Name: body composition and metabolic caging analysis in high fat fed mice
Uploaded: 2018-05-24T14:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 28 s
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Agradecemos al personal de la investigación médica Alfred y el equipo de educación recinto Animal servicios (AMREP como) por su asistencia y cuidado de los ratones utilizados en este estudio y el apoyo del plan operacional de la ayuda de infraestructura del estado de Victorian Gobierno.

Todos los experimentos descritos fueron aprobados por el Alfred médico investigación educación recinto Animal Comité de ética (AMREP AEC) y ratones recibieron atención humana en línea con la salud nacional y el Consejo de investigación médica (NHMRC) de Australia directrices sobre Experimentación con animales. Los animales fueron administrados su prescripción de dieta y agua ad libitum y ubicado en un entorno de temperatura controlada (~ 21-22 ° C) con una luz de 12 h y 12 h oscuridad ciclo. Semana siete ratones machos viejos (en un fondo de C57Bl/6J) fueron alimentados con cualquier dieta chow normal regular (14.3 MJ/kg de contenido de energía, compuesto por 76% de kJ de hidratos de carbono, grasa 5%, 19% de proteína; véase tabla de materiales) o para el grupo de alimentación grasa alto, un alto grado en grasas de la dieta () (HFD) energía contenido de 19 MJ/kg, que consta de 36% de kJ de hidratos de carbono, 43% de grasa, 21% de proteína, especialidad alimenta) durante 3 semanas. Peso corporal y las medidas de composición corporal utilizando una máquina de EchoMRI se realizaron semanalmente mientras que el análisis de control metabólico ocurrió en una almejas después de 3 semanas de la dieta.
1. procedimiento de analizador de composición corporal
Nota: Para funcionar de forma óptima, el EchoMRI 4-en-1 utilizado en este protocolo se debe contener dentro de una habitación donde la temperatura del aire es estable y no varía. Idealmente esto debe ser constantemente monitoreado. Movimiento de la máquina y las interrupciones para poder también debe ser evitado si es posible. Si se ha interrumpido el suministro de energía y el sistema debe ser reiniciado, permiten al menos 2-3 h para la máquina se caliente antes de usarlo otra vez. Antes de comenzar, asegúrese de que usted está usando equipo de protección personal correcto.
<ol><li>Antes de la exploración de ratones, realizar una prueba del sistema en el equipo de analizador de composición corporal. Esto implica el uso de un estándar de calibración (que se refiere como una muestra de prueba de sistema de aceite canola (costes)) para probar la precisión del instrumento y asegurar que no ha habido deriva en su exactitud.<ol>
<li>Abra el software de sistema, luego haga clic en el botón de barra de herramientas de prueba del sistema o pulsando "Alt + Y" al mismo tiempo.</li>
		<li>Antes de la prueba del sistema se lleva a cabo por el equipo, espere un recordatorio verificar que los gastos correctos (en este caso los costos específicos de ratón) se ha colocado en el pórtico del sistema ( figura 1). Una vez confirmado que este es el caso, aceptar para proceder con la prueba, que tendrá unos minutos para completar.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Una vez que ha pasado la prueba del sistema, seguir con la exploración.<ol>
<li>Si la prueba del sistema falla, repita la prueba de sistema.</li>
		<li>Si la máquina continúa fuera de rango (lo que indica que se ha producido una desviación), la calibración puede ser necesaria para rectificar la situación. Esto completa siguiendo las instrucciones o como se describe en el manual de usuario suministrado en el momento de la compra. Si el problema persiste, compruebe el manual3 o informar el problema al equipo de soporte del fabricante y buscar más instrucción.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Coloque los ratones en un porta espécimen animal pequeño (cilindro largo) para evitar que mientras que en la máquina. Para ello, coloque el soporte horizontal, coger el ratón e introduzca en la abertura de la cabeza del cilindro primero. Lentamente y con cuidado llevar el soporte a la posición vertical para que el ratón está en la parte inferior del cilindro y listo para el análisis.</li>
	<li>Una vez dentro del sujetador, inserte un delimitador para limitar el movimiento del ratón durante el período de medición. En algunas circunstancias, con los ratones extremadamente activos, puede ser necesario sujetar el delimitador en el lugar con la punta del dedo. Nota: Familiarizar a los ratones con la colocación de los soportes de la muestra antes de su análisis inicial para reducir el estrés. El uso de un soporte de espécimen de animal color rojo también puede reducir la respuesta de estrés potencial, como los ratones sienten que están en la oscuridad.</li>
	<li>Dentro del software, seleccionar una carpeta (barra de herramientas de carpeta) para guardar los datos y crear un nombre de archivo.</li>
	<li>Si es necesario, reducir la cantidad de ruido en las mediciones de grasa y magras incrementando el número de acumulaciones primarios de la exploración. Una vez que se inicia el software, las acumulaciones de primarias se establece en un valor predeterminado recomendado para uso diario general; a menos que haya una razón específica para cambiar estos parámetros, la configuración predeterminada le dará el nivel necesario de precisión a los usuarios.</li>
	<li>Si no está interesado en la obtención de datos de agua libre y agua total, apague la etapa agua seleccionando la ficha para decir que no. Esto reducir significativamente la duración de la exploración y mejorar el rendimiento.</li>
	<li>Iniciar la exploración seleccionando "start scan" o pulsando F5 en el teclado. Ingrese todos los datos relevantes sobre el animal (por ejemplo, animal ID, masa del cuerpo, etcetera.) y pulse 'Aceptar' o F5 para iniciar la exploración, que tendrá aproximadamente 1 minuto.</li>
	<li>Después de que los datos han sido obtenidos, desmonte la sujeción del animal con el ratón de la máquina y colocar la espalda del animal en su jaula. Una vez que todos los animales han sido explorados, exportar los datos para su análisis posterior y la colación.</li>
	<li>Antes y después del uso, limpie bien los titulares de los animales según las instrucciones del fabricante. Como estos soportes están construidos de plástico acrílico, alcohol isopropílico y alcohol etílico deben evitarse ya que pueden causar agrietamiento de los titulares o rápido deterioro del soporte, lo que aumenta la probabilidad de rotura. En su lugar, use una solución de agua tibia para lavar platos o, si más desinfectante es necesario, utilizar F10 (en una dilución de 1:125) u otros aerosoles desinfectantes o de limpieza (véase Tabla de materiales) y luego limpie.</li>
