Este trabajo fue apoyado por la financiación de inicio de la Escuela de Ingeniería de la Universidad Commonwealth de Virginia y de algunos de los dispositivos electrónicos se prepararon en las instalaciones de microfabricación en el Virginia Microelectrónica Centro Wright. Reconocemos los investigadores que hicieron contribuciones para el dispositivo y los datos clínicos (Figuras 3 y 5 de este documento), adquirido de la nota publicada el 10. W.-HY gracias Yoshiaki Hattori para el software de grabación de datos a medida.

Los experimentos para la fabricación de dispositivos, la laminación de la piel, y la caracterización muestran en las Figuras 1, 2, y 4 participan dos voluntarios, todos realizados en el Laboratorio de Nanoingeniería interconectado-Bio en la Virginia Commonwealth University (VCU), Richmond, VA, EE.UU.. Este estudio fue aprobado por la Junta de Revisión Institucional VCU (número de protocolo: HM20001454) y siguió las directrices de investigación de la investigación humana del VCU. Los datos del dispositivo y clínicos que se muestran en las figuras 3 y 5 fueron adquiridas desde el artículo publicado el 10, donde se llevaron a cabo los experimentos en pacientes bajo el protocolo (número: STU69718) aprobado por la Junta de Revisión Institucional, Northwestern University, Chicago, IL, EE.UU.. 1. Dispositivo Fabrication NOTA: La Figura 2 presenta ilustraciones esquemáticas para el proceso general de fabricación. <ol><li> Preparar un sustrato portador<ol><li> Cortar un desnudo 3 en el silicio (Si) de la oblea en el tamaño deseado de la electrónica mediante el uso de una cuchilla de diamante. NOTA: Alrededor de la mitad oblea de Si da un tamaño ideal para el dispositivo de la herida. </li><li> Desengrasar oblea de Si con acetona y alcohol isopropílico (IPA). Enjuague la oblea con desionizada (DI) y luego seca con nitrógeno y se deshidratan en una placa caliente a 110 ° C durante 3 min. </li><li> Preparar 11 g de polidimetilsiloxano (PDMS) con mezcla 10: 1 relación de volumen de base y agente de curado y desgasificar la mezcla en una cámara de vacío durante una hora. NOTA: PDMS se utiliza para una recuperación de patrón seco y transferir la impresión después de la microfabricación, que es preferible a la química húmeda (acetona) Enfoque basado en el estudio anterior 7. </li><li> Girar la capa 5 g de solución de PDMS mixta sobre la oblea a 3.000 rpm durante 1 min y curar completamente en una placa caliente a 150 ° C durante 30 min. </li></ol></li><li> Materiales de depósito y la electrónica de patrones <ol><li> Tratar el PDMS-coblea oated con luz ultravioleta (UV) / ozono mediante el uso de una lámpara UV (8,9 mW / cm 2) durante 3 min para hacer la superficie hidrófila. NOTA: La superficie hidrófila ofrece revestimiento uniforme de capas adicionales sobre el PDMS. </li><li> Spincoat poliimida (PI; 2 ml) sobre las PDMS oblea recubiertas, mediante pipeteo, a 4.000 rpm durante 1 min para formar una capa de 1,2-micras de espesor, pre-hornear en una placa caliente a 150 ° C durante 5 min, y post- hornear a 250 ° C durante 2 hr. </li><li> Depósito de cromo (Cr) para formar una capa de 20 nm de espesor y, a continuación depósito de cobre (Cu) para formar una capa de 3 micras de espesor mediante el uso de haz de electrones (e-beam) de evaporación (presión de base: ~ 1 × 10 -7 Torr , presión de deposición: ~ 1 × 10 -6 Torr, velocidad de depósito: 1 a 5 Å / s). Supervisar el espesor de la película por la interfaz de controlador de deposición incrustado en el evaporador. NOTA: La capa gruesa de Cu proporciona suficientes niveles de conductividad eléctrica de las resistencias a microescala del dispositivo y la capa delgada Crse utiliza para promover la adhesión entre PI y Cu. </li><li> Spincoat un fotoprotector (2 ml) con tres pasos a 900 rpm durante 10 sec, 1.100 rpm durante 60 sec, y 4000 rpm durante 20 seg y luego curar en una placa caliente a 75 ° C durante 30 min. NOTA: Los pasos secuenciales descritos anteriormente se utilizaron para depositar una gruesa (&gt; 10 micras) fotoprotector. </li><li> Alinear Cu patrones electrónicos (sensores; diseño fractal &#39;Peano&#39; con 35 micras de anchura y las interconexiones; diseño de malla serpentina abierto con 50 micras de anchura) en el centro de la oblea de Si mediante el uso de un alineador de UV (potencia: 10 mW / seg) con el tiempo de exposición de 25 s. NOTA: Las estructuras fractales se utilizan para proporcionar capacidad de estiramiento mecánico superior, en comparación con características meramente serpenteantes 14. </li><li> Desarrollar la fotoprotección en un desarrollador de base diluida (1: 2 de desarrollador y DI agua) durante un minuto, enjuague con agua DI, y secar con nitrógeno. Inspeccione los patrones fractales (Cu e interconexiones) usando un microalcance para confirmar el tamaño de la característica y encontrar cualquier defecto de partículas. NOTA: Si hay algunos defectos no deseados, luego retire fotoprotector de un enjuague con agua acetona / IPA / DI. Después de secar con nitrógeno, repita los pasos de 1.2.4 a 1.2.6. </li><li> Etch la capa de Cu sobre la oblea de Si mediante la inmersión en una solución de ataque químico húmedo para ~ 6 min (10 ml; mezcla de persulfato de amonio y agua en proporción de 1: 4; velocidad de ataque de 8 nm / seg en 40 ° C), de enjuague con agua DI, y secar con nitrógeno. Inspeccione los patrones de uso de un microscopio para cualquier patrón sobre-grabadas. NOTA: Si los patrones están