This work was supported by The MRC DPFS grant (MR/M015696/1) and Ministry of Sciences and Technology of China (2013DFG32080).

1. Preparación de ARN diana y Cas9 Las construcciones y reparación de Donantes del vector <ol><li> Clonación de gRNAs <ol><li> Diseñar una secuencia diana de ARN-guía en el gen del virus vaccinia N1L siguiendo el principio establecido previamente 25. Alinear la secuencia diana guía-ARN contra el genoma del virus vaccinia (en este caso, Lister cepa de virus vaccinia) para descartar cualquier secuencias diana gRNA fuera de objetivo. </li><li> Sintetizar y clonar oligos gRNA en un vector de clonación gRNA como se describió anteriormente 25. Confirmar la secuencia de cada gRNA individual en el vector resultante por secuenciación de Sanger 33. Nombre del gRNA construcción resultante como gRNA N2 33. NOTA: El sitio diana gRNA está dentro del gen N1L, y está en la región entre el brazo izquierdo y el brazo derecho que las cubiertas vector reparación donantes (ver Figura 1). </li></ol></li><li> Clonar el gen Cas9 que carece de la señal de localización nuclear (NLS) en lavector pST1374 y designar el constructo como pST-Cas9 33. NOTA: Cualquier expresión vector de clonación de mamíferos puede ser utilizado para la construcción del vector de expresión Cas9. </li><li> Construcción del vector de la reparación de los donantes para los recursos humanos <ol><li> Utilice el gen de VV N1L como la región diana para la modificación 33. Asegúrese de que las longitudes de los brazos izquierdo y derecho son de 500 a 600 pb cada uno, y que flanquean la región diana. NOTA: El brazo izquierdo / brazo derecho puede tener hasta 50 pb solapamiento con la región diana (Ver Figura 1). </li><li> Clonar la reparación región vector donante N1L como se describió anteriormente 33, 34 y designar el vector donante de reparación como pT-N1L. NOTA: Véase la Figura 1 para el vector de la reparación de los donantes y su región de destino. Otras regiones del VV se pueden apuntar usando región (gen) específicos de gRNA (s) y el vector de reparación de donantes específicos de la región. Cualquier vector de clonación puede ser utilizado para la construcción del vector de reparación donante. </li> &lt;/ Ol&gt; </li><li> La expansión del plásmido <ol><li> Transformar el plásmido en E. químicamente competente coli de acuerdo con las instrucciones del fabricante. Se purificó el plásmido usando un kit de extracción de plásmido en referencia con el protocolo suministrado por el fabricante. </li></ol></li></ol> 2. Las células de la siembra (Día 1) <ol><li> Mantener células CV-1 (fibroblastos de riñón de mono) en Dulbecco medio de Eagle modificado (DMEM) suplementado con 5% de suero bovino fetal (FBS), 100 U / ml de penicilina, y 100 mg / ml de estreptomicina, a 37 ° C con 5% de CO 2. </li><li> trypsinize células CV-1 que son 80-90% de confluencia <ol><li> Retire el medio de cultivo celular de las T-175 matraz que contenía células CV-1. Enjuagar la monocapa con 5 ml de PBS estéril para eliminar el suero residual y aspirar el PBS. Añadir 2,5 ml de solución 1 × tripsina-EDTA para cubrir las células y se coloca el matraz en 37 ° C incubadora durante aproximadamente 5 min para ayudar a la separación de células. </li><li> Añadir10 ml de medio de cultivo celular (véase el paso 2.1) para suspender las células por acción de la pipeta suave. Contar el número de células utilizando un hemocitómetro. </li><li> Siembra de las células en placas de 6 pocillos <ol><li> Seed 2 × 10 5 células CV-1 en 2 ml de medio de cultivo celular en cada pocillo de una placa de 6 pocillos el día antes de la transfección. NOTA: una etapa de centrifugación adicional para eliminar la tripsina no es necesario. </li></ol></li></ol></li></ol> 3. La transfección de plásmido y Cas9 gRNA plásmido (Día 2) <ol><li> transfectar células CV-1 (preparados en la etapa 2.2.3.1) con 0,5 mg de pST-Cas9 plásmido y 0,5 g de plásmido gRNA N2 usando un reactivo de transfección de acuerdo con las instrucciones del fabricante. </li><li> Se incuban las células durante 24 h en una incubadora (37 ° C con 5% de CO 2), y luego sustituir el medio con 2 ml de medio de cultivo celular fresco (descrito en el paso 2.1). </li></ol> 4. La infección de CV 1-Cells y traslado de los donantes VLa transfección ector para HR (día 3) <ol><li> Diluir la columna vertebral virus VVL15 con medio de cultivo celular DMEM a una concentración de 2 × 10 5 pfu / ml. 24 h después de la transfección de plásmidos Cas9 y gRNA, añadir 100 l de virus diluido en cada pocillo de las células CV-1 transfectadas. </li><li> 2 h después de la infección de virus, transfectar 1,0 g de traslado vector donante en las células infectadas por el VVL15 de HR usando un reactivo de transfección de acuerdo con las instrucciones del fabricante. Colocar las células transfectadas en una incubadora a 37 ° con 5% de CO2 durante 24 h. </li></ol> 5. recoger el virus recombinante (día 4) <ol><li> Después de 24 h de transfección con el vector donante de enlace para los recursos humanos en el paso 4.2, separar las células CV-1 transfectadas utilizando un rascador de células. Recoger la suspensión de células en un criovial y almacenar a -80 ° C para uso futuro. NOTA: Limpie el derrame medio de cultivo celular con desinfectante inmediatamente y limpie de nuevo con 70% etanol. </li></ol> 6. La purificación del VV Modificado (Primera Ronda) <ol><li> El día 1, sembrar 15 placas de 6 pocillos con 3 × 10 5 células CV-1 en cada pocillo. <ol><li> En el día 2, descongelar la suspensión celular congelada de la etapa 5.1 en un baño de agua a 37 ° C durante 3 min y agitar los crioviales vigorosamente durante 30 s para obtener el lisado celular sin la eliminación de los desechos celulares. </li></ol></li><li> Para la infección de una placa de 6 pocillos de células CV-1, diluir 1 l de lisado celular con 3 ml de DMEM y añadir 0,5 ml del lisado celular diluido en cada pocillo de la placa de 