Este trabajo fue apoyado por la Deutsche Forschungsgemeinschaft (de KFO 196 &quot;Signaltransduktion bei adaptativen und maladaptiven kardialen Remodelación-Prozessen&quot;, FR 1638 / 1-2) y por el (Centro DZHK Alemán de Investigaciones Cardiovasculares, una parte de los centros alemanes de Investigación en Salud , que es un BMBF (Ministerio alemán de Educación e Investigación) de iniciativa).

NOTA: Los pasos básicos del procedimiento de aislamiento se muestra en la Figura 1 Todas las etapas se describen en detalle en el siguiente protocolo.. El aislamiento del músculo papilar, de montaje en cámara de baño de órganos, la adquisición y el análisis se realiza en un plazo de tiempo consecutivo y obligatoria. Todos los experimentos con animales se realizaron de conformidad con la legislación alemana sobre protección de los animales y fueron aprobadas por la Junta de Revisión Ética de la Universidad de Heidelberg. 1. Preparación de Instrumentación <ol><li> Para la contractilidad mediciones utilizan una configuración de baño de órganos multicompartimentalizado. Componentes de una instalación de la contractilidad ex vivo baño de órganos se muestran en la Figura 2. NOTA: Para reducir al mínimo la cantidad de tiempo entre la preparación del músculo papilar y el comienzo del protocolo experimental, configurar equipos y preparar tampones antes de recoger tissue.This experimentales provides la mayor cantidad de tiempo que el tejido permanece viable para llevar a cabo experimentos. </li><li> Poner en marcha los equipos informáticos y adquisición de datos. Encienda el calor baño de órganos (preajustado a 32 ° C) y permitir que las unidades a temperatura preestablecida. </li><li> Preparar el equipo de adquisición. Iniciar la grabación de datos como se menciona en el manual del software. </li><li> Comprobar y realizar la calibración (si es necesario) en cada canal y poner a cero todos los canales de normalizar la señal eléctrica suministrada desde el transductor de fuerza respectiva (asociado a ese canal) a una fuerza de 2 g suministrado por un peso certificado. </li><li> Abra el suministro de gas (95% O 2/5% de CO 2) a las cámaras de baño de órganos. Gas continuamente todas las cámaras durante todo el protocolo de mediciones. </li></ol> 2. Preparación de tampones y soluciones fisiológicas <ol><li> Preparar una solución de tampón de Krebs-Henseleit para lograr concentraciones finales de NaCl 119 mM; 25 mM NaHCO 3; KCl 4,6 mM; Glucosa 11 mM; 1 mM Na-pyruvate; 1,5 mM CaCl 2; 1,64 mM MgSO4; 1,18 mM KH 2 PO 4 y ajustar el pH a 7,4 (véase la Tabla 1 solución fisiológica). </li><li> Prepare la solución tampón de Krebs-Henseleit separado para utilizar durante el aislamiento como se describe en el paso 2.1 con adicional monoxima 30 mM 2,3 butanodiona (BDM) y 50 IE de heparina / ml. Solución Enfriar a 4 ° C (ver Tabla 1 solución de Preparación). Para la simulación isquemia, isquemia preparar-solución como se describe en la Tabla 1. </li><li> Para el protocolo del Ca 2 + - contractilidad dependiente, añadir Ca 2 + a la solución de tampón de Krebs-Henseleit a una concentración final requerida. NOTA: preparar estas soluciones directamente antes de su uso y Gass con carbógeno para evitar la precipitación de carbonato cálcico. Precalentar la solución a 32 ° C antes de usar. </li></ol> 3. Preparación del Tubo y Disección gasificación de vajilla utilizada durante el procedimiento de escisión papilar <ol><li> Conecte un gas suavecantar tubo (diámetro externo de 2.4 mm) para la conexión de gas (oxígeno al 100%, carbógeno alternativamente) con trabajo de expertos. </li><li> Crear un anillo cerrado del tubo de gasificación apropiado en el interior del plato de disección. Perforar el tubo de gasificación varias veces que un burbujeo continuo está asegurada. Este tubo de gasificación se puede utilizar varias veces. </li><li> Preparar plato de disección con un elastómero de silicona en la parte inferior (0,5 cm de espesor), de modo que los pines se pueden pegar en ella. Este plato se puede utilizar varias veces. </li></ol> 4. Aislamiento del anterior izquierda papilar muscular de ratones NOTA: Antes de comenzar el aislamiento del músculo papilar, compruebe que las líneas de gas están libres de obstrucciones. <ol><li> Preparar configuración baño de órganos como se menciona en la sección de protocolo desde 