grabados sobre-, puede causar bordes afilados no deseados de las características, que podrían conducir a la fractura mecánica durante la manipulación del dispositivo y proceso de lavado. Los resultados de las pruebas anteriores mostraron que más de ~ 20% sobre el grabado de los patrones originales causó los problemas antes mencionados. </li><li> Grabe la capa de Cr con el grabado por iones reactivos (RIE; presión: 300 mTorr, potencia: 200 W, CF 4 de gas: 5 sccm, gas O2: 10 sccm) durante 5 min. Inspeccione los patrones. NOTA: Para el grabado de la capa de Cr, el proceso RIE es preferible mojar ataque químico que causa la reacción desfavorable con la capa de Cu. </li><li> Retire el fotoprotector permanecido en las capas de metal por inmersión de la oblea en acetona (10 ml), IPA (10 ml) y agua DI (20 ml), respectivamente. A continuación, secar con nitrógeno. </li><li> PI Spincoat (2 ml) en el metal depositado de la oblea, por pipeteo, a 4000 rpm durante 1 min para formar una capa de 1,2-micras de espesor, pre-hornear en una placa caliente a 150 ° C durante 5 min, y después de hornear a 250 ° C durante 2 hr. </li><li> Spincoat un fotoprotector (2 ml) con tres pasos a 900 rpm durante 10 sec, 1.100 rpm durante 60 sec, y 4000 rpm durante 20 seg y luego curar en una placa caliente a 75 ° C durante 30 min. </li><li> Alinear los patrones de PI para encapsular la electrónica de Cu (sensores, diseño fractal &#39;Peano&#39; con 35 micras de ancho y las interconexiones; diseño de malla serpentina abierto con 250micras de ancho) con los fractales Cu predefinidos e interconexiones mediante el uso de un alineador de UV (potencia: 10 mW / seg) con el tiempo de exposición de 25 seg. </li><li> Desarrollar el fotoprotector con un revelador diluido (1: 2 de desarrollador y agua DI) por un minuto, enjuague con agua DI, y secar con nitrógeno. Inspeccione los patrones de uso de un microscopio para confirmar el tamaño de la característica y encontrar cualquier defecto de partículas. NOTA: Si hay algunos defectos no deseados, luego retire fotoprotector de un enjuague con agua acetona / IPA / DI. Después de secar con nitrógeno, repita los pasos desde 01/02/10 hasta 01/02/13. </li><li> Grabe la capa PI con RIE (presión: 170 mTorr, potencia: 150 W, gas O2: 20 sccm) durante 25 min. Inspeccione los patrones. </li><li> Retire el fotoprotector permanecido sumergiendo la oblea en acetona (10 ml), IPA (10 ml) y agua DI (20 ml), respectivamente. A continuación, secar con nitrógeno. </li></ol></li><li> Preparar una membrana elastomérica <ol><li> Preparar una 10 g de encapsular mezcla de silicona (1:Relación de 1 volumen de base y agente de curado) y añadir una tinta negro 15 con relación uno a uno volumen, que es para facilitar las mediciones de control de variación de la temperatura en la piel utilizando una cámara de infrarrojos. NOTA: La silicona utilizada (caucho de encapsulación claro) ofrece características únicas de baja viscosidad, claridad óptica, y el aislamiento eléctrico / protección al dispositivo 16. </li><li> Spincoat 8 g de la mezcla en una placa de Petri a 150 rpm durante 1 min para formar una membrana elastomérica de grosor 500 micras y cura a temperatura ambiente durante O / N. Nota: El material tiene que ser colocado sobre una superficie plana para el espesor uniforme. </li><li> Cortar la membrana en el tamaño deseado de 70 mm x 30 mm utilizando una hoja de afeitar afilada y suavemente separarla de la placa de Petri. </li></ol></li><li> Recuperar y transferir la electrónica <ol><li> Cortar una cinta soluble en agua (25 mm x 80 mm) y laminar con cuidado sobre los patrones electrónicos fabricados y colocarlos en una placa caliente a 130 ° Cdurante 3 min. NOTA: la elevación de temperatura se expande la capa de PDMS en la oblea de Si para ayudar a la disociación de los patrones electrónicos de la superficie. </li><li> Separe la cinta rápidamente del PDMS / oblea de Si para recuperar los patrones electrónicos. </li><li> Depositar un 20 nm de espesor Cr (para la adhesión), seguido por un 50 nm de espesor de dióxido de silicio (SiO 2) en los patrones recuperados por evaporación por haz de electrones. </li><li> Tratar UV / ozono mediante el uso de la lámpara UV (365 nm, 8,9 mW / cm 2) en la membrana de silicona blanco de 2 min para activar la superficie. </li><li> La transferencia de los patrones a la membrana de silicona mediante la colocación de los patrones recuperados en la cinta a la ubicación deseada y de manera uniforme la adición de presión de un lado superior de los patrones hasta el sustrato. Aplicar agua para disolver la cinta durante 5 min. NOTA: El proceso descrito de transferencia de materiales se ve facilitada por la unión covalente (Si-O-Si) entre el dióxido de silicio depositado y el sustrato de silicona UV-17 activado </sarriba&gt;. </li><li> Despegue la cinta, enjuague con agua DI, y seco en una placa caliente a 90 ° C durante 1 min. </li></ol></li><li> Encapsular el dispositivo usando una membrana de silicona <ol><li> Preparar un 10 g de encapsular mezcla de silicona (1: 1 relación de volumen de base y agente de curado). </li><li> Cubra los terminales de contacto del cable con un pedazo de PDMS rectangular (22 x 6 x 1 mm 3) de Van der Waals con la membrana de silicona inferior, para evitar silicona recubrimiento de las almohadillas. </li><li> Spincoat 5 g de la mezcla de silicona a 4.000 rpm durante 1 min para formar una capa gruesa 5 micras en la electrónica y luego transferidos curan a temperatura