrican empleando alternativa &quot;abajo hacia arriba&quot; métodos 11,12,13, lo que permite un mejor control del tamaño de nanoestructura metálica y la posición hacia una identificación fiable de diseño óptimo sustrato para una amplia variedad de aplicaciones. Escalabilidad de estas técnicas puede posteriormente ser mejorada mediante la combinación de EBL con los métodos de nanolitografía complementarios, tales como nanoimpresión litográfica 19 hacia el futuro la producción en serie de diseños a escala nanométrica optimizado empleando las técnicas EBL sintonizables.

Capacidades para desarrollar y caracterizar los sistemas nano-biológica conjugadas interfaz nanoestructuras sólidos y polímeros biológicos se están convirtiendo cada vez más importante para nuevos avances en la próxima generación de bio-sensores y bio-tecnologías de accionamiento 1,2. Esto implica estudios multidisciplinarios a través de una serie de campos de investigación, tales como la fabricación de componentes pertinentes de estado sólido (electrodos micro-nano o, revestimientos nanoingeniería, nanocables, o nanopartículas) 2,3,4; la inmovilización de biomoléculas en las superficies para crear bioconjugados deseados 5,6,7; y el seguimiento de las interfaces de nano-biológica 1. En la mayoría de los casos, la selección de fabricación óptima, bio-funcionalización, y los métodos de caracterización es fuertemente relacionados entre sí. Claramente, la elección de las técnicas de nanofabricación sería impulsado por los requisitos de los componentes de estado sólido del sistema, siendo dependiente en gran medida del método de detección, que en tuRn es determinada por la naturaleza de los biopolímeros implicados y de la finalidad de la supervisión de la interfaz. Fuera de una amplia variedad de técnicas aplicadas a caracterizar los sistemas Bioconjugate 1,3, una mayor superficie de espectroscopia Raman (SERS) ha surgido como un método muy prometedor para la detección de especies químicas y biológicas en superficies 8,9,10,11. SERS emplea la dispersión inelástica de luz monocromática por biomoléculas inmovilizada en la superficie (Figura 1) que permiten la captura de firmas únicas correspondientes a las vibraciones moleculares. Esta capacidad para distinguir entre las diferentes moléculas sin la participación de etiquetas, química compleja, o pasos que consumen tiempo, hace SERS un método potencialmente muy eficiente de bio-detección. Otra ventaja importante de SERS es su alta sensibilidad. La excitación de plasmones de superficie localizados por la luz que interactúa con nanoestructuras de metales nobles (sustratos SERS) aumenta dramáticamente el intensity de dispersión Raman por el analito, lo que permite la detección de cantidades muy pequeñas de moléculas, a partir de monocapas hasta el límite de una sola molécula 8,9,10,11. Finalmente, la mayoría de las biomoléculas requieren soluciones acuosas para ser estable. Porque el agua a menudo tiene actividad Raman limitado, señal de fondo a partir de muestras acuosas se minimiza 9. Aplicaciones de la SERS han mostrado un aumento exponencial en la última década 10. Sin embargo, un reto muy discutido de SERS es que la mejora electromagnética de dispersión Raman depende críticamente del tamaño, la forma y el espaciamiento de nanoestructuras metálicas donde las olas plasmónicas se inducen 11,12,13. A fin de lograr SERS eficientes y reproducibles mediciones, el control sobre la geometría se requiere sustrato a las dimensiones a nanoescala. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/52712/52712fig1.jpg" /> Figura 1. Scheme de la espectroscopia de Raman de superficie mayor. Numerosos métodos empleados para fabricar sustratos SERS 11,12,13 se pueden dividir en métodos de abajo arriba y de arriba hacia abajo. Los métodos de la primera tipo emplean varios procesos de auto-montaje o la síntesis química dirigida para producir nanoestructuras. A menudo abordan ejemplos incluyen la inmovilización de nanopartículas monodispersas sobre soportes sólidos 11,12,13, térmica, pulverización catódica o deposición electroquímica de películas metálicas rugosas 11,12, y diversos métodos de síntesis química 13. Aunque tales técnicas tienden a ser relativamente sencilla y económica, la mayoría de ellos son desafiados por una falta de control sobre la ubicación de las estructuras, y limitada reproducibilidad de muestra a muestra. En contraste, las técnicas de litografía de arriba hacia abajo emplean instrumentos manipulables, como haces de partículas para crear patrones deseados en las superficies. Uno de los más utilizadosmétodos de nanolitografía, litografía por haz de electrones (EBL), ofrece un control excelente sobre las características hasta por debajo de 10 nm y también una flexibilidad para permitir diferentes diseños de sustrato sobre soportes sólidos 11,12. En EBL, un haz de electrones enfocado a un lugar de unos pocos nanómetros de diámetro en las exploraciones a través de una superficie de un material sensible de electrones (resistir) causando un cambio químico en las regiones expuestas. Para tono positivo resiste como polimetilmetacrilato (PMMA), electrones resultados de exposición viga en la escisión de las cadenas poliméricas que componen la resisten, lo que lleva a un aumento de la solubilidad en un disolvente apropiado (desarrollador). El proceso de litografía por haz de electrones incluye spin-recubrimiento de una capa uniforme de resistir sobre un sustrato; la exposición del material de resistir objetivo en una cámara de vacío con un haz de electrones; y el desarrollo de la muestra para eliminar las regiones solubles. Soportes dieléctricos debajo de nanoestructuras metálicas, tales como sílice fundida, tienen been demostrado que aumenta significativamente las intensidades en SERS debido a la localización de las ondas plasmónicas comparación con otros materiales tales como el silicio 14,15. Sin embargo patrón EBL en sustratos dieléctricos, especialmente en la nanoescala, implica retos importantes debido a la acumulación de carga durante la exposición. Anteriormente, hemos demostrado 16,17 que estas dificultades se pueden superar mediante la colocación de capas de polímero conductor por encima de la resistencia. La Figura 2 muestra un esquema del proceso global de fabricación usando la exposición y el desarrollo EBL seguido por la deposición de metal y despegue para producir nanoestructuras metálicas sobre fusionado soportes de sílice. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52712/52712fig1large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/52712/52712fig2.jpg" /> Figura 2. Esquema de correoLectron litografía por haz, la deposición de metal, y el proceso de despegue etapas empleadas para fabricar nanoestructuras metálicas sobre sustratos dieléctricos 16-19. En este trabajo, presentamos toda la secuencia de pasos del proceso que implican sustratos SERS fabricación por EBL, bio-funcionalización de los sustratos, y colección de los espectros de Raman. Tres diseños explorados en nuestros trabajos recientes 18,19 se abordan (ver figuras 3 y 4, y en la Tabla 1). En Diseño 1, proteína recombinante A se inmoviliza sobre bio-funcionalizado Au nanoestructuras sobre un soporte de sílice fundida (FS) 18, y la detección SERS de la proteína se demostró. En Diseño 2, la proteína 21,26,27 con y sin el ligando (D-glucosa) de unión a glucosa-recombinante se inmoviliza por medio de etiquetas de histidina en los espacios entre las nanoestructuras de Ag sobre FS recubiertos de Ni, y la unión de la glucosa a la proteína se detecta. En Diseño 3, tiolado DN unión dopamina-Un aptámero 19,23 se inmoviliza sobre Au nanoestructuras sobre FS, y la unión de la dopamina por aptámero inmovilizado se demostró. Inclusive de todos los pasos experimentales relevantes de la preparación del sustrato a la adquisición de espectros de Raman, y representativa de diferentes biomoléculas y estrategias de inmovilización, estos ejemplos son útiles para una amplia variedad de aplicaciones, desde la investigación de exploración interrogar interfaces de nano-biológica por SERS al desarrollo de SERS biosensores de moléculas pequeñas que emplean en proteínas o vinculante como método de reconocimiento de aptámero-ligando. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52712/52712fig2large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/52712/52712fig3.jpg" /> Figura 3. Esquemas de tres diseños representativas utilizando diferentes biomoléculas, los métodos de immobilización, y materiales de sustrato: (A) la proteína A inmovilizada sobre los metales nobles nano-puntos funcionalizados por una monocapa autoensamblada (SAM) de ácido 11-mercaptodecanoic (MUA) en agua DI; (B) la proteína de unión de glucosa marcado con histidina (GBP) complejado con D-glucosa inmovilizada sobre la superficie del sustrato entre el metal nano-puntos nobles; (C) terminada en tiol de unión a la dopamina aptámero completado con la dopamina (DBA) inmovilizada en metal noble nano-puntos. Véanse más detalles en la Tabla 1. En Diseño 2 se ilustra por el panel (B), una muestra sin el correspondiente ligando también se preparó para la comparación. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52712/52712fig3large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/52712/52712fig4.jpg" /> La Figura 4.Biomoléculas empleados en tres diseños: (A) la proteína A; Proteína (B) de unión de glucosa y D-glucosa; (C) de unión a DNA aptámero y la dopamina dopamina. Las estructuras terciarias de proteínas en (a) y (b) se han tomado de Protein Data Bank, AP ID 1BDD 20 y 2HPH 21, respectivamente, y dibujado con VMD para LINUXAMD64, versión 1.9.1 22. La estructura secundaria del aptámero en (c) se predice a partir de la secuencia de 23 usando ValFold 24 software y dibujado con PseudoViewer 3,0 25. Las letras G, A, T y C corresponden a la guanina, adenina, timina, citosina y nucleótidos, respectivamente. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52712/52712fig4large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> <table border="0" fo:keep-together.within-page="always" cellpadding="0" cellspacing="0"><tbody><tr><td></td><td> Diseño 1 </td&gt; <td> Diseño 2 </td><td> Diseño 3 </td></tr><tr><td> Biopolímeros </td><td> Proteína A </td><td> Proteína de unión a glucosa (GBP) </td><td> Aptámero de unión de la dopamina (DBA) </td></tr><tr><td> Aglutinante </td><td> Ácido 11-mercaptoundecanoico (MUA) monocapa autoensamblada (SAM) </td><td> Etiquetas de histidina </td><td> Enlazadores tiol </td></tr><tr><td> Ligando </td><td> Ninguno </td><td> D-glucosa </td><td> La dopamina </td></tr><tr><td> Solución </td><td> Desionizada (DI) </td><td> Tampón de fosfato potásico </td><td> Tris (hidroximetil) aminometano (TRIS) y ácido etilendiaminotetraacético tampón (EDTA); Salina tamponada con fosfato (PBS) </td></tr><tr><td> Sustrato </td><td> Au estructuras en FS </td><td> Estructuras Ag en FS recubierto con Ni </td><td> Au estructuras en FS </td></tr><tr><td> Ar con dibujosea </td><td> 4 micras x 10 micras </td><td> 4 m x 8 micras </td><td> 4 micras x 10 micras </td></tr><tr><td rowspan="3"> Patrón </td><td rowspan="3"> Au puntos, 50 nm de paso </td><td> Puntos de Ag, 40 nm de paso </td><td> Hexágonos Au, pitch 200 nm </td></tr><tr><td> Hexágonos Ag, pitch 200 nm </td><td> Almohadillas no estructurados Au </td></tr><tr><td> Almohadillas no estructurados Ag </td><td></td></tr><tr><td rowspan="4"> Dosis de exposición EBL </td><td> Puntos: </td><td> Puntos: 105 mC / cm 2 </td><td rowspan="4"> Hexágonos: 180 mC / cm 2 </td></tr><tr><td> Matriz I 120 mC / cm 2 </td><td> Hexágonos: 170 mC / cm 2 </td></tr><tr><td> Matriz II 96 mC / cm 2 </td><td></td></tr><tr><td> Matriz III 72mC / cm 2 </td><td></td></tr><tr><td> Excitación láser de longitud de onda </td><td> 532 nm </td><td> 532 nm </td><td> 780 nm </td></tr></tbody></table> Tabla 1. Tres proyectos de sistemas de nano-biológica.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>11-Mercaptoundecanoic acid (MUA)</td>
			<td>Sigma Aldrich 
			 