6 pocillos, en la parte superior de los medios de comunicación ya presente. Infectar a todas las placas de 6 pocillos preparados en la etapa 6.1. NOTA: No es necesario retirar los restos celulares. </li><li> Después de dos días de la infección (es decir, el día 4), identificar las placas positivas RFP con un microscopio de fluorescencia utilizando 10X lente objetivo y la etiqueta de las placas debajo de la placa usando un rotulador con un círculo la ubicación de la placa. NOTA: Ver <strong&gt; Figura 3 para placa representativa RFP-positivo. <ol><li> Preparar seis crioviales marcado que contiene 200 l de medio de cultivo celular DMEM libre de suero para recoger seis placas positivas RFP diferentes. Aspirar el medio de cultivo celular del pozo con la placa marcada (s) (paso 6.3). Coloque una punta de 200 l con una pipeta P200, ajustar el volumen a 30 l y tomar ~ medio de cultivo celular 10 l de un criovial. </li><li> Mantenga pulsado el botón de empuje de la pipeta sin soltar el medio y el uso de la punta a arañar la superficie de una placa de marcado. Suelte el botón pipeta de empuje para levantar las células desprendidas y la transfiere en el criovial que contiene 190 l de DMEM libre de suero. </li><li> Tome otro soporte del vial con las células rayados (desde la ultima etapa) 10 l y repita el procedimiento de recoger la misma placa RFP-positivo tres veces para recoger la mayor cantidad de células rayados como sea posible. Transferencia de todas las células en el mismo vial y almacenar el vial a -80 ° C. </ol></li></ol> 7. La purificación del VV Modificado (Segunda Ronda) <ol><li> Semilla 3 × 10 5 células CV-1 en cada pocillo de seis placas de 6 pocillos y cultivar las células durante 24 h. </li><li> Descongelar los crioviales congelados (de la etapa 6.3.3) en 37 ° C baño de agua durante 3 minutos, a continuación, los crioviales vórtice vigorosamente durante 30 segundos para obtener lisado celular. <ol><li> Añadir 0,5 l de lisado de células mixtas a un pocillo de una placa de 6 pocillos. Infectar una placa de 6 pocillos para cada placa. Se incuban las placas de 6 pocillos infectados con VV a 37 ° C con 5% de CO2 durante 2 días (segunda purificación en placa y vuelta). A continuación, repita la sección 6.3. NOTA: Más de seis placas de RFP-positivas pueden ser recogidos; dos o más placas de 6 pocillos se pueden utilizar para la purificación de cada placa. </li></ol></li></ol> 8. nuevas rondas de placa Purificación <ol><li> Llevar a cabo un período de tres a cinco rondas de purificación siguiendo el mismo protocolo descrito en la etapa 7 hasta que todas las placas formadas a partir de una placa positiva parecen ser RFP-positivas bajo un microscopio. NOTA: Esta placa entonces se considera puro. </li><li> Una vez que la placa es pura (Figura 4, todas las células infectadas que expresan RFP), la cosecha de una placa positiva en un criovial y se almacena a -80 ° C como se describe en la sección 6.3. Verificar la placa siguiendo el protocolo descrito en el paso 9 y 10. </li></ol> 9. Ampliar el purificada placa (s) <ol><li> Seed 3 × 10 5 células CV-1 en cada pocillo de algún día placa de 6 pocillos antes de la infección de virus. </li><li> Descongelar la criovial congelado desde el 8,2 en un baño de agua a 37 ° C durante 3 minutos para obtener el lisado celular. Añadir todo el lisado (sin la eliminación de restos de células) en un pocillo de una placa de 6 pocillos de células CV-1 (cabeza de serie en el paso 9.1). Se incuban las células CV-1 infectadas a 37 ° C con 5% De CO2 durante un máximo de 3 días. <ol><li> Expandir todas las placas purificadas (al menos tres placas). NOTA: El tiempo de la infección varía de 1-3 días, dependiendo de la cantidad de virus en el lisado. </li></ol></li><li> Recoger las células infectadas por VV utilizando un rascador de células cuando más de 50% de células muestran un efecto citopático observado con un microscopio (células se redondean, fácilmente separada y RFP positivo). Recoger las células separadas junto con medio de cultivo celular en un tubo de 15 ml. <ol><li> Sedimentar las células por centrifugación a 300 g durante 3 min. Eliminar el sobrenadante y mantener el sedimento celular a -80 ° C hasta su uso posterior o utilizar el sedimento celular inmediatamente para el paso 10. </li></ol></li></ol> 10. Verificación de la modificación del mutante VV Usando PCR <ol><li> Extracto de ADN VV del sedimento celular preparado en la etapa 9.3.1 usando un kit de extracción de DNA siguiendo el protocolo del fabricante. Eluir el ADN con 200 l de agua bidestilada. Nota: El uso medio del volumen de la pastilla para extraer el ADN y mantener el resto para la producción viral si el clon se verifica como correcta que contiene la modificación / inserción. </li><li> Verificación de la deleción del gen N1L y la inserción de genes RFP en la región N1L. <ol><li> Amplificar un fragmento de ADN que abarca el gen N1L (L025) y la L026 de genes utilizando cebadores diseñados contra el gen N1L. Amplificar el gen RFP utilizando cebadores específicos de RFP. Amplificar un fragmento de ADN que abarca el control A52R por PCR utilizando cebadores específicos A52R. NOTA: Ver Lista de Materiales para la primers específicos. <ol><li> Realizar la PCR utilizando un kit de PCR master mix. Colocada a 25 l de reacción de PCR usando 2 l de ADN plantilla, desnaturalizar la reacción de PCR a 94 ° C durante 2 minutos, y luego correr 30 ciclos de PCR siguiendo estos pasos: desnaturalizar el ADN a 94 ° C durante 15 s, a continuación, recocido los cebadores a los moldes de ADN a 52 ° C durante 15 s amplían la reacción de PCR a 72 ° C durante 30 s. </li></ol></li></ol></li><li> Resolver los productos de la PCR usando un gel de agarosa al 1% 33. Para capturar la imagen en gel utilizando un documento de gel UV. Si el PCR es negativa y N1L A52R y RFP PCR son positivos, a continuación, la placa se modifica correctamente en la región N1L. </li></ol>