ambiente durante O / N. </li></ol></li><li> Conecte un cable de cinta flexible para la adquisición de datos <ol><li> Aplicar flujo de acero líquido (0,5 ml), con la pipeta, en los conectores planos durante 3 segundos para hacer superficie limpia. </li><li> Bond un cable plano delgado y flexible en los puntos de contacto con la presión a alta temperatura (&gt; 60 ° C). Un straightene pelo típicor ofrece un fácil manejo y unión. NOTA: El cable micro-película es preferible a la soldadura sin alambre duro convencional para evitar cualquier fractura mecánica de las membranas metálicas transferidos en una silicona. </li><li> Compruebe la conexión eléctrica con un multímetro digital. Se espera que el valor de la resistencia de menos de 1 ohmio entre la almohadilla de sensor con un extremo y el otro extremo del cable de película (Distancia: ~ 1 cm de separación). </li><li> Unir el otro extremo del cable de cinta a una placa de circuito impreso personalizado con la misma estrategia descrita en el paso 1.6.2. </li><li> Compruebe la conexión eléctrica con un multímetro digital. </li><li> Conecte el dispositivo con el hardware de adquisición de datos soldando cables convencionales en PCB. </li></ol></li></ol> 2. Pruebas Clínicas <ol><li> Limpie el dispositivo con una solución desinfectante <ol><li> Preparar 205 g de una solución desinfectante diluido (40: 1 relación de volumen de agua y solución). </li><li> Rocíe elsolución (10 g) en el dispositivo y en remojo durante 10 minutos. NOTA: El limpiador desinfectante diluido se puede almacenar a temperatura ambiente. </li><li> Enjuague con agua tres veces y secarla con tejidos limpios. </li></ol></li><li> Establecer una serie de equipos para pruebas de dispositivos <ol><li> Preparar y conectar un amplificador lock-in con una fuente de corriente, un multiplexor y el software personalizado instalado en un ordenador portátil para la grabación de datos. </li><li> Coloque una cámara infrarroja en un trípode y se centran en un objeto de destino para la termografía como referencia. </li><li> Configure los parámetros del sistema de un amplificador lock-in para medir la conductividad térmica (frecuencia: 1 y 3 Hz; constante de tiempo: 3 y 1 seg; sensibilidad: 1 mV; reserva dinámica: alta reserva) y la temperatura (frecuencia: 997 Hz, el tiempo constante: 300 ms; sensibilidad: 2 mV; reserva dinámica: bajo nivel de ruido) con la corriente constante (2 mA aplicada). </li><li> Conecte dos dispositivos de la herida, preparado por la impresión de microfabricación y la transferencia y montado sobre la herida ysitios contralaterales, el multiplexor a la derecha antes de grabar los datos de un paciente. </li></ol></li><li> Temperatura Grabar y conductividad térmica NOTA: El software de adquisición de datos está hecho a medida, que se puede controlar a distancia el amplificador lock-in para el monitoreo de datos en tiempo real y el ahorro. En la medida de temperatura, cada punto de datos se mide cada 300 mseg durante 20 s. El conjunto de datos para la primera 10 seg y 10 seg siguiente se utilizan para calcular el valor medio de la temperatura y la desviación estándar, respectivamente. Los datos registrados se guardan como un archivo de valores separados por comas, que se utiliza para trazar un gráfico para la comparación con los datos de la termografía infrarroja. En la medición de la conductividad térmica, las señales 3Ω se leen directamente desde la pantalla de hardware (amplificador), que se utiliza entonces para calcular la conductividad térmica analíticamente. <ol><li> Frotar suavemente los sitios de aplicación del dispositivo en la piel usando alcohol antiséptico toallitas 10. </li><li> 2.3.2) Laminado dos dispositivos en los lugares de la piel deseado presionando suavemente el dispositivo a la piel con los dedos para facilitar la unión suave: uno en el sitio de la herida quirúrgica y el otro en la ubicación contralateral como referencia. </li><li> Mida el voltaje eléctrico (3Ω), relacionada con la conductividad térmica, del dispositivo iniciando la adquisición de datos. </li><li> Evaluar los datos obtenidos para verificar el contacto conformal del dispositivo a la piel; valor anormal (&lt;0,1 W / mK) muestra las malas contacto del dispositivo. </li><li> Mida la resistencia eléctrica para determinar la distribución de temperatura y registrar datos a través del software a la medida. </li><li> Tomar imágenes ópticas e IR de dos dispositivos en la piel. </li><li> Comparar los valores de temperatura de las imágenes de infrarrojos con los datos registrados desde el dispositivo de la herida (2.3.5). Añadir los dos valores para separar columnas en una hoja de cálculo personalizado. </li></ol></li><li> Analizar los datos registrados <ol><li> Exportar los datos registrados en laplantilla para calcular automáticamente la temperatura y la conductividad térmica a partir de una matriz de sensores en el dispositivo de medida. </li><li> Representar gráficamente los datos (temperatura y conductividad térmica de acuerdo con la ubicación del sensor en una escala de tiempo diferente) para la comparación en el transcurso de un mes (cuatro conjuntos de datos sobre días 1, 3, 15, y 30). </li><li> Analizar los datos mediante la comparación de una serie de datos de temperatura y de conductividad térmica de acuerdo con el tiempo; Valores con elevación repentina o caen decir el cambio de fase de curación de heridas y / o anormalidad inesperado en sitios de la herida. </li></ol></li></ol>

