Reconocemos la ayuda de Mike y Matt Muntifering Kofron con la imagen confocal y Gail Macke con procedimientos histológicos. Este trabajo fue apoyado en parte por los Institutos Nacionales de Salud-NHLBI (K01HL115447 a DS).

Los animales se alojaron en condiciones libres de patógenos. Los ratones fueron manejados de acuerdo a los protocolos aprobados por CCHMC Institucional Cuidado de Animales y el empleo Comisión (Cincinnati, OH EE.UU.). Los ratones utilizados a lo largo de estos estudios se mantuvieron en un fondo mixto. 1. Todo el montaje X-galactosidasa de tinción <ol><li> La eutanasia a mujer embarazada en E11.5 a E14.5, mediante inhalación de CO2. Colocar los animales en la cámara de CO 2, cargar la cámara con CO2. Mantener los animales en la cámara por un mínimo de 5 minutos. Realizar método secundario de la eutanasia por dislocación cervical. </li><li> área abdominal Clean con etanol (EtOH) 70% y llevar a cabo la laparotomía con una sola incisión en la línea media abdominal. Utilizar tijeras quirúrgicas y patrón estándar (serrados recta) fórceps. </li><li> Aislar cuernos uterinos usando pinzas y tijeras finas e inmediatamente colocar el tejido en la placa de Petri que contenía solución de PBS enfriado. Mantener el tejido en hielo hasta su procedimientopara el aislamiento de los embriones. </li><li> Aislar los embriones de los cuernos uterinos. Diseccionar el tejido traqueal de pulmón embrionario usando microscopio de disección. Utilice unas pinzas de punta fina y tijeras para sostener y perforar el tejido uterino y concepti liberación de los embriones. <ol><li> Retirar los restos de membranas embrionarias. Con la ayuda de palas de agujas cortar la cabeza de embriones y la parte inferior del cuerpo por debajo del diafragma. Localizar el hígado como un hito. </li><li> Después del aislamiento de la región torácica del embrión, proceder a eliminar lados laterales de la pared del cuerpo, la columna vertebral y las cuchillas de aguja del corazón usando. Tenga cuidado al retirar el corazón para evitar dañar el tejido traqueal. Por último, con cuidado, separar el esófago de la tráquea tirando del esófago con ayuda de cuchillas de aguja. Mantener el tejido en solución de PBS sobre hielo. </li></ol></li><li> Coloque el tejido en 4 ml de tornillo viales de vidrio o tapa utilizando pipetas de transferencia. Fijar el tejido pulmonar traqueal en 4% de paraformaldehído (PFA) en PBS durante 30 min. Después de la fijación,enjuagar tejido con PBS. Al enjuagar, preparar la solución de X-gal tinción (añadir 5 mM K 3 Fe (CN) 6, (100 l de 0,5 M de valores) 5 mM de K 4 Fe (CN) 6 (100 l de 0,5 M de valores) 2 mM MgCl2, ( 20 l de reserva 1 M) 0,01% NaDOC (50 l 2% en acciones), 0,02% de NP 4 O (100 l 2% en acciones), 1 mg / ml de X-gal (500 l de 20 mg / Stock ml) y 9,13 ml de agua destilada para llevar a un volumen final de 10 ml). </li><li> Eliminar cualquier resto de PBS y añadir 2 ml de solución de tinción X-gal al vial de vidrio. Colocar los viales en la bandeja en un agitador. tejidos de manchas de 1 a 2 horas en solución de tinción X-gal. Incubar el tejido en una solución de X-gal durante 4 horas para su posterior procesamiento y la inclusión. </li><li> Detener la reacción tejidos de lavado en el 3% de dimetilsulfóxido-PBS. Enjuague en PBS, 3 veces durante 5 minutos cada lavado y almacenar en un 70% de etanol. </li><li> Llenar cápsulas de Petri con una solución / PBS 1% de agarosa. Permitir agarosa para solidificar. El uso de pipetas de transferencia vidrio, colocar el tejido en co agarosaATED placas llenas de solución de PBS. Fotografiar su conjunto se monta utilizando un microscopio de disección. Seleccionar un filtro adecuado para campo claro. </li><li> Para distinguir mejor los sitios de muestras del proceso de tinción X-gal para la inclusión en parafina y seccionamiento. Colocar las muestras en casetes de la pantalla fina. <ol><li> Para procesar las muestras para la inclusión en parafina utilizan un procesador automatizado y establecieron un ciclo corto de la siguiente manera: seis cambios de alcohol: 5 min primer cambio y 3 minutos por cada cambio restante. Tres cambios de xileno: 5 min primer cambio y 3 min próximos dos cambios. Los pasos anteriores se realizan a 30 ° C. Por último, realizar tres cambios de parafina a 62 ° C: 25 min, 8 min y 5 min. </li></ol></li><li> Orient muestras para incrustar con el tejido que se encuentra en la parte inferior plana de la incrustación de barco. Añadir con cuidado de parafina para llenar el barco de la incrustación. Enfriar inmediatamente en la placa fría de la incrustación de la estación hasta que se solidifica en parafina. Retire el bloque de empotrar barco. Usando un microtomo, generar 6 micras sreflexiones. secciones de montaje de diapositivas-pretratados