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<li>Merchlinsky, M., Moss, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Introduction+of+foreign+DNA+into+the+vaccinia+virus+genome+by+in+vitro+ligation%3A+recombination-independent+selectable+cloning+vectors%5BTitle%5D)+AND+%22Virology%22%5BJournal%5D)">Introduction of foreign DNA into the vaccinia virus genome by in vitro ligation: recombination-independent selectable cloning vectors.</a> Virology. 190, 522-526 (1992).</li>
<li>Timiryasova, T. M., Chen, B., Fodor, N., Fodor, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Construction+of+recombinant+vaccinia+viruses+using+PUV-inactivated+virus+as+a+helper%5BTitle%5D)+AND+%22Biotechniques%22%5BJournal%5D)">Construction of recombinant vaccinia viruses using PUV-inactivated virus as a helper.</a> Biotechniques. 31, 534-540 (2001).</li>
<li>Johnson, R. D., Jasin, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Double-strand-break-induced+homologous+recombination+in+mammalian+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Biochem+Soc+Trans%22%5BJournal%5D)">Double-strand-break-induced homologous recombination in mammalian cells.</a> Biochem Soc Trans. 29, 196-201 (2001).</li>
</ol>

Authors have no competing financial interests.

Hay dos objetivos principales con respecto a la modificación de VV con fines terapéuticos. Una de ellas es para eliminar un gen particular, tal como el gen de la timidina quinasa (TK) para atenuar virus para uso terapéutico anti-tumor. El otro es para armar VV con un gen terapéutico deseado (por ejemplo, GM-CSF) o un gen marcador (por ejemplo, gen de la luciferasa). El logro de cualquiera de éstos consiste en la deleción de una región objetivo / gen. Un método de ligadura de ADN directa 35 y un método de empaquetamiento in vitro 36 se han utilizado previamente para generar virus vaccinia mutantes con modificaciones gen tk. Sin embargo, estos métodos han aplicación con respecto a la mutación de otras regiones en el genoma limitado debido a la falta de sitios de enzimas de restricción únicos en todo el genoma. El enfoque actual a la creación de VV mutante implica la transfección de un vector lanzadera (donante) con un marcador de selección (RFP o GFP) en células CV-1 dos horas después de la infección con VV de inducir una recombinación homóloga de plásticng el marcador de selección en la región diana. La selección de placas de marcador positivo es seguido por la purificación de 24 h después de la transfección. El proceso de purificación de la placa puede tardar hasta 10 rondas, las últimas 3-4 semanas y, a menudo conduce a los virus recombinantes no deseadas con marcadores de selección insertadas en las regiones fuera de objetivo. ADN de doble filamento se rompe pueden inducir eficazmente la recombinación homóloga en células de mamíferos 37, y el aprovechamiento de este mecanismo, la eficiencia de la generación de VV mutante puede ser mejorado enormemente. El sistema Cas9 gRNA guiada se ha empleado con éxito en la edición del genoma y la mejora de la eficiencia de la recombinación homóloga en organismos eucarióticos 22, 25. Recientemente, en células huésped de los genomas de adenovirus y de tipo I del virus del herpes simple fueron editadas por el Cas9 guiada por gRNA sistema 24. Se ha demostrado recientemente que el sistema de CRISPR Cas9 es una poderosa herramienta para la edición de manera eficiente el genoma VV y la construcción de un vector para expresar un VVen particular de genes. Tanto el método tradicional de recombinación homóloga (HR) Cas9 guiada por gRNA N1L y resultaron en eventos de recursos humanos con éxito en el mismo lugar de destino de N1L. Curiosamente, sin embargo gRNA guiada HR inducida Cas9 a niveles mucho más altos de eficiencia que el método de HR tradicional. Por lo tanto, el uso de Cas9 guiada por gRNA elimina la necesidad de purificar el mayor número de placas para obtener VV mutantes. En este trabajo, hemos mejorado significativamente la eficiencia y el calendario para la generación de VV mutante utilizando el sistema de guiado Cas9-gRNA 33. De nota, un paso crítico para la obtención de una alta eficiencia de la recombinación homóloga es para transfectar células CV-1 con los plásmidos que expresan Cas9 y la gRNA durante 24 h antes de realizar la recombinación homóloga convencional. El intervalo de 24 h permite Cas9 y gRNA a ser expresadas en un nivel razonable. Además, puede ser necesario optimizar la secuencia gRNA dirigidas a un gen particular en lo que se encontró que los diferentes gRNA secuencias de tgen argeting N1L variar en su eficacia 33, 34. La limitación de la CRISPR / Cas9 en VV edición es la baja tasa de placas RFP-positivas en la primera ronda de recombinación. Para obtener un número suficiente de placas de RFP-positivas que contienen virus recombinante, por lo general por lo menos diez se necesitan placas de 6 pocillos, lo que hace de primera ronda de cribado tedioso. Por lo tanto, todavía hay una necesidad de optimizar el protocolo para superar esta limitación. El pequeño tamaño de placas RFP-positivo es otro problema potencial, que es debido a un alto volumen de lisado se usó para infectar una placa de 6 pocillos. Para superar esto, un menor volumen de lisado se debe utilizar para infectar una placa de 6 pocillos para obtener placas RFP-positivo mayor tamaño. El uso de un menor volumen de lisado también permitirá una mejor separación de las placas de RFP-positivo de los RFP-negativo. En consecuencia se requieren menos rondas de purificación de placas para obtener placas puras RFP-positivo. <pclass = &quot;jove_content&quot;&gt; fuera de objetivo efectos son siempre un problema no deseado en la edición de genes. CRISPR-Cas9 ha mostrado efectos fuera de la meta. Sin embargo, con un diseño cuidadoso de gRNA, fuera de objetivo efectos pueden ser evitados cuando se edita el VV genomas 33, 34. Esta es la ventaja particular de usar el sistema Cas9 guiada por gRNA para editar el genoma de VV. Teniendo en cuenta las promesas de VV, usando el sistema de CRISPR / Cas9 acelerará el desarrollo de VV mutantes para la investigación biomédica y en la medicina traslacional. Además, tal sistema también acelerar descubrimientos en biología celular, tales como la disección de las vías de señalización utilizados por VV para su motilidad basado en actina.

