Karen M. Qiang recibió el 2016 con el Premio de investigación de George J. Schroepfer Universidad de Rice. Fanli Zhou es el beneficiario de una beca de enseñanza de la Universidad de Rice. Los servicios de la Bloomington Drosophila Stock Center, la facilidad de viaje de Harvard, el centro de recursos de Drosophila de Viena se agradece.

1. preparación de las larvas
<ol><li>Dos o más días antes de iniciar el análisis, establecer cruces de la experimental y controlar combinaciones (mínimas 20 hembras y 10 machos cada uno) en platos de huevo-pone como descrito por Wieschaus y Nusslein-Volhard 13 pero usando el polipropileno de 50 mL vasos y 6,0 cm desechables platos de Petri que contienen agar uva y untadas con pasta de levadura antes de usar. Tener moscas en platos de huevo-pone en oscuridad a temperatura ambiente hasta que se necesite.</li>
	<li>Receta de agar uva – combinar 100 mL congelado 100% uva jugo concentrado, 350 mL de agua de deioinized, 5 mL glacial acético y 13 g D. melanogaster agar en un vaso de precipitados de vidrio de 1 L. Microondas en ráfagas de 1-2 min., revolviendo entre ráfagas, hasta que el agar se disuelve. Enfríe la solución por unos minutos luego añadir 10 mL de 10% (p/v) de Nipagen (-p-hidroxibenzoato de metilo) en etanol al 95%. Mezcla, luego la pipeta 7 mL por placa en placas de Petri desechables 6,0 cm, permite gel y secar a temperatura ambiente durante 3-4 h. tienda a 4 0C en bolsas de plástico.</li>
	<li>Levadura pasta receta – 7 g secado de levadura, 10 mL de agua desionizada, mezcle con una espátula hasta obtener consistencia uniforme.</li>
	<li>El tiempo colecciones del huevo para generar experimental y control de las larvas. Nuevo, utilizando placas manchada de levadura, uvas, recoger los huevos a temperatura ambiente durante 4 h en la oscuridad durante horas de la mañana. Quitar estas placas de colección de 4 h y reemplazar con platos frescos. Incubar las placas de la colección de 4 h durante la noche a 25 0C hasta la tarde del día siguiente, cuando la mayoría de las larvas habrán tramado. Recoger estas larvas de primer estadio y utilizarlas para establecer el experimento.</li>
</ol>2. configuración de las placas de ensayo
<ol><li>Preparación de las placas de ensayo. Para una única prueba de ensayo, preparar cinco placas ensayo cada de 10 larvas experimentales y cinco placas de 10 larvas de control. Utilice una broca de corcho de 1,5 cm para extraer un núcleo central de agar de cada placa creando un agujero para la comida. Poner la pasta de levadura (0,8 - 0,9 g) en el agujero y palmaditas suavemente con una espátula para hacer un montículo en el orificio de llenado.</li>
	<li>Preparación de la placa de agar-combinan 700 mL de agua desionizada con agar de D. melanogaster 16 g en un vaso de precipitados de vidrio de 2 L y microondas por 5 minutos retirar del microondas y remover con una varilla de vidrio para poner agar disuelto en la solución. Añadir 17,5 mL de 10% (w/v) Nipagen en etanol al 95%, mezcla, luego continuar calefacción microondas de 30 ráfagas de s siguió revolviendo, hasta que todos agar se disuelva completamente. Fría durante un minuto o dos, luego pipetear alícuotas de 15 mL en Petri de 10 cm de plástico. Permiten agar gel, cubrir las placas con las tapas y dejarlos secar a temperatura ambiente durante unas horas o toda la noche. Almacenar las placas en bolsas de plástico selladas a 18 ° C. Nota 1: Para evitar la formación de cristales de Nipagen en la superficie de las placas debido a la desecación excesiva, utilice las placas dentro de unos días de preparación. Si es necesario, cristales pueden disolver nuevamente dejando caer unos pocos microlitros de alcohol de 95% en ellos. Nota 2: lotes de agar pueden tener diferentes propiedades gelificantes. Las placas de gel seco deben ser firme al tacto y lo suficientemente resistente que se puede quitar un círculo limpio, intacto de agar cuando use la broca de corcho para crear el orificio de alimentación (véase arriba).</li>
	<li>Configuración de las larvas en las placas de ensayo. Use presión mecánica a la curva de la punta de un microspatula de plástico y sumerja la boquilla en la pasta de levadura para proporcionar "adhesivo" para recoger las larvas. Recoger larvas de primer estadio individualmente y colocarlos sobre la placa de agar cerca el montón de comida. Preparar al menos cinco platos repetidos de 10 larvas de ambos experimental y control genotipos. Una vez completado, tapa y etiqueta cada plato y las placas (lado de la tapa hacia arriba) en un espacio oscuro a temperatura ambiente (en nuestro laboratorio es 22 ° C).</li>
</ol>3. monitoreo de las placas de ensayo
<ol><li>Examinar las placas diariamente bajo un microscopio de disección y anote el número de larvas sobre la comida o en la superficie del agar. Tenga en cuenta cualquier visibles larvas muertas o moribundas. Tenga en cuenta cuando, y si el hacer un túnel en el sustrato de agar se considera medida larvas en tercer estadio larvario. Tenga en cuenta las fechas en que pupas comienzan a formar y note cualquier anormalidad pupal. Continúe observaciones diarias todas las larvas han muerto o empupado.</li>
	<li>Retire con cuidado la pupas de la placa con un doblado burlas aguja y transferencia a un plato de uvas. Si lo desea, continuar la vigilancia pupas para determinar cuántos eclose como adultos.</li>
</ol>4. preparar ensayo de placas para la proyección de imagen
<ol><li>Cuidadosamente retire y deseche todos los alimentos de levadura desde el pozo central de cada plato.</li>
	<li>Suavemente inunde cada placa con agua del grifo y usar pincel de un artista suave para frotar cuidadosamente los desechos que ha sido seguido en la superficie del agar. Cambie el agua varias veces y seguir un cepillado suave, hasta que cada plato esté completamente limpia. Dar las placas de un enjuague final con agua desionizada, les tapa y dejar a temperatura ambiente durante la noche para secar. Nota: El hacer un túnel en el agar es más intenso alrededor del montón de la comida (ver figura 2). Como resultado, el borde del agujero de alimentos generalmente se expande más allá de la inicial 1,5 cm. de diámetro. Además, la fragilidad del agar trabajado en esta región puede causar pequeños pedazos de agar tunelizado a perderse de la circunferencia del agujero durante la limpieza. Aumento de la concentración de agar gel podría ayudar con estos problemas, pero las correcciones son posibles durante los pasos de cuantificación de imagen J (véase abajo).</li>
</ol>5. cuantificación de túnel
<ol><li>Las placas de la imagen. Preparar una imagen de cada placa tomada contra un fondo negro con el fin de mostrar los túneles en el agar como líneas blancas brillantes. Nota: Utilizamos un sistema comúnmente utilizado para geles de DNA para este paso de la imagen (véase tabla de materiales y reactivos). Alternativa capaz de generar archivos tiff, como cámaras digitales o cámaras de teléfono celular de sistemas de imágenes podría ajustarse para producir imágenes adecuadas.</li>
	<li>Utilizar el programa de dominio público NIH Image J para cuantificar tuneladoras larvarios. Descargar el programa desde http://rsb.info.nih.gov/ij/download.html. Para más información sobre el programa visite http://imagej.nih.gov/ij/docs/intro.html. Nota: Otros sistemas de proyección de imagen pueden utilizarse para cuantificar el hacer un túnel. Las siguientes instrucciones se aplican a J. imagen de NIH</li>
	<li>Después de abrir una tiff archivo de imagen de una placa de efecto túnel, utilice la herramienta Óvalo para definir un área de cuantificación que representa la superficie del agar todo aflora el borde plástico de la placa.</li>
	<li>Aplicar el umbral automático para producir una imagen inversa de la placa, con los túneles que muestran líneas negras. Utilice el selector de Color y las herramientas de pincel blanco negro áreas que representan daños para el agar en lugar de túneles.</li>
	<li>En el menú Analyze , seleccione escala conjunto | Haga clic para quitar la escala y luego en la ventana establecer mediciones (también bajo análisis), área y límite de umbral.</li>
	<li>Presione Cntrl + la tecla M para mostrar la zona negra (túneles) en píxeles.</li>
	<li>Copiar y pegar el valor en píxeles para cada placa está en un programa de hoja de cálculo (como Excel) que permita el análisis cuantitativo.</li>
	<li>El agujero central se amplía generalmente debido a la intensa el hacer un túnel en esta región. Para cuantificar la falta el hacer un túnel, desmarque "Límite umbral" y utilice la herramienta varita mágica para definir el agujero central. Presione Control + tecla de M para obtener el valor del píxel de esta zona. Restar este valor el valor del píxel de un agujero de 1,5 cm y añadir la diferencia al túnel valor obtenido en el paso 5.6.</li>
	<li>Para algunos platos, el agujero central puede faltar un trozo de agar tunelizado que incluye una región de agar untunneled adyacente al agujero. Cuando la cuantificación el agujero central para el uso de estas placas el selector de Color y la pintura del cepillo herramientas para agregar una barra negra en toda la región que falta definir la región tunelizada y excluir el área no tunelizado de cuantificación. Nota 1: Si las larvas experimentales realizan cualquier túnel, esta cuantificación permite cálculo de media túnel valores para sistemas de placas y comparación estadística de control y experimental.</li>
</ol>