<ol>
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J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fabrication+of+Releasable+Single-Crystal+Silicon&#8211;Metal+Oxide+Field-Effect+Devices+and+Their+Deterministic+Assembly+on+Foreign+Substrates.">Fabrication of Releasable Single-Crystal Silicon&#8211;Metal Oxide Field-Effect Devices and Their Deterministic Assembly on Foreign Substrates.</a> Adv Funct Mater. 21 (16), 3029-3036 (2011).</li><li>Kim, H. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Unusual+strategies+for+using+indium+gallium+nitride+grown+on+silicon+(111)+for+solid-state+lighting.">Unusual strategies for using indium gallium nitride grown on silicon (111) for solid-state lighting.</a> Proc Natl Acad Sci U.S.A. 108 (25), 10072-10077 (2011).</li><li>Padilla-Medina, J. 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The authors declare that they have no competing financial interests.

This article highlights the methods and protocols to fabricate a conformal, skin-like electronics system that enables conformal lamination near the wound tissues, which offers quantitative measurement of skin temperature and thermal conductivity mapping on the skin. 
The key features include the utilization of novel techniques of materials transfer printing and hard-soft materials integration to design and develop the flexible/stretchable, soft electronic device. The use of biocompatible, elec...

En el estudio clínico y de investigación biomédica, la vigilancia de la cicatrización de heridas se ha centrado en un método invasivo que se basa en la evaluación histológica del tejido cambio morfológico en las heridas 1,2. Recientemente, los rápidos avances en las tecnologías electrónicas permiten el desarrollo de la formación de imágenes y herramientas de análisis de alta precisión que se puede inspeccionar visualmente el proceso de cicatrización a través de la imagen digital 3,4 o microscopía confocal de barrido y espectroscopía de 4,5. Sin embargo, los enfoques de formación de imágenes requieren alto coste, herramientas y operaciones ópticas complicadas, y lo más importante, los pacientes necesitan ser inmovilizada durante la prueba. Por lo tanto, existe una necesidad de nuevos dispositivos y sistemas que son cuantitativa, no invasiva y fácil de usar, de bajo costo, y multifuncional para ofrecer una gestión más precisa herida. Aquí, se introduce un sistema electrónico similar a la piel que proporciona, la cartografía precisa en tiempo real de la temperatura y térmicas Conductividad y entrega un nivel preciso de calentamiento a través de sitios de la herida conformal laminación del dispositivo de forma no invasiva. Este dispositivo presenta una clase de tecnología, los sistemas montados en epidérmica de la piel electrónicos que están diseñados para que coincida con las propiedades mecánicas y materiales (espesor total, rigidez a la flexión, módulos eficaces, y densidad de masa) de la epidermis 6-9. El dispositivo está diseñado de tal, agradable a la piel, a prueba de agua biocompatible, y la forma reutilizable que se puede lavar y desinfectar para aplicaciones clínicas de los pacientes 10. El dispositivo electrónico conformal montado cerca de los tejidos de la herida captura la fase de inflamación (uno de proceso de cicatrización de la herida), causada por el aumento del flujo sanguíneo y las reacciones enzimáticas a la herida 11,12, a través de la grabación cuantitativa de temperatura 8 y la conductividad térmica 13, en correlación con la hidratación . Los estudios experimentales y computacionales determinan un diseño óptimo para la mecánica accommodcomió movimientos naturales y las tensiones aplicadas sin fractura mecánica y capturar la física subyacente de estiramiento mecánica de la electrónica de piel así laminados conformemente a la superficie de la piel, que ofrece la adquisición de señales de alta fidelidad. Los protocolos descritos en este artículo se presentan los métodos de microfabricación para los sistemas electrónicos de la piel como, poniendo a prueba la preparación incluyendo la limpieza del dispositivo, la configuración del equipo en un entorno clínico, y aplicaciones clínicas para el seguimiento cuantitativo de la temperatura y la conductividad térmica en heridas cutáneas.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>3&#34; Silicon wafer</td>
			<td>University Wafer, USA</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Use as carrier to fabricate the device</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Acetone</td>
			<td>Fisher Scientific, USA</td>
			<td>A18-1</td>
			<td>Use to clean a wafer and to remove photoresist</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isopropanol (IPA)</td>
			<td>Fisher Scientific, USA</td>
			<td>A459-1</td>
			<td>Use to clean a wafer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>AZ4620 photoresist</td>
			<td>AZ Electrionic Materials, USA</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Use to make patterns on metals and polymers</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>AZ400K developer</td>
			<td>AZ Electrionic Materials, USA</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Use to develop AZ4620 photoresist</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Chromium etchant</td>
			<td>Transene, USA</td>
			<td>1020AC</td>
			<td>Use to etch Cr layer of device</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Copper etchant</td>
			<td>Transene, USA</td>
			<td>ASP-100</td>
			<td>Use to etch Cu layer of device</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sylgard 184 Silicone Elastomer Kit (PDMS)</td>
			<td>Dow Corning, USA</td>
			<td>39100000</td>
			<td>Use as a substrate for &#39;dry&#39; retrieval</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PI2545 polyimide</td>
			<td>HD MicroSystem, USA</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Use to encapsulate metal layer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Solaris</td>
			<td>Smooth-On, USA</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Use as substrate and to encapsulate device</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Petridish</td>
			<td>Carolina, USA</td>
			<td>741255</td>
			<td>Use as mold to make substrate</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Water-Soluble Wave Solder Tape 5414</td>
			<td>3M, USA</td>
			<td>AM000000217</td>
			<td>Use to retrive device from PDMS layer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>High Activity Liquid Stainless Steel Flux</td>
			<td>Worthington, USA</td>
			<td>331929</td>
			<td>Use to remove oxidation layer on Cu</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Flexible, micro-film cable</td>
			<td>Elform, USA</td>
			<td>N/A (customized)</td>
			<td>Use to make the electrical connection between the electronic device and the data acquisition system</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>pH Neutral Cleaner</td>
			<td>Australian Gold, USA</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Use as disinfectant solution to clean device in clinical testing</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Solder</td>
			<td>Kester, USA</td>
			<td>24-6337-9703</td>
			<td>Use as material to solder hard wires</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ultraviolet lamp</td>
			<td>Cole-Parmer, USA</td>
			<td>97600-00</td>
			<td>Use to activate PDMS layer as hydrophilic surface</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Multiplexer</td>
			<td>FixYourBoard, USA</td>
			<td>U802</td>
			<td>Use to acquire measurements from six sensing components&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DC/AC current source</td>
			<td>Keithley, USA</td>
			<td>6221</td>
			<td>Use to supply current</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SMD Digital Hot Air Rework Station</td>
			<td>Aoyue, China</td>
			<td>968A+</td>
			<td>Use to solder hard wires, to electrically connect between the device and external instruments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Infrared camera</td>
			<td>FLIR, USA</td>
			<td>435-0001-01-00</td>
			<td>Use to take infrared images in experiment</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Digital multimeter</td>
			<td>Fluke, USA</td>
			<td>117</td>
			<td>Use to check electrical connection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lock-in amplifier</td>
			<td>Stanford Research System, USA</td>
			<td>SR830</td>
			<td>Use to perform four-point-probe-measurement</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electron beam evaporator</td>
			<td>9 scale Vacuum Products, USA</td>
			<td>N/A (customized)</td>
			<td>Use to deposit thin films (Cu and SiO2)</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