El virus vaccinia (VV) es un virus de ADN con envoltura que pertenece a la familia de los poxvirus y ha desempeñado un papel crucial en uno de los mayores logros de la medicina de la erradicación de la viruela. En la era posterior a la erradicación de la viruela, VV se ha desarrollado como un vector para la entrega de genes para las vacunas contra el VIH y otras enfermedades infecciosas 1-7 mediante la inserción de genes de diversos patógenos en vectores de VV. VV también se ha utilizado ampliamente como un vector para la inmunoterapia del cáncer 8-14 especialmente para el desarrollo de virus vaccinia oncolítico de replicación específica de tumor. Con el fin de crear un vector de vacuna eficiente con una mejor selectividad para las células cancerosas, se requieren modificaciones en el genoma viral, incluyendo deleciones de genes o la introducción de genes terapéuticos. Con el desarrollo de la tecnología del ADN y una mejor comprensión de la biología molecular y la virología, la inserción de ADN extraño en VV fue lograr originalmented usando recombinación homóloga (HR) en 1980 15. Este método sigue siendo ampliamente utilizado para la construcción de vectores VV. La introducción de la modificación genética se logra mediante el uso de un vector lanzadera para HR, que se recombina con el genoma VV de células pre-infectados. Sin embargo, este método ha demostrado ser muy ineficiente (menos de 1% de eficiencia de la recombinación homóloga 16) y a menudo resulta en la inserción aleatoria del marcador de selección en las regiones no diana y / o la pérdida del marcador después de la expansión de virus. La eficiencia de la recombinación homóloga de ADN para la inserción de ADN exógeno en loci genómico se puede mejorar de manera espectacular en la presencia de roturas de la doble hebra (DSB) 17. Por lo tanto, la tecnología que puede inducir DSBs en loci diana tiene un gran potencial para la ingeniería del genoma de VV. El sistema CRISPR-Cas9 recientemente desarrollado se muestra prometedor para la activación de las DSB en cualquier región del gen de VV. CRISPR-Cas9 es un ARNnucleasa guiada implicados en la inmunidad adaptativa contra la invasión de los fagos y otros materiales genéticos foráneos 18-20. Hay tres sistemas de CRISPR-cas en una gama de 21 especies microbianas. El sistema de CRISPR-cas de tipo II es ampliamente utilizado para la edición del genoma de células eucariotas y virus grandes. Se compone de la endonucleasa de Cas9 RNA-guiado (de Streptococcus pyogenes), una sola guía de ARN (sgRNA) y la crRNA activadora trans (tracrRNA) 22-24. El complejo Cas9 / sgRNA reconoce la secuencia genómica de 20 nucleótidos complementaria que precede a una secuencia 5&#39;-NGG-3 &#39;Protospacer motivo adyacente (PAM) en células de mamíferos 22, 23. Se ha utilizado con éxito para la generación eficaz de las células, los virus modificados genéticamente y modelos animales 22-32. El sistema CRISPR-Cas9 ha demostrado ser una herramienta eficaz para el genoma de orientación en combinación con la recombinación homóloga en el citoplasma de las células infectadas por VV CV-1s para generar virus vaccinia mutantes 33, 34. Con el fin de extender la aplicación potencial de este método, se presenta información detallada sobre la metodología de este sistema. El protocolo descrito se puede utilizar para crear un VV mutante con una deleción del gen particular y / o armar el virus mutante con un transgén terapéutico.

<table><tbody><tr><td>Plasmid #41824</td><td>41824</td><td>Addgene</td><td>gRNA cloning vector</td></tr><tr><td>pST1374</td><td>13426</td><td>Addgene</td><td>Cas9 cloning vector</td></tr><tr><td>pGEMT easy</td><td>A1360</td><td>promega</td><td>repair donor vector cloning</td></tr><tr><td>One Shot TOP10 Chemically Competent &lt;em&gt;E. coli&lt;/em&gt;</td><td>C4040-10</td><td>Invitrogen</td><td>transformation</td></tr><tr><td>QIAprep Spin Miniprep Kit&amp;nbsp;</td><td>27106</td><td>Qiagen</td><td>plasmid extraction</td></tr><tr><td>Dulbecco&amp;rsquo;s Eagle&amp;rsquo;s Medium (DMEM)</td><td>11965-092</td><td>Life Technologies</td><td>cell culture medium</td></tr><tr><td>fetal bovine serum (FBS)&amp;nbsp;</td><td>SH30088.03HI</td><td>Hyclone</td><td>cell culture serum</td></tr><tr><td>penicillin, streptomycin</td><td>15070-063</td><td>Thermo Scientific</td><td>antibiotics</td></tr><tr><td>Effectene</td><td>301425</td><td>Qiagen</td><td>transfection</td></tr><tr><td>Thermo Scientific Nalgene Cryogenic vial; 2.0&amp;nbsp;mL</td><td>W-06754-96</td><td>Thermo Scientific</td><td>collect virus</td></tr><tr><td>fluorescence microscope&amp;nbsp;</td><td>Olympus BX51 Fluorescence&amp;nbsp;</td><td>Olympus</td><td>find RFP-positive plque</td></tr><tr><td>DNeasy Blood &amp;amp; Tissue Kit</td><td>69506</td><td>Qiagen</td><td>DNA extraction</td></tr><tr><td>Extensor Long PCR ReddyMix Master Mix</td><td>AB-0794/B</td><td>Thermo Scientific</td><td>PCR reagent</td></tr><tr><td>10 cm culture dish</td><td>Z688819-6EA</td><td>sigma</td><td>cell culture&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>6-well plate</td><td>Z707759</td><td>sigma</td><td>cell culture&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>cell scraper</td><td>C5981</td><td>sigma</td><td>scrap cells</td></tr><tr><td>1x Trypsin-EDTA solution</td><td>T4299</td><td>sigma</td><td>trypsinize cells</td></tr><tr><td>Virkon</td><td>95015661</td><td>Anachem Ltd</td><td>desinfectant</td></tr><tr><td>Falcon tube</td><td>CLS430791-500EA</td><td>Sigma</td><td>hold cell suspension</td></tr><tr><td>N1L forward 5&amp;rsquo;-TATCTAGCAATGGACCGT-3&amp;rsquo;</td><td></td><td>Sigma</td><td>PCR primer</td></tr><tr><td>N1L reverse&amp;nbsp; 5&amp;rsquo;-CCGAAGGTAGTAGCATGGA-3&#039;</td><td></td><td>Sigma</td><td>PCR primer</td></tr><tr><td>A52R forward 5&amp;rsquo;-ATAGGATTGTGTGCATGC-3&amp;rsquo;</td><td></td><td>Sigma</td><td>PCR primer</td></tr><tr><td>A52R reverse 5&amp;rsquo;-TTGCGGTATATGTATGAGGTG-3&amp;rsquo;</td><td></td><td>Sigma</td><td>PCR primer</td></tr><tr><td>RFP forward 5&amp;rsquo;- GCTACCGGACTCAGATCCA-3&amp;rsquo;&amp;nbsp;&amp;nbsp;</td><td></td><td>Sigma</td><td>PCR primer</td></tr><tr><td>RFP reverse 5&amp;rsquo;-CGCCTTAAGATACATTGATGAG-3&amp;rsquo;</td><td></td><td>Sigma</td><td>PCR primer</td></tr><tr><td>Argarose</td><td>A7431</td><td>Sigma</td><td>resolve PCR product</td></tr><tr><td>G:BOX F3</td><td>G:BOX F3</td><td>Syngene</td><td>UV gel doc</td></tr></tbody></table>