			<a href="file:///C:/Documents%20and%20Settings/i/Local%20Settings/Temp/www.sigmaalrich.com">(www.sigmaalrich.com)</a></td>
			<td>450561&#160; ALDRICH</td>
			<td>Used for surface functionalization in Design 1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Conductive polymer&#160;</td>
			<td>Mitsubishi Rayon 
			<a href="file:///C:/Documents%20and%20Settings/i/Local%20Settings/Temp/www.mrc.co.jp">&#160;(www.mrc.co.jp)</a></td>
			<td>aquaSAVE-57xs</td>
			<td>A 70 nm thick&#160; layer is used as anti-charging coating for EBL exposures</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>D-glucose</td>
			<td>Collaborator Lab.</td>
			<td></td>
			<td>Ligand in Design 2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dopamine</td>
			<td>Collaborator Lab.</td>
			<td></td>
			<td>Ligand in Design 3</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dopamine binding aptamer (DBA)</td>
			<td>Integrated DNA Technologies Inc. 
			<a href="file:///C:/Documents%20and%20Settings/i/Local%20Settings/Temp/www.idtdna.com">(www.idtdna.com)</a></td>
			<td>5&#39;- /Thiol Modifier C6 S-S/&#160;AAAAAAAAAA GTCTCTGTGT GCGCCAGAGA ACACTGGGGC AGATATGGGC CAGCACAGAA TGAGGCCC-3&#39;&#160;</td>
			<td>Biopolymer in Design 3</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fused silica wafers</td>
			<td>Mark Optics 
			<a href="http://www.markoptics.com/">www.markoptics.com</a></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glucose binding protein (GBP)</td>
			<td>Collaborator Lab. 
			<a href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/protein/gi%7C145579532">(www.ncbi.nlm.nih.gov/protein/gi|145579532)</a></td>
			<td>PDB ID 2HPH</td>
			<td>Biopolymer in Design 2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>High vacuum grease</td>
			<td>Dow Corning 
			<a href="file:///C:/Documents%20and%20Settings/i/Local%20Settings/Temp/www.dowcorning.com">(www.dowcorning.com)</a></td>
			<td></td>
			<td>Used to seal water-proof chamber, step 5.1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hydrogen Peroxide 30%, H2O2</td>
			<td>J.T. Baker</td>
			<td></td>
			<td>Used for pirahna solution, step 1.2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>N-ethyl-N&#39;-(3-(dimethylamino) propyl) carbodiimide (EDC)</td>
			<td>Sigma Aldrich 
			<a href="http://www.sigmaaldrich.com/">www.sigmaaldrich.com</a></td>
			<td>03450 FLUKA</td>
			<td>Used for immobilization of biopolymer in Design 1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>N-Hydroxysuccinimide (NHS)</td>
			<td>Sigma Aldrich 
			<a href="file:///C:/Documents%20and%20Settings/i/Local%20Settings/Temp/www.sigmaaldrich.com">(www.sigmaaldrich.com)</a></td>
			<td>130672 ALDRICH</td>
			<td>Used for immobilization of biopolymer in Design 1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Potassium phosphate buffer</td>
			<td>Collaborator Lab.</td>
			<td></td>
			<td>Buffer used in Raman sampling</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Phosphate buffered&#160;</td>
			<td>Collaborator Lab.</td>
			<td></td>
			<td>Solvent in Design 3</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>saline (PBS)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polymethylmethacrylate (PMMA) 950 A2</td>
			<td>MicroChem&#160; 
			<a href="file:///C:/Documents%20and%20Settings/i/Local%20Settings/Temp/www.microchem.com">(www.microchem.com)</a></td>
			<td></td>
			<td>A 90 nm thick layer is used as EBL positive tone resist</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Recombinant protein A</td>
			<td>Protein Mods Inc 
			<a href="file:///C:/Documents%20and%20Settings/i/Local%20Settings/Temp/www.proteinmods.com">(www.proteinmods.com)</a></td>
			<td>PDB ID 1BDD 
			<a href="http://%28www.rcsb.org/pdb/explore/explore.do?structureId=1bdd">(www.rcsb.org/pdb/explore/explore.do?structureId=1bdd)</a></td>
			<td>Biopolymer in Design 1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sulfuric acid 96%, H2SO4</td>
			<td>J.T. Baker</td>
			<td></td>
			<td>Used for pirahna solution, step 1.2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tris(hydroxymethyl)aminomethane (TRIS) and ethylenediaminetetraacetic acid (EDTA) buffer</td>
			<td>Sigma Aldrich 
			<a href="file:///C:/Documents%20and%20Settings/i/Local%20Settings/Temp/www.sigmaaldrich.com">(www.sigmaaldrich.com)</a></td>
			<td>T9285 SIGMA</td>
			<td>Buffer in Design 3</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dicing saw</td>
			<td>Diamond Touch Technology Inc.</td>
			<td></td>
			<td>Used to cut FS wafer, step 1.1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td>(17301 W Colfax Ave # 152, Golden, CO)</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electron beam evaporator</td>
			<td>Kurt J. Lesker 
			<a href="file:///C:/Documents%20and%20Settings/i/Local%20Settings/Temp/www.lesker.com">(www.lesker.com)</a></td>
			<td></td>
			<td>Used for Au and Ag evaporation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electron beam evaporator</td>
			<td>Johnsen Ultravac (JUV) 
			<a href="file:///C:/Documents%20and%20Settings/i/Local%20Settings/Temp/www.ultrahivac.com">(www.ultrahivac.com)</a></td>
			<td>JuV E-gun</td>
			<td>Used for Ni evaporation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope cover slips (25 mm)</td>
			<td>Fisher Scientific 
			<a href="file:///C:/Documents%20and%20Settings/i/Local%20Settings/Temp/www.fishersci.ca">(www.fishersci.ca)</a></td>
			<td>12-545-102</td>
			<td>Used in water-proof chamber, step 5.1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope slides (3&#215;1 in.)</td>
			<td>Fisher Scientific 
			<a href="file:///C:/Documents%20and%20Settings/i/Local%20Settings/Temp/www.fishersci.ca">(www.fishersci.ca)</a></td>
			<td></td>
			<td>Used in water-proof chamber, step 5.1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Raith 150TWO EBL exposure system</td>
			<td>Raith Inc. 
			<a href="file:///C:/Documents%20and%20Settings/i/Local%20Settings/Temp/www.raith.com">(www.raith.com)</a></td>
			<td>Raith 150TWO&#160; system</td>
			<td>Used for EBL exposures, step 2.2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Raman microscope</td>
			<td>Thermo Scientific 
			<a href="file:///C:/Documents%20and%20Settings/i/Local%20Settings/Temp/www.thermoscientific.com">(www.thermoscientific.com)</a></td>
			<td>Nicolet Almega XR</td>
			<td>Used for Raman spectroscopy, step 5.3</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sonicator system</td>
			<td>Branson 
			<a href="file:///C:/Documents%20and%20Settings/i/Local%20Settings/Temp/www.bransonic.com">(www.bransonic.com)</a></td>
			<td></td>
			<td>Used for liftoff and solutions mixing</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Spinner</td>
			<td>Brewer Spinner and Hotplate 
			<a href="file:///C:/Documents%20and%20Settings/i/Local%20Settings/Temp/www.brewerscience.com">(www.brewerscience.com)</a></td>
			<td><a name="RANGE!C18">Cee 200X and Cee 1300X</a></td>
			<td>Used to spin-coat PMMA and conductive polymer, step 2.1&#160;</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