</ol>2. metabólico Animal procedimiento del sistema de monitoreo
Nota: El sistema requiere ~ 2 h para calentar y estabilizar. Si la máquina se ha apagado, se debe encender para permitir que la célula de Zirconia para calentarse a 725 º C. También ponemos generalmente ratones en el analizador de composición corporal un día antes de entrar en el animal, sistema de vigilancia para evitar problemas con la tensión de retención.
<ol><li>Asegúrese de que el ordenador conectado al sistema de vigilancia animal esté encendido y abra el programa de control. Seleccione la opción "Oxymax utilidad" en el menú herramientas para iniciar las bombas.</li>
	<li>Botellas de agua se llenan de agua apropiado, pesar inspeccionar la salud de los ratones y organizar la comida. Si en el sistema de medición de la ingestión de alimentos, considere pulverización la comida. Llenar las tolvas de alimentación presionando el alimento de plataforma y punta con resorte en la tolva. Asegúrese de que la tolva de alimentos y la botella de agua son completamente llenos para asegurar que hay suficiente comida y agua para durar el tiempo experimental.</li>
	<li>Comprobar el estado del drierite/secante; Si se utiliza un indicador de color, debe ser azul y por lo tanto seco, pero si es rosa, tiene absorción de humedad importante y debe ser reemplazado o recargar.</li>
	<li>Comprobar el estado de la trampa de amoniaco y soda cal y cámbielo si es necesario. Si se conecta la trampa de amoniaco dos a la vez, cuando la segunda trampa muestra signos de un cambio de color, vuelva a colocar el primero de ellos. Un aumento en el desplazamiento de CO2 también puede significar la necesidad de reemplazar la cal de soda. Nota: Desecante se puede secar en un horno y reutilizado, sin embargo seguimos las recomendaciones del fabricante del sistema para utilizar fresco cada vez.</li>
	<li>Montar las cámaras. Para hacer esto, coloque la tolva de alimento en el equilibrio, luego coloque la cámara en la parte superior con la plataforma perforada que se convierte en el piso de la cámara que se inserta. Cuidadosamente colocar el ratón en la cámara y conecte la tapa del sistema con la parte delantera y clips de nuevo y asegure antes de sujeción y posicionamiento de la botella de agua. Como medida de precaución, vuelva a verificar todas las tapas de cámara, ratones y agua (figura 2A-D). Nota: Dependiendo del tamaño de los ratones siendo examinado, puede ser necesario ajustar la altura de los espacios por encima de la tolva de alimentos para que los ratones tienen acceso a los alimentos pero no hay suficiente espacio en el que puede dormir directamente sobre el comedero.</li>
	<li>Pues es recomendable calibrar los sensores de gas antes de cada experimento, calibrar el sistema.<ol>
<li>Utilice un gas de composición conocida (0,5% de CO2, 20,5% O2, balance de nitrógeno). Conecte el tanque de gas de calibración para el sistema a través de un regulador y manguera. Activar y asegurar la presión de salida del tanque es lectura 5-10 psi. Nota: Algunos sistemas tendrán un segundo tanque, manguera y regulador para el uso de nitrógeno puro como gas "offset". El sistema que opera en lugar de otro utiliza cal sodada para generar aire libre de CO2 .</li>
		<li>Siga los procedimientos para calibrar el O2 y CO2 sensores. Seleccione "calibración" en el menú herramientas y calibrar secuencialmente el O2 y CO2. Antes de calibrar Asegúrese que 1) de la muestra y los flujos de referencia son LPM 0,400, 2) la temperatura del sensor2 O Zirconia es 725 ° C (± 1 ° C), 3) la muestra y referencia secador y bombas de aire están en, y 4) el gas de calibración está conectado y encendido.</li>
		<li>Si es necesario, durante la calibración del sensor de O2 , ligeramente ajusta el offset en el frente del sensor de oxígeno de zirconia para alcanzar un valor O2 cociente de 1.0000 (± 0.0002). Esto es para asegurar que está dentro de límites aceptables (resaltados en verde font en la pantalla de software en la pantalla del ordenador).</li>
		<li>Después de éxito O2 y CO2 calibración del sensor, desconecte el cilindro de gas de calibración y desconecte la manguera del regulador. Después de la calibración, O2 para el aire de referencia (atmosférico) debe leer 20.92 (± 00.02). Si la calibración está fuera de tolerancia, repita y se refieren a la solución de problemas guia del fabricante. En caso contrario, póngase en contacto con el fabricante para obtener más instrucciones.</li>
	</ol></li>
	<li>Proceda con el montaje experimental. Seleccione "Abrir archivo experimental" el experimento. Seleccione la plantilla adecuada (por ejemplo, ratón). Bajo "configuración" en el menú de experimento definir los parámetros del experimento que debe ser registrado (por ejemplo, ratón ID, peso, grupo, etc.) deseleccionar cualquier cámaras no esté en uso y seleccione la ubicación para el experimento para salvarse.</li>
	<li>Asegúrese de que las escalas han sido taradas si medir la ingestión de alimentos y comenzar la captura de datos seleccionando "ejecutar" en el menú de experimento. Datos se capturan durante diferentes periodos de tiempo dependiendo del fenotipo, las pautas de aislamiento de animales y uso del sistema. Nota: En nuestras manos, el experimento es habitualmente ejecute durante 48 h, con las primeras 24 h utilizada como aclimatación al nuevo entorno y la segunda 24 h utilizado para análisis de datos. El periodo de recolección de datos se basa en cuánto el investigador desea mantener sus ratones solo vivienda y depende de la aprobación de la ética animal. Por otra parte, si existen disposiciones, ratones pueden aclimatados en las cámaras antes de ser colocado en el sistema y conectados. Cada cámara mide aproximadamente una vez cada 13 minutos cuando se utiliza un sistema de 12 cámaras.</li>
	<li>Controlar regularmente y controlar los resultados que se obtienen mientras que los ratones están en el sistema para asegurar el bienestar de los animales y que se está recogiendo los datos pertinentes. Cualquier tema puede ser identificado en esta etapa y rectificado. Verificación de cada ratón cada mañana y tarde cuando están en el sistema.</li>
	<li>Compruebe la ficha metabólica en la parte superior de la página de archivo de datos para los datos recogidos en tiempo real para cada ratón en lo que respecta a los gastos de consumo, el RER y la energía del oxígeno. Mientras tanto, haz pausas y datos de consumo de alimentos pueden ser localizados en las fichas de actividad y alimentación, respectivamente. Compruebe que está leyendo "O2 en" alrededor de 20.90-20.94, "CO2 en" es de alrededor de 0.040 - 0.050, el RER está entre 0,7 y 1, y el caudal es constante en el 0.5 - 0.6 L/min.</li>
