Min P. Kim recibió el apoyo de la beca de la segunda John W. Johnson investigación beca Asociación Americana torácica cirugía, Graham Foundation, Houston Metodista especialidad médico grupo de investigación de Grant, Michael M. y Joann H. cono Premio a la investigación. Agradecemos a Ann Saikin para el idioma de edición del manuscrito.

Los protocolos para los experimentos en animales fueron aprobados por el cuidado institucional de animales y uso en el Instituto Metodista de Houston y llevado a cabo con arreglo a las normas, leyes, directrices y políticas.
1. rata pulmón cosecha
<ol><li>Anestesiar una rata Sprague-Dawley macho de 4 a 6 semanas de edad por una inyección intraperitoneal (IP) de ketamina (100 mg/kg) y xilacina (10 mg/kg) en su flanco. Asegúrese de que la anestesia comprobando la ausencia de movimiento cuando el dedo de extremidades que se pellizque con el fórceps.</li>
	<li>Después de 10 min, afeitarse el pecho y el abdomen y limpie la piel con una esponja de clorhexidina.</li>
	<li>Retirar la piel por cogerlo con pinzas y por incisión con un bisturí desechable. Después de abrir la cavidad torácica mediante la incisión con bisturí, realizar una toracotomía bilateral mediante la reducción de la parte anterior de las costillas de la izquierda y la derecha de la membrana con tijeras. Nota: Esta es una cirugía no supervivencia.</li>
	<li>Sostener la caja torácica e inyecte 2 mL de heparina (1000 unidades/mL) en el ventrículo derecho del corazón mediante una aguja de 27 G. Nota: Esto evitará que cualquier formación de coágulos de sangre en el pulmón.</li>
	<li>Completamente quitar la caja torácica con las tijeras y colocar una aguja de 18 G en el ventrículo izquierdo como una abertura, hasta que salga la sangre. Luego, inyecta 15 mL de solución de tampón fosfato salino heparinizado (12,5 unidades/mL; PBS heparinizada) en el ventrículo derecho con una aguja de 25 G.</li>
	<li>Cortar el inferior y superior de la vena cava, dos venas grandes en el lado derecho del corazón y vacíe los pulmones con un adicional 10 mL de PBS heparinizada en el ventrículo derecho con una aguja de 27 G. Nota: La vena cava inferior se visualiza bajo el fondo del corazón como un gran recipiente lleno de rojos de la sangre. Del mismo modo, la vena cava superior se visualiza en la parte superior del corazón como un vaso grande.</li>
	<li>Cortar la tráquea en la base de la tiroides. Retire con cuidado la aorta descendente a nivel de la vena de los hemiazygos y ramas de la aorta en el arco.</li>
	<li>Sacar el bloque de corazón y pulmón de la cavidad torácica y el resto del cuerpo de la rata.</li>
	<li>Realizar ventriculotomy cortando la mitad de los ventrículos derecho e izquierdos y coloque una cánula de acero inoxidable aguja 18 G precargada por encargo a través del ventrículo derecho la arteria pulmonar principal (PA).</li>
	<li>Fijar la cánula con una corbata de seda de 2-0 y exponer cuidadosamente el ventrículo derecho y aurícula.</li>
	<li>Coloque un cierre Luer hembra en el ventrículo izquierdo y fijarlo con una corbata de seda de 2-0.</li>
	<li>Limpie el bloque de corazón y pulmón con 20 mL de PBS heparinizada a través de la cánula de PA y colocar en un tubo de 50 mL que contienen medios de cultivo o PBS heparinizada. Nota: Para un modelo de celular, vaya al paso 3.1 configurar el biorreactor. Modelo acelular, proceda al paso 2.1 para la descelularización.</li>
</ol>2. pulmón descelularización
<ol><li>
Preparación de la unidad de descelularización
	<ol>
<li>Preparar cada cámara/botella de descelularización perforar dos agujeros en la tapa de la botella y ajustar un Luer hembra en los orificios (figura 1A y 1B). Asegúrelo con un anillo de nylon negro en el otro lado. Del mismo modo, perfore un orificio único en otra tapa de la botella para el accesorio set intravenoso (figura 1). Nota: Figura 1A y 1B son de los mismo tapones de botellas de dos lados diferentes. Figura 1 es de un diverso casquillo con un agujero como se indicó anteriormente en el paso 2.1.1.</li>
		<li>Fije tubos de 6 pulgadas (Figura 1J) y un tubo de 0,5 pulgadas (en la arteria pulmonar o al final de PA) a un Luer hembra del interior de los tapones de botellas (figura 1A y 1B) y un conector Luer lock macho en los extremos. Ajuste el cerrojo con una botella de 500 mL la descelularización cámara/botella.</li>
		<li>Conecte un extremo de dos tubos de 2 pies (que están conectados con un conector Luer lock macho) en ambos extremos del tubo de la bomba (figura 1 H), que se une a la cabeza de la bomba (Figura 1E y 1F) por un cartucho (figura 1) con un Luer hembra cerradura (figura 1I).</li>
		<li>Conecte los otros extremos de los 2 pies tubos (en el paso 2.1.3) cada uno hacia una hembra Luer lock en la descelularización cámara/cápsula (figura 1 L).</li>