surface enhanced raman spectroscopy detection of biomolecules using ebl fabricated nanostructured substrates

Se informa de fabricación y caracterización de sistemas nano-biológica conjugadas interfaz nanoestructuras metálicas sobre soportes sólidos con biomoléculas inmovilizadas. La secuencia completa de pasos experimentales pertinentes se describe, que implica la fabricación de los sustratos nanoestructurados utilizando litografía de haz de electrones, la inmovilización de biomoléculas sobre los sustratos, y su caracterización utilizando una mayor superficie de la espectroscopia Raman (SERS). Se utilizan tres diseños diferentes de sistemas de nano-biológica, incluyendo la proteína A, proteína de unión a glucosa, y un aptámero de unión a ADN de la dopamina. En los dos últimos casos, la unión de ligandos respectivos, D-glucosa y la dopamina, también se incluye. Los tres tipos de biomoléculas se inmovilizan sobre sustratos nanoestructurados por diferentes métodos, y los resultados de formación de imágenes SERS se reportan. Las capacidades de SERS para detectar modos vibracionales de proteínas inmovilizadas en la superficie, así como para capturar el ligando de una proteína-La unión d aptámero-ligando se demuestran. Los resultados también ilustran la influencia de la geometría de la nanoestructura de la superficie, biomoléculas estrategia de inmovilización, la actividad Raman de las moléculas y la presencia o ausencia de la unión en los espectros SERS adquirido ligando.