	<li>Periódicamente, comprobar que los ratones tengan acceso a alimentos y agua y que está consumiendo cada uno. Asegúrese de que no manifiestan signos de dificultad tales como cavar en el suelo perforado. Asimismo, supervisar los resultados que se muestran.</li>
	<li>Al finalizar el tiempo experimental asignado, seleccione "stop" en el menú de experimento y exportar los resultados (como archivos CSV, archivo > Exportar > generar tema CSV) para el análisis.</li>
	<li>Inspeccionar la salud de los ratones, pesarlos y luego regresar a sus jaulas hogar.<ol>
<li>Ratones pueden ser hostiles hacia los demás después de la separación, así monitorear una vez que se encuentran juntos otra vez.</li>
		<li>Desmontar las jaulas, quitar el exceso de comida de tolvas y punta cualquier heces, orina y alimento de las jaulas. Sumergir las botellas y sippers en solución diluida de T-bac, remojar y limpiar los otros componentes en solución de lejía diluida. Enjuague con agua limpia y déjelo al aire seco.</li>
	</ol></li>
	<li>Calcular parámetros metabólicos con el software. El software utiliza una serie de ecuaciones para proporcionar los datos finales de salida4. Para el cálculo de consumo y dióxido de carbono la producción de oxígeno: consumo de oxígeno: VO2 (LPM)= VO2i - VoO2o; Producción de dióxido de carbono: VCO2 (LPM)= VoCO2o-VCO2i Donde: V = la tasa de entrada de ventilación (LPM), Vo = la tasa de ventilación de salida (LPM), O2i = la concentración de O2 en la entrada, O2o = la concentración de O2 en salida, CO2i = CO2 concentración en entrada, CO2o = la concentración de CO2 en la salida. Para el cálculo de RER: RER = VCO2 / VO2. Tenga en cuenta que no se midió la oxidación de proteínas y por lo tanto el RER no fue ajustado para esto. Para el cálculo de gasto energético: gasto de energía: CV = 3.815 + 1.232* RER Calor (Kcal/h)) = CV * VO2. Donde: CV es el poder calorífico (la relación entre el calor y el volumen de consumo de oxígeno). Esto se deriva de "Los elementos de la ciencia de nutrición" conocido como la tabla de Lusk, conformado por Graham Lusk.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Chen, W., Wilson, J. L., Khaksari, M., Cowley, M. A., Enriori, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Abdominal+fat+analyzed+by+DEXA+scan+reflects+visceral+body+fat+and+improves+the+phenotype+description+and+the+assessment+of+metabolic+risk+in+mice.">Abdominal fat analyzed by DEXA scan reflects visceral body fat and improves the phenotype description and the assessment of metabolic risk in mice.</a> Am J Physiol Endocrinol Metab. 303 (5), E635-E643 (2012).</li><li>Kovner, I., Taicher, G. Z., Mitchell, A. 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J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vagal+tone+dominates+autonomic+control+of+mouse+heart+rate+at+thermoneutrality.">Vagal tone dominates autonomic control of mouse heart rate at thermoneutrality.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 294 (4), H1581-H1588 (2008).</li><li>Tian, X. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Thermoneutral+housing+accelerates+metabolic+inflammation+to+potentiate+atherosclerosis+but+not+insulin+resistance.">Thermoneutral housing accelerates metabolic inflammation to potentiate atherosclerosis but not insulin resistance.</a> Cell Metab. 23 (1), 165-178 (2016).</li><li>Giles, D. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Thermoneutral+housing+exacerbates+nonalcoholic+fatty+liver+disease+in+mice+and+allows+for+sex-independent+disease+modeling.">Thermoneutral housing exacerbates nonalcoholic fatty liver disease in mice and allows for sex-independent disease modeling.</a> Nat Med. 23 (7), 829-838 (2017).</li><li>Lee, M. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Activated+type+2+innate+lymphoid+cells+regulate+beige+fat+biogenesis.">Activated type 2 innate lymphoid cells regulate beige fat biogenesis.</a> Cell. 160 (1-2), 74-87 (2015).</li><li>Kusminski, C. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=MitoNEET-driven+alterations+in+adipocyte+mitochondrial+activity+reveal+a+crucial+adaptive+process+that+preserves+insulin+sensitivity+in+obesity.">MitoNEET-driven alterations in adipocyte mitochondrial activity reveal a crucial adaptive process that preserves insulin sensitivity in obesity.</a> Nat Med. 18 (10), 1539-1549 (2012).</li><li>Judex, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantification+of+adiposity+in+small+rodents+using+micro-CT.">Quantification of adiposity in small rodents using micro-CT.</a> Methods. 50 (1), 14-19 (2010).</li><li>Chaurasia, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adipocyte+ceramides+regulate+subcutaneous+adipose+browning,+inflammation,+and+metabolism.">Adipocyte ceramides regulate subcutaneous adipose browning, inflammation, and metabolism.</a> Cell Metab. 24 (6), 820-834 (2016).</li><li>Matthews, V. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Interleukin-6-deficient+mice+develop+hepatic+inflammation+and+systemic+insulin+resistance.">Interleukin-6-deficient mice develop hepatic inflammation and systemic insulin resistance.</a> Diabetologia. 53 (11), 2431-2441 (2010).</li><li>Tschop, M., Smiley, D. L., Heiman, M. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ghrelin+induces+adiposity+in+rodents.">Ghrelin induces adiposity in rodents.</a> Nature. 407 (6806), 908-913 (2000).</li><li>Garcia, M. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mature-onset+obesity+in+interleukin-1+receptor+I+knockout+mice.">Mature-onset obesity in interleukin-1 receptor I knockout mice.</a> Diabetes. 55 (5), 1205-1213 (2006).</li><li>Kowalski, G. M., Bruce, C. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+regulation+of+glucose+metabolism:+Implications+and+considerations+for+the+assessment+of+glucose+homeostasis+in+rodents.">The regulation of glucose metabolism: Implications and considerations for the assessment of glucose homeostasis in rodents.</a> Am J Physiol Endocrinol Metab. 307 (10), E859-E871 (2014).</li><li>McGuinness, O. P., Ayala, J. E., Laughlin, M. R., Wasserman, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=NIH+experiment+in+centralized+mouse+phenotyping:+the+Vanderbilt+experience+and+recommendations+for+evaluating+glucose+homeostasis+in+the+mouse.">NIH experiment in centralized mouse phenotyping: the Vanderbilt experience and recommendations for evaluating glucose homeostasis in the mouse.</a> Am J Physiol Endocrinol Metab. 297 (4), E849-E855 (2009).</li></ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