y secar los portaobjetos en la diapositiva conjunto más caliente a 42 ° C durante 1 hora. </li><li> Hornear se desliza durante la noche en un horno a 56 ºC. Colocar los portaobjetos en bastidores. Desparafinar desliza con tres cambios de 100% de xileno, 10 min cada uno. Utilización en la tinción platos llenos con 200 ml de xileno. </li><li> Rehidratar diapositivas utilizando series EtOH graduada (100%, 70%, 50% y 30%, 1 min por paso) a PBS antes de la contratinción con rojo rápido nuclear durante 10 a 30 seg. Se lavan los portas con agua del grifo tres veces durante 5 minutos cada vez para eliminar el exceso de Nuclear Fast Red. </li><li> Deshidratar las diapositivas en una serie graduada de EtOH (50%, 70% y 100% EtOH) antes del lavado en tres cambios de xileno (20 inmersiones en cada cambio) y la tapa de deslizamiento con los medios de montaje a base de xileno. </li></ol> 2. La tinción de lectina <ol><li> Diseccionar E13.5 y E14.5 traqueal tejido pulmonar como se describe en los pasos 1.1 a 1.4. El uso de pipetas de transferencia de vidrio lugar del tejido en viales con tapón de rosca. Fijar el tejido pulmonar traqueal con 2 ml dePFA solución al 2% durante la noche a 4 ° C. Después de la fijación, enjuague muestras en PBS tres veces durante 10 min cada lavado. </li><li> Preparar tampón, por lo general un volumen final de 10 ml de solución de bloqueo. Añadir 0,1 g de BSA (1%) a 8 ml de PBS. Permitir BSA se disuelva. Añadir 0,2 ml de suero de cabra (2%) 0,03 ml de Triton X-100 (0,3%). Se ajusta el volumen final a 10 ml con PBS. muestras de los bloques durante 1 h en 0,5 ml de tampón de bloqueo a temperatura ambiente. </li><li> Retire el amortiguador de bloqueo usando una pipeta de transferencia y reemplazar con una solución de lectina compuesta de 50 g / l de lectina, suero de cabra al 10% y PBS. Utilice 250 l de solución de lectina por muestra. Incubar toda la noche a 4 ° C. Asegúrese de cubrir el vial de vidrio que contiene el tejido con papel de aluminio. Después de la incubación con solución de lectina, enjuague muestras en PBS tres veces durante 10 min. </li><li> Coloque los explantes en placas de Petri recubierta de agarosa que contenían PBS suficiente para cubrir las muestras. Fotografiar su conjunto se monta utilizando un microscopio de fluorescencia de disección. Seleccione la appropfiltro piados para detectar la fluorescencia. Lectina PNA generalmente se acopla a GFP. </li></ol> 3. todo el montaje la tinción de inmunofluorescencia y microscopía confocal <ol><li> Aislar el tejido pulmonar traqueal, transferir a viales de tapón de rosca de vidrio de 4 ml y fijar durante la noche en PFA al 4%. E11.5 tejidos puede ser fijado en el 2% PFA. Almacenar en metanol al 100%. Las muestras pueden conservarse hasta varios meses a -20 ° C. </li><li> Eliminar el metanol usando una pipeta de transferencia y permeabilizar las muestras usando un blanqueador de Dent (4 partes de metanol, 1 parte de DMSO y 1 parte de 30% de H 2 O 2) durante 2 horas. tejido de hidratos en una serie graduada de metanol diluido en PBS como sigue: 100% de metanol, 75% de metanol, 50% de metanol, 25% de metanol, 100% PBS. Incubar 10 min a la temperatura ambiente durante cada paso de hidratación. </li><li> Tejido Block en reactivo de bloqueo al 0,5% diluido en PBS (ver Materiales para detalles) por dos horas a temperatura ambiente con agitación. </li><li> Diluir el anticuerpo primario en el bloqueo desolución (Sox9 1: 100, Nkx2.1 1: 200, αSMA 1: 250) y se incuban las muestras durante la noche a 4 ° C. muestras de lavado con PBS cinco veces a temperatura ambiente. Realizar cada lavado durante 1 hora. </li><li> Aplicar anticuerpo secundario a una dilución 1: 500 en solución de bloqueo 0,5%. Seleccione cuidadosamente anticuerpos secundarios para evitar la unión entre los anticuerpos secundarios. Incubar toda la noche a 4 ° C en una habitación oscura. muestras de lavado tres veces para 20 min a temperatura ambiente. Deshidratar muestras en una serie graduada de metanol diluido en PBS como sigue: 25% de metanol, metanol 50% 75% de metanol, 100% de metanol, 10 min cada paso. NOTA: Asegurarse de que las muestras permanecen cubiertos con papel de aluminio y minimizar la exposición a la luz. Tissue ahora se puede almacenar a 4 ° C durante varias semanas hasta que se fotografiaron. </li><li> Transferir las muestras de platos hechos a la medida de la etapa, eliminar el metanol y claro con aproximadamente 200 l de solución transparente de Murray 19,20 (2 partes de benzoato de bencilo, 1 parte de alcohol de bencilo) inmediatamente BEFformación de imágenes de mineral. Fotografía utilizando un microscopio confocal. Procesar y analizar la imagen usando el software de imágenes. </li></ol> 4. Proliferación Celular <ol><li> Inyectar