Recogida de control de espectros Raman para los componentes principales, incluyendo las proteínas libres en solución y ligandos libres en solución o en forma de polvo sin usar sustratos que contienen metal, es importante para permitir una comparación adecuada, así como para fines de interpretación. Figura 5A presenta una Raman típico espectro para proteína libre A en agua DI en un portaobjetos de vidrio sin sustratos nanoestructurados. Dos bandas con la mayor intensidad de Raman, la banda en 2931 cm -1 ya 1091 cm -1, corresponden a vibraciones que implican enlaces CH y CS, respectivamente. Otras bandas con menor intensidad Raman como 563 cm -1, 1450 cm -1, 1653 cm -1 y 2426 cm -1, se puede atribuir a una superposición de modos de vibración 18,32,33,34. Espectros Raman de control para el GPB ligando libre en solución tampón con tres concentraciones diferentes, 0,3, 0,9 y 1,3 mm, se muestran en la Figura 5B. En t<html> él figura, la banda ancha alrededor de 3.400 cm-1 corresponde al disolvente 35, mientras que la banda en 2935 cm -1 representa las vibraciones que implican enlaces CH de la proteína 32,33. Figura 5C muestra la alta longitud de onda del espectro Raman para D-glucosa en solución tampón para diferentes concentraciones: 1, 6, 100, 200 y 400 mM. Cuando se aumenta la concentración de glucosa, bandas de enlaces CH vibración surgen a 2890 cm -1 y 2960 cm -1. Control de espectros Raman de dopamina en forma de cristal obtenido con ambas 532 nm y 780 nm longitudes de onda de excitación se muestra en la Figura 5D. Gran parte del espectro Raman viene del anillo de benceno de flexión y tramos CH de enlace de la molécula 19,36. Algunas de las bandas en torno a 3000 cm-1 sólo se observan en el 532 nm pero no 780 nm de excitación de longitud de onda. pload / 52712 / 52712fig5.jpg &quot;/&gt; Figura 5. Control espectro Raman de la proteína A en agua DI obtenerse a 532 nm de longitud de onda de excitación 18 (A); Espectros Raman de proteína de unión a glucosa-ligando libre en solución tampón obtenerse a 532 nm de longitud de onda de excitación (B); Espectros Raman de D-glucosa en la solución tampón obtenerse a 532 nm de longitud de onda de excitación (C); y los espectros de polvo de dopamina obtuvo a 532 nm y 780 nm longitudes de onda de excitación 19 (d). Todos los espectros son espectros de Raman regular de soluciones (a, b, c) y polvo de (d) en portaobjetos de vidrio sin sustratos nanoestructurados. En (D), la asignación de Raman regímenes de turnos a diferentes vibraciones moleculares se realizó utilizando general Atómica y Molecular Electronic System Estructura (GAMESS) 30 y el software MacMolPlt 31 como se detalla en otro lugar 19. Panel Reproducido (a) con permiso de 18 Americuna Sociedad de vacío. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52712/52712fig5large.jpg" target="_blank">Por favor, haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> A fin de obtener espectros SERS para biomoléculas inmovilizada en la superficie, los sustratos que comprenden nanoestructuras metálicas sobre soportes de sílice fundida se fabrican como se describe en los pasos 1-3. La calidad de sustratos fabricados se controla mediante microscopía electrónica de barrido (SEM). Los procedimientos estándar SEM se describen en otro 16,17,18, 19 y no se incluyen en el presente protocolo. La figura 6 muestra imágenes SEM representativas de Au y Ag nano-puntos y nano-hexágono como estructuras (paneles ad), así como la no -structured Au y Ag almohadillas (paneles E y F, respectivamente). Los próximos pasos implican la inmovilización de material biológico sobre los sustratos nanoestructurados que emplean tres diseños enumerados en la Tabla 1, y la adquisición de sus espectros SERS. En o<html> rder para mantener un entorno acuoso durante la exploración Raman, cada muestra se coloca en su solución correspondiente (véase la Tabla 1), tapado con una cubierta de vidrio delgado, y sellado como se ilustra en la Figura 7. <img alt="Figura 6" src="/files/ftp_upload/52712/52712fig6.jpg" /> Figura 6. microscopio electrónico de barrido (SEM) imágenes de nanoestructuras 10 nm de espesor Au y Ag de superficie utilizados como sustratos SERS: (A, B) matrices de nanopuntos; (C, D) matrices de nano-hexágonos; (E, F) almohadillas no estructurados. Sustratos con Au estructuras (izquierda) emplean soportes FS, mientras que los sustratos con estructuras Ag (derecha) utilizan una capa de Ni nm de espesor 10 en el FS. Las imágenes se obtuvieron como se describe en otro lugar 16,17,18.pg &quot;target =&quot; _ blank &quot;&gt; Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura. <img alt="Figura 7" src="/files/ftp_upload/52712/52712fig7.jpg" /> Figura 7. Esquema de la cámara a prueba de agua para Raman de imágenes de muestras bio-funcionalizado en solución. En Diseño 1, proteína recombinante A se inmoviliza sobre los sustratos funcionalizados por una capa monomolecular auto-ensamblada de 11-mercaptodecanoic ácido (MUA) en agua DI 18. Los sustratos en este diseño comprenden tres conjuntos de puntos de Au con un paso de 50 nm y diferentes distancias inter-punto en sílice fundida (véase Figuras 6A y 8). El proceso de la inmovilización de proteínas se inicia con la formación de una SAM sobre los sustratos. Para obtener la unión entre el SAM y la proteína covalente, los grupos ácido carboxílico de SAMs se transforman en amina reactiva-éster de NHS mediante tratamiento con una mezcla de N </em&gt;-etil-N &#39;- (3- (dimetilamino) propil) carbodiimida (EDC) N hidroxisuccinimida (NHS) en agua DI y solución. Inmovilización de la proteína A se produce por el desplazamiento del grupo NHS por residuos de lisina de la proteína 37. Un ejemplo de muestras de imagen para el diseño 1 con proteína A inmovilizada sobre Au nanoestructuras se muestra en la Figura 9. Figura 9A presenta una imagen de microscopía óptica de las muestras, que comprenden tres conjuntos de bio-funcionalizado Au nanopuntos con diferentes espacios entre puntos (véase también las figuras 3Aa y 8), y la Figura 9B muestra la asignación espectral Raman sobre estas matrices. Se puede observar que las mayores intensidades Raman se encuentran para Array I en la que los espacios entre puntos son los más estrechos, mientras que las intensidades más bajas se obtienen para Array III con mayores diferencias inter-punto. Esto puede explicarse por un efecto de acoplamiento de plasmón más fuerte producido por el aumento de fie eléctricalds en los estrechos espacios entre los puntos 18. Figura 9C muestra los espectros SERS más fuerte obtenida para matrices I y II. Los espectros muestran varias bandas (1630 cm -1, 1964 cm -1, 2280 cm -1, 2577 cm -1 y 2916 cm -1) en la proximidad de los modos Raman de proteína libre en una solución visto en la figura 5A. Atribuible a vibraciones de diversos enlaces que se encuentran en las proteínas, estas bandas o bien aparecen en lugares similares en ambos proteína inmovilizada y en solución, o se desplazan ligeramente hacia números de onda un poco más altos cuando se inmoviliza. Por el contrario, los espectros SERS de sustratos nanoestructurados similares funcionalizado por MUA SAM sin ​​la proteína muestran un patrón completamente diferente 18, lo que confirma que la Figura 9 representa la cartografía SERS de inmovilizado superficie de la proteína A. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52712/52712fig7large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una</a><html> versión más grande de esta cifra. <img alt="Figura 8" src="/files/ftp_upload/52712/52712fig8.jpg" /> Figura 8. Imágenes SEM de tres matrices de Au nanopuntos sobre sustrato FS utilizados en el diseño 1 18. Las matrices tienen el mismo paso 50 nm y ligeramente diferentes radios de punto que resulta en diferentes anchuras de espacios entre puntos. Esto se logra mediante la aplicación de diferentes dosis de exposición EBL para producir máscaras de PMMA para las tres matrices (véase la Tabla 1). Dosis de exposición más altos producen agujeros más anchos en las máscaras de PMMA, lo que permite mayores tamaños de punto Au después de la metalización y el despegue. Reproducido con permiso del 18 Sociedad Americana de vacío. