Agradecemos a equipe da pesquisa médica de Alfred e equipe de serviços de educação delegacia Animal (AS AMREP) por sua assistência e cuidado com os ratos utilizados neste estudo e para o apoio do regime de apoio operacional de infraestrutura do estado vitoriano Governo.

Todos os experimentos descritos foram aprovados por Alfred médico pesquisa educação delegacia Animal Comitê de ética (AMREP AEC) e ratos foram fornecidos cuidado humano em consonância com a saúde nacional e Conselho de pesquisa médica (NHMRC) da Austrália orientações sobre Experimentação animal. Os animais foram administrados seus prescrita dieta e água ad libitum e alojados em um ambiente de temperatura controlada (~ 21-22 ° C) com uma luz de 12 h e 12 h-escuro ciclo. Sete semanas velhos camundongos machos (sobre um fundo de C57Bl/6J) foram alimentados com dieta ou regular comida normal (teor de energia 14.3 MJ/kg, composto por 76% de kJ de carboidratos, 5% de gordura, proteína de 19%; ver tabela de materiais) ou para o grupo de alimentação de gordura alto, um alto teor de gordura da dieta ((HFD) 19 MJ/kg, consistindo de 36% do kJ de carboidrato, gordura de 43%, 21% de proteína, especialidade Feeds de conteúdo de energia) por 3 semanas. Peso corporal e medidas de composição do corpo usando uma máquina de EchoMRI foram feitas semanalmente, enquanto a análise de controlo metabólica ocorreu em um AMÊIJOAS após 3 semanas da dieta.
1. corpo composição Analyzer procedimento
Nota: Para funcionar optimamente, o EchoMRI 4 em 1 usado no presente protocolo deve estar contido dentro de uma sala onde a temperatura do ar é estável e não flutua. Idealmente isto deve ser constantemente monitorado. Movendo-se da máquina e interrupções para poder também deve ser evitado se possível. Se a alimentação foi interrompida e o sistema tem de ser reiniciado, permitir que pelo menos 2-3 h para a máquina para se aquecer antes de usá-lo novamente. Antes de começar, certifique-se de que você está usando equipamentos de proteção individual corretos.
<ol><li>Antes da digitalização ratos, realize um teste de sistema na máquina de analisador de composição do corpo. Isto envolve o uso de um padrão de calibração (referido como uma amostra de teste de sistema do óleo de canola (custos)) para testar a precisão do instrumento e para assegurar que não houve nenhum desvio em sua precisão.<ol>
<li>Abra o software de sistema, em seguida, clique no botão de barra de ferramentas de teste de sistema ou pressionando "Alt + Y" simultaneamente.</li>
		<li>Antes que o sistema de teste é realizado pelo computador, espere por um lembrete verificar que os custos corretos (no caso os custos específicos de rato) foi colocado dentro do pórtico do sistema ( Figura 1). Uma vez confirmado que este é realmente o caso, aceite-se para prosseguir com o teste, que levará alguns minutos para terminar.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Uma vez que passou-se o teste de sistema, continue em frente com a digitalização.<ol>
<li>Se o teste de sistema falhar, repita o teste de sistema.</li>
		<li>Se a máquina continua a estar fora de alcance (indicando que um desvio ocorreu), a calibração pode ser necessária rectificar a situação. Complete esta seguindo as instruções, ou conforme descrito no manual do usuário fornecido no momento da compra. Se o problema persistir, verifique o manual3 ou relatar o problema para a equipe de suporte do fabricante e buscar mais instrução.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Coloque os ratos em um suporte de amostra animal pequeno (cilindro longo) para contê-los enquanto na máquina. Para fazer isso, coloque o suporte na horizontal, pegar o mouse e inseri-lo no orifício da cabeça do cilindro, primeiro. Lentamente e com cuidado levar o titular na posição vertical para que o mouse está na parte inferior do cilindro e pronto para análise.</li>
	<li>Uma vez dentro o titular, inserir um delimitador para limitar o movimento do mouse durante o período de medição. Em algumas circunstâncias, com ratos extremamente ativos, pode ser necessário prender o delimitador no lugar com a ponta do dedo. Nota: Familiarize os ratos com colocação nos suportes da amostra antes da sua análise inicial para reduzir o stress. O uso de um suporte de amostra animal colorido vermelho também pode reduzir a resposta de stress potencial, como os ratos se sentem que estão no escuro.</li>
	<li>Dentro do software, selecione uma pasta (barra de ferramentas de pasta) para salvar os dados para e criar um nome de arquivo.</li>
	<li>Se necessário, reduza a quantidade de ruído aleatório nas medições gordas e magras, aumentando o número de acumulações primárias da varredura. Uma vez que o software é iniciado, as acumulações primárias é definida como um valor padrão recomendado para o uso diário geral; a menos que haja um motivo específico para alterar estes parâmetros, as configurações padrão dará o nível de precisão necessário para os usuários.</li>
	<li>Se não está interessado na obtenção de dados para a água livre e total de água, desliga fase de água, selecionando a guia para dizer não. Isso irá reduzir a duração da varredura significativamente e melhorar o throughput.</li>
	<li>Inicie a digitalização, selecionando "Iniciar digitalização" ou pressionando F5 no teclado. Digite todos os dados relevantes sobre o animal (por exemplo, animal ID, massa corporal, etc.) e pressione "okey" ou F5 para iniciar a varredura, que terá cerca de 1 min.</li>
	<li>Depois os dados foram obtidos, retire o suporte de animais contendo o mouse da máquina e coloque a animal de volta em sua jaula. Uma vez que todos os animais foram digitalizados, exporte os dados para posterior análise e agrupamento.</li>
	<li>Antes e após a utilização, limpe cuidadosamente os detentores de animais conforme as instruções do fabricante. Como estes suportes são construídos a partir de plástico acrílico, álcool isopropílico e álcool etílico devem ser evitados como eles podem causar fissuração dos titulares e/ou deterioração rápida do titular, aumentando assim a probabilidade de ruptura. Em vez disso, use solução de água morna para lavar louça, ou, se desinfetante adicional for necessária, use F10 (a uma diluição de 1:125) ou outros sprays de limpeza ou desinfecção (ver Tabela de materiais) e depois limpe.</li>
</ol>2. metabólica Animal procedimento do sistema de monitoramento
Nota: O sistema requer ~ 2 h para aquecer e estabilizar. Se a máquina foi desligada, deve ser ligado para permitir que a célula de zircônia para ser aquecido a 725 ° C. Também colocamos geralmente ratos no analisador de composição do corpo, um dia antes para entrar o animal, sistema de monitoramento para evitar quaisquer problemas com o esforço de contenção.