Pasos críticos
Los protocolos descritos proporcionan un ejemplo de formas de composición del cuerpo medida y diferentes parámetros metabólicos en ratones usando un analizador de composición corporal y un metabolismo animal sistema de monitoreo. Para ambas técnicas, es críticamente importante asegurar que las máquinas están trabajando de forma óptima, y para ello, es imprescindible que el investigador realiza una prueba del sistema para el analizador de composición c...

Metabolismo es la base de muchos aspectos de celular normal, el órgano y la fisiología de todo el cuerpo. En consecuencia, en el marco de diversas patologías, alteraciones del metabolismo pueden contribuir directamente a la condición subyacente o pueden ser afectados negativamente como un efecto secundario de la patología. Tradicionalmente, investigación metabólica y estudios de balance de energía se han concentrado en el campo de la obesidad y condiciones relacionadas tales como resistencia a la insulina, prediabetes, diabetes, intolerancia a la glucosa y enfermedad cardiovascular. Esta investigación se justifica dada la prevalencia creciente de tales condiciones en todo el mundo y el individuo, sociedad, y costos económicos causan estas condiciones. Como tal, el desarrollo de estrategias de prevención y terapéutica nueva obesidad objetivo es una meta constante en laboratorios de investigación alrededor del mundo y modelos preclínicos murinos son confiar pesadamente en estos estudios.
Ratones de peso proporciona una evaluación confiable de la pérdida o ganancia de peso, no proporciona un desglose de los diferentes componentes que conforman la composición de todo el cuerpo (masa grasa, masa magra, agua libre así como otros componentes tales como piel y garras). El pesaje de los cojines gordos en la terminación de los estudios una vez que el ratón ha fallecido proporciona una medida exacta de diferentes depósitos de grasa pero sólo puede proporcionar datos para un momento único. Como consecuencia, a menudo es necesario inscribirse varias cohortes para investigar el desarrollo de la obesidad en el tiempo, significativamente mayor número de animales, tiempo y costos. El uso de absorciometría de rayos x de energía dual (DEXA) proporciona un enfoque para evaluar el contenido de tejido magro y grasa del cuerpo y permite al investigador obtener datos de forma longitudinal. Sin embargo, el procedimiento requiere ratones anestesiados1y repetidos episodios de anestesia pueden afectar la acumulación de tejido adiposo o afectar otros aspectos de la regulación metabólica. EchoMRI utiliza la relaxometría de resonancia magnética para medir la masa grasa y magra, agua libre y agua total contenido. Esto es factible debido a la creación de contraste entre los componentes de tejidos diferentes, con diferencias en la duración, amplitud y distribución espacial de radiofrecuencias generadas que permiten la delimitación y cuantificación de cada tipo de tejido. Esta técnica es ventajosa ya que es no invasivo, rápido, simple, no requiere anestesia ni radiación y, lo importante, ha sido validada positivamente contra análisis químico2.
Una consideración clave de la obesidad y la investigación relacionada es la ecuación de balance de energía. Mientras que la acumulación de grasa es más complicada que puramente energía (alimentación) versus energía hacia fuera (gasto de energía), son factores vitales para poder medir. Gasto energético diario es la suma de cuatro componentes: (1) gasto de energía basal (tarifa metabólica de reclinación); (2) el gasto de energía debido al efecto térmico de consumo de alimentos; (3) la energía requerida para la termorregulación; y (4) la energía se gasta en la actividad física. Como gasto de energía genera calor, midiendo la producción de calor por un animal (conocido como calorimetría directa) puede utilizarse para evaluar el gasto de energía. Alternativamente, la medición de inspirado y expirado las concentraciones de O2 y CO2, lo que para la determinación de consumo de todo el cuerpo O2 y CO2 producción, puede ser utilizada como una forma de medir indirectamente (indirecta Calorimetría) producción de calor y, en consecuencia, calcular el gasto de energía. Un incremento en la ingestión de alimentos o una disminución en el gasto de energía se predispone a ratones a aumento de peso y observaciones de los cambios en estos parámetros pueden proporcionar información útil de probables mecanismos de acción en modelos particulares de la obesidad. Un parámetro metabólico relacionado de interés es la relación de intercambio respiratorio (RER), un indicador de la proporción de sustrato/combustible (es decir, carbohidratos o grasa) que sufre metabolismo y se utiliza para producir energía. En consecuencia, medición del consumo de alimentos (energía consumida) combinado con niveles de actividad física, el consumo de2 O, RER y gasto de energía puede proporcionar una comprensión amplia del perfil metabólico de un organismo. Un método para reunir estos datos es utilizar un animal de laboratorio control (almejas), que se basa en el método de calorimetría indirecta para medir el gasto energético y tiene la capacidad añadida de determinación de los niveles de actividad física (viga se rompe) y la ingestión de alimentos mediante escalas incorporado en la cámara de medición.
En este protocolo nos proporcionan una descripción directa de la utilización de un analizador de composición corporal para evaluar composición corporal en ratones y un sistema de control animal metabólico para medir aspectos del metabolismo. Consideraciones y limitaciones de estas técnicas se discutirán y sugeridos métodos de análisis, interpretación y representación de datos.