1 hasta 3 antes de iniciar la preparación de los músculos papilares. Preparar todas las soluciones en el día de la prueba. </li><li> Sacrificar el ratón (aproximadamente 8-12 semanas de edad) por accordi dislocación cervicalng de trabajo de expertos y las directrices institucionales. </li><li> Fijar el animal en posición dorsal mediante la fijación de las patas delanteras y traseras patas en una tabla de disección, abrir el tórax lateral en ambos lados por el corte a través de las costillas con unas tijeras afiladas de hueso, luego se corta el diafragma con un corte transversal. Retire el pericardio. Ahora el corazón y la aorta son accesibles. </li><li> Fijar el corazón con unas pinzas romas en el tronco vascular cerca del corazón y separar el corazón rápidamente con las tijeras de los pulmones y el tejido circundante. </li><li> Transferir el corazón que late a un plato de Petri llena con una solución de preparación enfriado gaseados con oxígeno (paso 2.2). Deje que el corazón lata y estimular las contracciones del corazón suavemente a través de tocar el vértice cardiaco con fórceps. </li><li> Tan pronto el corazón es completamente exsanguinous, la transferencia a la placa de disección lleno de solución preparación enfriada (paso 2.2) y gaseados con O 2. A partir de este paso en el uso de un microscopio estereoscópico. </li><li> Fijar el heata con una aguja pequeña a través del ventrículo derecho para que el corazón se ve desde dorsal (ventrículo derecho se encuentra en la parte derecha de la vista del operador). </li><li> Usando tijeras de microcirugía separan ambas aurículas en el nivel auriculoventricular, corte la conexión de tejido de los ventrículos y descartan. Realizar un corte a través de la pared ventricular desde el nivel de la válvula AV a la punta del corazón evitando cualquier presión mecánica. </li><li> Abra el ventrículo y fijar la pared libre del lado izquierdo con una pinza, teniendo así un vistazo a ambos músculos papilares del ventrículo izquierdo. </li><li> Ligeramente cortar el tejido ventricular lateral en ambos lados del músculo papilar anterior izquierda conservando una parte de la vela valvular en la preparación del músculo papilar y evitar tocar o estirar el músculo papilar tanto como sea posible. Diseccionar el tejido de la pared ventricular restante del músculo papilar. </li><li> Adjuntar hilos de seda (7/0, métrica 0,5) en ambos lados de la preparación del músculo papilarprepa-, uno en la vela valvular y uno en la parte muscular. Fijar la preparación en la cámara de baño de órganos lleno de solución del baño de órganos y gaseados con carbógeno, como se sugiere la temperatura de 32 ° C. </li></ol> 5. Equilibrio y estimulación del músculo papilar <ol><li> Estimular la preparación músculo papilar con pulsos rectangulares (duración de 2 ms y corriente de 100 mA) en la frecuencia de estimulación de 1 Hz inmediatamente después de la fijación en el baño de órganos. </li><li> Asegurar un cambio frecuente de la solución del baño de órganos, ya sea por el cambio continuo o por el cambio manual de frecuente (cada 5 min) de acuerdo con la configuración del tipo de baño de órganos utilizado. </li><li> Poco a poco aumentar la pretensión hasta que la fuerza de contracción máxima en llegar. Fuerza de contracción máxima se alcanza cuando el aumento de la pretensión no es seguido por un aumento adicional en la fuerza de contracción. </li><li> Después de 45-60 min de equilibración, comenzar el protocolo experimental. </li></ol> NOTA: El protocolo experimental descrito a continuación comprende maniobras estándar para caracterizar la contractilidad cardíaca bajo condiciones fisiológicas y fisiopatológicas. En la sección representativa describimos estos protocolos en detalle que también muestra resultados representativos (véase también el cuadro 2). <ol><li> Grabación y análisis de los protocolos experimentales <ol><li> Para la grabación, utilice un software adecuado con resolución temporal adecuada (velocidad de adquisición ≥ 1 kHz). </li><li> Analizar parámetros incluyendo la fuerza de contracción de amplitud (altura), tiempo hasta el pico de tensión (TTP) y la mitad del tiempo de relajación máxima (R 50 / TFall, respectivamente) como se menciona en el programa de software (como ejemplo gráfico 5.5 de ADInstruments, véase la Figura 4). </li></ol></li></ol>