<ol>
	<li>O'Farrell, P. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Conserved+responses+to+oxygen+deprivation.">Conserved responses to oxygen deprivation.</a> J. Clin. Invest. 107 (6), 671-673 (2001).</li><li>Lavista-Llanos, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Control+of+the+hypoxic+response+in+D.+melanogaster+by+the+basic+helix-loop-helix+pas+protein+Similar.">Control of the hypoxic response in D. melanogaster by the basic helix-loop-helix pas protein Similar.</a> Mol. Cell. Biol. 22 (19), 6842-6853 (2002).</li><li>Reiling, J. H., Hafen, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+hypoxia-induced+paralogs+Scylla+and+Charybdis+inhibit+growth+by+down-regulating+S6K+activity+upstream+of+Tsc+in+D.+melanogaster.">The hypoxia-induced paralogs Scylla and Charybdis inhibit growth by down-regulating S6K activity upstream of Tsc in D. melanogaster.</a> Genes Dev. 18 (23), 2879-2892 (2004).</li><li>Gorr, T. A., Gassmann, M., Wappner, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sensing+and+responding+to+hypoxia+via+Hif+in+model+invertebrates.">Sensing and responding to hypoxia via Hif in model invertebrates.</a> J. Insect Physiol. 52 (4), 349-364 (2006).</li><li>Romero, N. M., Dekanty, A., Wappner, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cellular+and+developmental+adaptations+to+hypoxia:+A+D.+melanogaster+perspective.">Cellular and developmental adaptations to hypoxia: A D. melanogaster perspective.</a> Meth. Enzymol. 435, 123-144 (2007).</li><li>Dijkers, P. F., O'Farrell, P. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dissection+of+a+hypoxia-induced,+nitric+oxide-mediated+signaling+cascade.">Dissection of a hypoxia-induced, nitric oxide-mediated signaling cascade.</a> Mol. Biol.Cell. 20 (18), 4083-4090 (2009).</li><li>Zhou, F., Qiang, K. M., Beckingham, K. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Failure+to+burrow+and+tunnel+reveals+roles+for+jim+lovell+in+the+growth+and+endoreplication+of+the+D.+melanogaster+larval+tracheae.">Failure to burrow and tunnel reveals roles for jim lovell in the growth and endoreplication of the D. melanogaster larval tracheae.</a> PLOS ONE. 11, e0160233 (2016).</li><li>Wingrove, J. A., O'Farrell, P. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nitric+oxide+contributes+to+behavioral,+cellular,+and+developmental+responses+to+low+oxygen+in+D.+melanogaster.">Nitric oxide contributes to behavioral, cellular, and developmental responses to low oxygen in D. melanogaster.</a> Cell. 98 (1), 105-114 (1999).</li><li>Zhang, L., Ward, R. 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B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Behavioral+responses+to+hypoxia+and+hyperoxia+in+D.+melanogaster+larvae.">Behavioral responses to hypoxia and hyperoxia in D. melanogaster larvae.</a> Fly. 5 (2), 119-125 (2011).</li><li>Brand, A., Perrimon, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Targeted+gene+expression+as+a+means+of+altering+cell+fates+and+generating+dominant+phenotypes.">Targeted gene expression as a means of altering cell fates and generating dominant phenotypes.</a> Development. 118 (2), 401-415 (1993).</li><li>Wieschaus, E., Nusslein-Volhard, C., Roberts, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Looking+at+embryos.">Looking at embryos.</a> Drosophila: a practical approach. , 199-227 (1986).</li><li>Callier, V., Shingleton, A. W., Brent, C. S., Ghosh, S. M., Kim, J., Harrison, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+role+of+reduced+oxygen+in+the+developmental+physiology+of+growth+and+metamorphosis+initiation+in+D.+melanogaster.">The role of reduced oxygen in the developmental physiology of growth and metamorphosis initiation in D. melanogaster.</a> J. Expt. Biol. 216 (23), 4334-4340 (2013).</li><li>Li, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hif-+and+non-Hif-regulated+hypoxic+responses+require+the+estrogen-related+receptor+in+D.+melanogaster.">Hif- and non-Hif-regulated hypoxic responses require the estrogen-related receptor in D. melanogaster.</a> PLoS genetics. 9 (1), e1003230 (2013).</li><li>Grifoni, D., Sallazzo, M., Fontana, E., Froldi, F., Pession, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multiple+strategies+of+oxygen+supply+in+Drosophila+malignancies+identify+tracheogenesis+as+a+novel+cancer+hallmark.">Multiple strategies of oxygen supply in Drosophila malignancies identify tracheogenesis as a novel cancer hallmark.</a> Scient. Rep. 5 (9061), (2015).</li></ol>