<table><tbody><tr><td>4 in 1 system</td><td>EchoMRI</td><td>4 in 1 system</td><td>Whole body composition analyser</td></tr><tr><td>Canola oil test sample (COSTS)</td><td>EchoMRI</td><td>Mouse-specific (contact company for cat number)</td><td></td></tr><tr><td>Animal specimen holder&amp;nbsp;</td><td>EchoMRI</td><td>103-E56100R</td><td></td></tr><tr><td>Delimiter&amp;nbsp;</td><td>EchoMRI</td><td>600-E56100D</td><td></td></tr><tr><td>12 chamber system</td><td>Columbus Instruments</td><td>Custom built</td><td>Metabolic Caging System; includes control program</td></tr><tr><td>Drierite</td><td>Fisher Scientific</td><td>238988</td><td>CLAMS consumable</td></tr><tr><td>Calibration gas tank</td><td>Air Liquide</td><td>Mixed to order</td><td>Gas calibration (0.5% CO&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;, 20.5% O&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;, balance nitrogen).&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Normal chow diet</td><td>Specialty Feeds</td><td>Irradiated mouse and rat diet</td><td></td></tr><tr><td>High fat diet</td><td>Specialty Feeds</td><td>SF04-001</td><td></td></tr><tr><td>Balance</td><td>Mettler Toledo</td><td>PL202-S</td><td>Balance for weighing mice</td></tr><tr><td>TexQ Disinfectant spray</td><td>TexWipe</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Hydrogen Peroxide cleaning solution</td><td>TexWipe</td><td>TX684</td><td></td></tr></tbody></table>

body composition and metabolic caging analysis in high fat fed mice

Alteraciones en la composición corporal (masa grasa o magra), parámetros metabólicos tales como consumo de oxígeno corporal total, gasto de energía y utilización de sustrato y conductas tales como el consumo de alimentos y actividad física pueden proporcionar información importante con respecto a los mecanismos subyacentes de la enfermedad. Dada la importancia de la composición corporal y metabolismo para el desarrollo de la obesidad y sus secuelas posteriores, es necesario hacer medidas precisas de estos parámetros en el marco de la investigación preclínica. Avances en la tecnología en las últimas décadas han hecho posible obtener estas medidas en modelos de roedores de una manera no invasiva y longitudinal. En consecuencia, estas medidas metabólicas han demostrado ser útiles al evaluar la respuesta de manipulaciones genéticas (ratones por ejemplo transgénicos o knockout, viral de la precipitación o la sobreexpresión de los genes), compuesto de drogas experimentales proyección y dietéticos, intervenciones de actividad física o conductuales. Adjunto, describimos a los protocolos utilizados para medir la composición corporal y parámetros metabólicos usando un animal control en ratones alimentados con dieta grasa, alimentados con chow y alta.

Los resultados observados en la figura 3 muestran un cambio típico en parámetros de composición corporal en alta alimentación grasa, medido a través de EchoMRI. Al inicio del estudio no hubo diferencias en cualquier parámetro medido (Figura 3A-F). Sin embargo, después de sólo una semana de alimentación alta en grasas, hubo un aumento significativo en el peso corporal, masa grasa y el porcentaje de masa g...

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Body Composition and Metabolic Caging Analysis in High Fat Fed Mice

Composición corporal y análisis jaulas metabólico en ratones de reserva grasa alta

Este protocolo describe el uso de un analizador de composición corporal y el sistema metabólico de control animal para caracterizar la composición corporal y parámetros metabólicos en ratones. Un modelo de obesidad inducido por la alimentación alta en grasas se utiliza como un ejemplo para la aplicación de estas técnicas.

Alterations to body composition (fat or lean mass), metabolic parameters such as whole-body oxygen consumption, energy expenditure, and substrate ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

15.4K vistas.  Baker Heart and Diabetes Institute. Este protocolo describe el uso de un analizador de composición corporal y el sistema metabólico de control animal para caracterizar la composición corporal y parámetros metabólicos en ratones. Un modelo de obesidad inducido por la alimentación alta en grasas se utiliza como un ejemplo para la aplicación de estas técnicas.

Video: Body Composition and Metabolic Caging Analysis in High Fat Fed Mice

A Protocol for Housing Mice in an Enriched Environment

Environmental enrichment (EE) is a housing environment for mice that boosts mental and physical health compared to standard laboratory housing. Our recent studies demonstrate that environmental enrichment decreases adiposity, increases energy expenditure, resists diet induced obesity, and causes cancer remission and inhibition in mice. EE typically consists of larger living space, a variety of &#8216;toys&#8217; to interact with, running wheels, and can include a number of other novel environmental changes. All of this fosters a more complex social engagement, cognitive and physical stimulations. Importantly, the toy location and type of toy is changed regularly, which encourages the mice to adapt to a frequently changing and novel environment. Many variables can be manipulated in EE to promote health effects in mice. Thus these approaches are difficult to control and must be properly managed to successfully replicate the associated phenotypes. Therefore, the goal of this video is to demonstrate how EE is properly set up and maintained to assure a complex, challenging, and controlled environment so that other researchers can easily reproduce the protective effects of EE against obesity and cancer.