ratones E11.5 embarazada intraperitoneal con una solución de BrdU a una concentración de 100 mg de BrdU / g de peso corporal. Sacrificar femenina tal como se describe en la sección 1 del protocolo y aislar embriones en E12.5 E13.5 o. El uso de hojas de cuchillo, cabezas especiales y la parte inferior del cuerpo por debajo de la cavidad torácica. </li><li> Coloque el tejido torácica en 4 ml de tornillo viales de tapa y fijar en 1 ml de PFA al 4% durante la noche. muestras de lavado con PBS dos veces durante 5 min y se deshidratan muestras a través de una serie de etanol diluido en agua destilada hasta 70% de etanol como sigue: 30%, 50% y 70% de etanol, durante 5 min cada paso. <ol><li> Colocar las muestras en casetes de pantalla de tamaño mediano. tejido Proceso para la inclusión en parafina utilizando y el procesador automatizado. Establecer un ciclo de la siguiente manera: seis cambios de alcohol durante 8 minutos cada una, tres cambios de xileno durante 6 minutos cada uno, tres cHanges de parafina, durante 25 minutos, 9 minutos y 8 minutos. </li></ol></li><li> Incrustar en parafina orientando el tejido en la posición deseada para generar transversal 6 micras o secciones longitudinales como se describe en el apartado 1. Coloque las secciones en portaobjetos y permitir que el tejido se adhiera a deslizarse en la diapositiva conjunto más caliente a 42 ° C durante 1 hora. </li><li> diapositivas de pasteles, en sus lados, durante la noche en un horno a 56 ° C. Colocar los portaobjetos en bastidores de plástico. diapositivas de-paraffinize por inmersión en tres cambios de 100% de xileno, 10 min por el cambio. Use 200 ml de xileno para sumergir completamente las diapositivas. Rehidratar diapositivas utilizando series EtOH graduada (100%, 70%, 50% y 30%, 5 min por paso con agitación) a PBS (5 min). </li><li> Realizar la recuperación de antígenos usando tampón de citrato 10 mM, pH 6. Para preparar 100 ml de mezcla de tampón de citrato 18 ml de M de ácido cítrico monohidratado 0,1 y 82 ml de 0,1 M de citrato de sodio. <ol><li> Colocar las muestras en frascos de Coplin de plástico llenas de solución de recuperación de antígeno y de microondas durante 6,5 minutos a alta potencia. Añadir dislabrada agua para jarra Coplin para compensar tampón citrato-evaporada y recalentar a una potencia del 40% durante 6 min. </li><li> Llene la jarra de Coplin arriba con agua, y volver a calentar de nuevo en marcha de 40% durante 6 min. tiempos de microondas pueden variar en función de microondas utilizado. </li><li> Permitir que las diapositivas se enfríen durante 20 minutos a temperatura ambiente antes de lavar portaobjetos en agua destilada durante 1 min, seguido de PBS durante 5 min. Después de que el lavado con PBS, los portaobjetos de bloque durante 2 horas en una solución que contiene TBS (2,425 g de base Tris y 8,765 g de NaCl diluido en 1 L de agua destilada) 10% de suero de burro y 1% de BSA de bloqueo. </li></ol></li><li> Añadir anticuerpos primarios diluidos en solución de bloqueo (TBS que contenía 10% de suero burro y 1% de BSA). BrdU (marcador de la mitosis), Nkx2.1 (epitelio de las vías respiratorias), Sox9 (células que darán lugar a cartílago) y αSMA (células de músculo liso). Incubar los portaobjetos durante la noche, a 4 ° C. Utilice el método de superposición para conservar anticuerpos. Aplicar 180 l de anticuerpo a una junta y luego coloque diapositiva como si cubreobjetossilbido. </li><li> Separar la junta sumergiendo portaobjetos en agua destilada. Después de la eliminación de la junta, lavar el anticuerpo primario no unido mediante la realización de seis lavados de 5 min con TBS que contiene 0,1% de Tween-20. <ol><li> Incubar los portaobjetos con el anticuerpo secundario diluido en solución de bloqueo a una dilución de 1: 200, durante 1 hora a temperatura ambiente. Seleccionar anticuerpos secundarios con cuidado para evitar la unión no deseada entre ellos. Eliminar el anticuerpo secundario no unido mediante la realización de tres lavados de cinco minutos con TBS que contiene 0,1% de Tween. </li><li> Lavado de los portaobjetos en la base M Tris 0,1 dos veces durante 5 min y luego 0,05 M Tris base de dos veces por 5 min. Las diapositivas se puede dejar en la base de Tris 0,05 M, mientras que coversliping utilizando medio de montaje con o sin DAPI (1,5 mg / ml). diapositivas de las tiendas en la carpeta de diapositivas a 4 ° C y proteger de la luz cubriendo carpeta con papel de aluminio. </li></ol></li><li> Visualizar las manchas y la fotografía utilizando un microscopio de fluorescencia automatizado. Contar las células marcadas y el total de células por campo fotografiado en20X y 40X para determinar las relaciones de la proliferación de células a las células totales. </li></ol>