<ol><li>Verifique o computador ligado ao sistema de monitoramento animal está ligado e abrir o programa de controle. Selecione a opção "Utilitário de Oxymax" do menu ferramentas para iniciar as bombas.</li>
	<li>Encher garrafas de água com água adequada, pesar e inspecionar a saúde dos ratos e organizar alimentos. Se a ingestão de alimentos de medição no sistema, considere pulverizando a comida. Encha os funis de alimentação pressionando-se a comida com mola de plataforma e ponta no funil. Certifique-se de que o funil de alimento e garrafa de água estão completamente cheios para garantir que haja bastante comida e água para durar o tempo experimental.</li>
	<li>Verificar o status de drierite/dessecante; se usando um indicador de cor, deve ser azul e, por conseguinte, a seco, mas se é de rosa, teve absorbância significativa da umidade e deve ser substituído ou complementado.</li>
	<li>Verifique o estado da armadilha de amoníaco e cal sodada e substitua se necessário. Se a armadilha de amônia está ligada dois de uma vez, quando a segunda armadilha exibe sinais de uma mudança de cor, substituir o primeiro. Um aumento no deslocamento de CO2 também pode significar a necessidade de substituir a cal sodada. Nota: Dessecante pode ser secas em estufa e reutilizado, no entanto, seguimos as recomendações do fabricante do sistema para usar fresco cada vez.</li>
	<li>Monte as câmaras. Para fazer isso, coloque o funil de alimentação sobre o equilíbrio e, em seguida, coloque a câmara no topo com a plataforma perfurada que torna-se o chão da câmara inserido. Cuidadosamente coloque o mouse na câmara e coloque a tampa do sistema com a parte frontal e clipes de volta e seguro antes da garrafa de água de posicionamento e fixação. Como precaução, verifique novamente todas as tampas de câmara, ratos e água (Fig. 2A-D). Nota: Dependendo do tamanho dos ratos examinada, pode ser necessário ajustar a altura dos espaços acima da tremonha de alimentação para que os ratos têm acesso a comida, mas não há espaço suficiente que podem dormir diretamente sobre o alimentador.</li>
	<li>Como é recomendável que os sensores de gás ser calibrados antes de cada experimento, calibre o sistema.<ol>
<li>Use um gás de composição conhecida (0,5% CO2, 20,5% O2, balanço de nitrogênio). Se conecte o tanque de gás de calibração para o sistema através de um regulador e mangueira. Ligue e verifique a pressão de saída do tanque está lendo 5-10 libras por polegada quadrada. Nota: Alguns sistemas terão um segundo tanque, mangueira e regulador para o uso de nitrogênio puro como um gás "deslocamento". O sistema que operamos em vez disso utiliza cal sodada para gerar ar livre de CO2 .</li>
		<li>Siga os procedimentos para calibrar tanto o O2 e CO2 sensores. Selecione "calibragem" do menu ferramentas e sequencialmente calibrar tanto o O2 e CO2. Antes de calibrar certifique-se de que a amostra 1) e fluxos de referência são 0,400 LPM, 2) a temperatura do sensor2 O Zirconia é 725 ° C (± 1 ° C), 3) a amostra e a referência mais seco e bombas de ar são na, e 4) o gás de calibração é conectado e ligado.</li>
		<li>Se necessário, quando calibrar o sensor de2 O, ligeiramente, ajuste o controle de deslocamento na frente do sensor de oxigênio de zircônia para atingir um valor de ratio O2 de 1.0000 (± 0,0002). Isso é para garantir que está dentro de limites aceitáveis (realçados em verde fonte no software display na tela do computador).</li>
		<li>Após a bem sucedida O2 e CO2 calibração do sensor, desligar o cilindro de gás de calibração e desconecte a mangueira do regulador. Após a calibração, O2 para o ar de referência (atmosférica) deve ler 20.92 (± 00.02). Se for fora da tolerância, repetir e referir-se a resolução de problemas guias do fabricante. Caso contrário, contate o fabricante para obter instruções adicionais.</li>
	</ol></li>
	<li>Proceda com a montagem experimental. Selecione "abrir arquivo experimental" no menu do experimento. Selecione o modelo apropriado (por exemplo, rato). Em "setup" no menu do experimento defina os parâmetros da experiência que deve ser gravado (por exemplo, o ID de rato, peso, grupo, etc.) de-seleccionar qualquer câmaras não estiver em uso e selecione o local para a experiência de ser salvo.</li>
	<li>Assegure as escalas têm sido taradas se medindo o consumo de comida e começam a captura de dados selecionando "executar" no menu do experimento. Dados são capturados para diferentes comprimentos de tempo dependendo do fenótipo, as orientações institucionais sobre o isolamento de animais e uso do sistema. Nota: Em nossas mãos, o experimento é rotineiramente executado por 48 h, com as primeiras 24 horas, usada como aclimatação para o novo ambiente e a segunda 24h usado para análise de dados. O período de coleta de dados é baseado em quanto tempo o investigador deseja manter seus mouses isoladamente alojados e dependente de aprovação ética animal. Como alternativa, se existirem disposições, ratos podem ser aclimatados nas câmaras antes de serem colocados no sistema e conectados. Cada câmara é medida aproximadamente uma vez a cada 13 min, quando um sistema de câmara de 12 está em uso.</li>
	<li>Verifique regularmente e monitorar os resultados obtidos enquanto os ratos estão no sistema para garantir o bem-estar dos animal e que está sendo coletados dados apropriados. Qualquer questão pode ser capaz de ser identificado nesta fase e retificado. Checar cada mouse todas as manhãs e à noite quando eles estão no sistema.</li>
	<li>Verifique na guia metabólica na parte superior da arquivo da página de dados para os dados coletados em tempo real para cada mouse no que diz respeito às despesas de consumo, RER e energia oxigênio. Entretanto, feixe quebras e dados de consumo alimentar podem ser localizados em guias de atividade e alimentação, respectivamente. Verifique se o "O2 em" é leitura em torno de 20.90-20.94, o "CO2 em" é em torno de 0.040 - 0.050, o RER é entre 0,7 e 1, e a taxa de fluxo é constante em 0,5 - 0,6 L/min.</li>
	<li>Periodicamente, verifique que os ratos têm acesso à comida e água e que eles estão consumindo cada um. Garantir que eles não estão demonstrando sinais de aflição como cavar no piso perfurado. Além disso, acompanhar os resultados que são exibidos.</li>
	<li>Após a conclusão do tempo alocado experimental, seleccione "stop" no menu do experimento e exportar os resultados (como arquivos. CSV, arquivo > Exportar > gerar assunto CSV) para análise.</li>
	<li>Inspecionar a saúde dos ratos, pesá-los e depois voltar para suas gaiolas em casa.<ol>
<li>Ratos podem ser hostil para o outro após a separação, então monitorar uma vez que eles estão alojados juntos novamente.</li>