Environmental enrichment for mice requires a complex and challenging setup, as well as comprehensive husbandry and handling techniques to assure robust metabolic and anti-cancer effects in the mice. This protocol provides detailed procedures to reproduce the above mentioned effects in mice.

Un Protocolo para ratones Viviendas en un ambiente enriquecido

Environmental enrichment (EE) is a housing environment for mice that boosts mental and physical health compared to standard laboratory housing. Our recent ...

Investigación

Comportamiento

Hyperinsulinemic-euglycemic Clamps in Conscious, Unrestrained Mice

Type 2 diabetes is characterized by a defect in insulin action. The hyperinsulinemic-euglycemic clamp, or insulin clamp, is widely considered the "gold standard" method for assessing insulin action in vivo. During an insulin clamp, hyperinsulinemia is achieved by a constant insulin infusion. Euglycemia is maintained via a concomitant glucose infusion at a variable rate. This variable glucose infusion rate (GIR) is determined by measuring blood glucose at brief intervals throughout the experiment and adjusting the GIR accordingly. The GIR is indicative of whole-body insulin action, as mice with enhanced insulin action require a greater GIR. The insulin clamp can incorporate administration of isotopic 2[14C]deoxyglucose to assess tissue-specific glucose uptake and [3-3H]glucose to assess the ability of insulin to suppress the rate of endogenous glucose appearance (endoRa), a marker of hepatic glucose production, and to stimulate the rate of whole-body glucose disappearance (Rd).
The miniaturization of the insulin clamp for use in genetic mouse models of metabolic disease has led to significant advances in diabetes research. Methods for performing insulin clamps vary between laboratories. It is important to note that the manner in which an insulin clamp is performed can significantly affect the results obtained. We have published a comprehensive assessment of different approaches to performing insulin clamps in conscious mice1 as well as an evaluation of the metabolic response of four commonly used inbred mouse strains using various clamp techniques2. Here we present a protocol for performing insulin clamps on conscious, unrestrained mice developed by the Vanderbilt Mouse Metabolic Phenotyping Center (MMPC; URL: www.mc.vanderbilt.edu/mmpc). This includes a description of the method for implanting catheters used during the insulin clamp. The protocol employed by the Vanderbilt MMPC utilizes a unique two-catheter system3. One catheter is inserted into the jugular vein for infusions. A second catheter is inserted into the carotid artery, which allows for blood sampling without the need to restrain or handle the mouse. This technique provides a significant advantage to the most common method for obtaining blood samples during insulin clamps which is to sample from the severed tip of the tail. Unlike this latter method, sampling from an arterial catheter is not stressful to the mouse1. We also describe methods for using isotopic tracer infusions to assess tissue-specific insulin action. We also provide guidelines for the appropriate presentation of results obtained from insulin clamps.

The hyperinsulinemic-euglycemic clamp, or insulin clamp, is the gold standard for assessing insulin action in vivo. A method for performing insulin clamps in mice is described. This includes a method for arterial catheterization that permits experiments to be performed in conscious, unrestrained mice with minimal stress.

Hiperinsulinémico euglucémico abrazaderas en ratones conscientes, sin freno

Type 2 diabetes is characterized by a defect in insulin action. The hyperinsulinemic-euglycemic clamp, or insulin clamp, is widely considered the "gold ...

Medicina

Segmentation and Measurement of Fat Volumes in Murine Obesity Models Using X-ray Computed Tomography

Obesity is associated with increased morbidity and mortality as well as reduced metrics in quality of life.1 Both environmental and genetic factors are associated with obesity, though the precise underlying mechanisms that contribute to the disease are currently being delineated.2,3 Several small animal models of obesity have been developed and are employed in a variety of studies.4 A critical component to these experiments involves the collection of regional and/or total animal fat content data under varied conditions.
Traditional experimental methods available for measuring fat content in small animal models of obesity include invasive (e.g. ex vivo measurement of fat deposits) and non-invasive (e.g. Dual Energy X-ray Absorptiometry (DEXA), or Magnetic Resonance (MR)) protocols, each of which presents relative trade-offs. Current invasive methods for measuring fat content may provide details for organ and region specific fat distribution, but sacrificing the subjects will preclude longitudinal assessments. Conversely, current non-invasive strategies provide limited details for organ and region specific fat distribution, but enable valuable longitudinal assessment. With the advent of dedicated small animal X-ray computed tomography (CT) systems and customized analytical procedures, both organ and region specific analysis of fat distribution and longitudinal profiling may be possible. Recent reports have validated the use of CT for in vivo longitudinal imaging of adiposity in living mice.5,6 Here we provide a modified method that allows for fat/total volume measurement, analysis and visualization utilizing the Carestream Molecular Imaging Albira CT system in conjunction with PMOD and Volview software packages.

Fat content analysis is routinely conducted in studies utilizing murine obesity models. Emerging methods in small animal CT imaging and analysis are providing for longitudinal detail rich fat content analysis. Here we detail step by step procedures for performing small animal CT imaging, analysis, and visualization.

La segmentación y la medición de los volúmenes de grasa en modelos murinos de obesidad Usando rayos X de tomografía computarizada

Obesity is associated with increased morbidity and mortality as well as reduced metrics in quality of life.1 Both environmental and genetic factors are ...