		<li>Configurar un 250 mL heparinizada botella de PBS (con 200 mL de PBS) colgando de una botella invertida sobre un soporte con el extremo proximal de un sistema intravenoso (figura 1) insertado en la tapa y el extremo distal reemplazando los 2 pies de tubo conectado a la descelularización c cámara/de la botella en el extremo de la PA (figura 1B). Conecte este 2 pies de tubo a la botella de descarte. Nota: Las botellas se establecen en la cartulina, como se muestra en la figura 1 K. Los tubos intravenosos salen las botellas colgantes para dispensar los reactivos en el andamio de pulmón.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Proceso de la descelularización de pulmón
	<ol>
<li>Ejecutar el PBS heparinizado a una presión de perfusión fisiológica de 30 mm Hg (figura 1 K) hasta que fluye libremente en la cámara/botella de descelularización y, a continuación, conecte el bloque de corazón y pulmón al PA a través de la cánula de PA.</li>
		<li>Mantener funcionando la bomba continuamente, para que cualquier exceso tampón dentro de la cámara/botella de descelularización obtiene descarta.</li>
		<li>Ejecute el PBS heparinizado a través del PA durante 15 min a una presión de perfusión de 30 mm Hg para el lavado inicial (figura 1 K).</li>
		<li>Sustituir la botella de PBS heparinizada con 0.1% sodio dodecil sulfato (SDS) en agua desionizada y perfusión del pulmón por 2 h para la descelularización.</li>
		<li>Después de la descelularización, perfusión agua desionizada esterilizado por el andamio del pulmón durante 15 minutos.</li>
		<li>A continuación, perfusión 1% detergente no-iónico en agua desionizada durante 10 minutos.</li>
		<li>Reemplace la descelularización cámara/botella con 500 mL de autoclave PBS suplementado con antibióticos x 1 (penicilina-estreptomicina anfotericina), manteniendo el pulmón colgante intacto con la tapa dentro de la botella.</li>
		<li>Deseche la intravenosa establece, poner los 2 pies de tubo adjunto al recipiente hacia el final de la arteria pulmonar de la cámara de descelularización y haga funcionar la bomba a 6 mL/min (figura 1 L).</li>
		<li>Perfusión de los pulmones durante 72 h y seguir cambiando el PBS con antibióticos cada 12 h. Nota: El pulmón acelular está listo para su uso inmediato. Pueden ser almacenado a-80 ° c hasta que se necesite. Si manchas rosas o coágulos de sangre pueden visualizarse claramente en los lóbulos del pulmón, deseche el pulmón. Es posible probar al azar de ADN o histopatología. Un pulmón completo acelular no mostrará células y 99.9% del ADN serán lavado. Nota: Cuando se trabaja con un modelo de pulmón celular, omitir la descelularización. El pulmón cosechado (paso 1) puede ajustarse directamente en el biorreactor.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. biorreactor configuración
<ol><li>Preparar la botella de biorreactor y los elementos necesarios para la puesta a punto.<ol>
<li>Perfore tres agujeros en una tapa de botella de 500 mL a la misma distancia y fijar un Luer hembra en los tres orificios, con anillos de nylon negro (figura 2A y 2B). Nota: En dos orificios, el luer-lock termina cara al exterior, mientras que el interior de la botella se enfrenta a uno de los extremos.</li>
		<li>Corte 6 en tubo de la bomba, un 2 en el tubo, un 6 en tubo, un tubo de 1,5 pies, un tubo de 2 pies y un tubo oxigenador de 10 pies por biorreactor.</li>
		<li>Corte una aguja de acero inoxidable de 18 G y, otra vez, conectar los extremos con tubería biocompatible para una cánula traqueal.</li>
		<li>Envuelva el tubo del oxigenador, con conectores de tipo Luer lock en los extremos, en una malla de alambre del solenoide con cintas de autoclave (figura 2).</li>
		<li>Autoclave de los mencionados artículos y mantener en UV luz durante 10 minutos.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Configurar la bomba dentro de la incubadora de la cultura de la célula normal (37 ° C, 5% CO2) con espacio adecuado entre las bandejas para adaptarse fácilmente a una botella de 500 mL.</li>
	<li>Rociar etanol al 70% en el cartucho de la bomba y conectar el tubo de bomba con conectores de bloqueo Luer hembra en ambos extremos a la bomba.</li>
	<li>Configurar el oxigenador envuelto alrededor de la malla de alambre del solenoide dentro de la incubadora de cultivo celular conectando un extremo (la salida) del oxigenador para el tubo de la bomba y el otro extremo con el 1,5 pies de tubo en el biorreactor.</li>
	<li>Configurar la botella de biorreactor en una bioseguridad con condiciones asépticas.<ol>
<li>Coloque una llave de 3 vías (amarillo) a la cabeza de uno de la luer hembra para controlar el flujo a través de el PA</li>