		<li>Desmontar as gaiolas, remover o excesso de comida de funis e dica qualquer fezes, urina e comida de gaiolas. Mergulhe garrafas e bebemos em solução diluída de T-bac, molho e limpe os outros componentes em solução de água sanitária diluída. Enxaguar com água limpa e deixar ao ar seco.</li>
	</ol></li>
	<li>Calcule parâmetros metabólicos, com o software. O software utiliza um número de equações para fornecer a saída de dados final4. Para o cálculo da produção de consumo e de dióxido de carbono oxigênio: consumo de oxigênio: VO2 (LPM)= VeuO2i - VóO2o; Produção de dióxido de carbono: VCO2 (LPM)= VoCO2o-VeuCO2i Onde: Veu = a taxa de entrada de ventilação (LPM), Vo = a taxa de ventilação de saída (LPM), Ó2i = a concentração de O2 na entrada, O2o = a concentração de O2 na saída, CO2i = o CO2 concentração na entrada, CO2o = a concentração de CO2 na saída. Para cálculo de RER: RER = VCO2 / VO2. Observe que a oxidação de proteínas não foi medida e consequentemente o RER não foi ajustado para esta. Para cálculo do gasto energético: gasto energético: CV = 3.815 + 1.232* RER Calor (Kcal/h)) = CV * VO2. Onde: CV é o poder calorífico (a relação entre o calor e o volume de consumo de oxigênio). Isto é derivado de "The elementos da ciência da nutrição" referido como a tabela de Lusk, composta por Graham Lusk.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Chen, W., Wilson, J. L., Khaksari, M., Cowley, M. A., Enriori, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Abdominal+fat+analyzed+by+DEXA+scan+reflects+visceral+body+fat+and+improves+the+phenotype+description+and+the+assessment+of+metabolic+risk+in+mice.">Abdominal fat analyzed by DEXA scan reflects visceral body fat and improves the phenotype description and the assessment of metabolic risk in mice.</a> Am J Physiol Endocrinol Metab. 303 (5), E635-E643 (2012).</li><li>Kovner, I., Taicher, G. Z., Mitchell, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Calibration+and+validation+of+EchoMRI+whole+body+composition+analysis+based+on+chemical+analysis+of+piglets,+in+comparison+with+the+same+for+DXA.">Calibration and validation of EchoMRI whole body composition analysis based on chemical analysis of piglets, in comparison with the same for DXA.</a> Int J Body Compos Res. 8 (1), 17-29 (2010).</li><li>EchoMRI. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Software User Manual: Whole body composition analyzer. , (2016).</li><li>Columbus Instruments. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Oxymax for Windows User Manual. , (2014).</li><li>Tschop, M. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+guide+to+analysis+of+mouse+energy+metabolism.">A guide to analysis of mouse energy metabolism.</a> Nat Methods. 9 (1), 57-63 (2011).</li><li>Speakman, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Measuring+energy+metabolism+in+the+mouse+-+theoretical,+practical,+and+analytical+considerations.">Measuring energy metabolism in the mouse - theoretical, practical, and analytical considerations.</a> Front Physiol. 4, (2013).</li><li>Swoap, S. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vagal+tone+dominates+autonomic+control+of+mouse+heart+rate+at+thermoneutrality.">Vagal tone dominates autonomic control of mouse heart rate at thermoneutrality.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 294 (4), H1581-H1588 (2008).</li><li>Tian, X. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Thermoneutral+housing+accelerates+metabolic+inflammation+to+potentiate+atherosclerosis+but+not+insulin+resistance.">Thermoneutral housing accelerates metabolic inflammation to potentiate atherosclerosis but not insulin resistance.</a> Cell Metab. 23 (1), 165-178 (2016).</li><li>Giles, D. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Thermoneutral+housing+exacerbates+nonalcoholic+fatty+liver+disease+in+mice+and+allows+for+sex-independent+disease+modeling.">Thermoneutral housing exacerbates nonalcoholic fatty liver disease in mice and allows for sex-independent disease modeling.</a> Nat Med. 23 (7), 829-838 (2017).</li><li>Lee, M. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Activated+type+2+innate+lymphoid+cells+regulate+beige+fat+biogenesis.">Activated type 2 innate lymphoid cells regulate beige fat biogenesis.</a> Cell. 160 (1-2), 74-87 (2015).</li><li>Kusminski, C. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=MitoNEET-driven+alterations+in+adipocyte+mitochondrial+activity+reveal+a+crucial+adaptive+process+that+preserves+insulin+sensitivity+in+obesity.">MitoNEET-driven alterations in adipocyte mitochondrial activity reveal a crucial adaptive process that preserves insulin sensitivity in obesity.</a> Nat Med. 18 (10), 1539-1549 (2012).</li><li>Judex, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantification+of+adiposity+in+small+rodents+using+micro-CT.">Quantification of adiposity in small rodents using micro-CT.</a> Methods. 50 (1), 14-19 (2010).</li><li>Chaurasia, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adipocyte+ceramides+regulate+subcutaneous+adipose+browning,+inflammation,+and+metabolism.">Adipocyte ceramides regulate subcutaneous adipose browning, inflammation, and metabolism.</a> Cell Metab. 24 (6), 820-834 (2016).</li><li>Matthews, V. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Interleukin-6-deficient+mice+develop+hepatic+inflammation+and+systemic+insulin+resistance.">Interleukin-6-deficient mice develop hepatic inflammation and systemic insulin resistance.</a> Diabetologia. 53 (11), 2431-2441 (2010).</li><li>Tschop, M., Smiley, D. L., Heiman, M. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ghrelin+induces+adiposity+in+rodents.">Ghrelin induces adiposity in rodents.</a> Nature. 407 (6806), 908-913 (2000).</li><li>Garcia, M. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mature-onset+obesity+in+interleukin-1+receptor+I+knockout+mice.">Mature-onset obesity in interleukin-1 receptor I knockout mice.</a> Diabetes. 55 (5), 1205-1213 (2006).</li><li>Kowalski, G. M., Bruce, C. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+regulation+of+glucose+metabolism:+Implications+and+considerations+for+the+assessment+of+glucose+homeostasis+in+rodents.">The regulation of glucose metabolism: Implications and considerations for the assessment of glucose homeostasis in rodents.</a> Am J Physiol Endocrinol Metab. 307 (10), E859-E871 (2014).</li><li>McGuinness, O. P., Ayala, J. E., Laughlin, M. R., Wasserman, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=NIH+experiment+in+centralized+mouse+phenotyping:+the+Vanderbilt+experience+and+recommendations+for+evaluating+glucose+homeostasis+in+the+mouse.">NIH experiment in centralized mouse phenotyping: the Vanderbilt experience and recommendations for evaluating glucose homeostasis in the mouse.</a> Am J Physiol Endocrinol Metab. 297 (4), E849-E855 (2009).</li></ol>