Optimized Analysis of In Vivo and In Vitro Hepatic Steatosis

Establishing a system of procedures to qualitatively and quantitatively characterize in vivo and in vitro hepatic steatosis is important for metabolic study in the liver. Here, numerous assays are described to comprehensively measure the phenotype and parameters of hepatic steatosis in mouse and hepatocyte models. 
Combining the physiological, histological, and biochemical methods, this system can be used to assess the progress of hepatic steatosis. In vivo, the measurements of body weight and nuclear magnetic resonance (NMR) provide a general understanding of mice in a non-invasive manner. Hematoxylin and Eosin (H&amp;E) and Oil Red O staining determine the histological morphology and lipid deposition of liver tissue under nutrient overload conditions, such as high-fat diet feeding. Next, the total lipid contents are isolated by chloroform/methanol extraction, which are followed by a biochemical analysis for triglyceride and cholesterol. Moreover, mouse primary hepatocytes are treated with high glucose plus insulin to stimulate lipid accumulation, an efficient in vitro model to mimic diet-induced hyperglycemia and hyperinsulinemia in vivo. Then, the lipid deposition is measured by Oil Red O staining and chloroform/methanol extraction. Oil Red O staining determines intuitive hepatic steatotic phenotypes, while the lipid extraction analysis determines the parameters that can be analyzed statistically. The present protocols are of interest to scientists in the fields of fatty liver diseases, insulin resistance, and type 2 diabetes.

Optimized Analysis of In Vivo and In Vitro Hepatic Steatosis

Here, optimized methods to generate in vivo and in vitro models of hepatic steatosis and to analyze the steatotic phenotypes and related physiological parameters are described.

Análisis optimizada de<em&gt; En Vivo</em&gt; y<em&gt; In Vitro</em&gt; La esteatosis hepática

Establishing a system of procedures to qualitatively and quantitatively characterize in vivo and in vitro hepatic steatosis is important for metabolic ...

Study of In Vivo Glucose Metabolism in High-fat Diet-fed Mice Using Oral Glucose Tolerance Test (OGTT) and Insulin Tolerance Test (ITT)

Obesity represents the most important single risk factor in the pathogenesis of type 2 diabetes, a disease which is characterized by a resistance to insulin-stimulated glucose uptake and a gross decompensation of systemic glucose metabolism. Despite considerable progress in the understanding of glucose metabolism, the molecular mechanisms of its regulation in health and disease remain under-investigated, while novel approaches to prevent and treat diabetes are urgently needed. Diet derived glucose stimulates the pancreatic secretion of insulin, which serves as the principal regulator of cellular anabolic processes during the fed-state and thus balances blood glucose levels to maintain systemic energy status. Chronic overfeeding triggers meta-inflammation, which leads to alterations in peripheral insulin receptor-associated signaling and thus reduces the sensitivity to insulin-mediated glucose disposal. These events ultimately result in elevated fasting glucose and insulin levels as well as a reduction in glucose tolerance, which in turn serve as important indicators of insulin resistance. Here, we present a protocol for the generation and metabolic characterization of high-fat diet (HFD)-fed mice as a frequently used model of diet-induced insulin resistance. We illustrate in detail the oral glucose tolerance test (OGTT), which monitors the peripheral disposal of an orally administered glucose load and insulin secretion over time. Additionally, we present a protocol for the insulin tolerance test (ITT) to monitor whole-body insulin action. Together, these methods and their downstream applications represent powerful tools to characterize the general metabolic phenotype of mice as well as to specifically assess alterations in glucose metabolism. They may be especially useful in the broad research field of insulin resistance, diabetes and obesity to provide a better understanding of pathogenesis as well as to test the effects of therapeutic interventions.

Study of In Vivo Glucose Metabolism in High-fat Diet-fed Mice Using Oral Glucose Tolerance Test OGTT and Insulin Tolerance Test ITT

The current article describes the generation and metabolic characterization of high-fat diet-fed mice as a model of diet-induced insulin resistance and obesity. It further features detailed protocols to perform the oral glucose tolerance test and the insulin tolerance test, monitoring whole-body alterations of glucose metabolism in vivo.

Estudio In Vivo del metabolismo de glucosa en ratones alimentados con dieta alta en grasas mediante prueba de tolerancia a la glucosa Oral (OGTT) y prueba de tolerancia a insulina (ITT)

Obesity represents the most important single risk factor in the pathogenesis of type 2 diabetes, a disease which is characterized by a resistance to ...

Biochemical and High Throughput Microscopic Assessment of Fat Mass in Caenorhabditis Elegans

The nematode C. elegans has emerged as an important model for the study of conserved genetic pathways regulating fat metabolism as it relates to human obesity and its associated pathologies. Several previous methodologies developed for the visualization of C. elegans triglyceride-rich fat stores have proven to be erroneous, highlighting cellular compartments other than lipid droplets. Other methods require specialized equipment, are time-consuming, or yield inconsistent results. We introduce a rapid, reproducible, fixative-based Nile red staining method for the accurate and rapid detection of neutral lipid droplets in C. elegans. A short fixation step in 40% isopropanol makes animals completely permeable to Nile red, which is then used to stain animals. Spectral properties of this lipophilic dye allow it to strongly and selectively fluoresce in the yellow-green spectrum only when in a lipid-rich environment, but not in more polar environments. Thus, lipid droplets can be visualized on a fluorescent microscope equipped with simple GFP imaging capability after only a brief Nile red staining step in isopropanol. The speed, affordability, and reproducibility of this protocol make it ideally suited for high throughput screens. We also demonstrate a paired method for the biochemical determination of triglycerides and phospholipids using gas chromatography mass-spectrometry. This more rigorous protocol should be used as confirmation of results obtained from the Nile red microscopic lipid determination. We anticipate that these techniques will become new standards in the field of C. elegans metabolic research.

Biochemical and High Throughput Microscopic Assessment of Fat Mass in Caenorhabditis Elegans

We present robust biochemical and microscopic methods for studying Caenorhabditis elegans lipid stores. A rapid, simple, fixing-staining procedure for fluorescent lipid droplet imaging leverages the spectral properties of the lipophilic dye Nile red. We then present biochemical measurement of triglycerides and phospholipids using solid phase extraction and gas chromatography-mass spectrometry.