		<li>Conecte una llave de paso unidireccional (azul) a otra hembra Luer lock tabique hermético para siembra a través de la tráquea (figura 2F) de la célula.</li>
		<li>Conectar 2 tubos en el exterior (blanco) y 6 en tubo en el interior de la botella para hacer circular los medios de comunicación hacia fuera. Coloque un conector Luer lock macho a un tubo de 2 pies y fije un estilo de terminal Luer hembra Tee para proporcionar accesibilidad para añadir o quitar nada.</li>
		<li>Coloque una llave de paso unidireccional a uno de los orificios del conector de tres vías (hembra Luer estirón estilo Tee).</li>
		<li>Conecte un conector Luer lock macho y un conector Luer lock hembra para tubos de 2 pies.</li>
		<li>Añadir 200 mL de RPMI1640 con 10% FBS y 1% antibióticos medio de cultivo celular (varía según el requisito de la célula) y transferir el biorreactor a la incubadora. Conecte el tubo del oxigenador a los dos extremos abiertos (llave de paso unidireccional y Tee conector) para convertirlo en un biorreactor de bucle cerrado.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Funcionamiento previo la bomba en 6 mL/min dentro de la incubadora de cultivo celular con medios de cultivo celular para llenar el oxigenador y tubos, para que no existan burbujas de aire en la tubería.</li>
	<li>Una vez que los tubos se llenan con los medios de comunicación, cerrar la llave de paso y sacar la botella del biorreactor de la incubadora desconectando los oxigenadores de ambos extremos de la botella del biorreactor.</li>
	<li>Poner la botella de biorreactor en la bioseguridad gabinete pasar medios de cultivo a través de la llave de paso y sujetar la cánula del PA del andamio del pulmón (acelular o celular) a la llave de paso a través del conector Luer macho. Nota: Aquí es posible utilizar el modelo acelular (siguiendo el proceso de descelularización) o un bloque de corazón y pulmón recién cosechados (es decir, el modelo de celular, ya que retiene las células de rata nativa).</li>
	<li>Pasar los medios de cultivo a través de una llave de paso unidireccional para quitar cualquier aire y atar la cánula traqueal por un hilo de seda a la tráquea.</li>
	<li>Asegúrese de evitar cualquier torsión de la PA y la tráquea. Cerca la tapa del biorreactor con el pulmón del andamio dentro de y, otra vez, asépticamente transferir el biorreactor a la incubadora y poner en marcha la bomba a una velocidad de 6 mL/min.</li>
	<li>Funcionamiento de medios de cultivo para 10-15 minutos para asegurarse de que conseguirá inflados todos los lóbulos y el pulmón se ve en buena forma (figura 2).</li>
</ol>4. metástasis modelo y siembra de células
Nota: Proceder a la siembra con el anterior modelo de pulmón para un estudio de crecimiento del tumor primario de la célula. Modificar el andamio del pulmón (acelular o celular) como sigue para el modelo metastásico.
<ol><li>Saque el biorreactor con el andamio de pulmón de la incubadora y ponerlo en la seguridad de la biotecnología gabinete.</li>
	<li>Utilizar una jeringa con cierre Luer para pasar 5 mL de medio de cultivo a través de la tráquea y abrir la tapa del biorreactor con el colgante andamio de pulmón (figura 2F).</li>
	<li>En este paso, una persona más es necesaria para ayudar en la modificación del pulmón a un modelo de metástasis.</li>
	<li>Obtener seda 2-0 punto y utilizar pinzas angulares para hacer un paso a través de la tráquea en el punto de bifurcación.</li>
	<li>Atar la tráquea va al pulmón derecho en el punto de bifurcación y controlar la libre circulación de los medios de comunicación a través de la tráquea al pulmón izquierdo pasando los medios de cultivo. Nota: Una vez que la tráquea se ata en el punto de bifurcación, las células sembradas a través de la tráquea serán automáticamente dirigidas a las semillas a los lóbulos izquierdos. Puede probarse antes de sembrar las células por el empuje de los medios de cultivo a través de la tráquea. En el modelo metastásico, los medios de comunicación se mueven a los lóbulos izquierdos solamente, que se inflan, y no a los lóbulos derecho10.</li>
	<li>Establecer una jeringa de 20 mL Luer lock encima de la cánula traqueal y células de cáncer de pulmón ATCC (A549, H1299) en 50 mL RPMI1640 completado de medios de cultivo (figura 2F).</li>
	<li>Llevar a cabo la célula siembra en el gabinete de seguridad de la biotecnología. Añadir 15 mL de células en la jeringa y deje pasar a través de los lóbulos del pulmón por gravedad. Agregar el resto de las células antes de pasan burbujas de aire.</li>
	<li>En el sembrador de pulmón acelular, recoger los medios perfundidos goteo hacia abajo en la botella del biorreactor y dejarlo pasar a través de la tráquea otra vez 3 x. Nota: Los medios de comunicación inundado a veces tienen las células de cáncer sembradas. Por lo tanto, para la siembra eficiente, devolver los medios de comunicación otra vez en la tráquea a través de la jeringa.</li>