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&quot;Los autores no tienen nada que revelar.&quot;

Acontecimientos que subyacen a la morfogénesis de las vías respiratorias no se entienden completamente, en particular los procesos necesarios para el modelado de las vías aéreas de conducción. Estudios anteriores han utilizado técnicas ex vivo en el que se cultivan los explantes en desarrollo en la interfase aire-líquido o incrustado en matrigel 21,22. Estos estudios han demostrado que los factores de crecimiento influyen en el patrón de la tráquea y el desarrollo de la formación de cartíl...

El desarrollo del tracto respiratorio es iniciado por día embrionario 9 (E9) con la aparición de células positivas en el Nkx2.1 endodérmico ventral del intestino anterior 1,2. Separación del tubo esofágico-traqueal resolverá por E11.5 cuando los tubos se pueden distinguir como entidades distintas, cada una rodeada por tejido mesenquimal 3. La señalización de Wnt desempeña un papel clave en la especificación de las vías respiratorias como la supresión de Wnt2 y Wnt2b, expresada por el mesénquima esplácnico y supresión de β-catenina del epitelio respiratorio endodérmico resultará en agenesia pulmonar 4,5. Nuestros estudios anteriores determinaron que la supresión de Wls, una mediación de la secreción de receptor de carga de todos los ligandos Wnt, a partir de los resultados de las vías respiratorias endodérmico en hipoplasia pulmonar, defectos en el desarrollo vascular pulmonar y de errores de modelado de la mesénquima traqueal 6,7. Estos datos apoyan la importancia de la cro epitelio-mesenquimalss hablar en la diferenciación celular y la especificación, ya que también se ha demostrado en otros estudios 8,9. El estudio de las primeras etapas del desarrollo de los pulmones se basa en genética, in vitro e in vivo técnicas ex que han permitido comprender mejor los mecanismos que impulsan la identidad respiratoria 10-16. Cultivos de explantes de pulmón enteros en la interfase aire-líquido se han utilizado ampliamente para estudiar los efectos de los factores de crecimiento en las primeras etapas de la morfogénesis pulmonar 10,17,18 ramificación. Mientras se usa este método como lectura de cambios morfológicos, tales como la morfogénesis de ramificación, y la modulación de la expresión génica, se limita al estudio de las primeras etapas del proceso de desarrollo, ya que la cultura misma no es compatible con el desarrollo de la vasculatura 17. El desarrollo del cartílago traqueal requiere tiempos de incubación más largos que pueden ser incompatibles con esta técnica de cultivo. para ANALYZe la función de señalización Wnt durante la formación de las vías respiratorias, hemos adaptado técnicas estándar para satisfacer las necesidades de nuestros estudios embrionarias. Hemos modificado volúmenes, tiempos de tinción, ciclo de procesamiento para la inclusión en parafina y el calendario para la limpieza del tejido traqueal-pulmón. El principal objetivo de la optimización de las técnicas descritas en el presente estudio fue analizar las primeras etapas del desarrollo traqueal en ratones que tienen lugar desde E11 a E14.5. Utilizando el reportero ratones línea Axin2LacZ nosotros los sitios precisamente determinadas de la actividad / β-catenina en el mesénquima traqueal en desarrollo. También hemos adaptado procedimiento de tinción de lectina para todo el tejido traqueal montaje. Por lo tanto, hemos sido capaces de visualizar condensaciones mesenquimales y predecir los sitios en donde se llevará a cabo la condrogénesis. La tinción de todo el montaje y las secciones de tejido embrionario obtenido de ratones WlsShhCre, junto con técnicas de microscopía avanzada, nos permitió dar a conocer el papel de los ligandos Wnt producidos por el traepitelio traqueal en el patrón traqueal.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Anti Sox9 ab.</td>
			<td>Millipore</td>
			<td>AB5535</td>
			<td>1:400 , rabbit</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anti Sox9 ab.</td>
			<td>Santa Cruz</td>
			<td>Sc-20095</td>
			<td>1:50, rabbit</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anti Smooth Muscle Actin ab.</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>A5228</td>
			<td>1:2k, mouse</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anti NKX2.1 ab.</td>
			<td>Seven Hills</td>
			<td>n/a</td>
			<td>1:100, guinea pig</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anti NKX2.1 ab.</td>
			<td>Seven Hills</td>
			<td>n/a</td>
			<td>1:400, mouse</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anti Brdu ab.</td>
			<td>Abcam</td>
			<td>AB1893</td>
			<td>1:200, sheep</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anti Brdu ab.</td>
			<td>Santa Cruz</td>
			<td>Sc-32323</td>
			<td>1:4k, mouse</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PNA Lectin</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>L 7381</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Secondary antibodies</td>
			<td>Life technologies</td>
			<td></td>
			<td>Alexa fluor Molecular probes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>K3Fe(CN)6</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>P8131</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>K4Fe(CN)6</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P3289</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MgCl2</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>M9272</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaDOC</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>89905</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NP4O</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>85124</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Alcian Blue 8GX</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>A-3157</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fisher brand super-frost plus</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>12-550-15</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PFA (16%)</td>
			<td>EMS</td>
			<td>15710</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PBS</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>70011-044</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fetal Calf Serum</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>11K413</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Blocking reagent</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td></td>
			<td>Component of TSA kit #2&#160;&#160;&#160; ( T20932)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BrDu</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>B5002-5g</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vectashield mounting medium</td>
			<td>Vector labs</td>
			<td>H-1000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Permount</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>SP15-500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tissue-loc cassettes Histoscreen</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>C-0250-GR</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Biopsy cassettes</td>
			<td>Premiere</td>
			<td>BC0109</td>
			<td>Available in different colors</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nuclear fast red&#160; Kernechtrot 0.1%</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>N3020</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Citric acid</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>C1909-500G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium citrate tribasic dihydrate</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>S4641-1Kg</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trizma hydrochloride</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>T5941-500G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Xylene</td>
			<td>Pharmco-AAPER</td>
			<td>399000000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethanol</td>
			<td>Pharmco-AAPER</td>
			<td>111000200</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro knives</td>
			<td>FST</td>
			<td>10318-14</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dumont #5 ceramic coated</td>
			<td>FST</td>
			<td>11252-50</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dumont #5CO</td>
			<td>FST</td>
			<td>11295-20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dumont # 5</td>
			<td>FST</td>
			<td>91150-20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Thermo/Shandon Excelsior ES</td>
			<td>Thermo Fisher</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microtome</td>
			<td>Leica</td>
			<td>RM2135</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nikon i90</td>
			<td>Nikon</td>
			<td></td>
			<td>Wide field microscope</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NikonA1Rsi</td>
			<td>Nikon</td>
			<td></td>
			<td>Confocal microscopy. Settings:NikonA1 plus camera, scanner: Galvano, detector:DU4. Optics Plan Apo lambda 10x. Modality: Widefield fluorescence laser confocal.&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Leica MS 16 FA</td>
			<td>Leica</td>
			<td></td>
			<td>Fluorescence Dissecting microscope</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Zeiss</td>
			<td>Zeiss</td>
			<td></td>
			<td>Automated fluorescence microscope</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Leica Application suite</td>
			<td>Leica</td>
			<td></td>
			<td>Leica imaging software</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NIS</td>
			<td>Nikon</td>
			<td></td>
			<td>Nikon imaging software</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>IMARIS</td>
			<td>Bitplane</td>
			<td></td>
			<td>Imaging processing software</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