Los autores declaran que no tienen intereses financieros que compiten.

Hemos presentado aquí un ensayo simple diseñado para detectar la hipoxia tisular en las larvas de D. melanogaster . Diagnóstico se basa en madriguera disminución en montones de alimentos en los primeros años de vida larvaria y la ausencia de sustrato el hacer un túnel a finales de la vida larvaria. Hacinamiento larval puede causar la migración de una fuente de alimento y por lo tanto un aspecto fundamental del análisis es que un pequeño número de larvas se analizan en presencia de un gran exceso de comida. Inclusión del benzoato fungicida de hidróxido metílico-p (Nipagen) en las placas de agar también es esencial para prevenir el crecimiento de moho durante el ensayo.
Encontramos que las placas de agar pueden ser una fuente de variabilidad en el ensayo. Normalmente, las larvas del mismo genotipo, de lotes diferentes de los padres, o de diferentes colecciones de larvas, muestran variación relativamente limitado en su comportamiento en el ensayo. En contraste, las placas de agar en días diferentes o con diferentes lotes de agar pueden producir diferencias en la construcción de túneles. Una estipulación es por lo tanto ese control y larvas experimentales todos analizarse usando placas de agar de la misma preparación de lote. Agar de diferentes fabricantes o incluso los envíos desde la misma fabricación pueden variar en su fuerza gelificante, y así que puede ser necesario ajustar la concentración de agar hacia arriba desde el 2,2% utilizado aquí para lograr un gel óptimo. Hemos encontrado que las larvas de tipo salvaje pueden fácilmente madriguera a través de geles de agarosa 3%.
Para demostrar el valor de este ensayo, hemos utilizado para investigar el potencial hipoxia tisular en las larvas con la función suprimida de uninflatable en las tráqueas. Nuestros resultados proporcionan apoyo para la hipótesis de que la pérdida de traqueal expresión de este gen puede producir hipoxia: btl-Gal4 > UAS -uif ARNi larvas mostraron falta de madriguera en alimento y ausencia total de sustrato túnel durante el tercer instar. En nuestros estudios anteriores de otros genotipos, observamos que la pérdida inducida por hipoxia de madriguera de alimentos no es tan completa como la pérdida de sustrato el hacer un túnel y el btl-Gal4 > UAS -uif ARNi larvas aquí estudiaron se comportó de manera similar. Por lo tanto, el componente fallido túnel de este ensayo proporciona la indicación más fuerte de la hipoxia.
Aunque el btl-Gal4 > IUf ARNi larvas mostraron rasgos de comportamiento diagnóstico de hipoxia, el corte(ue)-Gal4 > UAS -uif ARNi no exhibieron estas anormalidades. El btl y el corte(ue) Gal4 controladores se expresan en las diferentes etapas y en diferentes patrones, dentro de las tráqueas larvas. Btl-Gal4 driver se expresa a través del sistema traqueal a partir de su desarrollo en la embriogénesis y continuando a través de la vida larvaria. En contraste, la expresión de Gal4 de la corte(ue)-Gal4 driver sólo comienza en el final de la vida embrionaria, después de la morfogénesis de las tráqueas y se limita a las secciones extremas posteriores de los troncos dorsales, los vasos longitudinales principales de el sistema traqueal. caída de la UIF con esta línea de Gal4 no puede reducir por lo tanto expresión uif suficiente antelación o ampliamente suficiente para producir cierto nivel de umbral de hipoxia necesaria para desencadenar los comportamientos medidos en este ensayo.
Un estudio previo encontró que larvas de tercer estadio expuestas a bajos niveles de oxígeno (10%) muestran disminución de crecimiento y retrasa la aparición de pupariación 14. Btl-Gal4 > UAS -uif ARNi larvas estudiadas aquí progresaban al tercer instar, pero los efectos sobre sus tasas de crecimiento y pupación fueron más pronunciados: eran considerablemente más pequeños que los controles con muy poco tejido graso bajo la epidermis (figura 3) y sólo una fracción menor (~ 10%) trataron de pupariación. Estas diferencias sugieren el btl-Gal4 > UAS -uif ARNi larvas experimentaron un mayor grado de hipoxia, debido a caída de uif en las tráqueas estuvo presente a lo largo de toda su vida larval, o porque produce más privación de oxígeno severa en el tercer estadio larvario. Cómo pérdida de la función de la uif en las tráqueas podría prevenir el transporte del oxígeno es claro en este punto. Las tráqueas de los btl-Gal4 > UAS -uif ARNi larvas eran fácilmente visibles a través de la cutícula (figura 3), una indicación que contiene aire y no fueron dañados al punto de que la entrada del fluido comprometida función. Por lo tanto es formalmente posible que el daño traqueal creado por pérdida de la función de la uif no provocan hipoxia pero algo algún otro defecto que inhibe el hacer un túnel. Para los genotipos estudiados previamente, se determinó que no túnel se asocia con niveles elevados de LDH mRNA7, el indicador canónico de la glucólisis e hipoxia en finales de tercer instar de las larvas 15. Así, la confirmación final de hipoxia para btl-Gal4 > UAS -uif ARNi larvas (y en las larvas de examinar en el futuro uso de este ensayo) supone la RT-PCR para evaluar los niveles de mRNA LDH o el uso de un indicador comercialmente disponible para medir niveles de oxígeno intracelular (por ejemplo véase 16).