	<li>Una vez sembradas, retire la jeringa, espere 15 min, añadir medio fresco y regresar el biorreactor a una incubadora. Eliminar las posibles burbujas de aire en la tubería.</li>
	<li>Arrancar la bomba para inundar los medios de comunicación en 6 mL/min.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Siegel, R. L., Miller, K. D., Jemal, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cancer+Statistics,+2017.">Cancer Statistics, 2017.</a> CA: A Cancer Journal for Clinicians. 67 (1), 7-30 (2017).</li><li>Torre, L. A., Siegel, R. L., Jemal, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lung+Cancer+Statistics.">Lung Cancer Statistics.</a> Advances in Experimental Medicine and Biology. 893, 1-19 (2016).</li><li>Lallo, A., Schenk, M. W., Frese, K. K., Blackhall, F., Dive, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Circulating+tumor+cells+and+CDX+models+as+a+tool+for+preclinical+drug+development.">Circulating tumor cells and CDX models as a tool for preclinical drug development.</a> Translational Lung Cancer Research. 6 (4), 397-408 (2017).</li><li>Yang, S., Zhang, J. J., Huang, X. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+models+for+tumor+metastasis.">Mouse models for tumor metastasis.</a> Methods in Molecular Biology. 928, 221-228 (2012).</li><li>Bissell, M. J., Hines, W. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Why+don't+we+get+more+cancer?+A+proposed+role+of+the+microenvironment+in+restraining+cancer+progression.">Why don't we get more cancer? A proposed role of the microenvironment in restraining cancer progression.</a> Nature Medicine. 17 (3), 320-329 (2011).</li><li>Francia, G., Cruz-Munoz, W., Man, S., Xu, P., Kerbel, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+models+of+advanced+spontaneous+metastasis+for+experimental+therapeutics.">Mouse models of advanced spontaneous metastasis for experimental therapeutics.</a> Nature Reviews Cancer. 11 (2), 135-141 (2011).</li><li>Mishra, D. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Human+lung+cancer+cells+grown+in+an+ex+vivo+3D+lung+model+produce+matrix+metalloproteinases+not+produced+in+2D+culture.">Human lung cancer cells grown in an ex vivo 3D lung model produce matrix metalloproteinases not produced in 2D culture.</a> PloS One. 7 (9), e45308 (2012).</li><li>Vishnoi, M., Mishra, D. K., Thrall, M. J., Kurie, J. M., Kim, M. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Circulating+tumor+cells+from+a+4-dimensional+lung+cancer+model+are+resistant+to+cisplatin.">Circulating tumor cells from a 4-dimensional lung cancer model are resistant to cisplatin.</a> The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 148 (3), 1056-1063 (2014).</li><li>Mishra, D. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gene+expression+profile+of+A549+cells+from+tissue+of+4D+model+predicts+poor+prognosis+in+lung+cancer+patients.">Gene expression profile of A549 cells from tissue of 4D model predicts poor prognosis in lung cancer patients.</a> International Journal of Cancer. Journal International du Cancer. , (2013).</li><li>Mishra, D. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ex+vivo+four-dimensional+lung+cancer+model+mimics+metastasis.">Ex vivo four-dimensional lung cancer model mimics metastasis.</a> The Annals of Thoracic Surgery. 99 (4), 1149-1156 (2015).</li><li>Mishra, D. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Human+lung+cancer+cells+grown+on+acellular+rat+lung+matrix+create+perfusable+tumor+nodules.">Human lung cancer cells grown on acellular rat lung matrix create perfusable tumor nodules.</a> The Annals of Thoracic Surgery. 93 (4), 1075-1081 (2012).</li><li>Pence, K. A., Mishra, D. K., Thrall, M., Dave, B., Kim, M. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Breast+cancer+cells+form+primary+tumors+on+ex+vivo+four-dimensional+lung+model.">Breast cancer cells form primary tumors on ex vivo four-dimensional lung model.</a> Journal of Surgical Research. 210, 181-187 (2017).</li><li>Mishra, D. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Human+Lung+Fibroblasts+Inhibit+Non-Small+Cell+Lung+Cancer+Metastasis+in+Ex+Vivo+4D+Model.">Human Lung Fibroblasts Inhibit Non-Small Cell Lung Cancer Metastasis in Ex Vivo 4D Model.</a> The Annals of Thoracic Surgery. 100 (4), 1167-1174 (2015).</li><li>Mishra, D. K., Miller, R. A., Pence, K. A., Kim, M. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Small+cell+and+non+small+cell+lung+cancer+form+metastasis+on+cellular+4D+lung+model.">Small cell and non small cell lung cancer form metastasis on cellular 4D lung model.</a> BMC Cancer. 18 (1), 441 (2018).</li></ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