Bioquímica y de Evaluación de Rendimiento microscópica de masa grasa en<em&gt; Caenorhabditis elegans</em

The nematode C. elegans has emerged as an important  model for the study of conserved genetic pathways regulating fat metabolism as  it relates to human ...

Biología

Palatable Western-style Cafeteria Diet as a Reliable Method for Modeling Diet-induced Obesity in Rodents

Obesity is rapidly increasing in incidence in developed and developing countries and is known to induce or exacerbate many diseases.&#160;The health burden of obesity and its comorbid conditions highlight the need for better understanding of its pathogenesis, yet ethical constraints limit studies in humans. To this end externally valid models of obesity in laboratory animals are essential for the understanding of being overweight and obesity.&#160;While many species have been used to model the range of changes that accompany obesity in humans, rodents are most commonly used. Our laboratory has developed a western-style cafeteria diet that consistently leads to considerable weight gain and markers of metabolic disease in rodents. The diet exposes rodents to a variety of highly palatable foods to induce hyperphagia, modeling the modern western food environment. This diet rapidly induces weight gain and body fat accumulation in rats allowing for the study of effects of overeating and obesity. While the cafeteria diet may not provide the same control over macronutrient and micronutrient profile as purified high-fat or high-fat, high-sugar diets, the cafeteria diet typically induces a more severe metabolic phenotype than that observed with purified diets and is more in line with metabolic disturbances observed in the overweight and obese human population.

This protocol describes the use of a highly palatable, western-style cafeteria diet to model overeating and obesity in rodents. Here, we provide a detailed outline of food selection, preparation and measurement, and explain methodological factors that assist in generating a robust and reproducible phenotype.

Dieta de cafetería de estilo occidental palatable como un método confiable para modelar la obesidad inducida por la dieta en roedores

Obesity is rapidly increasing in incidence in developed and developing countries and is known to induce or exacerbate many diseases.&#160;The health ...

Assessing Whole-Body Lipid-Handling Capacity in Mice

Assessing lipid metabolism is a cornerstone of evaluating metabolic function, and it is considered essential for in vivo metabolism studies. Lipids are a class of many different molecules with many pathways involved in their synthesis and metabolism. A starting point for evaluating lipid hemostasis for nutrition and obesity research is needed. This paper describes three easy and accessible methods that require little expertise or practice to master, and that can be adapted by most labs to screen for lipid-metabolism abnormalities in mice. These methods are (1) measuring several fasting serum lipid molecules using commercial kits (2) assaying for dietary lipid-handling capability through an oral intralipid tolerance test, and (3) evaluating the response to a pharmaceutical compound, CL 316,243, in mice. Together, these methods will provide a high-level overview of lipid handling capability in mice.

This paper provides three easy and accessible assays for assessing lipid metabolism in mice.

Evaluación de la capacidad de manejo de lípidos de todo el cuerpo en ratones

Assessing lipid metabolism is a cornerstone of evaluating metabolic function, and it is considered essential for in vivo metabolism studies. Lipids are a ...

Identification and Dissection of Diverse Mouse Adipose Depots

Adipose tissues are complex organs with a wide array of functions, including storage and mobilization of energy in response to local and global needs, uncoupling of metabolism to generate heat, and secretion of adipokines to regulate whole-body homeostasis and immune responses. Emerging research is identifying important regional differences in the developmental, molecular, and functional profiles of adipocytes located in discrete depots throughout the body. Different properties of the depots are medically relevant since metabolic diseases often demonstrate depot-specific effects. This protocol will provide investigators with a detailed anatomic atlas and dissection guide for the reproducible and accurate identification and excision of diverse mouse adipose tissues. Standardized dissection of discrete adipose depots will allow detailed comparisons of their molecular and metabolic characteristics and contributions to local and systemic pathologic states under various nutritional and environmental conditions.

Adipocytes exist in discrete depots and have diverse roles within their unique microenvironments. As regional differences in adipocyte character and function are uncovered, standardized identification and isolation of depots is crucial for advancement of the field. Herein, we present a detailed protocol for the excision of various mouse adipose depots.

Identificación y disección de diversos depósitos de adipose de ratón

Adipose tissues are complex organs with a wide array of functions, including storage and mobilization of energy in response to local and global needs, ...

Assessment of the Metabolic Effects of Isocaloric 2:1 Intermittent Fasting in Mice

Intermittent fasting (IF), a dietary intervention involving periodic energy restriction, has been considered to provide numerous benefits and counteract metabolic abnormalities. So far, different types of IF models with varying durations of fasting and feeding periods have been documented. However, interpreting the outcomes is challenging, as many of these models involve multifactorial contributions from both time- and calorie-restriction strategies. For example, the alternate day fasting model, often used as a rodent IF regimen, can result in underfeeding, suggesting that health benefits from this intervention are likely mediated via both caloric restriction and fasting-refeeding cycles. Recently, it has been successfully demonstrated that 2:1 IF, comprising 1 day of fasting followed by 2 days of feeding, can provide protection against diet-induced obesity and metabolic improvements without a reduction in overall caloric intake. Presented here is a protocol of this isocaloric 2:1 IF intervention in mice. Also described is a pair-feeding (PF) protocol required to examine a mouse model with altered eating behaviors, such as hyperphagia. Using the 2:1 IF regimen, it is demonstrated that isocaloric IF leads to reduced body weight gain, improved glucose homeostasis, and elevated energy expenditure. Thus, this regimen may be useful to investigate the health impacts of IF on various disease conditions.

The current article describes a detailed protocol for isocaloric 2:1 intermittent fasting to protect and treat against obesity and impaired glucose metabolism in wild-type and ob/ob mice.

Evaluación de los efectos metabólicos del ayuno intermitente isocalórico 2:1 en ratones

Intermittent fasting (IF), a dietary intervention involving periodic energy restriction, has been considered to provide numerous benefits and counteract ...

Composición corporal y análisis jaulas metabólico en ratones de reserva grasa alta

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