<ol>
	<li>Endoh, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cardiac+Ca2++signaling+and+Ca2++sensitizers.">Cardiac Ca2+ signaling and Ca2+ sensitizers.</a> Circ J. 12 (12), 1915-1925 (2008).</li><li>Bers, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Calcium+cycling+and+signaling+in+cardiac+myocytes.">Calcium cycling and signaling in cardiac myocytes.</a> Annu Rev Physiol. 70, 23-49 (2008).</li><li>Bers, D., Despa, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Na/K-ATPase&#8212;an+integral+player+in+the+adrenergic+fight-or+flight+response.">Na/K-ATPase&#8212;an integral player in the adrenergic fight-or flight response.</a> Trends Cardiovasc Med. 19, 111-118 (2009).</li><li>Bers, D. 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D., Perez, N. G., Marban, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Calcium+cycling+and+contractile+activation+in+intact+mouse+cardiac+muscle.">Calcium cycling and contractile activation in intact mouse cardiac muscle.</a> J Physiol. 507, 175-184 (1998).</li><li>Bluhm, W. F., Kranias, E. G., Dillmann, W. 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G., Jewell, B. R., Wood, E. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Studies+of+the+contractility+of+mammalian+myocardium+at+low+rates+of+stimulation.">Studies of the contractility of mammalian myocardium at low rates of stimulation.</a> J Physiol. 254 (1), 1-17 (1976).</li><li>Pieske, B., Maier, L. S., Schmidt-Schweda, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sarcoplasmic+reticulum+Ca2++load+in+human+heart+failure.">Sarcoplasmic reticulum Ca2+ load in human heart failure.</a> Basic Res Cardiol. 97, 163-171 (2002).</li><li>Koch-Weser, J., Blinks, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Influence+of+the+Interval+between+Beats+on+Myocardial+Contractility.">The Influence of the Interval between Beats on Myocardial Contractility.</a> Pharmacol Rev. 15, 601-652 (1963).</li><li>Bocalini, D. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Myocardial+remodeling+after+large+infarcts+in+rat+converts+post+rest-potentiation+in+force+decay.">Myocardial remodeling after large infarcts in rat converts post rest-potentiation in force decay.</a> Arq Bras Cardiol. 98 (3), 243-251 (2012).</li><li>Juggi, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+ischemia-reperfusion+on+the+post-rest+inotropy+of+isolated+perfused+rat+heart.">Effect of ischemia-reperfusion on the post-rest inotropy of isolated perfused rat heart.</a> J Cell Mol Med. 6 (4), 621-630 (2002).</li><li>Lakatta, E. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Beyond+Bowditch:+the+convergence+of+cardiac+chronotropy+and+inotropy.">Beyond Bowditch: the convergence of cardiac chronotropy and inotropy.</a> Cell Calcium. 35 (6), 629-624 (2004).</li><li>Taylor, D. G., Parilak, L. D., LeWinter, M. M., Knot, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantification+of+the+rat+left+ventricle+force+and+Ca2++-frequency+relationships:+similarities+to+dog+and+human.">Quantification of the rat left ventricle force and Ca2+ -frequency relationships: similarities to dog and human.</a> Cardiovasc Res. 61 (1), 77-86 (2004).</li><li>Schmidt, U., Hajjar, R. J., Gwathmey, J. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+force-interval+relationship+in+human+myocardium.">The force-interval relationship in human myocardium.</a> J Card Fail. 1 (4), 311-321 (1995).</li><li>Rossman, E. I., Petre, R. E., Chaudhary, K. W., Piacentino, V. 3. r. d., Janssen, P. M., Gaughan, J. P., Houser, S. R., Margulies, K. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Abnormal+frequency-dependentresponses+represent+the+pathophysiologic+signature+of+contractile+failure+inhuman+myocardium.">Abnormal frequency-dependentresponses represent the pathophysiologic signature of contractile failure inhuman myocardium.</a> JMCC. 36 (1), 33-42 (2004).</li><li>Moran, A. E., Forouzanfar, M. H., Roth, G. A., Mensah, G. A., Ezzati, M., Murray, C. J., Naghavi, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Temporal+trends+in+ischemic+heart+disease+mortality+in+21+world+regions,+1980+to+2010:+the+Global+Burden+of+Disease+2010+stud.">Temporal trends in ischemic heart disease mortality in 21 world regions, 1980 to 2010: the Global Burden of Disease 2010 stud.</a> Circulation. 129 (14), 1483-1492 (1980).</li><li>Lee, J. A., Allen, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Changes+in+intracellular+free+calcium+concentration+during+long+exposures+to+simulated+ischemia+in+isolated+mammalian+ventricular+muscle.">Changes in intracellular free calcium concentration during long exposures to simulated ischemia in isolated mammalian ventricular muscle.</a> Circ Res. 71 (1), 58-69 (1992).</li></ol>

Los autores declaran que no tienen intereses financieros en competencia.