El pulmón ex vivo 4-D proporciona una oportunidad para estudiar el crecimiento del tumor y la metástasis en un montaje de laboratorio. Una matriz de pulmón nativo es un sistema complejo que provee soporte al tejido normal y mantiene interacciones célula-célula, las interacciones célula-matriz, diferenciación celular y la organización de tejido. Proporciona una oportunidad para añadir cualquier componentes del microambiente del tumor para estudiar sus efectos sobre el crecimiento tumoral y la interacció...

Metástasis del cáncer es el culpable detrás de la mayoría de las muertes relacionadas con el cáncer y representa el mayor desafío en los esfuerzos para combatir el cáncer. El objetivo general de este método es diseñar un protocolo para una cultura de cuatro dimensiones (4D) celular que tiene una dimensión de flujo, además del crecimiento de la célula (3D) tridimensional. Representa las tres fases distintas del proceso de metástasis [es decir, el tumor primario, circulación de las células tumorales (CTC) y lesiones metastásicas].
En las últimas tres décadas, los científicos alrededor del mundo rindieron una riqueza sin precedentes de información para entender los mecanismos subyacentes a la progresión metastásica en diferentes tipos de cáncer que mejoró la perspectiva de un cura o una supervivencia libre de progresión. El manejo clínico de algunos tipos de cáncer, como cáncer de mama, mejorado significativamente1; sin embargo, algunos cánceres, como cáncer de pulmón, aún tienen una supervivencia pobre2. Modelos animales in vitro e in vivo han sido fundamentales en la generación de nuevos conocimientos sobre los mecanismos que sustentan el desarrollo de la enfermedad. En los últimos años, derivado de línea xenoinjertos (CDX) de la célula y xenoinjertos derivados del paciente (PDX) han sido de mayor interés como conservan muchas características relevantes del tumor humano primario3, como la cinética de crecimiento, características histológicas, comportamiento características y la respuesta al tratamiento. Sin embargo, cada modelo tiene sus limitaciones para entender el mecanismo de formación de CTC y metástasis en un órgano distante4,5,6.
Recientemente, hemos desarrollado un modelo 4-D ex vivo lung Cáncer utilizando el concepto de reingeniería de órgano y de cultivo celular basada en perfusión. Imita el crecimiento de cáncer de pulmón humano mediante la formación de nódulos de tumor perfusable que crecen en el tiempo con un parecido humano secretada cáncer proteína producción7. Representa la firma de expresión de gen que predice supervivencia pobre en pacientes con cáncer y también muestra una respuesta terapéutica por regresión del tumor al cisplatino tratamiento8,9. El modelo de pulmón más fue modificado para que pueda formar las lesiones metastáticas. El CTC se convierten de un tumor primario y intravasate en la vasculatura y extravasate en el pulmón contralateral para formar lesiones metastáticas10. Estudios de expresión génica sugieren un perfil de expresión distinta del tumor primario, la CTC y las lesiones metastáticas y la regulación al alza del subconjunto de genes para el fenotipo10. Este proceso metastásico se produce debido a la presencia de condiciones biológicas en pacientes con cáncer. La ventaja de este modelo es la presencia de una matriz natural y arquitectura y una perfusión de nutrientes que conduce a la formación de nódulos del tumor. Además, también proporciona una oportunidad para estudiar los efectos de diversos componentes del microambiente tumoral o medicamentos en la progresión del tumor con el tiempo. Este modelo puede utilizarse para cultivar una variedad de células de cáncer (cáncer de pulmón, cáncer de mama, sarcoma, etc.) en un montaje de laboratorio.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Sprague Dowley rat</td>
			<td>Harlan</td>
			<td>206M</td>
			<td>Male</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Chlorhexidine swab</td>
			<td>Prevantics, NY, USA</td>
			<td>NDC 10819-1080-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin</td>
			<td>Sagent Pharmaceuticals, Schaumburg, IL, USA</td>
			<td>NDC 25021-400-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>18-gauge needle</td>
			<td>McMaster Carr, USA</td>
			<td>75165A249</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2-0 silk tie</td>
			<td>Ethicon, San Angelo, TX, USA</td>
			<td>A305H</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Masterflex L/S pump</td>
			<td>Cole-Parmer, Vernon Hills, IL, USA</td>
			<td>EW-07554-80</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Masterflex L/S pump head</td>
			<td>Cole-Parmer, Vernon Hills, IL, USA</td>
			<td>EW-07519-05</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Masterflex L/S pump cartridge</td>
			<td>Cole-Parmer, Vernon Hills, IL, USA</td>
			<td>EW-07519-70</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tygon Tube</td>
			<td>Cole-Parmer, Vernon Hills, IL, USA</td>
			<td>14171211</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MasterFlex Pump tube</td>
			<td>Cole-Parmer, Vernon Hills, IL, USA</td>
			<td>06598-16</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Female luer lock connectors</td>
			<td>Cole-Parmer, Vernon Hills, IL, USA</td>
			<td>45508-34</td>
			<td>75165A249</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Male luer lock connectors</td>
			<td>Cole-Parmer, Vernon Hills, IL, USA</td>
			<td>45513-04</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>black nylon ring</td>
			<td>Cole-Parmer, Vernon Hills, IL, USA</td>
			<td>EW-45509-04</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Intravenous set</td>
			<td>CareFusion</td>
			<td>41134E</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium Dodecyl Sulfate (SDS)</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>CAS151-21-3</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Triton X-100</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>X100-1L</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Antibiotics</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>15240-062</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silicone oxygenator</td>
			<td>Cole-Parmer, Vernon Hills, IL, USA</td>
			<td>ABW00011</td>
			<td>Saint-GoBain-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Wire mesh</td>
			<td>1164610105</td>
			<td>Lowes</td>
			<td>New York Wire</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Female luer Lug Style TEE</td>
			<td>Cole-Parmer, Vernon Hills, IL, USA</td>
			<td>45508-56</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Male luer integral lock ring to 200series Barb</td>
			<td>Cole-Parmer, Vernon Hills, IL, USA</td>
			<td>45518-08</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Female luer thread style coupler</td>
			<td>Cole-Parmer, Vernon Hills, IL, USA</td>
			<td>45508-22</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Clave connector</td>
			<td>ICU Medical</td>
			<td>11956</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hi-Flo &#8482;4-way Stopcock w/swivel male luer lock</td>
			<td>smith Medical</td>
			<td>MX9341L</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MasterFlex Pump tube</td>
			<td>Cole-Parmer, Vernon Hills, IL, USA</td>
			<td>06598-13</td>
			<td>for cannula</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