Os autores não têm nada para divulgar.

Passos críticos
Os protocolos descritos neste documento fornecem um exemplo de formas de composição corporal de medida e vários parâmetros metabólicos em ratos utilizando um analisador de composição do corpo e um animal metabólico, sistema de monitoramento. Para ambas as técnicas, é criticamente importante garantir que as máquinas estão trabalhando de forma otimizada, e para isso, é imperativo que o pesquisador realiza um teste de sistema para o analisador de com...

Metabolismo sustenta muitos aspectos de celular normal, órgão e fisiologia de todo o corpo. Por conseguinte, no cenário de diversas patologias, alterações no metabolismo podem contribuir diretamente para a condição subjacente ou podem ser adversamente afetadas como um efeito colateral da patologia. Tradicionalmente, metabólica pesquisas e estudos em balanço energético concentraram no campo da obesidade e doenças relacionadas, tais como resistência à insulina, pré-diabetes, intolerância à glicose, diabetes e doenças cardiovasculares. Esta pesquisa se justifica, dada a crescente prevalência de tais condições em todo o mundo e o indivíduo, da sociedade, e os custos económicos dessas condições infligem. Como tal, o desenvolvimento de estratégias de prevenção e novas terapias para a obesidade do alvo é uma meta constante em laboratórios de pesquisa ao redor do mundo e modelos pré-clínicos do mouse são fortemente invocados para estes estudos.
Embora pesar ratos fornece uma avaliação confiável de ganho de peso ou perda, ele não fornece um colapso dos diferentes componentes que formam a composição do corpo inteiro (massa gorda, massa magra, água livre bem como outros componentes, como o pelo e as garras). A pesagem de almofadas de gordura após a conclusão dos estudos, uma vez que o mouse é falecido fornece uma medida exata de diferentes depósitos de gordura, mas só pode fornecer dados para um único momento. Como consequência, muitas vezes é necessário se inscrever várias coortes para investigar o desenvolvimento da obesidade ao longo do tempo, significativamente crescente número de animais, tempo e custos. A utilização da absortometria de raio-x de dupla energia (DEXA) fornece uma abordagem para avaliar o conteúdo de tecido gordo e magro corpo e permite que o pesquisador obter dados de uma forma longitudinal. No entanto, o procedimento exige ratos anestesiados1, e episódios repetidos de anestesia podem impactar o acúmulo de tecido adiposo ou afetar outros aspectos da regulação metabólica. EchoMRI utiliza a ressonância magnética nuclear em materiais para medir a massa gorda e magra, a água livre e conteúdo total de água. Isto é possível devido à criação do contraste entre os componentes de diferentes tecidos, com diferenças na duração, amplitude e a distribuição espacial das frequências de rádio geradas permitindo a definição e quantificação de cada tipo de tecido. Esta técnica é vantajosa, pois é não-invasivo, rápido, simples, não requer anestesia ou radiação e, importante, foi positivamente validado contra análise química2.
Uma consideração chave de obesidade e investigação com ele relacionada é a equação de equilíbrio de energia. Enquanto o acúmulo de gordura é mais complicado do que puramente energia (ingestão de alimentos) versus energia para fora (gasto de energia), são fatores vitais para ser capaz de medir. Gasto energético diário é o total de quatro diferentes componentes: (1) despesas de energia basal (taxa metabólica de repouso); (2) o gasto de energia devido ao efeito térmico do consumo de alimentos; (3) a energia necessária para a termorregulação; e (4) a energia gasta na atividade física. Como despesa de energia gera calor, medir a produção de calor por um animal (conhecido como calorimetria direta) pode ser usado para avaliar o gasto de energia. Alternativamente, medição de inspirado e expirado a concentrações de O2 e CO2, permitindo a determinação de todo o corpo O2 consumo e produção de CO2 , pode ser utilizado como uma forma de medir indiretamente (indireta Calorimetria) produção de calor e, consequentemente, calcular o gasto de energia. Um aumento na ingestão de alimentos ou uma diminuição no gasto de energia irá predispor ratos para ganho de peso e observações de mudanças nesses parâmetros podem fornecer informações úteis de prováveis mecanismos de ação em particulares modelos de obesidade. Um parâmetro metabólico relacionado de interesse é a relação de troca respiratória (RER), um indicador da proporção de substrato/combustível (ou seja, carboidrato ou gordura) está passando por metabolismo e sendo utilizado para produzir energia. Consequentemente, medição de ingestão de alimentos (energia consumida) combinado com níveis de atividade física, O consumo de2 , RER e gasto de energia pode fornecer uma compreensão ampla do perfil metabólico do organismo. Um método para coletar tais dados é usar um animal de laboratório completo sistema (moluscos), que se baseia o método de calorimetria indireta para medir o gasto de energia e tem a capacidade adicional de determinar os níveis de atividade física (feixe de monitoramento quebras) e ingestão de alimentos através de escalas incorporado na câmara de medição.
Neste protocolo, nós fornecemos uma descrição direta do uso de um analisador de composição do corpo para avaliar a composição corporal em ratos e um sistema de monitoramento animal metabólico para medir aspectos do metabolismo. Considerações e limitações para essas técnicas serão discutidas bem como sugeridos métodos de análise, interpretação e representação de dados.