fabrication and characterization of a conformal skin-like electronic system for quantitative, cutaneous wound management

Recent advances in the development of electronic technologies and biomedical devices offer opportunities for non-invasive, quantitative assessment of cutaneous wound healing on the skin. Existing methods, however, still rely on visual inspections through various microscopic tools and devices that normally include high-cost, sophisticated systems and require well trained personnel for operation and data analysis. Here, we describe methods and protocols to fabricate a conformal, skin-like electronics system that enables conformal lamination to the skin surface near the wound tissues, which provides recording of high fidelity electrical signals such as skin temperature and thermal conductivity. The methods of device fabrication provide details of step-by-step preparation of the microelectronic system that is completely enclosed with elastomeric silicone materials to offer electrical isolation. The experimental study presents multifunctional, biocompatible, waterproof, reusable, and flexible/stretchable characteristics of the device for clinical applications. Protocols of clinical testing provide an overview and sequential process of cleaning, testing setup, system operation, and data acquisition with the skin-like electronics, gently mounted on hypersensitive, cutaneous wound and contralateral tissues on patients.

La figura 1 presenta una visión general de las características de la conformación, sistema electrónico similar a la piel, diseñados para una gestión herida cutánea cuantitativa sobre los pacientes. El dispositivo electrónico multifuncional consiste en estructuras fractales microescala 3,14 y serpentina filamentosa traza 9,17 sobre una membrana elastomérica delgada que ofrece elasticidad mecánica excepcional y capacidad de flexión. El dispositivo compatible que está comp...

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Fabrication and Characterization of a Conformal Skin-like Electronic System for Quantitative, Cutaneous Wound Management

This article presents methods to fabricate and characterize a conformal, skin-like electronic system and protocols for the use in clinical applications, particularly on cutaneous wound management.

Fabricación y caracterización de un sistema electrónico conforme de la piel-como para la gestión cuantitativa, cutánea de la herida

Recent advances in the development of electronic technologies and biomedical devices offer opportunities for non-invasive, quantitative assessment of ...

fabrication-characterization-conformal-skin-like-electronic-system

Research

JoVE Journal

Bioengineering

8.8K vistas.  Virginia Commonwealth University. This article presents methods to fabricate and characterize a conformal, skin-like electronic system and protocols for the use in clinical applications, particularly on cutaneous wound management. 

Video: Fabrication and Characterization of a Conformal Skin-like Electronic System for Quantitative, Cutaneous Wound Management

Microinjection Wound Assay and In vivo Localization of Epidermal Wound Response Reporters in Drosophila Embryos.