acellular and cellular lung model to study tumor metastasis

Es difícil aislar las células tumorales en diferentes puntos de progresión del tumor. Hemos creado un modelo ex vivo lung que puede mostrar la interacción de las células tumorales con la matriz natural y flujo continuo de nutrientes, así como un modelo que muestra la interacción de las células del tumor con componentes celulares normales y una matriz natural. El modelo de pulmón acelular ex vivo es creado por un bloque de corazón y pulmón de la rata de aislar y eliminar todas las células mediante el proceso de descelularización. El bronquio principal derecho se ligan y se colocan las células del tumor en la tráquea por una jeringa. Las células de moverán y llenar el pulmón izquierdo. El pulmón se coloca en un biorreactor donde la arteria pulmonar recibe un flujo continuo de medios de comunicación en circuito cerrado. El tumor en el pulmón izquierdo es el tumor primario. Las células del tumor que se aíslan en los medios de circulación circulan las células tumorales y las células del tumor en el pulmón derecho son lesiones metastásicas. El modelo de pulmón celular ex vivo es creado por saltarse el proceso de descelularización. Cada modelo puede utilizarse para responder a preguntas de investigación.

El pulmón de rata mantiene el intacto vasculatura y alvéolos11 (Figura 3A y 3B). A descelularización, los componentes de la matriz extracelular de un pulmón acelular, como colágeno, fibronectina y elastina, se conservan11 (figura 3, 3D, 3Ey 3F). La descelularización conduce a un retiro completo de las células...

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Acellular and Cellular Lung Model to Study Tumor Metastasis

Modelo de pulmón acelular y celular para el estudio de metástasis de Tumor

Aquí, presentamos un protocolo para un ex vivo lung cáncer modelo que imita los pasos de progresión del tumor y ayuda a aislar un tumor primario, circulación de las células tumorales y las lesiones metastáticas.

It is difficult to isolate tumor cells at different points of tumor progression. We created an ex vivo lung model that can show the interaction of tumor ...

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Research

JoVE Journal

Cancer Research

7.5K vistas.  Houston Methodist Hospital Research Institute. Aquí, presentamos un protocolo para un ex vivo lung cáncer modelo que imita los pasos de progresión del tumor y ayuda a aislar un tumor primario, circulación de las células tumorales y las lesiones metastáticas.

Video: Acellular and Cellular Lung Model to Study Tumor Metastasis

Lung Tumor Cell Recruitment Assay

To investigate the molecular mechanisms governing tumor metastasis, various assays using the mouse as a model animal have been proposed. Here, we demonstrate a simple assay to evaluate tumor cell extravasation or micrometastasis. In this assay, tumor cells were injected through the tail vein, and after a short period, the lungs were dissected and digested to count the accumulated labeled tumor cells. This assay skips the initial step of primary tumor invasion into the blood vessel and facilitates the study of events in the distant organ where tumor metastasis occurs. The number of cells injected into the blood vessel can be optimized to observe a limited number of metastases. It has been reported that stromal cells in the distant organ contribute to metastasis. Thus, this assay could be a useful tool to explore potential therapeutic drugs or devices for prevention of tumor metastasis.

This manuscript describes a method to quantify tumor cell accumulation in the lungs in an animal model of tumor metastasis.