a simple and efficient approach to construct mutant vaccinia virus vectors

The CRISPR-associated endonuclease Cas9 can edit particular genomic loci directed by a single guide RNA (gRNA). The CRISPR/Cas9 system has been successfully employed for editing genomes of various organisms. Here we describe a protocol for editing the vaccinia virus (VV) genome in the cytoplasm of VV-infected CV-1 cells using the RNA-guided Cas9. RNA-guided Cas9 induces double-stranded DNA breaks facilitating homologous recombination efficiently and specifically in the targeted site of VV and a transgene can be incorporated into these sites by homologous recombination. By using a site-specific homologous vector with transgene(s), a N1L gene-deleted VV with the red fluorescence protein (RFP) gene incorporated in this region was generated with a successful recombination efficiency 10 times greater than that obtained from the conventional homologous recombination method. This protocol demonstrates successful use of RNA-guided Cas9 system to generate mutant VVs with enhanced efficiency.

Para la construcción de un nuevo vector VV, el punto de partida clave es diseñar y construir un vector lanzadera de donantes que pueden dirigirse a una región particular del genoma. En este estudio, el gen VV N1L se utilizó como un objetivo de ejemplo. El casete del vector lanzadera de donante para la recombinación y la región objetivo en el VV se muestra en la Figura 1. Con el fin de mejorar la eficiencia de la recombinación homóloga, los plásmidos que expresan Cas9 y un gRNA N1L-específica se co-transfectaron en el CV -1 células 48 h antes de realizar la recombinación homóloga 33. Un día (24 h) después de la transfección, RFP se expresó en las células CV-1 (Figura 2). Después de la infección de células CV-1 con todo el lisado a partir de la recombinación homóloga (paso 5), RFP-positivas y placas negativas se observan tanto en las células CV-1 (Figura 3). Siguiendo el protocolo de purificación descrito, una placa co pura<html> ULD ser obtenido después de 3-5 rondas de purificación. Como se muestra en la Figura 4, todas las placas después de la infección con lisado celular derivada de una placa pura con el virus vaccinia mutante presentaron una señal de RFP. Para verificar si el mutante pura VV tenía la modificación del gen correcto, la PCR se usa para confirmar la ausencia del gen de N1L específica, como se muestra en la Figura 5. PCR del virus modificado mostró una señal positiva para RFP y una señal ausente por N1L ( Figura 5 carril AG), mientras que los resultados de la PCR de N1L para el virus de control (CTR) con una región N1L intacta es positivo. Los fragmentos de ADN de control de A52R fueron positivos para todos los virus recombinantes y el virus Ctr. La eficiencia de recursos humanos en las placas de RFP-positivo es 100% (6/6) en este experimento (que era hasta un 94% en el trabajo previo 34). El método descrito en la presente memoria ha mejorado la eficiencia de recombinación en más de 100 veces en comparación con los protocolos convencionales 33, 34. contenido &quot;fo: keep-together.within-page =&quot; 1 &quot;&gt; <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/54171/54171fig1.jpg" /> Figura 1:. El casete del vector lanzadera de donante para la recombinación homóloga, y la región objetivo en el genoma VV La purificación RFP gen marcador es impulsado por el promotor H5. El vector de la reparación de los donantes centrarse en esta región N1L resultados en el gen RFP está incorporando en la región N1L después de la recombinación homóloga. &quot;X&quot; indica la secuencia homóloga en el vector donante de reparación que reemplazará a la misma secuencia en el genoma del virus vaccinia. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54171/54171fig1large.jpg" target="_blank">Por favor, haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/54171/54171fig2.jpg" /> Figura 2:. Obtención de imágenes de un día las células CV-1 después de la recombinación homóloga Un día faetr recombinación homóloga, las células infectadas con VV y transfectadas por el vector donante de reparación son RFP-positivas A:. Imagen de microscopía de fluorescencia (aumento original 100X): B imagen de contraste de fase (100X aumento del original).. Barra de escala = 50 micras. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54171/54171fig2large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> <img alt="figura 3" src="/files/ftp_upload/54171/54171fig3.jpg" /> Figura 3:. Una placa RFP-positivo en el primer purificación ronda de virus mutante En la purificación de primera ronda del virus mutante, la placa RFP-positivo (en el círculo con la línea roja) con la supresión región diana están rodeados por placas formadas por imagen de contraste de fase (aumento original 100X) B:: Un virus de tipo salvaje (en el círculo con la línea amarilla).. micr fluorescenciaoscopy imagen (100X aumento del original). Barra de escala = 50 micras. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54171/54171fig3large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/54171/54171fig4.jpg" /> Imagen de microscopía de fluorescencia (aumento original 100X): B Fase contraste de la imagen (aumento original 100X):. Figura 4:. A El mutante pura VV Después de 3-5 rondas de purificación, placas puras se obtiene como todas las placas se RFP-positivo. . Barra de escala = 50 micras. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54171/54171fig4large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> <img alt="Figura 5" src="/files/ftp_upload/54171/54171fig5.jpg" /> Figura 5: Verification de la pura mutante VV. Se extrajo ADN de las células infectadas por VV CV-1. La supresión de la región diana N1L se verificó mediante PCR utilizando cebadores N1L, la inserción de RFP en región N1L se confirmó mediante PCR usando los cebadores de RFP. Lanes AF corresponden a seis placas purificadas, carril G es una placa de control con N1L eliminación verificada en el trabajo anterior 33, carril Ctr (control) es el virus vaccinia de tipo salvaje (con la región N1L intacta). A52R gen se amplificó como el gen de control para todas las muestras. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54171/54171fig5large.jpg" target="_blank">Por favor, haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>

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A Simple and Efficient Approach to Construct Mutant Vaccinia Virus Vectors

virus Vaccinia (VV) se ha utilizado ampliamente en la investigación biomédica y la mejora de la salud humana. Este artículo describe un método simple, altamente eficiente para editar el genoma VV usando un sistema de CRISPR-Cas9.