The Drosophila embryo develops a robust epidermal layer that serves both to protect the internal cells from a harsh external environment as well as to maintain cellular homeostasis. Puncture injury with glass needles provides a direct method to trigger a rapid epidermal wound response that activates wound transcriptional reporters, which can be visualized by a localized reporter signal in living embryos or larvae. Puncture or laser injury also provides signals that promote the recruitment of hemocytes to the wound site. Surprisingly, severe (through and through) puncture injury in late stage embryos only rarely disrupts normal embryonic development, as greater than 90% of such wounded embryos survive to adulthood when embryos are injected in an oil medium that minimizes immediate leakage of hemolymph from puncture sites. The wound procedure does require micromanipulation of the Drosophila embryos, including manual alignment of the embryos on agar plates and transfer of the aligned embryos to microscope slides. The Drosophila epidermal wound response assay provides a quick system to test the genetic requirements of a variety of biological functions that promote wound healing, as well as a way to screen for potential chemical compounds that promote wound healing. The short life cycle and easy culturing routine make Drosophila a powerful model organism. Drosophila clean wound healing appears to coordinate the epidermal regenerative response, with the innate immune response, in ways that are still under investigation, which provides an excellent system to find conserved regulatory mechanisms common to Drosophila and mammalian epidermal wounding.

Microinjection Wound Assay and In vivo Localization of Epidermal Wound Response Reporters in Drosophila Embryos.

The embryonic epidermis of very late stage Drosophila embryos provides an in vivo system for rapid puncture wound response analysis and can be combined with genetic manipulations or chemical microinjection treatments to advance studies in wound healing for translation into mammalian models.

Microinyección de Heridas Ensayo y<em&gt; In vivo</em&gt; Localización de la herida epidérmica Reporteros de respuesta en<em&gt; Drosophila</em&gt; Embriones.

The Drosophila embryo develops a robust epidermal layer that serves both to protect the internal cells from a harsh external environment as well as to ...

Investigación

Bioingeniería

Microfluidic Fabrication of Polymeric and Biohybrid Fibers with Predesigned Size and Shape

A &#8220;sheath&#8221; fluid passing through a microfluidic channel at low Reynolds number can be directed around another &#8220;core&#8221; stream and used to dictate the shape as well as the diameter of a core stream.&#160;Grooves in the top and bottom of a microfluidic channel were designed to direct the sheath fluid and shape the core fluid.&#160;By matching the viscosity and hydrophilicity of the sheath and core fluids, the interfacial effects are minimized and complex fluid shapes can be formed.&#160;Controlling the relative flow rates of the sheath and core fluids determines the cross-sectional area of the core fluid.&#160;Fibers have been produced with sizes ranging from 300 nm to ~1 mm, and fiber cross-sections can be round, flat, square, or complex as in the case with double anchor fibers. Polymerization of the core fluid downstream from the shaping region solidifies the fibers.&#160;Photoinitiated click chemistries are well suited for rapid polymerization of the core fluid by irradiation with ultraviolet light.&#160;Fibers with a wide variety of shapes have been produced from a list of polymers including liquid crystals, poly(methylmethacrylate), thiol-ene and thiol-yne resins, polyethylene glycol, and hydrogel derivatives. Minimal shear during the shaping process and mild polymerization conditions also makes the fabrication process well suited for encapsulation of cells and other biological components.

Two adjacent fluids passing through a grooved microfluidic channel can be directed to form a sheath around a prepolymer core; thereby&#160;determining both shape and cross-section. Photoinitiated polymerization, such as thiol click chemistry, is well suited for rapidly solidifying the core fluid into a microfiber with predetermined size and shape.

Fabricación Microfluídica De Fibras Poliméricas Y Biohíbridas Con Tamaño y Forma Prediseñados

A &#8220;sheath&#8221; fluid passing through a microfluidic channel at low Reynolds number can be directed around another &#8220;core&#8221; stream and ...

Microfluidic Platform with Multiplexed Electronic Detection for Spatial Tracking of Particles

Microfluidic processing of biological samples typically involves differential manipulations of suspended particles under various force fields in order to spatially fractionate the sample based on a biological property of interest. For the resultant spatial distribution to be used as the assay readout, microfluidic devices are often subjected to microscopic analysis requiring complex instrumentation with higher cost and reduced portability. To address this limitation, we have developed an integrated electronic sensing technology for multiplexed detection of particles at different locations on a microfluidic chip. Our technology, called Microfluidic CODES, combines Resistive Pulse Sensing with Code Division Multiple Access to compress 2D spatial information into a 1D electrical signal. In this paper, we present a practical demonstration of the Microfluidic CODES technology to detect and size cultured cancer cells distributed over multiple microfluidic channels. As validated by the high-speed microscopy, our technology can accurately analyze dense cell populations all electronically without the need for an external instrument. As such, the Microfluidic CODES can potentially enable low-cost integrated lab-on-a-chip devices that are well suited for the point-of-care testing of biological samples.

We demonstrate a microfluidic platform with an integrated surface electrode network that combines resistive pulse sensing (RPS) with code division multiple access (CDMA), to multiplex detection and sizing of particles in multiple microfluidic channels.

Plataforma de microfluidos con multiplexado de detección electrónica para el seguimiento espacial de las partículas

Microfluidic processing of biological samples typically involves differential manipulations of suspended particles under various force fields in order to ...

A Simple and Scalable Fabrication Method for Organic Electronic Devices on Textiles

Today, wearable electronics devices combine a large variety of functional, stretchable, and flexible technologies. However, in many cases, these devices cannot be worn under everyday conditions. Therefore, textiles are commonly considered the best substrate to accommodate electronic devices in wearable use. In this paper, we describe how to selectively pattern organic electroactive materials on textiles from a solution in an easy and scalable manner. This versatile deposition technique enables the fabrication of wearable organic electronic devices on clothes.