Ensayo de reclutamiento de células de pulmón Tumor

To investigate the molecular mechanisms governing tumor metastasis, various assays using the mouse as a model animal have been proposed. Here, we ...

Investigación

Investigación sobre el cáncer

In Vivo Model for Testing Effect of Hypoxia on Tumor Metastasis

Hypoxia has been implicated in the metastasis of Ewing sarcoma (ES) by clinical observations and in vitro data, yet direct evidence for its pro-metastatic effect is lacking and the exact mechanisms of its action are unclear. Here, we report an animal model that allows for direct testing of the effects of tumor hypoxia on ES dissemination and investigation into the underlying pathways involved. This approach combines two well-established experimental strategies, orthotopic xenografting of ES cells and femoral artery ligation (FAL), which induces hindlimb ischemia. Human ES cells were injected into the gastrocnemius muscles of SCID/beige mice and the primary tumors were allowed to grow to a size of 250 mm3. At this stage either the tumors were excised (control group) or the animals were subjected to FAL to create tumor hypoxia, followed by tumor excision 3 days later. The efficiency of FAL was confirmed by a significant increase in binding of hypoxyprobe-1 in the tumor tissue, severe tumor necrosis and complete inhibition of primary tumor growth. Importantly, despite these direct effects of ischemia, an enhanced dissemination of tumor cells from the hypoxic tumors was observed. This experimental strategy enables comparative analysis of the metastatic properties of primary tumors of the same size, yet significantly different levels of hypoxia. It also provides a new platform to further assess the mechanistic basis for the hypoxia-induced alterations that occur during metastatic tumor progression in vivo. In addition, while this model was established using ES cells, we anticipate that this experimental strategy can be used to test the effect of hypoxia in other sarcomas, as well as tumors orthotopically implanted in sites with a well-defined blood supply route.

In Vivo Model for Testing Effect of Hypoxia on Tumor Metastasis

This manuscript describes the development of an animal model that allows for the direct testing of the effects of tumor hypoxia on metastasis and the deciphering the mechanisms of its action. Although the experiments described here focus on Ewing sarcoma, a similar approach can be applied to other tumor types.

Modelo In Vivo para Pruebas Efecto de la hipoxia sobre la metástasis tumoral

Hypoxia has been implicated in the metastasis of Ewing sarcoma (ES) by clinical observations and in vitro data, yet direct evidence for its pro-metastatic ...

The Drosophila Imaginal Disc Tumor Model: Visualization and Quantification of Gene Expression and Tumor Invasiveness Using Genetic Mosaics

Drosophila melanogaster has emerged as a powerful experimental system for functional and mechanistic studies of tumor development and progression in the context of a whole organism. Sophisticated techniques to generate genetic mosaics facilitate induction of visually marked, genetically defined clones surrounded by normal tissue. The clones can be analyzed through diverse molecular, cellular and omics approaches. This study describes how to generate fluorescently labeled clonal tumors of varying malignancy in the eye/antennal imaginal discs (EAD) of Drosophila larvae using the Mosaic Analysis with a Repressible Cell Marker (MARCM) technique. It describes procedures how to recover the mosaic EAD and brain from the larvae and how to process them for simultaneous imaging of fluorescent transgenic reporters and antibody staining. To facilitate molecular characterization of the mosaic tissue, we describe a protocol for isolation of total RNA from the EAD. The dissection procedure is suitable to recover EAD and brains from any larval stage. The fixation and staining protocol for imaginal discs works with a number of transgenic reporters and antibodies that recognize Drosophila proteins. The protocol for RNA isolation can be applied to various larval organs, whole larvae, and adult flies. Total RNA can be used for profiling of gene expression changes using candidate or genome-wide approaches. Finally, we detail a method for quantifying invasiveness of the clonal tumors. Although this method has limited use, its underlying concept is broadly applicable to other quantitative studies where cognitive bias must be avoided.

The Drosophila Imaginal Disc Tumor Model: Visualization and Quantification of Gene Expression and Tumor Invasiveness Using Genetic Mosaics

This protocol demonstrates how to generate fluorescently marked, genetically defined clonal tumors in the Drosophila eye/antennal imaginal discs (EAD). It describes how to dissect the EAD and brain from the third instar larvae and how to process them to visualize and quantify gene expression changes and tumor invasiveness.

los<em&gt; Drosophila</em&gt; Imaginal modelo de tumor de disco: visualización y cuantificación de la expresión génica y la invasividad tumoral Uso Genético Mosaicos

Drosophila melanogaster has emerged as a powerful experimental system for functional and mechanistic studies of tumor development and progression in the ...