<table><tbody><tr><td>4 in 1 system</td><td>EchoMRI</td><td>4 in 1 system</td><td>Whole body composition analyser</td></tr><tr><td>Canola oil test sample (COSTS)</td><td>EchoMRI</td><td>Mouse-specific (contact company for cat number)</td><td></td></tr><tr><td>Animal specimen holder&amp;nbsp;</td><td>EchoMRI</td><td>103-E56100R</td><td></td></tr><tr><td>Delimiter&amp;nbsp;</td><td>EchoMRI</td><td>600-E56100D</td><td></td></tr><tr><td>12 chamber system</td><td>Columbus Instruments</td><td>Custom built</td><td>Metabolic Caging System; includes control program</td></tr><tr><td>Drierite</td><td>Fisher Scientific</td><td>238988</td><td>CLAMS consumable</td></tr><tr><td>Calibration gas tank</td><td>Air Liquide</td><td>Mixed to order</td><td>Gas calibration (0.5% CO&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;, 20.5% O&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;, balance nitrogen).&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Normal chow diet</td><td>Specialty Feeds</td><td>Irradiated mouse and rat diet</td><td></td></tr><tr><td>High fat diet</td><td>Specialty Feeds</td><td>SF04-001</td><td></td></tr><tr><td>Balance</td><td>Mettler Toledo</td><td>PL202-S</td><td>Balance for weighing mice</td></tr><tr><td>TexQ Disinfectant spray</td><td>TexWipe</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Hydrogen Peroxide cleaning solution</td><td>TexWipe</td><td>TX684</td><td></td></tr></tbody></table>

body composition and metabolic caging analysis in high fat fed mice

Alterações de composição corporal (massa gorda ou magra), parâmetros metabólicos, tais como o consumo de oxigênio de todo o corpo, a despesa de energia e a utilização de substrato e comportamentos tais como a ingestão de alimentos e atividade física podem fornecer informações importantes a respeito os mecanismos subjacentes da doença. Dada a importância da composição corporal e metabolismo para o desenvolvimento da obesidade e suas sequelas subsequentes, é necessário tomar medidas precisas desses parâmetros no cenário de pesquisa pré-clínica. Os avanços da tecnologia sobre as passado poucas décadas tornaram possível derivar dessas medidas em modelos de roedores em uma forma não-invasiva e longitudinal. Por conseguinte, estas medidas metabólicas provaram ser úteis ao avaliar a resposta das manipulações genéticas (por exemplo nocaute ou transgénicos ratos, viral knock-down ou superexpressão de genes), triagem de drogas experimentais/composto e dietéticos, intervenções de atividade física ou comportamental. Aqui, descrevemos os protocolos usados para medir a composição corporal e parâmetros metabólicos usando um animal sistema em alimentados com comida e altos gordo dieta-alimentou ratos de monitoramento.

Os resultados observados na Figura 3 exibem uma típica mudança nos parâmetros de composição do corpo com alta gordura alimentar, medida através de EchoMRI. No início do estudo não houve diferença em qualquer parâmetro medido (Figura 3A-F). No entanto, após apenas 1 semana de alta gordura alimentar, houve um aumento significativo no peso corporal, massa gorda e percentagem de massa gorda no grupo HFD (<...

Watch this Scientific Journal Video about Body Composition and Metabolic Caging Analysis in High Fat Fed Mice at JoVE.com

Body Composition and Metabolic Caging Analysis in High Fat Fed Mice

Composição corporal e análise de enjaulamento metabólico em ratos de alta gordura Fed

Este protocolo descreve o uso de um analisador de composição do corpo e sistema de monitoramento animal metabólico para caracterizar a composição corporal e parâmetros metabólicos em camundongos. Um modelo de obesidade induzido pelo alto teor de gordura alimentar é usado como um exemplo para a aplicação dessas técnicas.

Alterations to body composition (fat or lean mass), metabolic parameters such as whole-body oxygen consumption, energy expenditure, and substrate ...

body-composition-and-metabolic-caging-analysis-in-high-fat-fed-mice

Research

JoVE Journal

Medicine

15.3K visualizações.  Baker Heart and Diabetes Institute. Este protocolo descreve o uso de um analisador de composição do corpo e sistema de monitoramento animal metabólico para caracterizar a composição corporal e parâmetros metabólicos em camundongos. Um modelo de obesidade induzido pelo alto teor de gordura alimentar é usado como um exemplo para a aplicação dessas técnicas.