El conjunto sofisticado de herramientas genéticas moleculares disponibles en D. melanogaster hacerla un organismo valioso para el estudio de los procesos biológicos evolutivamente conservados. Claves respuestas moleculares a la disponibilidad de oxígeno han demostrado ser conservado a través de la evolución y estudios previos de D. melanogaster han generado conocimientos en los componentes universales de estos señalización vías 1,2, 3,4,5,6.
Como parte de un estudio orientado en función de la neurona sensorial en larvas de D. melanogaster de disección, se identificaron dos respuestas conductuales que resultó ser activada por la hipoxia tisular en los niveles de oxígeno normales 7. Uno de ellos, falta de madriguera en el alimento, altamente se relaciona con la respuesta a bajos niveles de oxígeno por Wingrove y O'Farrell 8. El segundo comportamiento, falta de túnel en un sustrato suave durante el último instar tercer vagando por fase, había no ha identificado previamente como relacionadas con la hipoxia. Se determinó que también exponer las larvas errantes tipo salvaje a niveles bajos de oxígeno inhibe sustrato túnel 7, estableciendo que tanto estas conductas se originan hipoxia - ya sea inducida por daño de tejido o por niveles de consumo de oxígeno baja. Aquí describimos un análisis que hemos desarrollado para cuantificar estos dos comportamientos inducidos por la hipoxia, que se inicia con observaciones inmediatamente después de la eclosión larval.
Las respuestas hipóxicas en las etapas larvales tempranas no han sido examinadas anteriormente y por lo tanto realizar un análisis a lo largo de la vida larval es un valioso componente de nuestro análisis. La mayoría de las manifestaciones obvias de la hipoxia – desarrollo lento, crecimiento deficiente y lentitud del aparato locomotor – se superponen con fenotipos larvas producidos por muchas mutaciones. Pero hemos encontrado que solamente tercer instar larvas con hipoxia muestran un fracaso al túnel 7. Así, se determinó que las larvas incluso más había comprometida en términos de crecimiento y locomoción de nuestras larvas hipóxicas, todavía realiza algunos túneles, mientras que las larvas hipóxicas no habían tunelizado 7. Otro elemento valioso de este ensayo es así que proporciona una forma de establecer cuando la hipoxia es la fuente de un conjunto particular de fenotipos pleiotrópicos, a diferencia de algunos otros estrés o mal funcionamiento metabólico. Como una demostración de la prueba, aquí Describimos su uso en la caracterización de las respuestas de las larvas con expresión reducida traqueal de uninflatable, un gen que funciona en el de larvas airways 9.
Prevemos que este ensayo sea de valor para los investigadores que participan en la caracterización de fenotipos larvas que incluyen crecimiento pobre y lento comportamiento. Como resultado, nuevos genes que influyen en la distribución, uso o respuesta a, oxígeno por todo el cuerpo podía ser identificado. Además, incorporar a este análisis un mutante detección protocolo proporcionaría una ruta directa a la identificación de mutaciones que producen hipoxia. Este análisis también será valiosa en el análisis de los circuitos que desencadena las conductas innatas inducida por la hipoxia que se describe aquí. Análisis de la red de los nervios de este tipo es un foco de mucha investigación actual y el sistema nervioso simple de la larva de D. melanogaster es un sistema valioso para disección de comportamientos automatizados. Ya se han identificado neuronas sensoriales implicados en la percepción del oxígeno larvas, proporcionando un primer paso para definir el circuito completo de las respuestas inducidas por la hipoxia 10,11. Usando nuestro análisis en combinación con caída neuronal selectivo mediante el sistema de GAL4-UAS12 es una vía clara para delinear más componentes de la red neuronal.

<table><tbody><tr><td>&lt;strong&gt;REAGENTS&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Dehydrated yeast&amp;nbsp;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Frozen grape juice concentrate</td><td>Welch&#039;s</td><td></td><td>&amp;nbsp;Available at most large supermarkets</td></tr><tr><td>Glacial acetic acid</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>320099</td><td></td></tr><tr><td>Drosophila agar</td><td>Apex Bioresearch Products</td><td>66-103</td><td></td></tr><tr><td>Methyl-para-hydroxybenzoate</td><td>Apex Bioresearch Products</td><td>20-658</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;EQUIPMENT&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>50 ml polypropylene beakers</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>6.0 cm disposable Petri dishes</td><td>Falcon</td><td>08757100B</td><td></td></tr><tr><td>10 cm disposable plastic Petri dishes</td><td>E+K Scientific</td><td>EK-24104</td><td></td></tr><tr><td>Plastic microspatulas</td><td>Corning Incorporated</td><td>3012</td><td></td></tr><tr><td>Bent teasing needle</td><td>Nasco</td><td>S08848MH</td><td></td></tr><tr><td>Dissecting microscope</td><td></td><td></td><td>Any microscope with 10-30X magnification</td></tr></tbody></table>

a burrowing/tunneling assay for detection of hypoxia in drosophila melanogaster larvae