En este manuscrito se describe un método para investigar la contractilidad del músculo papilar murino in vitro que puede ser usado para responder a varias preguntas científicas relacionadas con la fisiología del corazón y de la patología en ratones así como para apoyar el análisis de las líneas transgénicas y el descubrimiento de nuevos enfoques farmacéuticos para el tratamiento de disfunciones cardíacas. Se ilustra el uso de este método para evaluar las propiedades fisiológicas, patológicas y fa...

La investigación de las proteínas como los canales iónicos referencia su papel de la contractilidad cardíaca es esencial para descubrir diferentes mecanismos patogénicos y establecer nuevas estrategias terapéuticas para las enfermedades cardiacas como la isquemia y la insuficiencia cardíaca. La función contráctil de los cardiomiocitos de mamífero se sabe que está modulada por diversos canales iónicos, transportadores y otras proteínas. Potencial de acción evocados activación de tensión depende del sarcolema de tipo L de Ca 2 + canales conduce a Ca 2 + afluencia desde el espacio extracelular y posteriormente a Ca 2 + inducida por Ca 2 + liberación (CICR) 1, lo que desencadena la contracción celular 2. Ca 2 + -señalización juega un papel central en la contractilidad cardíaca y la adaptación al estrés fisiológico o patológico. Las catecolaminas activan los receptores beta-adrenérgicos cardíacos, estimulando así la adenilciclasa (AC) que sintetiza cAMP. Al estar activada, protein quinasa A (PKA) fosforila diferentes intracelulares y de membrana proteínas asociadas como de tipo L de Ca 2 + canales, fosfolamban y receptores de rianodina que resulta en la modificación de Ca 2 + transitorios y 1,3,4 contractilidad cardíaca. cAMP se degrada por la fosfodiesterasa (PDE). La activación de los receptores acoplados a Gs distintos de beta-adrenoceptores también conduce a la acumulación de cAMP. La técnica de las mediciones de contractilidad en tiras de músculo ventricular aislado está bien establecido para las especies de mamíferos más grandes 5-8. En base a la posibilidad de orientación de genes en ratones es importante establecer métodos para analizar la fisiología cardiaca murino. Sin embargo, los datos existentes sobre las propiedades fisiológicas de las preparaciones musculares aisladas en ratones difieren dependiendo de las condiciones experimentales 9-12. El método descrito se utiliza para analizar la contractilidad cardíaca de pre músculo papilar ventricular izquierdoprepara- in vitro. Investigación de la contractilidad cardiaca se lleva a cabo en ausencia de influencias que modifican la contractilidad cardiaca in vivo, como la presión arterial, la estimulación neurohumoral y estrés físico o metabólico. La tasa de latidos de la preparación muscular contratación puede ser rigurosamente definido y cambió arbitrariamente. Twitch fuerza puede ser analizado en el contexto de estímulos específicos tales como la concentración de calcio, superando la frecuencia o la temperatura. Además, este método puede ser utilizado para investigar diferentes componentes de la vía de señalización y para comparar el rendimiento cardíaco de modelos de ratones modificados genéticamente mediante el control de las condiciones experimentales mencionadas anteriormente.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Sodium chloride</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>S7653</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium bicarbonate</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>S5761&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Potassium chloride</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P9333</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glucose</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>D9434&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium pyruvate</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P5280&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Calcium chloride dihydrate</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td align="right">223506</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Magnesium sulfate heptahydrate</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td align="right">230391</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Potassium phosphate monobasic</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P 5655</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2,3-Butanedione monoxime</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>B0753</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Forskolin</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>F3917</td>
			<td>Hazard statement H312, solve in DMSO</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3-?Isobutyl-?1-?methylxanthine</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>I5879</td>
			<td>Hazard statement H 302, solve in DMSO</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dimethyl sulfoxide (DMSO)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>D2650</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoprenaline hydrochloride</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>I5627</td>
			<td>Hazard statement H 315-H319-H335</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium Heparine 250.000 IE/10ml</td>
			<td>ratiopharm</td>
			<td>PZN 3874685</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Histamine dihydrochloride</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>H7250</td>
			<td>Hazard statement H 315-H 317-H319- H334-H335</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

contractility measurements on isolated papillary muscles for the investigation of cardiac inotropy in mice