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52712/52712fig8large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> les / ftp_upload / 52712 / 52712fig9.jpg &quot;/&gt; Figura 9. SERS de formación de imágenes de sustrato-proteína A inmovilizada en Diseño 1 18. (A) imagen de microscopio óptico de la muestra, que comprende tres conjuntos de Au nanopuntos con paso 50 nm y diferentes espacios entre puntos sobre un sustrato de sílice fundida (véase también la Figura 6), bio-funcionalizado como se muestra en la Figura 3A. (B) de mapeo Raman de la muestra. (C) SERS espectros de matriz de puntos I y II. En el panel (B), el eje vertical representa la distancia a través del sustrato, el eje horizontal representa el desplazamiento Raman, y la barra de leyenda indica las intensidades Raman. Vertical líneas discontinuas en los paneles (B) y (C) representan bandas Raman de referencia de proteína libre en una solución y (*) en el panel (C) indica bandas SERS de matriz I. El espectros Raman se obtuvieron 532 nm de excitaciónlongitud de onda. Reproducido con permiso del 18 Sociedad Americana de vacío. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52712/52712fig9large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> En Diseño 2, la proteína recombinante de unión a glucosa (GBP) 21 complejado con D-glucosa (ligando) se inmoviliza sobre los sustratos apropiados en solución tampón de fosfato de potasio. Las muestras con inmovilizada GBP-ligando libre también se preparan para la comparación. En este diseño, la proteína de unión de glucosa se ​​une a la superficie por medio de una etiqueta de histidina, que se une así a Ni, pero no a los metales nobles 6. Desde los sustratos comprenden matrices de Ag nano-puntos, nano-hexágonos y almohadillas Ag no estructurados en FS con recubrimiento de Ni (Figuras 6B, 6D y 6F, respectivamente), uno puede esperar que la mayoría de las moléculas de proteínas inmovilizadas que se ubicará en las brechas entre Ag nanoestructuras donde recubrimiento de Ni es available. El espectros Raman obtenido para inmovilizada libre de glucosa y glucosa unida a GBP se muestra en las Figuras 10A y 10B, respectivamente. Todos estos exhiben espectros de una amplia banda a aproximadamente 3.300 cm -1, que corresponde a la solución tampón 35. Los espectros obtenidos con una almohadilla Ag no estructurada contiene sólo que esta banda única y no muestran ningún modos de vibración de proteína, lo que confirma que la proteína inmovilizada no se encuentra en la superficie de Ag como se esperaba. Por el contrario, los espectros obtenidos con matrices de Ag nano-puntos y bandas de exhibición nano-hexágonos alrededor de 1550 cm -1 y 2900 cm -1, que representan el 32,33 analito. En particular, la banda ancha alrededor de 1550 cm -1, conocida como la banda de amida II, es atribuible al péptido bonos vibraciones en proteínas 33,34. En el caso considerado, esta banda representa una superposición de los modos de vibración de GBP inmovilizadas en la superficie de Ni entre función Ags, y es indicativo de la mejora de SERS de estos modos en la zona de nanoestructuras de metales nobles cuando se usan los sustratos que contienen nano-puntos o nano-hexágonos. Esta banda es muy débil para la proteína en solución en ausencia de mejora SERS (Figura 5B) y ausente en los cojines de Ag sin la superficie de Ni disponible para la proteína de unión, pero es bien pronunciado para sustratos nanoestructurados con alguna superficie Ni accesibles para la proteína para unirse. Sin embargo, aún más importante para el presente estudio son las otras bandas, más estrechos alrededor de aproximadamente 2900 cm -1 que se pueden atribuir al enlace CH wibrations 32,33. El espectro de libre de glucosa GBP muestra una banda pronunciada a 2933 cm -1 con el sustrato nano-puntos, y una banda débil pero discernible en una longitud de onda similar con el sustrato nano-hexágonos (Figura 10A). A diferencia del caso de la proteína libre de glucosa, los espectros SERS de la glucosa unida a GBP muestra en la Figu<html> re 10B exhibición dos bandas correspondientes a CH regímenes bonos vibraciones, a 2.850 cm -1 y 2910 cm -1. Las bandas están bien pronunciadas en el espectro de GBP glucosa unida en sustrato nano-hexágonos, y también se pueden ver en el espectro de GBP sobre el sustrato nano-puntos. La banda a 2850 cm -1 es razonablemente cerca de los 2890 cm -1 uno en el espectro Raman de control de D-glucosa en solución, y por lo tanto se puede atribuir a la glucosa unido a la proteína, mientras que la otra banda (en 2910 cm -1) es atribuible a las vibraciones CH bonos tanto de la proteína y glucosa. Se puede concluir que la diferencia de firmas SERS de destino a la glucosa libre de glucosa y el sustrato inmovilizado GBP es observable en esta región, y las vibraciones CH bonos de glucosa unida a proteínas son detectables empleando el diseño descrito. 10.jpg &quot;/&gt; Figura 10. espectros SERS de ligando libre (A) y (B) la proteína de unión de glucosa unido al ligando inmovilizado sobre tres sustratos diferentes en Diseño 2. Los espectros se obtuvieron con 780 nm de excitación de longitud de onda. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52712/52712fig10large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta cifra.</a> En Diseño 3, el aptámero de unión a la dopamina personalizado (DBA) con terminación tiol 23 se inmoviliza en el sustrato en solución tampón tris (hidroximetil) aminometano (TRIS) ácido etilendiaminotetraacético (EDTA), y la dopamina se une entonces a la aptámero inmovilizado 19. Los sustratos para este diseño contienen matrices de Au nano-hexágonos en FS (Figura 6C). No estructurados Au almohadillas (Figura 6E) también se utilizan para fines de control. Dado que el ADN es intrínsecamente fluorescente 38, 780 nm de excitación waveleng<html> ésimo se utiliza en Design 3 para reducir este factor. En este diseño, el elemento de reconocimiento (aptámero) no está activo Raman en la región de los cambios de Raman considerados en la Figura 11, mientras que la dopamina muestra una actividad Raman significativa en esta región. Dado que la señal de las muestras expuestas a sólo dopamina sin aptámero inmovilizado no muestra bandas de dopamina resultantes 19, se espera que las bandas de SERS observados para originar de dopamina aptámero de ruedas. Figura 11 compara los espectros SERS de aptámero inmovilizado en nanoestructuras de oro antes y después de la adición de dopamina. Como era de esperar, inmovilizado aptámero-dopamina libre no presenta bandas Raman. En contraste, un número de bandas Raman pronunciadas se observan para aptámero inmovilizado dopamina de ruedas. Las posiciones de la mayoría de las bandas de la Figura 11 son cercanos a los de la dopamina cristalina, aunque con diferencias en las amplitudes. igura 11 &quot;src =&quot; / files / ftp_upload / 52712 / 52712fig11.jpg &quot;/&gt; Figura 11. espectros SERS de ligando libre (línea morada) y ligando determinada (línea azul) aptámero inmovilizado sobre sustratos de Au nano-hexágono en Diseño vinculante dopamina-3 19. La línea roja muestra un espectro SERS control del polvo de la dopamina. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52712/52712fig11large.jpg" target="_blank">Por favor, haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>