Privación de oxígeno en los animales puede resultar de la exposición a niveles bajos de oxígeno atmosférico o del daño del tejido interno que interfiere con la distribución de oxígeno. También es posible que el comportamiento aberrante del sensor de oxígeno de las neuronas podría inducir hipoxia-como comportamiento en presencia de niveles normales de oxígeno. En D. melanogaster, desarrollo en niveles bajos de oxígeno resulta en inhibición de crecimiento y comportamiento lento durante las fases larvales. Sin embargo, estas manifestaciones establecidas del déficit de oxígeno se traslapan considerablemente con los fenotipos de muchas mutaciones que regulan crecimiento, respuestas de estrés o locomoción. Como resultado, actualmente no hay ensayo para identificar i) celular hipoxia inducida por una mutación o ii) hipoxia-como comportamiento al inducido por el comportamiento neuronal anormal.
Recientemente hemos identificado dos comportamientos distintivos en larvas de D. melanogaster que ocurren a niveles normales de oxígeno en respuesta a detección interna de hipoxia. En primer lugar, en todas las etapas, dichas larvas evitar excavar en el alimento, a menudo alejarse lejos de una fuente de alimento. En segundo lugar, el hacer un túnel en un sustrato suave, que normalmente ocurre durante la tercera etapa de estadio errante es totalmente suprimido si las larvas son hipóxicas. El ensayo descrito aquí está diseñado para detectar y cuantificar estas conductas y así proporcionar una manera para detectar hipoxia inducida por daño interno en lugar de bajo nivel de oxígeno externa. Las placas de ensayo con un sustrato de agar y un tapón central de pasta de levadura son utilizadas para apoyar los animales a través de la vida larvaria. La posición y el estado de las larvas se realiza un seguimiento diario, proceden de primer a tercer instar. La magnitud del túnel en el sustrato de agar durante la fase nómada es cuantificada después de la pupación con ImageJ NIH. El ensayo será de valor en la determinación de cuando la hipoxia es un componente de un fenotipo mutante y así proporcionar la penetración en posibles sitios de acción del gen en cuestión.

Como una demostración del valor de este ensayo hemos utilizado para investigar la hipoxia potencial en larvas con deterioro de la función del gen uninflatable (uif) en las tráqueas. UIF codifica una gran proteína transmembrana que se expresa fuertemente en la superficie apical de las células traqueales larvales. Previamente se observaron mutantes de uif a exhibir comportamiento aberrante que puede indicar hipoxia tisular debido a mal funcionamiento traqueal 9. Específicamente nos suprime expresión de uif en la tráquea de larvas mediante el sistema de Gal4-UAS. Gal4 dos líneas fueron utilizadas: i) sin aliento (btl)-Gal4, que se expresa fuertemente en las tráqueas desde el comienzo de su desarrollo embrionario y la ii) corte(ue)-Gal4, que comienza la expresión en una pequeña región posterior de las tráqueas principales tronco dorsal al final de la embriogénesis y continúa fuerte expresión en esta región a lo largo de la vida larval 7. Un UAS -uif línea de RNAi fue obtenida del centro de investigación de Drosophila de Viena (VDRC ID #1050).
Como se describe en el protocolo anterior, cinco replicar placas de recién nacido primer instar larvas se establecieron para cada uno de los cuatro cruces como sigue.
Experimento 1 1) control 1 - corte(ue)-Gal4 x Cantón-S (+) 2) Experimental 1 - corte(ue)-Gal4 x UAS-uif ARNi
Experimento 2 3) control 2 - btl-Gal4 x Cantón-S (+) Experimental 4) 2 - btl-Gal4 x UAS-uif ARNi
El comportamiento de la corte(ue)-Gal4 > UAS -uif ARNi larvas del experimento 1 fue comparable a la del control corte(ue)-Gal4 > + animales en madrigueras, túneles y supervivencia a la pupación, (figura 1 y figura 2). En cambio, abajo-regulación de la expresión de uif a lo largo de todo el sistema traqueal desde temprano en el desarrollo (experimento 2) produjo respuestas marcadamente diferentes. Btl-Gal4 > UAS -uif ARNi larvas muestran ambas manifestaciones conductuales de la hipoxia tisular, reducción de alimento madriguera y una ausencia total de sustrato túnel más adelante en vida larval (figura 1 y Figura 2 de ). Las larvas experimentales eran también perceptiblemente más pequeño, más delgado y más lenta que los controles (figura 3) y mostraron una alta tasa de muerte durante el curso del ensayo. Como hemos comentado anteriormente, crecimiento reducido, lentitud y la muerte se conocen los síntomas de la hipoxia larval. Además, la mayoría de las larvas experimentales no trate de pupación y permanecía como tercer instar larvas largo después larvas de control han empupado. Algunas larvas sobrevivieron más de 15 días antes de morir finalmente sin pupating (figura 1A). Algunas de las larvas experimentales a pupar pero en todos los casos se formaron pupas anormales que no generaron a adultos viables.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57131/57131fig1.jpg"> Figura 1. Cuantificación de madriguera y larval desarrollo de alimentos. (A) porcentaje de larvas vivas fuera de los montones de comida para los cuatro genotipos estudiados aquí. Se muestran los promedios para las placas de cinco ensayo utilizadas para cada genotipo. Día 3 después de la eclosión, ~ 70% de los btl-Gal4 > UAS uif ARNi larvas fueron fuera de la comida, mientras que las larvas no fueron detectadas fuera de la comida o en la superficie del agar para los otros tres genotipos. Btl-Gal4 > larvas de ARNi de uif UAS mueren lentamente entre los días 4-20, con el ~ 15% de ellos aún con vida 15 días después de la eclosión. La flecha negra en el eje x aquí y en (B) indica el día que todas las larvas de los tres genotipos han empupado. (B) porcentaje de larvas muertas visibles fuera de la comida para los cuatro genotipos. Se muestran los promedios para las placas de cinco ensayo para cada genotipo. Muerto btl-Gal4 > larvas UAS uif ARNi se acumulan con el tiempo muere la mayoría fuera de la comida. Los genotipos de todos sobreviven a la pupación (C) porcentaje de supervivencia para pupación de los cuatro genotipos estudiados. Se muestran los promedios para las placas de cinco ensayo para cada genotipo. No hay pupas normales de btl-Gal4 > genotipo de ARNi de uif UAS fueron producidos. Barras de error a través de la figura representan el SEMs. <a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/57131/57131fig1large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57131/57131fig2.jpg"> Figura 2. Cuantificación de tuneladoras larvarios. (A) ejemplos de las placas de ensayo para todos los cuatro genotipos estudiaron después de la preparación para hacer un túnel cuantificación. Nota completa ausencia de túneles para btl-Gal4 > larvas UAS uif ARNi. Las placas de ensayo son las placas de Petri de 10 cm. (B) el hacer un túnel cuantificación deriva de Image J para los cuatro genotipos. Promedio de valores de los píxeles para las placas de cinco ensayo para cada genotipo. Ningún túnel observó para btl-Gal4 > larvas UAS uif ARNi. Barras de error = SEMs. <a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/57131/57131fig2large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57131/57131fig3.jpg"> Figura 3. Comparación de btl-Gal4 > UAS uif ARNi y btl-Gal4 > + larvas Larvas de edad similar (día 6 después de la eclosión) para btl-Gal4 > UAS uif RNAi (A) y btl-Gal4 > + (B) genotipos. Flechas rojas indican las tráqueas del tronco dorsal. Ambas larvas reflejadas en el aumento de la misma. Barra de escala = 0,5 mm. <a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/57131/57131fig3large.jpg" target="_blank">haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>