Del músculo papilar aislado a partir de corazones de ratón adulto se puede utilizar para estudiar la contractilidad cardíaca durante las diferentes fisiológicas / condiciones patológicas. Las características contráctiles se pueden evaluar de manera independiente de las influencias externas, como el tono vascular o el estado neurohormonal. Representa un enfoque científico entre las mediciones de células individuales con miocitos cardíacos aislados y los estudios in vivo, como la ecocardiografía. Por lo tanto, preparaciones de músculo papilar sirven como un excelente modelo para estudiar la fisiología cardiaca / fisiopatología y puede ser utilizado para investigaciones como la modulación por agentes farmacológicos o la exploración de modelos de animales transgénicos. Aquí se describe un método para aislar el músculo papilar anterior izquierda murino para investigar la contractilidad cardíaca en una configuración de baño de órganos. En contraste con una preparación tira de músculo aislado de la pared ventricular, el músculo papilar se puede preparar in toto sin dañar el músculo tissue severamente. La configuración de baño de órganos consiste en varias cámaras de baño de órganos de electrodos equipado con control de temperatura, gaseados y. El músculo papilar aislado se fija en la cámara de baño de órganos y estimuló eléctricamente. La fuerza de contracción evocada se registra utilizando un transductor de presión y parámetros tales como contracción fuerza de la amplitud y la contracción se analizan cinética. Diferentes protocolos experimentales se pueden realizar para investigar el calcio y la contractilidad dependiente de la frecuencia, así como curvas dosis-respuesta de los agentes contráctiles tales como catecolaminas u otros productos farmacéuticos. Además, las condiciones patológicas como la isquemia aguda pueden ser simulados.

El protocolo de este manuscrito para las mediciones de contractilidad del músculo papilar murinos preparaciones aisladas se sintoniza en condiciones óptimas para lograr resultados experimentales reproducibles en condiciones fisiológicas. Para definir las condiciones experimentales óptimas hemos realizado experimentos piloto variables temperatura del baño de órganos y la concentración de calcio extracelular (véase también 12). El protocolo aquí descrito se realizó con una concentración de calcio ex...

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Contractility Measurements on Isolated Papillary Muscles for the Investigation of Cardiac Inotropy in Mice

Músculo papilar ventricular izquierdo murino se puede utilizar para investigar la contractilidad cardíaca in vitro. En este artículo se describe en detalle el aislamiento y los protocolos experimentales para estudiar las características contráctiles cardiacas.

Contractilidad Mediciones en músculos papilares aislados para la Investigación de Cardíaca inotropía en ratones

Papillary muscle isolated from adult mouse hearts can be used to study cardiac contractility during different physiological/pathological conditions. The ...

contractility-measurements-on-isolated-papillary-muscles-for

Research

JoVE Journal

Biology

14.8K vistas.  Universität Heidelberg.  Músculo papilar ventricular izquierdo murino se puede utilizar para investigar la contractilidad cardíaca in vitro. En este artículo se describe en detalle el aislamiento y los protocolos experimentales para estudiar las características contráctiles cardiacas. 

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Bioengineering Human Microvascular Networks in Immunodeficient Mice

The future of tissue engineering and cell-based therapies for tissue regeneration will likely rely on our ability to generate functional vascular networks in vivo. In this regard, the search for experimental models to build blood vessel networks in vivo is of utmost importance 1. The feasibility of bioengineering microvascular networks in vivo was first shown using human tissue-derived mature endothelial cells (ECs) 2-4; however, such autologous endothelial cells present problems for wide clinical use, because they are difficult to obtain in sufficient quantities and require harvesting from existing vasculature. These limitations have instigated the search for other sources of ECs. The identification of endothelial colony-forming cells (ECFCs) in blood presented an opportunity to non-invasively obtain ECs 5-7. We and other authors have shown that adult and cord blood-derived ECFCs have the capacity to form functional vascular networks in vivo 7-11. Importantly, these studies have also shown that to obtain stable and durable vascular networks, ECFCs require co-implantation with perivascular cells. The assay we describe here illustrates this concept: we show how human cord blood-derived ECFCs can be combined with bone marrow-derived mesenchymal stem cells (MSCs) as a single cell suspension in a collagen/fibronectin/fibrinogen gel to form a functional human vascular network within 7 days after implantation into an immunodeficient mouse. The presence of human ECFC-lined lumens containing host erythrocytes can be seen throughout the implants indicating not only the formation (de novo) of a vascular network, but also the development of functional anastomoses with the host circulatory system. This murine model of bioengineered human vascular network is ideally suited for studies on the cellular and molecular mechanisms of human vascular network formation and for the development of strategies to vascularize engineered tissues.

Here, we describe a methodology to deliver human cord blood-derived endothelial colony-forming cells (ECFCs) and bone marrow-derived mesenchymal stem cells (MSCs), embedded in a collagen/fibronectin gel, subcutaneously into immunodeficient mice. This cell/gel combination generates a human vascular network that connects with the mouse vasculature.