studying wnt signaling during patterning of conducting airways

Wnt signaling pathways play critical roles during development of the respiratory tract. Defining precise mechanisms of differentiation and morphogenesis controlled by Wnt signaling is required to understand how tissues are patterned during normal development. This knowledge is also critical to determine the etiology of birth defects such as lung hypoplasia and tracheobronchomalacia. Analysis of earliest stages of development of respiratory tract imposes challenges, as the limited amount of tissue prevents the performance of standard protocols better suited for postnatal studies. In this paper, we discuss methodologies to study cell differentiation and proliferation in the respiratory tract. We describe techniques such as whole mount staining, processing of the tissue for confocal microscopy and immunofluorescence in paraffin sections applied to developing tracheal lung. We also discuss methodologies for the study of tracheal mesenchyme differentiation, in particular cartilage formation. Approaches and techniques discussed in the current paper circumvent the limitation of material while working with embryonic tissue, allowing for a better understanding of the patterning process of developing conducting airways.

actividad / β-catenina vía Se detectó tinción Whole mount Lac-Z en el tejido traqueal-pulmón de embriones aislados de reportero AXIN2 Lac -Z ratones 11. Sitios de tinción indican la actividad / β-catenina vía. El análisis de secciones de toda la tinción de montaje determinó que la actividad / β-catenina Wnt estaba presente en el mesénquima de la tráquea y en el mesénquim...

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Studying Wnt Signaling During Patterning of Conducting Airways

El uso de ratones reportero acoplados a todo el montaje y la sección de tinción, microscopía y ensayos in vivo facilita el análisis de los mecanismos que subyacen en el patrón normal de las vías respiratorias. A continuación se describe cómo estas técnicas contribuyeron al análisis de la señalización de Wnt durante el desarrollo traqueal.

El estudio de la señalización Wnt Durante Patrones de llevar a cabo Airways

Wnt signaling pathways play critical roles during development of the respiratory tract. Defining precise mechanisms of differentiation and morphogenesis ...

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Research

JoVE Journal

Developmental Biology

7.3K vistas.  Cincinnati Children’s Hospital Medical Center.  El uso de ratones reportero acoplados a todo el montaje y la sección de tinción, microscopía y ensayos in vivo facilita el análisis de los mecanismos que subyacen en el patrón normal de las vías respiratorias. A continuación se describe cómo estas técnicas contribuyeron al análisis de la señalización de Wnt durante el desarrollo traqueal. 

Video: Studying Wnt Signaling During Patterning of Conducting Airways

Method of Studying Palatal Fusion using Static Organ Culture

Cleft lip and palate are among the most common of all birth defects. The secondary palate forms from mesenchymal shelves covered with epithelium that adheres to form the midline epithelial seam (MES). The theories suggest that MES cells follow an epithelial to mesenchymal transition (EMT), apoptosis and migration, making a fused palate 1. Complete disintegration of the MES is the final essential phase of palatal confluence with surrounding mesenchymal cells. We provide a method for palate organ culture. The developed in vitro protocol allows the study of the biological and molecular processes during fusion. The applications of this technique are numerous, including evaluating responses to exogenous chemical agents, effects of regulatory and growth factors and specific proteins. Palatal organ culture has a number of advantages including manipulation at different stages of development that is not possible using in vivo studies.