Vídeo: Body Composition and Metabolic Caging Analysis in High Fat Fed Mice

A Protocol for Housing Mice in an Enriched Environment

Environmental enrichment (EE) is a housing environment for mice that boosts mental and physical health compared to standard laboratory housing. Our recent studies demonstrate that environmental enrichment decreases adiposity, increases energy expenditure, resists diet induced obesity, and causes cancer remission and inhibition in mice. EE typically consists of larger living space, a variety of &#8216;toys&#8217; to interact with, running wheels, and can include a number of other novel environmental changes. All of this fosters a more complex social engagement, cognitive and physical stimulations. Importantly, the toy location and type of toy is changed regularly, which encourages the mice to adapt to a frequently changing and novel environment. Many variables can be manipulated in EE to promote health effects in mice. Thus these approaches are difficult to control and must be properly managed to successfully replicate the associated phenotypes. Therefore, the goal of this video is to demonstrate how EE is properly set up and maintained to assure a complex, challenging, and controlled environment so that other researchers can easily reproduce the protective effects of EE against obesity and cancer.

Environmental enrichment for mice requires a complex and challenging setup, as well as comprehensive husbandry and handling techniques to assure robust metabolic and anti-cancer effects in the mice. This protocol provides detailed procedures to reproduce the above mentioned effects in mice.

Um protocolo para alojar ratos em um ambiente enriquecido

Environmental enrichment (EE) is a housing environment for mice that boosts mental and physical health compared to standard laboratory housing. Our recent ...

Comportamento

Hyperinsulinemic-euglycemic Clamps in Conscious, Unrestrained Mice

Type 2 diabetes is characterized by a defect in insulin action. The hyperinsulinemic-euglycemic clamp, or insulin clamp, is widely considered the "gold standard" method for assessing insulin action in vivo. During an insulin clamp, hyperinsulinemia is achieved by a constant insulin infusion. Euglycemia is maintained via a concomitant glucose infusion at a variable rate. This variable glucose infusion rate (GIR) is determined by measuring blood glucose at brief intervals throughout the experiment and adjusting the GIR accordingly. The GIR is indicative of whole-body insulin action, as mice with enhanced insulin action require a greater GIR. The insulin clamp can incorporate administration of isotopic 2[14C]deoxyglucose to assess tissue-specific glucose uptake and [3-3H]glucose to assess the ability of insulin to suppress the rate of endogenous glucose appearance (endoRa), a marker of hepatic glucose production, and to stimulate the rate of whole-body glucose disappearance (Rd).
The miniaturization of the insulin clamp for use in genetic mouse models of metabolic disease has led to significant advances in diabetes research. Methods for performing insulin clamps vary between laboratories. It is important to note that the manner in which an insulin clamp is performed can significantly affect the results obtained. We have published a comprehensive assessment of different approaches to performing insulin clamps in conscious mice1 as well as an evaluation of the metabolic response of four commonly used inbred mouse strains using various clamp techniques2. Here we present a protocol for performing insulin clamps on conscious, unrestrained mice developed by the Vanderbilt Mouse Metabolic Phenotyping Center (MMPC; URL: www.mc.vanderbilt.edu/mmpc). This includes a description of the method for implanting catheters used during the insulin clamp. The protocol employed by the Vanderbilt MMPC utilizes a unique two-catheter system3. One catheter is inserted into the jugular vein for infusions. A second catheter is inserted into the carotid artery, which allows for blood sampling without the need to restrain or handle the mouse. This technique provides a significant advantage to the most common method for obtaining blood samples during insulin clamps which is to sample from the severed tip of the tail. Unlike this latter method, sampling from an arterial catheter is not stressful to the mouse1. We also describe methods for using isotopic tracer infusions to assess tissue-specific insulin action. We also provide guidelines for the appropriate presentation of results obtained from insulin clamps.

The hyperinsulinemic-euglycemic clamp, or insulin clamp, is the gold standard for assessing insulin action in vivo. A method for performing insulin clamps in mice is described. This includes a method for arterial catheterization that permits experiments to be performed in conscious, unrestrained mice with minimal stress.

Hiperinsulinêmico euglicêmico-Clamps em Consciente, Ratos Unrestrained

Type 2 diabetes is characterized by a defect in insulin action. The hyperinsulinemic-euglycemic clamp, or insulin clamp, is widely considered the "gold ...

Medicina

Segmentation and Measurement of Fat Volumes in Murine Obesity Models Using X-ray Computed Tomography

Obesity is associated with increased morbidity and mortality as well as reduced metrics in quality of life.1 Both environmental and genetic factors are associated with obesity, though the precise underlying mechanisms that contribute to the disease are currently being delineated.2,3 Several small animal models of obesity have been developed and are employed in a variety of studies.4 A critical component to these experiments involves the collection of regional and/or total animal fat content data under varied conditions.
Traditional experimental methods available for measuring fat content in small animal models of obesity include invasive (e.g. ex vivo measurement of fat deposits) and non-invasive (e.g. Dual Energy X-ray Absorptiometry (DEXA), or Magnetic Resonance (MR)) protocols, each of which presents relative trade-offs. Current invasive methods for measuring fat content may provide details for organ and region specific fat distribution, but sacrificing the subjects will preclude longitudinal assessments. Conversely, current non-invasive strategies provide limited details for organ and region specific fat distribution, but enable valuable longitudinal assessment. With the advent of dedicated small animal X-ray computed tomography (CT) systems and customized analytical procedures, both organ and region specific analysis of fat distribution and longitudinal profiling may be possible. Recent reports have validated the use of CT for in vivo longitudinal imaging of adiposity in living mice.5,6 Here we provide a modified method that allows for fat/total volume measurement, analysis and visualization utilizing the Carestream Molecular Imaging Albira CT system in conjunction with PMOD and Volview software packages.

Fat content analysis is routinely conducted in studies utilizing murine obesity models. Emerging methods in small animal CT imaging and analysis are providing for longitudinal detail rich fat content analysis. Here we detail step by step procedures for performing small animal CT imaging, analysis, and visualization.

Segmentação e medição de volumes de gordura em modelos de obesidade em roedores usando raios-X Tomografia Computadorizada

Obesity is associated with increased morbidity and mortality as well as reduced metrics in quality of life.1 Both environmental and genetic factors are ...