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A Burrowing/Tunneling Assay for Detection of Hypoxia in Drosophila melanogaster Larvae

El protocolo describe un análisis simple para identificar larvas de Drosophila melanogaster que experimentan hipoxia bajo niveles normales de oxígeno atmosférico. Este protocolo permite larvas hipóxicas debe distinguirse de otros mutantes que muestran fenotipos superpuestos como lentitud o crecimiento lento.

Un ensayo de tecolote/túnel para la detección de la hipoxia en larvas de Drosophila melanogaster

Oxygen deprivation in animals can result from exposure to low atmospheric oxygen levels or from internal tissue damage that interferes with oxygen ...

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Research

JoVE Journal

Behavior

A Burrowing/Tunneling Assay for Detection of Hypoxia in Drosophila melanogaster Larvae

7.7K vistas.  Rice University. El protocolo describe un análisis simple para identificar larvas de Drosophila melanogaster que experimentan hipoxia bajo niveles normales de oxígeno atmosférico. Este protocolo permite larvas hipóxicas debe distinguirse de otros mutantes que muestran fenotipos superpuestos como lentitud o crecimiento lento.

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Methods to Assay Drosophila Behavior

Drosophila melanogaster, the fruit fly, has been used to study molecular mechanisms of a wide range of human diseases such as cancer, cardiovascular disease and various neurological diseases1. We have optimized simple and robust behavioral assays for determining larval locomotion, adult climbing ability (RING assay), and courtship behaviors of Drosophila. These behavioral assays are widely applicable for studying the role of genetic and environmental factors on fly behavior. Larval crawling ability can be reliably used for determining early stage changes in the crawling abilities of Drosophila larvae and also for examining effect of drugs or human disease genes (in transgenic flies) on their locomotion. The larval crawling assay becomes more applicable if expression or abolition of a gene causes lethality in pupal or adult stages, as these flies do not survive to adulthood where they otherwise could be assessed. This basic assay can also be used in conjunction with bright light or stress to examine additional behavioral responses in Drosophila larvae. Courtship behavior has been widely used to investigate genetic basis of sexual behavior, and can also be used to examine activity and coordination, as well as learning and memory. Drosophila courtship behavior involves the exchange of various sensory stimuli including visual, auditory, and chemosensory signals between males and females that lead to a complex series of well characterized motor behaviors culminating in successful copulation. Traditional adult climbing assays (negative geotaxis) are tedious, labor intensive, and time consuming, with significant variation between different trials2-4. The rapid iterative negative geotaxis (RING) assay5 has many advantages over more widely employed protocols, providing a reproducible, sensitive, and high throughput approach to quantify adult locomotor and negative geotaxis behaviors. In the RING assay, several genotypes or drug treatments can be tested simultaneously using large number of animals, with the high-throughput approach making it more amenable for screening experiments.

Methods to Assay Drosophila Behavior

Drosophila melanogaster is a genetically and behaviorally tractable model system that has been used to understand the molecular and cellular basis of many important biological processes for over a century 1. Drosophila has been well exploited to gain insights into the genetic basis of fly behavior.

Métodos de ensayo a Drosophila Comportamiento

Drosophila melanogaster, the fruit fly, has been used to study molecular mechanisms of a wide range of human diseases such as cancer, cardiovascular ...

Investigación

Neurociencias

Functional Analysis of the Larval Feeding Circuit in Drosophila

The serotonergic feeding circuit in Drosophila melanogaster larvae can be used to investigate neuronal substrates of critical importance during the development of the circuit. Using the functional output of the circuit, feeding, changes in the neuronal architecture of the stomatogastric system can be visualized. Feeding behavior can be recorded by observing the rate of retraction of the mouth hooks, which receive innervation from the brain. Locomotor behavior is used as a physiological control for feeding, since larvae use their mouth hooks to traverse across an agar substrate. Changes in feeding behavior can be correlated with the axonal architecture of the neurites innervating the gut. Using immunohistochemistry it is possible to visualize and quantitate these changes. Improper handling of the larvae during behavior paradigms can alter data as they are very sensitive to manipulations. Proper imaging of the neurite architecture innervating the gut is critical for precise quantitation of number and size of varicosities as well as the extent of branch nodes. Analysis of most circuits allow only for visualization of neurite architecture or behavioral effects; however, this model allows one to correlate the functional output of the circuit with the impairments in neuronal architecture.

Functional Analysis of the Larval Feeding Circuit in Drosophila

The feeding circuit in Drosophila melanogaster larvae serves a simple yet powerful model that allows changes in feeding rate to be correlated with alterations in the stomatogastric neural circuitry. This circuit is composed of central serotonergic neurons that send projections to the mouth hooks as well as the foregut.

Análisis funcional del circuito de alimentación de las larvas en Drosophila</i

The serotonergic  feeding circuit in Drosophila  melanogaster larvae can be used to investigate neuronal substrates of  critical importance during the ...