Un enfoque simple y eficiente de construcción de mutantes de virus vaccinia Vectores

The CRISPR-associated endonuclease Cas9 can edit particular genomic loci directed by a single guide RNA (gRNA). The CRISPR/Cas9 system has been ...

a-simple-efficient-approach-to-construct-mutant-vaccinia-virus

Universidad Científica del Sur

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

11.2K vistas.  Queen Mary University of London.  virus Vaccinia (VV) se ha utilizado ampliamente en la investigación biomédica y la mejora de la salud humana. Este artículo describe un método simple, altamente eficiente para editar el genoma VV usando un sistema de CRISPR-Cas9. 

Video: A Simple and Efficient Approach to Construct Mutant Vaccinia Virus Vectors

Paramyxoviruses for Tumor-targeted Immunomodulation: Design and Evaluation Ex Vivo

Successful cancer immunotherapy has the potential to achieve long-term tumor control. Despite recent clinical successes, there remains an urgent need for safe and effective therapies tailored to individual tumor immune profiles. Oncolytic viruses enable the induction of anti-tumor immune responses as well as tumor-restricted gene expression. This protocol describes the generation and ex vivo analysis of immunomodulatory oncolytic vectors. Focusing on measles vaccine viruses encoding bispecific T cell engagers as an example, the general methodology can be adapted to other virus species and transgenes. The presented workflow includes the design, cloning, rescue, and propagation of recombinant viruses. Assays to analyze replication kinetics and lytic activity of the vector as well as functionality of the isolated immunomodulator ex vivo are included, thus facilitating the generation of novel agents for further development in preclinical models and ultimately clinical translation.

This protocol describes a detailed workflow for the generation and ex vivo characterization of oncolytic viruses for expression of immunomodulators, using measles viruses encoding bispecific T cell engagers as an example. Application and adaptation to other vector platforms and transgenes will accelerate the development of novel immunovirotherapeutics for clinical translation.

Paramyxoviruses para inmunomodulación Tumor objetivo: diseño y evaluación Ex Vivo

Successful cancer immunotherapy has the potential to achieve long-term tumor control. Despite recent clinical successes, there remains an urgent need for ...

Investigación

Investigación sobre el cáncer

Engineering and Evolution of Synthetic Adeno-Associated Virus (AAV) Gene Therapy Vectors via DNA Family Shuffling

Adeno-associated viral (AAV) vectors represent some of the most potent and promising vehicles for therapeutic human gene transfer due to a unique combination of beneficial properties1. These include the apathogenicity of the underlying wildtype viruses and the highly advanced methodologies for production of high-titer, high-purity and clinical-grade recombinant vectors2. A further particular advantage of the AAV system over other viruses is the availability of a wealth of naturally occurring serotypes which differ in essential properties yet can all be easily engineered as vectors using a common protocol1,2. Moreover, a number of groups including our own have recently devised strategies to use these natural viruses as templates for the creation of synthetic vectors which either combine the assets of multiple input serotypes, or which enhance the properties of a single isolate. The respective technologies to achieve these goals are either DNA family shuffling3, i.e. fragmentation of various AAV capsid genes followed by their re-assembly based on partial homologies (typically &gt;80% for most AAV serotypes), or peptide display4,5, i.e. insertion of usually seven amino acids into an exposed loop of the viral capsid where the peptide ideally mediates re-targeting to a desired cell type. For maximum success, both methods are applied in a high-throughput fashion whereby the protocols are up-scaled to yield libraries of around one million distinct capsid variants. Each clone is then comprised of a unique combination of numerous parental viruses (DNA shuffling approach) or contains a distinctive peptide within the same viral backbone (peptide display approach). The subsequent final step is iterative selection of such a library on target cells in order to enrich for individual capsids fulfilling most or ideally all requirements of the selection process. The latter preferably combines positive pressure, such as growth on a certain cell type of interest, with negative selection, for instance elimination of all capsids reacting with anti-AAV antibodies. This combination increases chances that synthetic capsids surviving the selection match the needs of the given application in a manner that would probably not have been found in any naturally occurring AAV isolate. Here, we focus on the DNA family shuffling method as the theoretically and experimentally more challenging of the two technologies. We describe and demonstrate all essential steps for the generation and selection of shuffled AAV libraries (Fig. 1), and then discuss the pitfalls and critical aspects of the protocols that one needs to be aware of in order to succeed with molecular AAV evolution.

Engineering and Evolution of Synthetic Adeno-Associated Virus AAV Gene Therapy Vectors via DNA Family Shuffling

We demonstrate the basic technique to molecularly engineer and evolve synthetic Adeno-associated viral (AAV) gene therapy vectors via DNA family shuffling. Moreover, we provide general guidelines and representative examples for selection and analysis of individual chimeric capsids with enhanced properties on target cells in culture or in mice.

Ingeniería y Evolución de la sintética virus adeno-asociado (AAV) vectores de terapia génica a través de la familia transposición de ADN

Adeno-associated viral (AAV) vectors represent some of the most potent and promising vehicles for therapeutic human gene transfer due to a unique ...

Inmunología e Infección

Viral Tracing of Genetically Defined Neural Circuitry

Classical methods for studying neuronal circuits are fairly low throughput. Transsynaptic viruses, particularly the pseudorabies (PRV) and rabies virus (RABV), and more recently vesicular stomatitis virus (VSV), for studying circuitry, is becoming increasingly popular. These higher throughput methods use viruses that transmit between neurons in either the anterograde or retrograde direction.
Recently, a modified RABV for monosynaptic retrograde tracing was developed. (Figure 1A). In this method, the glycoprotein (G) gene is deleted from the viral genome, and resupplied only in targeted neurons. Infection specificity is achieved by substituting a chimeric G, composed of the extracellular domain of the ASLV-A glycoprotein and the cytoplasmic domain of the RABV-G (A/RG), for the normal RABV-G1. This chimeric G specifically infects cells expressing the TVA receptor1. The gene encoding TVA can been delivered by various methods2-8. Following RABV-G infection of a TVA-expressing neuron, the RABV can transmit to other, synaptically connected neurons in a retrograde direction by nature of its own G which was co-delivered with the TVA receptor. This technique labels a relatively large number of inputs (5-10%)2 onto a defined cell type, providing a sampling of all of the inputs onto a defined starter cell type.
We recently modified this technique to use VSV as a transsynaptic tracer9. VSV has several advantages, including the rapidity of gene expression. Here we detail a new viral tracing system using VSV useful for probing microcircuitry with increased resolution. While the original published strategies by Wickersham et al.4 and Beier et al.9 permit labeling of any neurons that project onto initially-infected TVA-expressing-cells, here VSV was engineered to transmit only to TVA-expressing cells (Figure 1B). The virus is first pseudotyped with RABV-G to permit infection of neurons downstream of TVA-expressing neurons. After infecting this first population of cells, the virus released can only infect TVA-expressing cells. Because the transsynaptic viral spread is limited to TVA-expressing cells, presence of absence of connectivity from defined cell types can be explored with high resolution. An experimental flow chart of these experiments is shown in Figure 2. Here we show a model circuit, that of direction-selectivity in the mouse retina. We examine the connectivity of starburst amacrine cells (SACs) to retinal ganglion cells (RGCs).