Studies of palate development are motivated by the incidence of cleft palate, a birth defect that imposes a tremendous health burden and can leave lasting disfigurement. We demonstrate here a technique to culture palatal shelves that can be used to study different signaling pathways involved in palatal development and fusion.

Método de estudio palatina Fusión usando estático Organ Culture

Cleft lip and palate are among the most common of all birth defects. The secondary palate forms from mesenchymal shelves covered with epithelium that ...

Investigación

Biología del Desarrollo

Using Confocal Analysis of Xenopus laevis to Investigate Modulators of Wnt and Shh Morphogen Gradients

This protocol describes a method to visualise ligands distributed across a field of cells. The ease of expressing exogenous proteins, together with the large size of their cells in early embryos, make Xenopus laevis a useful model for visualising GFP-tagged ligands. Synthetic mRNAs are efficiently translated after injection into early stage Xenopus embryos, and injections can be targeted to a single cell. When combined with a lineage tracer such as membrane tethered RFP, the injected cell (and its descendants) that are producing the overexpressed protein can easily be followed. This protocol describes a method for the production of fluorescently tagged Wnt and Shh ligands from injected mRNA. The methods involve the micro dissection of ectodermal explants (animal caps) and the analysis of ligand diffusion in multiple samples. By using confocal imaging, information about ligand secretion and diffusion over a field of cells can be obtained. Statistical analyses of confocal images provide quantitative data on the shape of ligand gradients. These methods may be useful to researchers who want to test the effects of factors that may regulate the shape of morphogen gradients.

Using Confocal Analysis of Xenopus laevis to Investigate Modulators of Wnt and Shh Morphogen Gradients

The manuscript here provides a simple set of methods for analysing the secretion and diffusion of fluorescently tagged ligands in Xenopus. This provides a context for testing the ability of other proteins to modify ligand distribution and allowing experiments that may give insight into mechanisms regulating morphogen gradients.

Uso del análisis confocal de<em&gt; Xenopus laevis</em&gt; Encargado de investigar moduladores de Wnt y Shh morfógeno Degradados

This protocol describes a method to visualise ligands distributed across a field of cells. The ease of expressing exogenous proteins, together with the ...

The Power of Simplicity: Sea Urchin Embryos as in Vivo Developmental Models for Studying Complex Cell-to-cell Signaling Network Interactions

Remarkably few cell-to-cell signal transduction pathways are necessary during embryonic development to generate the large variety of cell types and tissues in the adult body form. Yet, each year more components of individual signaling pathways are discovered, and studies indicate that depending on the context there is significant cross-talk among most of these pathways. This complexity makes studying cell-to-cell signaling in any in vivo developmental model system a difficult task. In addition, efficient functional analyses are required to characterize molecules associated with signaling pathways identified from the large data sets generated by next generation differential screens. Here, we illustrate a straightforward method to efficiently identify components of signal transduction pathways governing cell fate and axis specification in sea urchin embryos. The genomic and morphological simplicity of embryos similar to those of the sea urchin make them powerful in vivo developmental models for understanding complex signaling interactions. The methodology described here can be used as a template for identifying novel signal transduction molecules in individual pathways as well as the interactions among the molecules in the various pathways in many other organisms.

The Power of Simplicity: Sea Urchin Embryos as in Vivo Developmental Models for Studying Complex Cell-to-cell Signaling Network Interactions

This video article details a straightforward in vivo methodology that can be used to systematically and efficiently characterize components of complex signaling pathways and regulatory networks in many invertebrate embryos.

El poder de la simplicidad: Erizo de mar como embriones<em&gt; En Vivo</em&gt; Modelos de desarrollo para el estudio celular de la célula-a-complejo de señalización de red Interacciones

Remarkably few cell-to-cell signal transduction pathways are necessary during embryonic development to generate the large variety of cell types and ...

Stimulation of Notch Signaling in Mouse Osteoclast Precursors

Notch signaling is a key component of multiple physiological and pathological processes. The nature of Notch signaling, however, makes in vitro investigation of its varying and sometimes contradictory roles a challenge. As a component of direct cell-cell communication with both receptors and ligands bound to the plasma membrane, Notch signaling cannot be activated in vitro by simple addition of ligands to culture media, as is possible with many other signaling pathways. Instead, Notch ligands must be presented to cells in an immobilized state. 
Variations in methods of Notch signaling activation can lead to different outcomes in cultured cells. In osteoclast precursors, in particular, differences in methods of Notch stimulation and osteoclast precursor culture and differentiation have led to disagreement over whether Notch signaling is a positive or negative regulator of osteoclast differentiation. While closer comparisons of osteoclast differentiation under different Notch stimulation conditions in vitro and genetic models have largely resolved the controversy regarding Notch signaling and osteoclasts, standardized methods of continuous and temporary stimulation of Notch signaling in cultured cells could prevent such discrepancies in the future.
This protocol describes two methods for stimulating Notch signaling specifically in cultured mouse osteoclast precursors, though these methods should be applicable to any adherent cell type with minor adjustments. The first method produces continuous stimulation of Notch signaling and involves immobilizing Notch ligand to a tissue culture surface prior to the seeding of cells. The second, which uses Notch ligand bound to agarose beads allows for temporary stimulation of Notch signaling in cells that are already adhered to a culture surface. This protocol also includes methods for detecting Notch activation in osteoclast precursors as well as representative transcriptional markers of Notch signaling activation.