An Affordable and Efficient "Homemade" Platform for Drosophila Behavioral Studies, and an Accompanying Protocol for Larval Mitochondrial Respirometry

The usefulness of Drosophila as a model organism for the study of human diseases, behaviors and basic biology is unquestionable. Although practical, Drosophila research lacks popularity in developing countries, possibly due to the misinformed idea that establishing a lab and performing relevant experiments with such tiny insects is difficult and requires expensive, specialized apparatuses. Here, we describe how to build an affordable flylab to quantitatively analyze a myriad of behavioral parameters in D. melanogaster, by 3D-printing many of the necessary pieces of equipment. We provide protocols to build in-house vial racks, courtship arenas, apparatuses for locomotor assays, etc., to be used for general fly maintenance and to perform behavioral experiments using adult flies and larvae. We also provide protocols on how to use more sophisticated systems, such as a high resolution oxygraph, to measure mitochondrial oxygen consumption in larval samples, and show its association with behavioral changes in the larvae upon the xenotopic expression of the mitochondrial alternative oxidase (AOX). AOX increases larval activity and mitochondrial leak respiration, and accelerates development at low temperatures, which is consistent with a thermogenic role for the enzyme. We hope these protocols will inspire researchers, especially from developing countries, to use Drosophila to easily combine behavior and mitochondrial metabolism data, which may lead to information on genes and/or environmental conditions that may also regulate human physiology and disease states.

An Affordable and Efficient "Homemade" Platform for Drosophila Behavioral Studies, and an Accompanying Protocol for Larval Mitochondrial Respirometry

We provide protocols for anyone with a "maker culture" mind to start building a flylab for quantitative analysis of a myriad of behavioral parameters in Drosophila melanogaster, by 3D-printing many of the necessary pieces of equipment. We also describe a high resolution respirometry protocol using larvae to combine behavioral and mitochondrial metabolism data.

The usefulness of Drosophila as a model organism for the study of human diseases, behaviors and basic biology is unquestionable. Although practical, ...

Comportamiento

A Simple Technique to Assay Locomotor Activity in Drosophila

Drosophila melanogaster is an ideal model organism for studying various diseases due to its abundance of advanced genetic manipulation techniques and diverse behavioral features. Identifying behavioral deficiency in animal models is a crucial measure of disease severity, for example, in neurodegenerative diseases where patients often experience impairments in motor function. However, with the availability of various systems to track and assess motor deficits in fly models, such as drug-treated or transgenic individuals, an economical and user-friendly system for precise evaluation from multiple angles is still lacking. A method based on the AnimalTracker application programming interface (API) is developed here, which is compatible with the Fiji image processing program, to systematically evaluate the movement activities of both adult and larval individuals from recorded video, thus allowing for the analysis of their tracking behavior. This method requires only a high-definition camera and a computer peripheral hardware integration to record and analyze behavior, making it an affordable and effective approach for screening fly models with transgenic or environmental behavioral deficiencies. Examples of behavioral tests using pharmacologically treated flies are given to show how the techniques can detect behavioral changes in both adult flies and larvae in a highly repeatable manner.

A Simple Technique to Assay Locomotor Activity in Drosophila

The present protocol assesses the locomotor activity of Drosophila by tracking and analyzing the movement of flies in a hand-made arena using open-source software Fiji, compatible with plugins to segment pixels of each frame based on high-definition video recording to calculate parameters of speed, distance, etc.

Una técnica simple para evaluar la actividad locomotora en Drosophila

Drosophila melanogaster is an ideal model organism for studying various diseases due to its abundance of advanced genetic manipulation techniques and ...

Foraging Path-length Protocol for Drosophila melanogaster Larvae

The Drosophila melanogaster larval path-length phenotype is an established measure used to study the genetic and environmental contributions to behavioral variation. The larval path-length assay was developed to measure individual differences in foraging behavior that were later linked to the foraging gene. Larval path-length is an easily scored trait that facilitates the collection of large sample sizes, at minimal cost, for genetic screens. Here we provide a detailed description of the current protocol for the larval path-length assay first used by Sokolowski. The protocol details how to reproducibly handle test animals, perform the behavioral assay and analyze the data. An example of how the assay can be used to measure behavioral plasticity in response to environmental change, by manipulating feeding environment prior to performing the assay, is also provided. Finally, appropriate test design as well as environmental factors that can modify larval path-length such as food quality, developmental age and day effects are discussed.

Foraging Path-length Protocol for Drosophila melanogaster Larvae

We provide a detailed protocol for a Drosophila melanogaster foraging path-length assay. We discuss the preparation and handling of test animals, how to perform the assay and analyze the data.

Forrajeo Protocolo Ruta de longitud de<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Las larvas

The Drosophila melanogaster larval path-length phenotype is an established measure used to study the genetic and environmental contributions to behavioral ...

Metabolic Analysis of Drosophila melanogaster Larval and Adult Brains

This protocol describes a method for measuring the metabolism in Drosophila melanogaster larval and adult brains. Quantifying metabolism in whole organs provides a tissue-level understanding of energy utilization that cannot be captured when analyzing primary cells and cell lines. While this analysis is ex vivo, it allows for the measurement from a number of specialized cells working together to perform a function in one tissue and more closely models the in vivo organ. Metabolic reprogramming has been observed in many neurological diseases, including neoplasia, and neurodegenerative diseases. This protocol was developed to assist the D. melanogaster community&#39;s investigation of metabolism in neurological disease models using a commercially available metabolic analyzer. Measuring metabolism of whole brains in the metabolic analyzer is challenging due to the geometry of the brain. This analyzer requires samples to remain at the bottom of a 96-well plate. Cell samples and tissue punches can adhere to the surface of the cell plate or utilize spheroid plates, respectively. However, the spherical, three-dimensional shape of D. melanogaster brains prevents the tissue from adhering to the plate. This protocol requires a specially designed and manufactured micro-tissue restraint that circumvents this problem by preventing any movement of the brain while still allowing metabolic measurements from the analyzer&#39;s two solid-state sensor probes. Oxygen consumption and extracellular acidification rates are reproducible and sensitive to a treatment with metabolic inhibitors. With a minor optimization, this protocol can be adapted for use with any whole tissue and/or model system, provided that the sample size does not exceed the chamber generated by the restraint. While basal metabolic measurements and an analysis after a treatment with mitochondrial inhibitors are described within this protocol, countless experimental conditions, such as energy source preference and rearing environment, could be interrogated.

Metabolic Analysis of Drosophila melanogaster Larval and Adult Brains

We present a protocol for measuring oxygen consumption and extracellular acidification in Drosophila melanogaster larval and adult brains. A metabolic analyzer is utilized with an adapted and optimized protocol. Micro-tissue restraints are a critical component of this protocol and were designed and created specifically for their use in this analysis.