Bioingeniería Humanos redes microvasculares en ratones inmunodeficientes

The future of tissue engineering and cell-based therapies for tissue regeneration will likely rely on our ability to generate functional vascular networks ...

Investigación

Biología

The ex vivo Isolated Skeletal Microvessel Preparation for Investigation of Vascular Reactivity

The isolated microvessel preparation is an ex vivo preparation that allows for examination of the different contributions of factors that control vessel diameter, and thus, perfusion resistance1-5. This is a classic experimental preparation that was, in large measure, initially described by Uchida et al.15 several decades ago. This initial description provided the basis for the techniques that was extensively modified and enhanced, primarily in the laboratory of Dr. Brian Duling at the University of Virginia6-8, and we present a current approach in the following pages. This preparation will specifically refer to the gracilis arteriole in a rat as the microvessel of choice, but the basic preparation can readily be applied to vessels isolated from nearly any other tissue or organ across species9-13. Mechanical (i.e., dimensional) changes in the isolated microvessels can easily be evaluated in response to a broad array of physiological (e.g., hypoxia, intravascular pressure, or shear) or pharmacological challenges, and can provide insight into mechanistic elements comprising integrated responses in an intact, although ex vivo, tissue. The significance of this method is that it allows for facile manipulation of the influences on the integrated regulation of microvessel diameter, while also allowing for the control of many of the contributions from other sources, including intravascular pressure (myogenic), autonomic innervation, hemodynamic (e.g., shear stress), endothelial dependent or independent stimuli, hormonal, and parenchymal influences, to provide a partial list. Under appropriate experimental conditions and with appropriate goals, this can serve as an advantage over in vivo or in situ tissue/organ preparations, which do not readily allow for the facile control of broader systemic variables. 
The major limitation of this preparation is essentially the consequence of its strengths. By definition, the behavior of these vessels is being studied under conditions where many of the most significant contributors to the regulation of vascular resistance have been removed, including neural, humoral, metabolic, etc. As such, the investigator is cautioned to avoid over-interpretation and extrapolation of the data that are collected utilizing this preparation. The other significant area of concern with regard to this preparation is that it can be very easy to damage cellular components such as the endothelial lining or the vascular smooth muscle, such that variable source of error can be introduced. It is strongly recommended that the individual investigator utilize appropriate measurements to ensure the quality of the preparation, both at the initiation of the experiment and periodically throughout the course of a protocol.

The ex vivo Isolated Skeletal Microvessel Preparation for Investigation of Vascular Reactivity

An ex vivo preparation is described for isolation of the largest gracilis muscle resistance arterioles for interrogation of both vascular responses to vasoactive stimuli and the assessment of basic structural properties via passive wall mechanics.

La Ex vivo Preparación aislada Microvessel esquelético para la Investigación de la reactividad vascular

The isolated  microvessel preparation is an ex vivo preparation that allows for examination of the different contributions of  factors that control vessel ...

Ex Vivo Assessment of Contractility, Fatigability and Alternans in Isolated Skeletal Muscles

Described here is a method to measure contractility of isolated skeletal muscles. Parameters such as muscle force, muscle power, contractile kinetics, fatigability, and recovery after fatigue can be obtained to assess specific aspects of the excitation-contraction coupling (ECC) process such as excitability, contractile machinery and Ca2+ handling ability. This method removes the nerve and blood supply and focuses on the isolated skeletal muscle itself. We routinely use this method to identify genetic components that alter the contractile property of skeletal muscle though modulating Ca2+ signaling pathways. Here, we describe a newly identified skeletal muscle phenotype, i.e., mechanic alternans, as an example of the various and rich information that can be obtained using the in vitro muscle contractility assay. Combination of this assay with single cell assays, genetic approaches and biochemistry assays can provide important insights into the mechanisms of ECC in skeletal muscle.

Ex Vivo Assessment of Contractility, Fatigability and Alternans in Isolated Skeletal Muscles

We describe a method to directly measure muscle force, muscle power, contractile kinetics and fatigability of isolated skeletal muscles in an in vitro system using field stimulation. Valuable information on Ca2+ handling properties and contractile machinery of the muscle can be obtained using different stimulating protocols.

Evaluación ex vivo de la contractilidad, fatigabilidad y alternancia en aislados músculos esqueléticos

 
Described here is a method to measure contractility of isolated skeletal muscles. Parameters such as muscle force, muscle power, contractile kinetics, ...