Notch signaling is a form of cellular communication that relies upon direct contact between cells. To properly induce Notch signaling in vitro, Notch ligands must be presented to cells in an immobilized state. This protocol describes methods for in vitro stimulation of Notch signaling in mouse osteoclast precursors.

La estimulación de la señalización de Notch en el ratón osteoclastos precursores

Notch signaling is a key component of multiple physiological and pathological processes. The nature of Notch signaling, however, makes in vitro ...

In Vitro Ovule Cultivation for Live-cell Imaging of Zygote Polarization and Embryo Patterning in Arabidopsis thaliana

In most flowering plants, the zygote and embryo are hidden deep in the mother tissue, and thus it has long been a mystery of how they develop dynamically; for example, how the zygote polarizes to establish the body axis and how the embryo specifies various cell fates during organ formation. This manuscript describes an in vitro ovule culture method to perform live-cell imaging of developing zygotes and embryos of Arabidopsis thaliana. The optimized cultivation medium allows zygotes or early embryos to grow into fertile plants. By combining it with a poly(dimethylsiloxane) (PDMS) micropillar array device, the ovule is held in the liquid medium in the same position. This fixation is crucial to observe the same ovule under a microscope for several days from the zygotic division to the late embryo stage. The resulting live-cell imaging can be used to monitor the real-time dynamics of zygote polarization, such as nuclear migration and cytoskeleton rearrangement, and also the cell division timing and cell fate specification during embryo patterning. Furthermore, this ovule cultivation system can be combined with inhibitor treatments to analyze the effects of various factors on embryo development, and with optical manipulations such as laser disruption to examine the role of cell-cell communication.

In Vitro Ovule Cultivation for Live-cell Imaging of Zygote Polarization and Embryo Patterning in Arabidopsis thaliana

This manuscript describes an in vitro ovule cultivation method that enables live-cell imaging of Arabidopsis zygotes and embryos. This method is utilized to visualize the intracellular dynamics during zygote polarization and the cell fate specification in developing embryos.

In Vitro Cultivo de óvulos para la proyección de imagen de cigoto polarización de Live-celular y patrones del embrión en Arabidopsis thaliana

In most flowering plants, the zygote and embryo are hidden deep in the mother tissue, and thus it has long been a mystery of how they develop dynamically; ...

Live Cell Imaging of Chromosome Segregation During Mitosis

Chromosomes must be reliably and uniformly segregated into daughter cells during mitotic cell division. Fidelity of chromosomal segregation is controlled by multiple mechanisms that include the Spindle Assembly Checkpoint (SAC). The SAC is part of a complex feedback system that is responsible for prevention of a cell progress through mitosis unless all chromosomal kinetochores have attached to spindle microtubules. Chromosomal lagging and abnormal chromosome segregation is an indicator of dysfunctional cell cycle control checkpoints and can be used to measure the genomic stability of dividing cells. Deregulation of the SAC can result in the transformation of a normal cell into a malignant cell through the accumulation of errors during chromosomal segregation. Implementation of the SAC and the formation of the kinetochore complex are tightly regulated by interactions between kinases and phosphatase such as Protein Phosphatase 2A (PP2A). This protocol describes live cell imaging of lagging chromosomes in mouse embryonic fibroblasts isolated from mice that had a knockout of the PP2A-B56&#947; regulatory subunit. This method overcomes the shortcomings of other cell cycle control imaging techniques such as flow cytometry or immunocytochemistry that only provide a snapshot of a cell cytokinesis status, instead of a dynamic spatiotemporal visualization of chromosomes during mitosis.

This protocol describes an easy and convenient method to label and visualize live chromosomes in mitotic cells using Histone2B-GFP BacMam 2.0 label and a spinning disc confocal microscopy system.

Imágenes de células vivas de la segregación de cromosomas durante la Mitosis

Chromosomes must be reliably and uniformly segregated into daughter cells during mitotic cell division. Fidelity of chromosomal segregation is controlled ...

Visualization of the Superior Ocular Sulcus during Danio rerio Embryogenesis

Congenital ocular coloboma is a genetic disorder that is typically observed as a cleft in the inferior aspect of the eye resulting from incomplete choroid fissure closure. Recently, the identification of individuals with coloboma in the superior aspect of the iris, retina, and lens led to the discovery of a novel structure, referred to as the superior fissure or superior ocular sulcus (SOS), that is transiently present on the dorsal aspect of the optic cup during vertebrate eye development. Although this structure is conserved across mice, chick, fish, and newt, our current understanding of the SOS is limited. In order to elucidate factors that contribute to its formation and closure, it is imperative to be able to observe it and identify abnormalities, such as delay in the closure of the SOS. Here, we set out to create a standardized series of protocols that can be used to efficiently visualize the SOS by combining widely available microscopy techniques with common molecular biology techniques such as immunofluorescent staining and mRNA overexpression. While this set of protocols focuses on the ability to observe SOS closure delay, it is adaptable to the experimenter&#39;s needs and can be easily modified. Overall, we hope to create an approachable method through which our understanding of the SOS can be advanced to expand the current knowledge of vertebrate eye development.