Optimized Analysis of In Vivo and In Vitro Hepatic Steatosis

Establishing a system of procedures to qualitatively and quantitatively characterize in vivo and in vitro hepatic steatosis is important for metabolic study in the liver. Here, numerous assays are described to comprehensively measure the phenotype and parameters of hepatic steatosis in mouse and hepatocyte models. 
Combining the physiological, histological, and biochemical methods, this system can be used to assess the progress of hepatic steatosis. In vivo, the measurements of body weight and nuclear magnetic resonance (NMR) provide a general understanding of mice in a non-invasive manner. Hematoxylin and Eosin (H&amp;E) and Oil Red O staining determine the histological morphology and lipid deposition of liver tissue under nutrient overload conditions, such as high-fat diet feeding. Next, the total lipid contents are isolated by chloroform/methanol extraction, which are followed by a biochemical analysis for triglyceride and cholesterol. Moreover, mouse primary hepatocytes are treated with high glucose plus insulin to stimulate lipid accumulation, an efficient in vitro model to mimic diet-induced hyperglycemia and hyperinsulinemia in vivo. Then, the lipid deposition is measured by Oil Red O staining and chloroform/methanol extraction. Oil Red O staining determines intuitive hepatic steatotic phenotypes, while the lipid extraction analysis determines the parameters that can be analyzed statistically. The present protocols are of interest to scientists in the fields of fatty liver diseases, insulin resistance, and type 2 diabetes.

Optimized Analysis of In Vivo and In Vitro Hepatic Steatosis

Here, optimized methods to generate in vivo and in vitro models of hepatic steatosis and to analyze the steatotic phenotypes and related physiological parameters are described.

Análise otimizada de<em&gt; In Vivo</em&gt; e<em&gt; In Vitro</em&gt; A esteatose hepática

Establishing a system of procedures to qualitatively and quantitatively characterize in vivo and in vitro hepatic steatosis is important for metabolic ...

Study of In Vivo Glucose Metabolism in High-fat Diet-fed Mice Using Oral Glucose Tolerance Test (OGTT) and Insulin Tolerance Test (ITT)

Obesity represents the most important single risk factor in the pathogenesis of type 2 diabetes, a disease which is characterized by a resistance to insulin-stimulated glucose uptake and a gross decompensation of systemic glucose metabolism. Despite considerable progress in the understanding of glucose metabolism, the molecular mechanisms of its regulation in health and disease remain under-investigated, while novel approaches to prevent and treat diabetes are urgently needed. Diet derived glucose stimulates the pancreatic secretion of insulin, which serves as the principal regulator of cellular anabolic processes during the fed-state and thus balances blood glucose levels to maintain systemic energy status. Chronic overfeeding triggers meta-inflammation, which leads to alterations in peripheral insulin receptor-associated signaling and thus reduces the sensitivity to insulin-mediated glucose disposal. These events ultimately result in elevated fasting glucose and insulin levels as well as a reduction in glucose tolerance, which in turn serve as important indicators of insulin resistance. Here, we present a protocol for the generation and metabolic characterization of high-fat diet (HFD)-fed mice as a frequently used model of diet-induced insulin resistance. We illustrate in detail the oral glucose tolerance test (OGTT), which monitors the peripheral disposal of an orally administered glucose load and insulin secretion over time. Additionally, we present a protocol for the insulin tolerance test (ITT) to monitor whole-body insulin action. Together, these methods and their downstream applications represent powerful tools to characterize the general metabolic phenotype of mice as well as to specifically assess alterations in glucose metabolism. They may be especially useful in the broad research field of insulin resistance, diabetes and obesity to provide a better understanding of pathogenesis as well as to test the effects of therapeutic interventions.

Study of In Vivo Glucose Metabolism in High-fat Diet-fed Mice Using Oral Glucose Tolerance Test OGTT and Insulin Tolerance Test ITT

The current article describes the generation and metabolic characterization of high-fat diet-fed mice as a model of diet-induced insulin resistance and obesity. It further features detailed protocols to perform the oral glucose tolerance test and the insulin tolerance test, monitoring whole-body alterations of glucose metabolism in vivo.

Estudo do metabolismo in vivo da glicose em camundongos alimentados com dieta de alto teor em gordura usando o teste oral de tolerância à glicose (OGTT) e o teste de tolerância à insulina (ITT)

Obesity represents the most important single risk factor in the pathogenesis of type 2 diabetes, a disease which is characterized by a resistance to ...

Biochemical and High Throughput Microscopic Assessment of Fat Mass in Caenorhabditis Elegans

The nematode C. elegans has emerged as an important model for the study of conserved genetic pathways regulating fat metabolism as it relates to human obesity and its associated pathologies. Several previous methodologies developed for the visualization of C. elegans triglyceride-rich fat stores have proven to be erroneous, highlighting cellular compartments other than lipid droplets. Other methods require specialized equipment, are time-consuming, or yield inconsistent results. We introduce a rapid, reproducible, fixative-based Nile red staining method for the accurate and rapid detection of neutral lipid droplets in C. elegans. A short fixation step in 40% isopropanol makes animals completely permeable to Nile red, which is then used to stain animals. Spectral properties of this lipophilic dye allow it to strongly and selectively fluoresce in the yellow-green spectrum only when in a lipid-rich environment, but not in more polar environments. Thus, lipid droplets can be visualized on a fluorescent microscope equipped with simple GFP imaging capability after only a brief Nile red staining step in isopropanol. The speed, affordability, and reproducibility of this protocol make it ideally suited for high throughput screens. We also demonstrate a paired method for the biochemical determination of triglycerides and phospholipids using gas chromatography mass-spectrometry. This more rigorous protocol should be used as confirmation of results obtained from the Nile red microscopic lipid determination. We anticipate that these techniques will become new standards in the field of C. elegans metabolic research.

Biochemical and High Throughput Microscopic Assessment of Fat Mass in Caenorhabditis Elegans

We present robust biochemical and microscopic methods for studying Caenorhabditis elegans lipid stores. A rapid, simple, fixing-staining procedure for fluorescent lipid droplet imaging leverages the spectral properties of the lipophilic dye Nile red. We then present biochemical measurement of triglycerides and phospholipids using solid phase extraction and gas chromatography-mass spectrometry.