A method of tracing synaptically connected neurons is described. We use TVA specificity of an upstream cell to probe whether a cell population of interest receives synaptic input from genetically defined cell types.

Trazado de Circuitos Viral genéticamente definidos Neural

Classical methods for studying neuronal circuits are fairly low throughput. Transsynaptic viruses, particularly the pseudorabies (PRV) and rabies virus ...

Neurociencias

Rescue of Recombinant Newcastle Disease Virus from cDNA

Newcastle disease virus (NDV), the prototype member of the Avulavirus genus of the family Paramyxoviridae1, is a non-segmented, negative-sense, single-stranded, enveloped RNA virus (Figure 1) with potential applications as a vector for vaccination and treatment of human diseases. In-depth exploration of these applications has only become possible after the establishment of reverse genetics techniques to rescue recombinant viruses from plasmids encoding their complete genomes as cDNA2-5. Viral cDNA can be conveniently modified in vitro by using standard cloning procedures to alter the genotype of the virus and/or to include new transcriptional units. Rescue of such genetically modified viruses provides a valuable tool to understand factors affecting multiple stages of infection, as well as allows for the development and improvement of vectors for the expression and delivery of antigens for vaccination and therapy. Here we describe a protocol for the rescue of recombinant NDVs.

Newcastle disease virus (NDV) has been extensively studied in the last few years in order to develop new vectors for vaccination and therapy, among others. These studies have been possible due to techniques to rescue recombinant virus from cDNA, such as those we describe here.

Rescate del virus de la enfermedad de Newcastle recombinante a partir de cDNA

Newcastle disease virus (NDV), the prototype member of  the Avulavirus genus of the family Paramyxoviridae1, is a non-segmented,  negative-sense, ...

Methodology for the Efficient Generation of Fluorescently Tagged Vaccinia Virus Proteins

Tagging of viral proteins with fluorescent proteins has proven an indispensable approach to furthering our understanding of virus-host interactions. Vaccinia virus (VACV), the live vaccine used in the eradication of smallpox, is particularly amenable to fluorescent live-cell microscopy owing to its large virion size and the ease with which it can be engineered at the genome level. We report here an optimized protocol for generating recombinant viruses. The minimal requirements for targeted homologous recombination during vaccinia replication were determined, which allows the simplification of construct generation. This enabled the alliance of transient dominant selection (TDS) with a fluorescent reporter and metabolic selection to provide a rapid and modular approach to fluorescently label viral proteins. By streamlining the generation of fluorescent recombinant viruses, we are able to facilitate downstream applications such as advanced imaging analysis of many aspects of the virus-host interplay that occurs during virus replication.

A rapid and modular protocol for the generation of recombinant vaccinia viruses expressing fluorescently&#160;tagged proteins simultaneously using the method of transient dominant selection is described here.

Metodología Para La Generación Eficiente De Proteínas Del Virus Vaccinia Marcadas Fluorescentemente

Tagging of viral proteins with fluorescent  proteins has proven an indispensable approach to furthering our understanding  of virus-host interactions. ...

Utilizing the Antigen Capsid-Incorporation Strategy for the Development of Adenovirus Serotype 5-Vectored Vaccine Approaches

Adenovirus serotype 5 (Ad5) has been extensively modified with traditional transgene methods for the vaccine development. The reduced efficacies of these traditionally modified Ad5 vectors in clinical trials could be primarily correlated with Ad5 pre-existing immunity (PEI) among the majority of the population. To promote Ad5-vectored vaccine development by solving the concern of Ad5 PEI, the innovative Antigen Capsid-Incorporation strategy has been employed. By merit of this strategy, Ad5-vectored we first constructed the hexon shuttle plasmid HVR1-KWAS-HVR5-His6/pH5S by subcloning the hypervariable region (HVR) 1 of hexon into a previously constructed shuttle plasmid HVR5-His6/pH5S, which had His6 tag incorporated into the HVR5. This HVR1 DNA fragment containing a HIV epitope ELDKWAS was synthesized. HVR1-KWAS-HVR5-His6/pH5S was then linearized and co-transformed with linearized backbone plasmid pAd5/&#8710;H5 (GL) , for homologous recombination. This recombined plasmid pAd5/H5-HVR1-KWAS-HVR5-His6 was transfected into cells to generate the viral vector Ad5/H5-HVR1-KWAS-HVR5-His6. This vector was validated to have qualitative fitness indicated by viral physical titer (VP/ml), infectious titer (IP/ml) and corresponding VP/IP ratio. Both the HIV epitope and His6 tag were surface-exposed on the Ad5 capsid, and retained epitope-specific antigenicity of their own. A neutralization assay indicated the ability of this divalent vector to circumvent neutralization by Ad5-positive sera in vitro. Mice immunization demonstrated the generation of robust humoral immunity specific to the HIV epitope and His6. This proof-of-principle study suggested that the protocol associated with the Antigen Capsid-Incorporation strategy could be feasibly utilized for the generation of Ad5-vectored vaccines by modifying different capsid proteins. This protocol could even be further modified for the generation of rare-serotype adenovirus-vectored vaccines.

Here, we present a protocol to generate a proof-of-principle divalent adenovirus type 5 (Ad5) vector Ad5/H5-HVR1-KWAS-HVR5-His6 by utilizing the Antigen Capsid-Incorporation strategy. This vector was demonstrated to exhibit qualitative fitness, the capability to escape Ad5-positive sera in vitro, and the antigenicity as well as immunogenicity to the incorporated antigens.

La utilización de la Estrategia de la cápside-Incorporación Antigen para el desarrollo de enfoques adenovirus serotipo 5-Vectored de vacunas

Adenovirus serotype 5 (Ad5) has been extensively modified with traditional transgene methods for the vaccine development. The reduced efficacies of these ...