Análisis metabólico del cerebro adulto y Larval de Drosophila melanogaster

This protocol describes a method for measuring the metabolism in Drosophila melanogaster larval and adult brains. Quantifying metabolism in whole organs ...

Quantification of Macronutrients Intake in a Thermogenetic Neuronal Screen using Drosophila Larvae

Foraging and feeding behaviors allow animals to access sources of energy and nutrients essential for their development, health, and fitness. Investigating the neuronal regulation of these behaviors is essential for the understanding of the physiological and molecular mechanisms underlying nutritional homeostasis. The use of genetically tractable animal models such as worms, flies, and fish greatly facilitates these types of studies. In the last decade, the fruit fly Drosophila melanogaster has been used as a powerful animal model by neurobiologists investigating the neuronal control of feeding and foraging behaviors. While undoubtedly valuable, most studies examine adult flies. Here, we describe a protocol that takes advantage of the simpler larval nervous system to investigate neuronal substrates controlling feeding behaviors when larvae are exposed to diets differing in their protein and carbohydrates content. Our methods are based on a quantitative colorimetric no-choice feeding assay, performed in the context of a neuronal thermogenetic-activation screen. As a read-out, the amount of food eaten by larvae over a 1 h interval was used when exposed to one of the three dye-labeled diets that differ in their protein to carbohydrates (P:C) ratios. The efficacy of this protocol is demonstrated in the context of a neurogenetic screen in larval Drosophila, by identifying candidate neuronal populations regulating the amount of food eaten in diets of different macronutrient quality. We were also able to classify and group the genotypes tested into phenotypic classes. Besides a brief review of the currently available methods in the literature, the advantages and limitations of these methods are discussed and, also, some suggestions are provided about how this protocol might be adapted to other specific experiments.

Quantification of Macronutrients Intake in a Thermogenetic Neuronal Screen using Drosophila Larvae

Described here is a protocol that enables the colorimetric quantification of the amount of food eaten within a defined interval of time by Drosophila melanogaster larvae exposed to diets of different macronutrient quality. These assays are conducted in the context of a neuronal thermogenetic screen.

Cuantificación De La Ingesta De Macronutrientes En Una Pantalla Neuronal Termogenética Usando Larvas De Drosophila

Foraging and feeding behaviors allow animals to access sources of energy and nutrients essential for their development, health, and fitness. Investigating ...

Light Spot-Based Assay for Analysis of Drosophila Larval Phototaxis

The larvae of Drosophila melanogaster show obvious light-avoiding behavior during the foraging stage. Drosophila larval phototaxis can be used as a model to study animal avoidance behavior. This protocol introduces a light-spot assay to investigate larval phototactic behavior. The experimental set-up includes two main parts: a visual stimulation system that generates the light spot, and an infrared light-based imaging system that records the process of larval light avoidance. This assay allows tracking of the behavior of larva before entering, during encountering, and after leaving the light spot. Details of larval movement including deceleration, pause, head casting, and turning can be captured and analyzed using this method.

Light Spot-Based Assay for Analysis of Drosophila Larval Phototaxis

This protocol introduces a light-spot assay to investigate Drosophila larval phototactic behavior. In this assay, a light spot is generated as light stimulation, and the process of larval light avoidance is recorded by an infrared light-based imaging system.

Ensayo basado en puntos claros para el análisis de la fototaxis larval de Drosophila

The larvae of Drosophila melanogaster show obvious light-avoiding behavior during the foraging stage. Drosophila larval phototaxis can be used as a model ...

Biología

Drosophila Burrowing and Tunneling Assay: A Method to Assess Tissue Hypoxia in Fly Larvae

Source: Qiang, K. M., et al. <a href="https://www.jove.com/video/57131/" target="_blank">A Burrowing/Tunneling Assay for Detection of Hypoxia in Drosophila melanogaster Larvae</a>. J. Vis. Exp. (2018).
This video shows a method to test hypoxia in Drosophila larvae by assessing their burrowing and tunneling abilities. Using this technique researchers can distinguish larvae experiencing oxygen deprivation from those with developmental deficits. The example protocol demonstrates the setup for this assay.

Drosophila Ensayo de excavación y tunelización: un método para evaluar la hipoxia tisular en larvas de mosca

Source: Qiang, K. M., et al. A Burrowing/Tunneling Assay for Detection of Hypoxia in Drosophila melanogaster Larvae. J. Vis. Exp. (2018).
This video shows ...

JoVE Encyclopedia of Experiments

Drosophila melanogaster (mosca de la fruta)

Larva

Fly Climbing Assay: A Method to Test General Locomotion in Drosophila melanogaster

Source: Gevedon, O., et al. <a href="https://www.jove.com/video/59720/in-vivo-forward-genetic-screen-to-identify-novel-neuroprotective">In Vivo Forward Genetic Screen to Identify Novel Neuroprotective Genes in Drosophila melanogaster</a>. J. Vis. Exp. (2019).
This video describes a simple method to quantify fly locomotion and shows the climbing assay performed.&#160; The fly climbing assay is a general test of motor function which relies on a negative geotaxis response.

Ensayo de escalada con mosca: un método para probar la locomoción general en Drosophila melanogaster

Source: Gevedon, O., et al. In Vivo Forward Genetic Screen to Identify Novel Neuroprotective Genes in Drosophila melanogaster. J. Vis. Exp. (2019).
This ...

Un ensayo de tecolote/túnel para la detección de la hipoxia en larvas de Drosophila melanogaster

Resumen

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Capítulos en este video

Métodos de ensayo a Drosophila Comportamiento

Análisis funcional del circuito de alimentación de las larvas en Drosophila

An Affordable and Efficient "Homemade" Platform for Drosophila Behavioral Studies, and an Accompanying Protocol for Larval Mitochondrial Respirometry

Una técnica simple para evaluar la actividad locomotora en Drosophila

Forrajeo Protocolo Ruta de longitud de

Análisis metabólico del cerebro adulto y Larval de Drosophila melanogaster

Cuantificación De La Ingesta De Macronutrientes En Una Pantalla Neuronal Termogenética Usando Larvas De Drosophila

Ensayo basado en puntos claros para el análisis de la fototaxis larval de Drosophila

Drosophila Ensayo de excavación y tunelización: un método para evaluar la hipoxia tisular en larvas de mosca

Ensayo de escalada con mosca: un método para probar la locomoción general en Drosophila melanogaster