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Surface Enhanced Raman Spectroscopy Detection of Biomolecules Using EBL Fabricated Nanostructured Substrates

We describe the fabrication and characterization of nano-biological systems interfacing nanostructured substrates with immobilized proteins and aptamers. The relevant experimental steps involving lithographic fabrication of nanostructured substrates, bio-functionalization, and surface-enhanced Raman spectroscopy (SERS) characterization, are reported. SERS detection of surface-immobilized proteins, and probing of protein-ligand and aptamer-ligand binding is demonstrated.

Surface Enhanced Raman Spectroscopy detección de biomoléculas mediante EBL Fabricados Nanoestructurados Sustratos

Fabrication and characterization of conjugate nano-biological systems interfacing metallic nanostructures on solid supports with immobilized biomolecules ...

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Research

JoVE Journal

Engineering

20.1K vistas.  University of Alberta. We describe the fabrication and characterization of nano-biological systems interfacing nanostructured substrates with immobilized proteins and aptamers. The relevant experimental steps involving lithographic fabrication of nanostructured substrates, bio-functionalization, and surface-enhanced Raman spectroscopy (SERS) characterization, are reported. SERS detection of surface-immobilized proteins, and probing of protein-ligand and aptamer-ligand binding is demonstrated. 

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Preparation and Reactivity of Gasless Nanostructured Energetic Materials

High-Energy Ball Milling (HEBM) is a ball milling process where a powder mixture placed in the ball mill is subjected to high-energy collisions from the balls. Among other applications, it is a versatile technique that allows for effective preparation of gasless reactive nanostructured materials with high energy density per volume (Ni+Al, Ta+C, Ti+C). The structural transformations of reactive media, which take place during HEBM, define the reaction mechanism in the produced energetic&#160;composites. Varying the processing conditions permits fine tuning of the milling-induced microstructures of the fabricated composite particles. In turn, the reactivity, i.e., self-ignition temperature, ignition delay time, as well as reaction kinetics, of high energy density materials depends on its microstructure. Analysis of the milling-induced microstructures suggests that the formation of fresh oxygen-free intimate high surface area contacts between the reagents is responsible for the enhancement of their reactivity. This manifests itself in a reduction of ignition temperature and delay time, an increased rate of chemical reaction, and an overall decrease of the effective activation energy of the reaction. The protocol provides a detailed description for the preparation of reactive nanocomposites with tailored microstructure using short-term HEBM method. It also describes a high-speed thermal imaging technique to determine the ignition/combustion characteristics of the energetic materials. The protocol can be adapted to preparation and characterization of a variety of nanostructured energetic composites.

This protocol describes the preparation of gasless nanostructured energetic materials (Ni+Al, Ta+C, Ti+C) using the short-term high-energy ball milling (HEBM) technique. It also describes a high-speed thermal imaging method to study the reactivity of mechanically fabricated nanocomposites. These protocols can be extended to other reactive nanostructured energetic materials.

Preparación y reactividad de sin gas Nanoestructurados materiales energéticos

High-Energy Ball Milling (HEBM) is a ball milling process where a powder mixture placed in the ball mill is subjected to high-energy collisions from the ...

Investigación

Ingeniería

Characterization of Nanocrystal Size Distribution using Raman Spectroscopy with a Multi-particle Phonon Confinement Model

Analysis of the size distribution of nanocrystals is a critical requirement for the processing and optimization of their size-dependent properties. The common techniques used for the size analysis are transmission electron microscopy (TEM), X-ray diffraction (XRD) and photoluminescence spectroscopy (PL). These techniques, however, are not suitable for analyzing the nanocrystal size distribution in a fast, non-destructive and a reliable manner at the same time. Our aim in this work is to demonstrate that size distribution of semiconductor nanocrystals that are subject to size-dependent phonon confinement effects, can be quantitatively estimated in a non-destructive, fast and reliable manner using Raman spectroscopy. Moreover, mixed size distributions can be separately probed, and their respective volumetric ratios can be estimated using this technique. In order to analyze the size distribution, we have formulized an analytical expression of one-particle PCM and projected it onto a generic distribution function that will represent the size distribution of analyzed nanocrystal. As a model experiment, we have analyzed the size distribution of free-standing silicon nanocrystals (Si-NCs) with multi-modal size distributions. The estimated size distributions are in excellent agreement with TEM and PL results, revealing the reliability of our model.

We demonstrate how to determine the size distribution of semiconductor nanocrystals in a quantitative manner using Raman spectroscopy employing an analytically defined multi-particle phonon confinement model. Results obtained are in excellent agreement with the other size analysis techniques like transmission electron microscopy and photoluminescence spectroscopy.

Caracterización de Nanocristal distribución por tamaño utilizando espectroscopia Raman con un multi-partícula Phonon Confinamiento Modelo

Analysis of the size distribution of nanocrystals is a critical requirement for the processing and optimization of their size-dependent properties. The ...

Resonance Raman Spectroscopy of Extreme Nanowires and Other 1D Systems

This paper briefly describes how nanowires with diameters corresponding to 1 to 5 atoms can be produced by melting a range of inorganic solids in the presence of carbon nanotubes. These nanowires are extreme in the sense that they are the limit of miniaturization of nanowires and their behavior is not always a simple extrapolation of the behavior of larger nanowires as their diameter decreases. The paper then describes the methods required to obtain Raman spectra from extreme nanowires and the fact that due to the van Hove singularities that 1D systems exhibit in their optical density of states, that determining the correct choice of photon excitation energy is critical. It describes the techniques required to determine the photon energy dependence of the resonances observed in Raman spectroscopy of 1D systems and in particular how to obtain measurements of Raman cross-sections with better than 8% noise and measure the variation in the resonance as a function of sample temperature. The paper describes the importance of ensuring that the Raman scattering is linearly proportional to the intensity of the laser excitation intensity. It also describes how to use the polarization dependence of the Raman scattering to separate Raman scattering of the encapsulated 1D systems from those of other extraneous components in any sample.