In this paper, we present a protocol to selectively deposit organic materials on textiles, which allows for the direct integration of organic electronic devices with wearables. The fabricated devices can be fully integrated in textiles, respecting their mechanical appearance and enabling sensing capabilities.

Un método de fabricación simple y escalable para dispositivos electrónicos orgánicos sobre los Textiles

Today, wearable electronics devices combine a large variety of functional, stretchable, and flexible technologies. However, in many cases, these devices ...

Fabrication and Validation of an Organ-on-chip System with Integrated Electrodes to Directly Quantify Transendothelial Electrical Resistance

Organs-on-chips, in vitro models involving the culture of (human) tissues inside microfluidic devices, are rapidly emerging and promise to provide useful research tools for studying human health and disease. To characterize the barrier function of cell layers cultured inside organ-on-chip devices, often transendothelial or transepithelial electrical resistance (TEER) is measured. To this end, electrodes are usually integrated into the chip by micromachining methods to provide more stable measurements than is achieved with manual insertion of electrodes into the inlets of the chip. However, these electrodes frequently hamper visual inspection of the studied cell layer or require expensive cleanroom processes for fabrication. To overcome these limitations, the device described here contains four easily integrated electrodes that are placed and fixed outside of the culture area, making visual inspection possible. Using these four electrodes the resistance of six measurement paths can be quantified, from which the TEER can be directly isolated, independent of the resistance of culture medium-filled microchannels. The blood-brain barrier was replicated in this device and its TEER was monitored to show the device applicability. This chip, the integrated electrodes and the TEER determination method are generally applicable in organs-on-chips, both to mimic other organs or to be incorporated into existing organ-on-chip systems.

This publication describes the fabrication of an organ-on-chip device with integrated electrodes for direct quantification of transendothelial electrical resistance (TEER). For validation, the blood-brain barrier was mimicked inside this microfluidic device and its barrier function was monitored. The presented methods for electrode integration and direct TEER quantification are generally applicable.

Fabricación y validación de un sistema de órganos-en-viruta con electrodos integrados directamente cuantificar Transendothelial resistencia eléctrica

Organs-on-chips, in vitro models involving the culture of (human) tissues inside microfluidic devices, are rapidly emerging and promise to provide useful ...

Fabrication and Characterization of Griffithsin-modified Fiber Scaffolds for Prevention of Sexually Transmitted Infections

Electrospun fibers (EFs) have been widely used in a variety of therapeutic applications; however, they have only recently been applied as a technology to prevent and treat sexually transmitted infections (STIs). Moreover, many EF technologies focus on encapsulating the active agent, relative to utilizing the surface to impart biofunctionality. Here we describe a method to fabricate and surface-modify poly(lactic-co-glycolic) acid (PLGA) electrospun fibers, with the potent antiviral lectin Griffithsin (GRFT). PLGA is an FDA-approved polymer that has been widely used in drug delivery due to its outstanding chemical and biocompatible properties. GRFT is a natural, potent, and safe lectin that possesses broad activity against numerous viruses including human immunodeficiency virus type 1 (HIV-1). When combined, GRFT-modified fibers have demonstrated potent inactivation of HIV-1 in vitro. This manuscript describes the methods to fabricate and characterize GRFT-modified EFs. First, PLGA is electrospun to create a fiber scaffold. Fibers are subsequently surface-modified with GRFT using 1-Ethyl-3-(3-dimethylaminopropyl)carbodiimide (EDC) and N-hydroxysuccinimide (NHS)chemistry. Scanning electron microscopy (SEM) was used to assess the size and morphology of surface-modified formulations. Additionally, a gp120 or hemagglutinin (HA)-based ELISA may be used to quantify the amount of GRFT conjugated to, as well as GRFT desorption from the fiber surface. This protocol can be more widely applied to fabricate fibers that are surface-modified with a variety of different proteins.

This manuscript describes the procedure to fabricate and characterize Griffithsin-modified poly(lactic-co-glycolic acid) electrospun fibers that demonstrate potent adhesive and antiviral activity against human immunodeficiency virus type 1 infection in vitro. Methods used to synthesize, surface-modify, and characterize the resulting morphology, conjugation, and desorption of Griffithsin from surface-modified fibers are described.

Fabricación y caracterización de andamios de fibra modificado Griffithsin para la prevención de infecciones de transmisión sexual

Electrospun fibers (EFs) have been widely used in a variety of therapeutic applications; however, they have only recently been applied as a technology to ...

Large-area Scanning Probe Nanolithography Facilitated by Automated Alignment and Its Application to Substrate Fabrication for Cell Culture Studies

Scanning probe microscopy has enabled the creation of a variety of methods for the constructive (&#39;additive&#39;) top-down fabrication of nanometer-scale features. Historically, a major drawback of scanning probe lithography has been the intrinsically low throughput of single probe systems. This has been tackled by the use of arrays of multiple probes to enable increased nanolithography throughput. In order to implement such parallelized nanolithography, the accurate alignment of probe arrays with the substrate surface is vital, so that all probes make contact with the surface simultaneously when lithographic patterning begins. This protocol describes the utilization of polymer pen lithography to produce nanometer-scale features over centimeter-sized areas, facilitated by the use of an algorithm for the rapid, accurate, and automated alignment of probe arrays. Here, nanolithography of thiols on gold substrates demonstrates the generation of features with high uniformity. These patterns are then functionalized with fibronectin for use in the context of surface-directed cell morphology studies.