Generating Recombinant Avian Herpesvirus Vectors with CRISPR/Cas9 Gene Editing

Herpesvirus of turkeys (HVT) is an ideal viral vector for the generation of recombinant vaccines against a number of avian diseases, such as avian influenza (AI), Newcastle disease (ND), and infectious bursal disease (IBD), using bacterial artificial chromosome (BAC) mutagenesis or conventional recombination methods. The clustered regularly interspaced palindromic repeats (CRISPR)/Cas9 system has been successfully used in many settings for gene editing, including the manipulation of several large DNA virus genomes. We have developed a rapid and efficient CRISPR/Cas9-mediated genome editing pipeline to generate recombinant HVT. To maximize the potential use of this method, we present here detailed information about the methodology of generating recombinant HVT expressing the VP2 protein of IBDV. The VP2 expression cassette is inserted into the HVT genome via an NHEJ (nonhomologous end-joining)-dependent repair pathway. A green fluorescence protein (GFP) expression cassette is first attached to the insert for easy visualization and then removed via the Cre-LoxP system. This approach offers an efficient way to introduce other viral antigens into the HVT genome for the rapid development of recombinant vaccines.

Herpesvirus of turkeys (HVT) is widely used as a vector platform for the generation of recombinant vaccines against a number of avian diseases. This article describes a simple and rapid approach for the generation of recombinant HVT-vectored vaccines using an integrated NHEJ-CRISPR/Cas9 and Cre-Lox system.

Generación de vectores recombinantes Herpesvirus aviar con CRISPR/Cas9 Gene edición

Herpesvirus of turkeys (HVT) is an ideal viral vector for the generation of recombinant vaccines against a number of avian diseases, such as avian ...

Rapid, Seamless Generation of Recombinant Poxviruses using Host Range and Visual Selection

Vaccinia virus (VACV) was instrumental in eradicating variola virus (VARV), the causative agent of smallpox, from nature. Since its first use as a vaccine, VACV has been developed as a vector for therapeutic vaccines and as an oncolytic virus. These applications take advantage of VACV&#8217;s easily manipulated genome and broad host range as an outstanding platform to generate recombinant viruses with a variety of therapeutic applications. Several methods have been developed to generate recombinant VACV, including marker selection methods and transient dominant selection. Here, we present a refinement of a host range selection method coupled with visual identification of recombinant viruses. Our method takes advantage of selective pressure generated by the host antiviral protein kinase R (PKR) coupled with a fluorescent fusion gene expressing mCherry-tagged E3L, one of two VACV PKR antagonists. The cassette, including the gene of interest and the mCherry-E3L fusion is flanked by sequences derived from the VACV genome. Between the gene of interest and mCherry-E3L is a smaller region that is identical to the first ~150 nucleotides of the 3&#8217; arm, to promote homologous recombination and loss of the mCherry-E3L gene after selection. We demonstrate that this method permits efficient, seamless generation of rVACV in a variety of cell types without requiring drug selection or extensive screening for mutant viruses.

This is a method to generate &#8220;scarless&#8221; recombinant vaccinia viruses using host-range selection and visual identification of recombinant viruses.

Generación rápida y sin fisuras de poxvirus recombinantes utilizando el rango de host y la selección visual

Vaccinia virus (VACV) was instrumental in eradicating variola virus (VARV), the causative agent of smallpox, from nature. Since its first use as a ...

Construction of Adenoviral Vectors using DNA Assembly Technology

Adenoviral vectors have been used as a gene transfer tool in gene therapy for more than three decades. Here, we introduce a protocol to construct an adenoviral vector by manipulating the genomic DNA of wild-type HAdV-7 by using a DNA assembly method. First, an infectious clone of HAdV-7, pKan-Ad7, was generated by fusing the viral genomic DNA with a PCR product from plasmid backbone, comprising of the kanamycin-resistant gene and the origin of replication (Kan-Ori), through DNA assembly. This was done by designing a pair of PCR primers, that contained ~25 nucleotides of the terminal sequence of HAdV-7 inverted terminal repeat (ITR) at the 5' end, a non-cutter restriction enzyme site for HAdV-7 genome in the middle, and a template-specific sequence for PCR priming at the 3' end. Second, an intermediate plasmid-based strategy was employed to replace the E3 region with transgene-expressing elements in the infectious clone to generate an adenoviral vector. Briefly, pKan-Ad7 was digested with dual-cutter restriction enzyme Hpa I, and the fragment containing the E3 region was ligated to another PCR product of plasmid backbone by Gibson assembly to construct an intermediate plasmid pKan-Ad7HpaI. For convenience, restriction-assembly was used to designate the plasmid cloning method of combined restriction digestion and assembly. Using restriction-assembly, the E3 genes in pKan-Ad7HpaI was replaced with a green fluorescent protein (GFP) expression cassette, and the modified E3 region was released from the intermediate plasmid and restored to the infectious clone to generate an adenoviral plasmid pKAd7-E3GFP. Finally, pKAd7-E3GFP was linearized by Pme I digestion and used to transfect HEK293 packaging cells to rescue recombinant HAdV-7 virus. To conclude, a DNA assembly-based strategy was introduced here for constructing adenoviral vectors in general laboratories of molecular biology without the need of specialized materials and instruments.

<meta charset="utf8"></head><body>Construcción de vectores adenovirales utilizando tecnología de ensamblaje de ADN

In this study, an infectious clone of human adenovirus type 7 (HAdV-7) was constructed, and an E3-deleted HAdV-7 vector system was established by modifying the infectious clone. This strategy used here can be generalized to make gene transfer vectors from other wild-type adenoviruses.

Construcción de vectores adenovirales utilizando tecnología de ensamblaje de ADN

Adenoviral vectors have been used as a gene transfer tool in gene therapy for more than three decades. Here, we introduce a protocol to construct an ...

Un enfoque simple y eficiente de construcción de mutantes de virus vaccinia Vectores

Resumen

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Metodología Para La Generación Eficiente De Proteínas Del Virus Vaccinia Marcadas Fluorescentemente

La utilización de la Estrategia de la cápside-Incorporación Antigen para el desarrollo de enfoques adenovirus serotipo 5-Vectored de vacunas

Generación de vectores recombinantes Herpesvirus aviar con CRISPR/Cas9 Gene edición

Generación rápida y sin fisuras de poxvirus recombinantes utilizando el rango de host y la selección visual

Construcción de vectores adenovirales utilizando tecnología de ensamblaje de ADN

Construcción de vectores adenovirales utilizando tecnología de ensamblaje de ADN