The paper describes a method for producing extreme nanowires by melt infiltration into carbon nanotubes and how 1D systems may be characterized and investigated using Resonance Raman Spectroscopy to determine vibrational and optical excitation energies.

Resonancia Raman Spectroscopy de nanocables de riesgo y otros sistemas 1D

This paper briefly describes how nanowires with diameters corresponding to 1 to 5 atoms can be produced by melting a range of inorganic solids in the ...

The Measurement of Unsteady Surface Pressure Using a Remote Microphone Probe

Microphones are widely applied to measure pressure fluctuations at the walls of solid bodies immersed in turbulent flows. Turbulent motions with various characteristic length scales can result in pressure fluctuations over a wide frequency range. This property of turbulence requires sensing devices to have sufficient sensitivity over a wide range of frequencies. Furthermore, the small characteristic length scales of turbulent structures require small sensing areas and the ability to place the sensors in very close proximity to each other. The complex geometries of the solid bodies, often including large surface curvatures or discontinuities, require the probe to have the ability to be set up in very limited spaces. The development of a remote microphone probe, which is inexpensive, consistent, and repeatable, is described in the present communication. It allows for the measurement of pressure fluctuations with high spatial resolution and dynamic response over a wide range of frequencies. The probe is small enough to be placed within the interior of typical wind tunnel models. The remote microphone probe includes a small, rigid, and hollow tube that penetrates the model surface to form the sensing area. This tube is connected to a standard microphone, at some distance away from the surface, using a "T" junction. An experimental method is introduced to determine the dynamic response of the remote microphone probe. In addition, an analytical method for determining the dynamic response is described. The analytical method can be applied in the design stage to determine the dimensions and properties of the RMP components.

Here, we present a protocol to measure, with high spatial resolution, the unsteady surface pressure in turbulent flows. This method demonstrates the construction of a remote microphone probe (RMP) and the determination of its frequency-dependent, complex transfer function. An analytical determination of the dynamic response is presented and validated.

La medición de la presión en superficie inestable con una pinza de micrófono remoto

Microphones are widely applied to measure pressure fluctuations at the walls of solid bodies immersed in turbulent flows. Turbulent motions with various ...

Emission Spectroscopic Boundary Layer Investigation during Ablative Material Testing in Plasmatron

Ablative Thermal Protection Systems (TPS) allowed the first humans to safely return to Earth from the moon and are still considered as the only solution for future high-speed reentry missions. But despite the advancements made since Apollo, heat flux prediction remains an imperfect science and engineers resort to safety factors to determine the TPS thickness. This goes at the expense of embarked payload, hampering, for example, sample return missions. 
Ground testing in plasma wind-tunnels is currently the only affordable possibility for both material qualification and validation of material response codes. The subsonic 1.2MW Inductively Coupled Plasmatron facility at the von Karman Institute for Fluid Dynamics is able to reproduce a wide range of reentry environments. This protocol describes a procedure for the study of the gas/surface interaction on ablative materials in high enthalpy flows and presents sample results of a non-pyrolyzing, ablating carbon fiber precursor. With this publication, the authors envisage the definition of a standard procedure, facilitating comparison with other laboratories and contributing to ongoing efforts to improve heat shield reliability and reduce design uncertainties.
The described core techniques are non-intrusive methods to track the material recession with a high-speed camera along with the chemistry in the reactive boundary layer, probed by emission spectroscopy. Although optical emission spectroscopy is limited to line-of-sight measurements and is further constrained to electronically excited atoms and molecules, its simplicity and broad applicability still make it the technique of choice for analysis of the reactive boundary layer. Recession of the ablating sample further requires that the distance of the measurement location with respect to the surface is known at all times during the experiment. Calibration of the optical system of the applied three spectrometers allowed quantitative comparison. At the fiber scale, results from a post-test microscopy analysis are presented.

Development of new ablative materials and their numerical modeling requires extensive experimental investigation. This protocol describes procedures for material response characterization in plasma flows with the core techniques being non-intrusive methods to track the material recession along with the chemistry in the reactive boundary layer by emission spectroscopy.

Investigación capa de emisión espectroscópica de límites durante el ablativo de Ensayo de Materiales en Plasmatron

Ablative Thermal Protection Systems (TPS) allowed the first humans to safely return to Earth from the moon and are still considered as the only solution ...

Use of Sacrificial Nanoparticles to Remove the Effects of Shot-noise in Contact Holes Fabricated by E-beam Lithography

Nano-patterns fabricated with extreme ultraviolet (EUV) or electron-beam (E-beam) lithography exhibit unexpected variations in size. This variation has been attributed to statistical fluctuations in the number of photons/electrons arriving at a given nano-region arising from shot-noise (SN). The SN varies inversely to the square root of a number of photons/electrons. For a fixed dosage, the SN is larger in EUV and E-beam lithographies than for traditional (193 nm) optical lithography. Bottom-up and top-down patterning approaches are combined to minimize the effects of shot noise in nano-hole patterning. Specifically, an amino-silane surfactant self-assembles on a silicon wafer that is subsequently spin-coated with a 100 nm film of a PMMA-based E-beam photoresist. Exposure to the E-beam and the subsequent development uncover the underlying surfactant film at the bottoms of the holes. Dipping the wafer in a suspension of negatively charged, citrate-capped, 20 nm gold nanoparticles (GNP) deposits one particle per hole. The exposed positively charged surfactant film in the hole electrostatically funnels the negatively charged nanoparticle to the center of an exposed hole, which permanently fixes the positional registry. Next, by heating near the glass transition temperature of the photoresist polymer, the photoresist film reflows and engulfs the nanoparticles. This process erases the holes affected by SN but leaves the deposited GNPs locked in place by strong electrostatic binding. Treatment with oxygen plasma exposes the GNPs by etching a thin layer of the photoresist. Wet-etching the exposed GNPs with a solution of I2/KI yields uniform holes located at the center of indentations patterned by E-beam lithography. The experiments presented show that the approach reduces the variation in the size of the holes caused by SN from 35% to below 10%. The method extends the patterning limits of transistor contact holes to below 20 nm.

Uniformly sized nanoparticles can remove fluctuations in contact hole dimensions patterned in poly(methyl methacrylate) (PMMA) photoresist films by electron beam (E-beam) lithography. The process involves electrostatic funneling to center and deposit nanoparticles in contact holes, followed by photoresist reflow and plasma- and wet-etching steps.