Visualization of the Superior Ocular Sulcus during Danio rerio Embryogenesis

Here, we present a standardized series of protocols to observe the superior ocular sulcus, a recently-identified, evolutionarily-conserved structure in the vertebrate eye. Using zebrafish larvae, we demonstrate techniques necessary to identify factors that contribute to the formation and closure of the superior ocular sulcus.

Visualización del surco Ocular Superior durante la embriogénesis de Danio rerio

Congenital ocular coloboma is a genetic disorder that is typically observed as a cleft in the inferior aspect of the eye resulting from incomplete choroid ...

Genotyping of Sea Anemone during Early Development

Described here is a PCR-based protocol to genotype the gastrula stage embryo of the anthozoan cnidarian Nematostella vectensis without sacrificing the life of the animal. Following in vitro fertilization and de-jellying, zygotes are allowed to develop for 24 h at room temperature to reach the early- to mid-gastrula stage. The gastrula embryos are then placed on an agarose gel bed in a Petri dish containing seawater. Under the dissecting microscope, a tungsten needle is used to surgically separate an aboral tissue fragment from each embryo. Post-surgery embryos are then allowed to heal and continue development. Genomic DNA is extracted from the isolated tissue fragment and used as a template for locus-specific PCR. The genotype can be determined based on the size of PCR products or presence/absence of allele-specific PCR products. Post-surgery embryos are then sorted according to the genotype. The duration of the entire genotyping process depends on the number of embryos to be screened, but it minimally requires 4&#8211;5 h. This method can be used to identify knockout mutants from a genetically heterogeneous population of embryos and enables analyses of phenotypes during development.

The goal of this protocol is to genotype the sea anemone Nematostella vectensis during gastrulation without sacrificing the embryo.

Genotipado de anémona sin mar durante el desarrollo temprano

Described here is a PCR-based protocol to genotype the gastrula stage embryo of the anthozoan cnidarian Nematostella vectensis without sacrificing the ...

A Layered Mounting Method for Extended Time-Lapse Confocal Microscopy of Whole Zebrafish Embryos

Dynamics of development can be followed by confocal time-lapse microscopy of live transgenic zebrafish embryos expressing fluorescence in specific tissues or cells. A difficulty with imaging whole embryo development is that zebrafish embryos grow substantially in length. When mounted as regularly done in 0.3-1% low melt agarose, the agarose imposes growth restriction, leading to distortions in the soft embryo body. Yet, to perform confocal time-lapse microscopy, the embryo must be immobilized. This article describes a layered mounting method for zebrafish embryos that restrict the motility of the embryos while allowing for the unrestricted growth. The mounting is performed in layers of agarose at different concentrations. To demonstrate the usability of this method, whole embryo vascular, neuronal and muscle development was imaged in transgenic fish for 55 consecutive hours. This mounting method can be used for easy, low-cost imaging of whole zebrafish embryos using inverted microscopes without requirements of molds or special equipment.

This article describes a method to mount fragile zebrafish embryos for extended time-lapse confocal microscopy. This low-cost method is easy to perform using regular glass-bottom microscopy dishes for imaging on any inverted microscope. The mounting is performed in layers of agarose at different concentrations.

Un método de montaje en capas para la microscopía confocal de lapso de tiempo extendido de embriones enteros de pez cebra

Dynamics of development can be followed by confocal time-lapse microscopy of live transgenic zebrafish embryos expressing fluorescence in specific tissues ...

Real-time Bioluminescence Imaging of Notch Signaling Dynamics during Murine Neurogenesis

Notch signaling regulates the maintenance of neural stem/progenitor cells by cell-cell interactions. The components of Notch signaling exhibit dynamic expression. Notch signaling effector Hes1 and the Notch ligand Delta-like1 (Dll1) are expressed in an oscillatory manner in neural stem/progenitor cells. Because the period of the oscillatory expression of these genes is very short (2 h), it is difficult to monitor their cyclic expression. To examine such rapid changes in the gene expression or protein dynamics, fast response reporters are required. Because of its fast maturation kinetics and high sensitivity, the bioluminescence reporter luciferase is suitable to monitor rapid gene expression changes in living cells. We used a destabilized luciferase reporter for monitoring the promoter activity and a luciferase-fused reporter for visualization of protein dynamics at single cell resolution. These bioluminescence reporters show rapid turnover and generate very weak signals; therefore, we have developed a highly sensitive bioluminescence imaging system to detect such faint signals. These methods enable us to monitor various gene expression dynamics in living cells and tissues, which are important information to help understand the actual cellular states.

Neural stem/progenitor cells exhibit various expression dynamics of Notch signaling components that lead to different outcomes of cellular events. Such dynamic expression can be revealed by real-time monitoring, not by static analysis, using a highly sensitive bioluminescence imaging system that enables visualization of rapid changes in gene expressions.

Imágenes de bioluminiscencia en tiempo real de la dinámica de señalización de muesca durante la neurogénesis de la murino

Notch signaling regulates the maintenance of neural stem/progenitor cells by cell-cell interactions. The components of Notch signaling exhibit dynamic ...

El estudio de la señalización Wnt Durante Patrones de llevar a cabo Airways

Resumen

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