Intravital Microscopy of the Microcirculation in the Mouse Cremaster Muscle for the Analysis of Peripheral Stem Cell Migration

In the era of intravascular cell application protocols in the context of regenerative cell therapy, the underlying mechanisms of stem cell migration to nonmarrow tissue have not been completely clarified. We describe here the technique of intravital microscopy applied to the mouse cremaster microcirculation for analysis of peripheral bone marrow stem cell migration in vivo. Intravital microscopy of the M. cremaster has been previously introduced in the field of inflammatory research for direct observation of leucocyte interaction with the vascular endothelium. Since sufficient peripheral stem and progenitor cell migration includes similar initial steps of rolling along and firm adhesion at the endothelial lining it is conceivable to apply the M. cremaster model for the observation and quantification of the interaction of intravasculary administered stem cells with the endothelium. As various chemical components can be selectively applied to the target tissue by simple superfusion techniques, it is possible to establish essential microenvironmental preconditions, for initial stem cell recruitment to take place in a living organism outside the bone marrow.

Intravital microscopy of the mouse M. cremaster microcirculation offers a unique and well-standardized in vivo model for the analysis of peripheral bone marrow stem cell migration.

Microscopia intravital de la microcirculación en el músculo de ratón Cremaster para el análisis de la migración de la célula madre periféricas

In the era of intravascular cell application protocols in the context of regenerative cell therapy, the underlying mechanisms of stem cell migration to ...

The Mouse Isolated Perfused Kidney Technique

The mouse isolated perfused kidney (MIPK) is a technique for keeping a mouse kidney under ex vivo conditions perfused and functional for 1 hr. This is a prerequisite for studying the physiology of the isolated organ and for many innovative applications that may be possible in the future, including perfusion decellularization for kidney bioengineering or the administration of anti-rejection or genome-editing drugs in high doses to prime the kidney for transplantation. During the time of the perfusion, the kidney can be manipulated, renal function can be assessed, and various pharmaceuticals administered. After the procedure, the kidney can be transplanted or processed for molecular biology, biochemical analysis, or microscopy.
This paper describes the perfusate and the surgical technique needed for the ex vivo perfusion of mouse kidneys. Details of the perfusion apparatus are given and data are presented showing the viability of the kidney&#39;s preparation: renal blood flow, vascular resistance, and urine data as functional, transmission electron micrographs of different nephron segments as morphological readouts, and western blots of transport proteins of different nephron segments as molecular readout.

The mouse isolated perfused kidney (MIPK) is a technique for keeping a mouse kidney under ex vivo conditions perfused and functional for 1 hr. The buffers and surgical technique are described in detail.

La Técnica del riñón perfundido aislado del ratón

The mouse isolated perfused kidney (MIPK) is a technique for keeping a mouse kidney under ex vivo conditions perfused and functional for 1 hr. This is a ...

A Simple and Efficient Method for In Vivo Cardiac-specific Gene Manipulation by Intramyocardial Injection in Mice

Gene manipulation specifically in the heart significantly potentiate the investigation of cardiac disease pathomechanisms and their therapeutic potential. In vivo cardiac-specific gene delivery is commonly achieved by either systemic or local delivery. Systemic injection via tail vein is easy and efficient in manipulating cardiac gene expression by using recombinant adeno-associated virus 9 (AAV9). However, this method requires a relatively high amount of vector for efficient transduction, and may result in nontarget organ gene transduction. Here, we describe a simple, efficient, and time-saving method of intramyocardial injection for in vivo cardiac-specific gene manipulation in mice. Under anesthesia (without ventilation), the pectoral major and minor muscles were bluntly dissected, and the mouse heart was quickly exposed by manual externalization through a small incision at the fourth intercostal space. Subsequently, adenovirus encoding luciferase (Luc) and vitamin D receptor (VDR), or short hairpin RNA (shRNA) targeting VDR, was injected with a Hamilton syringe into the myocardium. Subsequent in vivo imaging demonstrated that luciferase was successfully overexpressed specifically in the heart. Moreover, Western blot analysis confirmed the successful overexpression or silencing of VDR in the mouse heart. Once mastered, this technique can be used for gene manipulation, as well as injection of cells or other materials such as nanogels in the mouse heart.

A Simple and Efficient Method for In Vivo Cardiac-specific Gene Manipulation by Intramyocardial Injection in Mice

Here we present a protocol for cardiac-specific gene manipulation in mice. Under anesthesia, the mouse hearts were externalized through the fourth intercostal space. Subsequently, adenoviruses encoding specific genes were injected with a syringe into the myocardium, followed by protein expression measurement via in vivo imaging and Western blot analysis.