Bioquímica e Alto Rendimento Avaliação microscópica de massa gorda em<em&gt; Caenorhabditis elegans</em

The nematode C. elegans has emerged as an important  model for the study of conserved genetic pathways regulating fat metabolism as  it relates to human ...

Biologia

Palatable Western-style Cafeteria Diet as a Reliable Method for Modeling Diet-induced Obesity in Rodents

Obesity is rapidly increasing in incidence in developed and developing countries and is known to induce or exacerbate many diseases.&#160;The health burden of obesity and its comorbid conditions highlight the need for better understanding of its pathogenesis, yet ethical constraints limit studies in humans. To this end externally valid models of obesity in laboratory animals are essential for the understanding of being overweight and obesity.&#160;While many species have been used to model the range of changes that accompany obesity in humans, rodents are most commonly used. Our laboratory has developed a western-style cafeteria diet that consistently leads to considerable weight gain and markers of metabolic disease in rodents. The diet exposes rodents to a variety of highly palatable foods to induce hyperphagia, modeling the modern western food environment. This diet rapidly induces weight gain and body fat accumulation in rats allowing for the study of effects of overeating and obesity. While the cafeteria diet may not provide the same control over macronutrient and micronutrient profile as purified high-fat or high-fat, high-sugar diets, the cafeteria diet typically induces a more severe metabolic phenotype than that observed with purified diets and is more in line with metabolic disturbances observed in the overweight and obese human population.

This protocol describes the use of a highly palatable, western-style cafeteria diet to model overeating and obesity in rodents. Here, we provide a detailed outline of food selection, preparation and measurement, and explain methodological factors that assist in generating a robust and reproducible phenotype.

Palatável dieta de estilo ocidental cafeteria como um método confiável para modelagem de dieta induzida obesidade em roedores

Obesity is rapidly increasing in incidence in developed and developing countries and is known to induce or exacerbate many diseases.&#160;The health ...

Assessing Whole-Body Lipid-Handling Capacity in Mice

Assessing lipid metabolism is a cornerstone of evaluating metabolic function, and it is considered essential for in vivo metabolism studies. Lipids are a class of many different molecules with many pathways involved in their synthesis and metabolism. A starting point for evaluating lipid hemostasis for nutrition and obesity research is needed. This paper describes three easy and accessible methods that require little expertise or practice to master, and that can be adapted by most labs to screen for lipid-metabolism abnormalities in mice. These methods are (1) measuring several fasting serum lipid molecules using commercial kits (2) assaying for dietary lipid-handling capability through an oral intralipid tolerance test, and (3) evaluating the response to a pharmaceutical compound, CL 316,243, in mice. Together, these methods will provide a high-level overview of lipid handling capability in mice.

This paper provides three easy and accessible assays for assessing lipid metabolism in mice.

Avaliando a capacidade de manuseio de lipídios em camundongos

Assessing lipid metabolism is a cornerstone of evaluating metabolic function, and it is considered essential for in vivo metabolism studies. Lipids are a ...

Identification and Dissection of Diverse Mouse Adipose Depots

Adipose tissues are complex organs with a wide array of functions, including storage and mobilization of energy in response to local and global needs, uncoupling of metabolism to generate heat, and secretion of adipokines to regulate whole-body homeostasis and immune responses. Emerging research is identifying important regional differences in the developmental, molecular, and functional profiles of adipocytes located in discrete depots throughout the body. Different properties of the depots are medically relevant since metabolic diseases often demonstrate depot-specific effects. This protocol will provide investigators with a detailed anatomic atlas and dissection guide for the reproducible and accurate identification and excision of diverse mouse adipose tissues. Standardized dissection of discrete adipose depots will allow detailed comparisons of their molecular and metabolic characteristics and contributions to local and systemic pathologic states under various nutritional and environmental conditions.

Adipocytes exist in discrete depots and have diverse roles within their unique microenvironments. As regional differences in adipocyte character and function are uncovered, standardized identification and isolation of depots is crucial for advancement of the field. Herein, we present a detailed protocol for the excision of various mouse adipose depots.

Identificação e dissecção de diversos depósitos de Adipose de camundongo

Adipose tissues are complex organs with a wide array of functions, including storage and mobilization of energy in response to local and global needs, ...

Assessment of the Metabolic Effects of Isocaloric 2:1 Intermittent Fasting in Mice

Intermittent fasting (IF), a dietary intervention involving periodic energy restriction, has been considered to provide numerous benefits and counteract metabolic abnormalities. So far, different types of IF models with varying durations of fasting and feeding periods have been documented. However, interpreting the outcomes is challenging, as many of these models involve multifactorial contributions from both time- and calorie-restriction strategies. For example, the alternate day fasting model, often used as a rodent IF regimen, can result in underfeeding, suggesting that health benefits from this intervention are likely mediated via both caloric restriction and fasting-refeeding cycles. Recently, it has been successfully demonstrated that 2:1 IF, comprising 1 day of fasting followed by 2 days of feeding, can provide protection against diet-induced obesity and metabolic improvements without a reduction in overall caloric intake. Presented here is a protocol of this isocaloric 2:1 IF intervention in mice. Also described is a pair-feeding (PF) protocol required to examine a mouse model with altered eating behaviors, such as hyperphagia. Using the 2:1 IF regimen, it is demonstrated that isocaloric IF leads to reduced body weight gain, improved glucose homeostasis, and elevated energy expenditure. Thus, this regimen may be useful to investigate the health impacts of IF on various disease conditions.

The current article describes a detailed protocol for isocaloric 2:1 intermittent fasting to protect and treat against obesity and impaired glucose metabolism in wild-type and ob/ob mice.

Avaliação dos efeitos metabólicos do jejum intermitente isocalórico 2:1 em camundongos

Intermittent fasting (IF), a dietary intervention involving periodic energy restriction, has been considered to provide numerous benefits and counteract ...

Composição corporal e análise de enjaulamento metabólico em ratos de alta gordura Fed

Resumo

Explore mais vídeos

Capítulos neste vídeo