Here we present a protocol for wide-area scanning probe nanolithography enabled by the iterative alignment of probe arrays, as well as the utilization of lithographic patterns for cell-surface interaction studies.

Área análisis sonda Nanolitografía facilitado por alineación automática y su aplicación a la fabricación de sustrato para estudios del cultivo celular

Scanning probe microscopy has enabled the creation of a variety of methods for the constructive (&#39;additive&#39;) top-down fabrication of ...

Fabrication and Characterization of Optical Tissue Phantoms Containing Macrostructure

The rapid development of new optical imaging techniques is dependent on the availability of low-cost, customizable, and easily reproducible standards. By replicating the imaging environment, costly animal experiments to validate a technique may be circumvented. Predicting and optimizing the performance of in vivo and ex vivo imaging techniques requires testing on samples that are optically similar to tissues of interest. Tissue-mimicking optical phantoms provide a standard for evaluation, characterization, or calibration of an optical system. Homogenous polymer optical tissue phantoms are widely used to mimic the optical properties of a specific tissue type within a narrow spectral range. Layered tissues, such as the epidermis and dermis, can be mimicked by simply stacking these homogenous slab phantoms. However, many in vivo imaging techniques are applied to more spatially complex tissue where three dimensional structures, such as blood vessels, airways, or tissue defects, can affect the performance of the imaging system. 
This protocol describes the fabrication of a tissue-mimicking phantom that incorporates three-dimensional structural complexity using material with optical properties of tissue. Look-up tables provide India ink and titanium dioxide recipes for optical absorption and scattering targets. Methods to characterize and tune the material optical properties are described. The phantom fabrication detailed in this article has an internal branching mock airway void; however, the technique can be broadly applied to other tissue or organ structures.

Optical tissue phantoms are essential tools for calibration and characterization of optical imaging systems and validation of theoretical models. This article details a method for phantom fabrication that includes replication of tissue optical properties and three-dimensional tissue structure.

Fabricación y caracterización de tejido óptico fantasmas que contiene macroestructura

The rapid development of new optical imaging techniques is dependent on the availability of low-cost, customizable, and easily reproducible standards. By ...

Detection of Endotoxin in Nano-formulations Using Limulus Amoebocyte Lysate (LAL) Assays

When present in pharmaceutical products, a Gram-negative bacterial cell wall component endotoxin (often also called lipopolysaccharide) can cause inflammation, fever, hypo- or hypertension, and, in extreme cases, can lead to tissue and organ damage that may become fatal. The amounts of endotoxin in pharmaceutical products, therefore, are strictly regulated. Among the methods available for endotoxin detection and quantification, the Limulus Amoebocyte Lysate (LAL) assay is commonly used worldwide. While any pharmaceutical product can interfere with the LAL assay, nano-formulations represent a particular challenge due to their complexity. The purpose of this paper is to provide a practical guide to researchers inexperienced in estimating endotoxins in engineered nanomaterials and nanoparticle-formulated drugs. Herein, practical recommendations for performing three LAL formats including turbidity, chromogenic and gel-clot assays are discussed. These assays can be used to determine endotoxin contamination in nanotechnology-based drug products, vaccines, and adjuvants.

Detection of Endotoxin in Nano-formulations Using Limulus Amoebocyte Lysate LAL Assays

Detection of endotoxins in engineered nanomaterials represents one of the grand challenges in the field of nanomedicine. Here, we present a case study that describes the framework composed of three different LAL formats to estimate potential endotoxin contamination in nanoparticles.

Detección de endotoxinas en las formulaciones Nano mediante ensayos de Limulus Amoebocyte Lysate (LAL)

When present in pharmaceutical products, a Gram-negative bacterial cell wall component endotoxin (often also called lipopolysaccharide) can cause ...

Focused Ion Beam Lithography to Etch Nano-architectures into Microelectrodes

With advances in electronics and fabrication technology, intracortical microelectrodes have undergone substantial improvements enabling the production of sophisticated microelectrodes with greater resolution and expanded capabilities. The progress in fabrication technology has supported the development of biomimetic electrodes, which aim to seamlessly integrate into the brain parenchyma, reduce the neuroinflammatory response observed after electrode insertion and improve the quality and longevity of electrophysiological recordings. Here we describe a protocol to employ a biomimetic approach recently classified as nano-architecture. The use of focused ion beam lithography (FIB) was utilized in this protocol to etch specific nano-architecture features into the surface of non-functional and functional single shank intracortical microelectrodes. Etching nano-architectures into the electrode surface indicated possible improvements of biocompatibility and functionality of the implanted device. One of the benefits of using FIB is the ability to etch on manufactured devices, as opposed to during the fabrication of the device, facilitating boundless possibilities to modify numerous medical devices post-manufacturing. The protocol presented herein can be optimized for various material types, nano-architecture features, and types of devices. Augmenting the surface of implanted medical devices can improve the device performance and integration into the tissue.

We have shown that the etching of nano-architecture into intracortical microelectrode devices may reduce the inflammatory response and has the potential to improve electrophysiological recordings. The methods described herein outline an approach to etch nano-architectures into the surface of non-functional and functional single shank silicon intracortical microelectrodes.

Litografía de haz de iones enfocado a etch nano-arquitecturas en microelectrodos

With advances in electronics and fabrication technology, intracortical microelectrodes have undergone substantial improvements enabling the production of ...