El uso de nanopartículas de sacrificio para eliminar los efectos del ruido de disparo en orificios de contacto fabricadas por haz de electrones de litografía

Nano-patterns fabricated with extreme ultraviolet (EUV) or electron-beam (E-beam) lithography exhibit unexpected variations in size. This variation has ...

Nanostructured Ag-zeolite Composites as Luminescence-based Humidity Sensors

Small silver clusters confined inside zeolite matrices have recently emerged as a novel type of highly luminescent materials. Their emission has high external quantum efficiencies (EQE) and spans the whole visible spectrum. It has been recently reported that the UV excited luminescence of partially Li-exchanged sodium Linde type A zeolites [LTA(Na)] containing luminescent silver clusters can be controlled by adjusting the water content of the zeolite. These samples showed a dynamic change in their emission color from blue to green and yellow upon an increase of the hydration level of the zeolite, showing the great potential that these materials can have as luminescence-based humidity sensors at the macro and micro scale. Here, we describe the detailed procedure to fabricate a humidity sensor prototype using silver-exchanged zeolite composites. The sensor is produced by suspending the luminescent Ag-zeolites in an aqueous solution of polyethylenimine (PEI) to subsequently deposit a film of the material onto a quartz plate. The coated plate is subjected to several hydration/dehydration cycles to show the functionality of the sensing film.

A protocol for the synthesis of moisture-responsive luminescent Ag-zeolite composites is described in this report.

Compuestos nanoestructurados Ag-zeolita como sensores de humedad basados ​​en luminiscencia

Small silver clusters confined inside zeolite matrices have recently emerged as a novel type of highly luminescent materials. Their emission has high ...

High Temperature Fabrication of Nanostructured Yttria-Stabilized-Zirconia (YSZ) Scaffolds by In Situ Carbon Templating Xerogels

We demonstrate a method for the high temperature fabrication of porous, nanostructured yttria-stabilized-zirconia (YSZ, 8 mol% yttria - 92 mol% zirconia) scaffolds with tunable specific surface areas up to 80 m2&#183;g-1. An aqueous solution of a zirconium salt, yttrium salt, and glucose is mixed with propylene oxide (PO) to form a gel. The gel is dried under ambient conditions to form a xerogel. The xerogel is pressed into pellets and then sintered in an argon atmosphere. During sintering, a YSZ ceramic phase forms and the organic components decompose, leaving behind amorphous carbon. The carbon formed in situ serves as a hard template, preserving a high surface area YSZ nanomorphology at sintering temperature. The carbon is subsequently removed by oxidation in air at low temperature, resulting in a porous, nanostructured YSZ scaffold. The concentration of the carbon template and the final scaffold surface area can be systematically tuned by varying the glucose concentration in the gel synthesis. The carbon template concentration was quantified using thermogravimetric analysis (TGA), the surface area and pore size distribution was determined by physical adsorption measurements, and the morphology was characterized using scanning electron microscopy (SEM). Phase purity and crystallite size was determined using X-ray diffraction (XRD). This fabrication approach provides a novel, flexible platform for realizing unprecedented scaffold surface areas and nanomorphologies for ceramic-based electrochemical energy conversion applications, e.g. solid oxide fuel cell (SOFC) electrodes.

High Temperature Fabrication of Nanostructured Yttria-Stabilized-Zirconia YSZ Scaffolds by In Situ Carbon Templating Xerogels

A protocol for fabricating porous, nanostructured yttria-stabilized-zirconia (YSZ) scaffolds at temperatures between 1,000 &#176;C and 1,400 &#176;C is presented.

Alta Fabrication Temperatura de-estabilizada con itria-óxido de circonio andamios nanoestructurados (YSZ) por<em&gt; In Situ</em&gt; carbono Templating xerogeles

We demonstrate a method for the high temperature fabrication of porous, nanostructured yttria-stabilized-zirconia (YSZ, 8 mol% yttria - 92 mol% zirconia) ...

Preparation of Janus Particles and Alternating Current Electrokinetic Measurements with a Rapidly Fabricated Indium Tin Oxide Electrode Array

This article provides a simple method to prepare partially or fully coated metallic particles and to perform the rapid fabrication of electrode arrays, which can facilitate electrical experiments in microfluidic devices. Janus particles are asymmetric particles that contain two different surface properties on their two sides. To prepare Janus particles, a monolayer of silica particles is prepared by a drying process. Gold (Au) is deposited on one side of each particle using a sputtering device. The fully coated metallic particles are completed after the second coating process. To analyze the electrical surface properties of Janus particles, alternating current (AC) electrokinetic measurements, such as dielectrophoresis (DEP) and electrorotation (EROT)- which require specifically designed electrode arrays in the experimental device- are performed. However, traditional methods to fabricate electrode arrays, such as the photolithographic technique, require a series of complicated procedures. Here, we introduce a flexible method to fabricate a designed electrode array. An indium tin oxide (ITO) glass is patterned by a fiber laser marking machine (1,064 nm, 20 W, 90 to 120 ns pulse-width, and 20 to 80 kHz pulse repetition frequency) to create a four-phase electrode array. To generate the four-phase electric field, the electrodes are connected to a 2-channel function generator and to two invertors. The phase shift between the adjacent electrodes is set at either 90&#176; (for EROT) or 180&#176; (for DEP). Representative results of AC electrokinetic measurements with a four-phase ITO electrode array are presented.

In this article, a simple method to prepare partially or fully coated metallic particles and to perform AC electrokinetic property measurements with a rapidly fabricated indium tin oxide (ITO) electrode array is demonstrated.

Preparación de partículas de Janus y mediciones electrocinéticas de corriente alterna con una matriz de electrodos de óxido de estaño de índices fabricados rápidamente

This article provides a simple method to prepare partially or fully coated metallic particles and to perform the rapid fabrication of electrode arrays, ...

Experimental Methods for Trapping Ions Using Microfabricated Surface Ion Traps

Ions trapped in a quadrupole Paul trap have been considered one of the strong physical candidates to implement quantum information processing. This is due to their long coherence time and their capability to manipulate and detect individual quantum bits (qubits). In more recent years, microfabricated surface ion traps have received more attention for large-scale integrated qubit platforms. This paper presents a microfabrication methodology for ion traps using micro-electro-mechanical system (MEMS) technology, including the fabrication method for a 14 &#181;m-thick dielectric layer and metal overhang structures atop the dielectric layer. In addition, an experimental procedure for trapping ytterbium (Yb) ions of isotope 174 (174Yb+) using 369.5 nm, 399 nm, and 935 nm diode lasers is described. These methodologies and procedures involve many scientific and engineering disciplines, and this paper first presents the detailed experimental procedures. The methods discussed in this paper can easily be extended to the trapping of Yb ions of isotope 171 (171Yb+) and to the manipulation of qubits.

This paper presents a microfabrication methodology for surface ion traps, as well as a detailed experimental procedure for trapping ytterbium ions in a room-temperature environment.

Métodos experimentales para atrapar iones usando recientemente trampas de iones de la superficie

Ions trapped in a quadrupole Paul trap have been considered one of the strong physical candidates to implement quantum information processing. This is due ...