Un método sencillo y eficaz para la manipulación In Vivo de Gene cardiaco específico por inyección intramiocárdica en ratones

Gene manipulation specifically in the heart significantly potentiate the investigation of cardiac disease pathomechanisms and their therapeutic potential. ...

Dissection of the Endolymphatic Sac from Mice

The study of mutant mouse models of human hearing and balance disorders has unraveled many structural and functional changes which may contribute to the human phenotypes. Although important progress has been done in the understanding of the development and function of the neurosensory epithelia of the cochlea and vestibula, limited knowledge is available regarding the development, cellular composition, molecular pathways and functional characteristics of the endolymphatic sac. This is, in large part, due to the difficulty of visualizing and microdissecting this tissue, which is an epithelium comprised of only one cell layer. The study presented here describes an approach to access and microdissect the endolymphatic sac from the wild-type mouse inner ear at different ages. The result of a similar dissection is shown in a pendrin-deficient mouse model of enlargement of the vestibular aqueduct. A transgenic mouse with a fluorescent endolymphatic sac is presented. This reporter mouse can be used to readily visualize the endolymphatic sac with limited dissection and determine its size. It can also be used as an educational tool to teach how to dissect the endolymphatic sac. These dissection procedures should facilitate further characterization of this understudied part of the inner ear.

<meta charset="utf8"></head><body>Disección del saco endolinfático de ratones

This study describes how to dissect the endolymphatic sac from the inner ear of the mouse at different ages. The result of a similar dissection is shown in an Slc26a4-null mouse model of enlargement of the endolymphatic sac. A transgenic mouse with a fluorescent reporter expressed in the endolymphatic sac is presented as a model to readily visualize the endolymphatic sac, and educational tool.

Disección del saco endolinfático de ratones

The study of mutant mouse models of human hearing and balance disorders has unraveled many structural and functional changes which may contribute to the ...

Isolation of Cardiac and Vascular Smooth Muscle Cells from Adult, Juvenile, Larval and Embryonic Zebrafish for Electrophysiological Studies

Zebrafish have long been used as a model vertebrate organism in cardiovascular research. The technical difficulties of isolating individual cells from the zebrafish cardiovascular tissues have been limiting in studying their electrophysiological properties. Previous methods have been described for dissection of zebrafish hearts and isolation of ventricular cardiac myocytes. However, the isolation of zebrafish atrial and vascular myocytes for electrophysiological characterization was not detailed. This work describes new and modified enzymatic protocols that routinely provide isolated juvenile and adult zebrafish ventricular and atrial cardiomyocytes, as well as vascular smooth muscle (VSM) cells from the bulbous arteriosus, suitable for patch-clamp experiments. There has been no literary evidence of electrophysiological studies on zebrafish cardiovascular tissues isolated at embryonic and larval stages of development. Partial dissociation techniques that allow patch-clamp experiments on individual cells from larval and embryonic hearts are demonstrated.

The present protocol describes the acute isolation of viable cardiac and vascular smooth muscle cells from adult, juvenile, larval, and embryonic zebrafish (Danio rerio), suitable for electrophysiological studies.

Aislamiento de células musculares lisas cardíacas y vasculares de peces cebra adultos, juveniles, larvales y embrionarios para estudios electrofisiológicos

Zebrafish have long been used as a model vertebrate organism in cardiovascular research. The technical difficulties of isolating individual cells from the ...

Terminal H-reflex Measurements in Mice

The Hoffmann reflex (H-reflex), as an electrical analog to the stretch reflex, allows electrophysiological validation of the integrity of neural circuits after injuries such as spinal cord damage or stroke. An increase of the H-reflex response, together with symptoms like non-voluntary muscle contractions, pathologically augmented stretch reflex, and hypertonia in the corresponding muscle, is an indicator of post-stroke spasticity (PSS).
In contrast to rather nerve-unspecific transcutaneous measurements, here, we present a protocol to quantify the H-reflex directly at the ulnar and median nerves of the forepaw, which is applicable, with minor modifications, to the tibial and sciatic nerve of the hindpaw. Based on the direct stimulation and the adaptation to different nerves, the method represents a reliable and versatile tool to validate electrophysiological changes in spasticity-related disease models.

The clinical evaluation of spasticity based on the Hoffmann reflex (H-reflex) and using electrical stimulation of peripheral nerves is an established method. Here, we provide a protocol for a terminal and direct nerve stimulation for H-reflex quantification in the mouse forepaw.

Mediciones terminales del reflejo H en ratones

The Hoffmann reflex (H-reflex), as an electrical analog to the stretch reflex, allows electrophysiological validation of the integrity of neural circuits ...