Advanced Animal Model of Colorectal Metastasis in Liver: Imaging Techniques and Properties of Metastatic Clones

Patients with a limited number of hepatic metastases and slow rates of progression can be successfully treated with local treatment approaches1,2. However, little is known about the heterogeneity of liver metastases, and animal models capable of evaluating the development of individual metastatic colonies are needed. Here, we present an advanced model of hepatic metastases that provides the ability to quantitatively visualize the development of individual tumor clones in the liver and estimate their growth kinetics and colonization efficiency. We generated a panel of monoclonal derivatives of HCT116 human colorectal cancer cells stably labeled with luciferase and tdTomato and possessing different growth properties. With a splenic injection followed by a splenectomy, the majority of these clones are able to generate hepatic metastases, but with different frequencies of colonization and varying growth rates. Using the In Vivo&#160;Imaging System (IVIS), it is possible to visualize and quantify metastasis development with in vivo luminescent and ex vivo fluorescent imaging. In addition, Diffuse Luminescent Imaging Tomography (DLIT) provides a 3D distribution of liver metastases in vivo. Ex vivo fluorescent imaging of harvested livers provides quantitative measurements of individual hepatic metastatic colonies, allowing for the evaluation of the frequency of liver colonization and the growth kinetics of metastases. Since the model is similar to clinically observed liver metastases, it can serve as a modality for detecting genes associated with liver metastasis and for testing potential ablative or adjuvant treatments for liver metastatic disease.

The ability of metastatic clones to colonize distant sites depends on their proliferation capacity and/or their ability to survive in the host microenvironment without significant proliferation. Here, we present an animal model that allows quantitative visualization of both types of liver colonization by metastatic clones.

Avanzada modelo animal de colorrectal metástasis en hígado: Técnicas de imagen y propiedades metastásicas de los clones

Patients with a limited number of hepatic metastases and slow rates of progression can be successfully treated with local treatment approaches1,2. ...

A Portal Vein Injection Model to Study Liver Metastasis of Breast Cancer

Breast cancer is the leading cause of cancer-related mortality in women worldwide. Liver metastasis is involved in upwards of 30% of cases with breast cancer metastasis, and results in poor outcomes with median survival rates of only 4.8 - 15 months. Current rodent models of breast cancer metastasis, including primary tumor cell xenograft and spontaneous tumor models, rarely metastasize to the liver. Intracardiac and intrasplenic injection models do result in liver metastases, however these models can be confounded by concomitant secondary-site metastasis, or by compromised immunity due to removal of the spleen to avoid tumor growth at the injection site. To address the need for improved liver metastasis models, a murine portal vein injection method that delivers tumor cells firstly and directly to the liver was developed. This model delivers tumor cells to the liver without complications of concurrent metastases in other organs or removal of the spleen. The optimized portal vein protocol employs small injection volumes of 5 - 10 &#956;l, &#8805; 32 gauge needles, and hemostatic gauze at the injection site to control for blood loss. The portal vein injection approach in Balb/c female mice using three syngeneic mammary tumor lines of varying metastatic potential was tested; high-metastatic 4T1 cells, moderate-metastatic D2A1 cells, and low-metastatic D2.OR cells. Concentrations of &#8804; 10,000 cells/injection results in a latency of ~ 20 - 40 days for development of liver metastases with the higher metastatic 4T1 and D2A1 lines, and &#62; 55 days for the less aggressive D2.OR line. This model represents an important tool to study breast cancer metastasis to the liver, and may be applicable to other cancers that frequently metastasize to the liver including colorectal and pancreatic adenocarcinomas.

A surgical procedure was developed to deliver mammary tumor cells to the murine liver via portal vein injection. This model permits investigation of late stages of liver metastasis in a fully immune competent host, including tumor cell extravasation, seeding, survival, and metastatic outgrowth in the liver.

Una inyección Modelo vena porta del hígado para estudiar la metástasis del cáncer de mama

Breast cancer is the leading cause of cancer-related mortality in women worldwide. Liver metastasis is involved in upwards of 30% of cases with breast ...

Intracarotid Cancer Cell Injection to Produce Mouse Models of Brain Metastasis

Metastasis, the spread and growth of malignant cells at secondary sites within a patient&#39;s body, accounts for &#62; 90% of cancer-related mortality. Recently, impressive advances in novel therapies have dramatically prolonged survival and improved quality of life for many cancer patients. Sadly, incidence of brain metastatic recurrences is fast rising, and all current therapies are merely palliative. Hence, good experimental animal models are urgently needed to facilitate in-depth studies of the disease biology and to assess novel therapeutic regimens for preclinical evaluation. However, the standard in vivo metastasis assay via tail vein injection of cancer cells produces predominantly lung metastatic lesions; animals usually succumb to the lung tumor burden before any meaningful outgrowth of brain metastasis. Intracardiac injection of tumor cells produces metastatic lesions to multiple organ sites including the brain; however, the variability of tumor growth produced with this model is large, dampening its utility in evaluating therapeutic efficacy. To generate reliable and consistent animal models for brain metastasis study, here we describe a procedure for producing experimental brain metastasis in the house mouse (Mus musculus) via intracarotid injection of tumor cells. This approach allows one to produce large number of brain metastasis-bearing mice with similar growth and mortality characteristics, thus facilitating research efforts to study basic biological mechanisms and to assess novel therapeutic agents.

Brain metastasis has become an urgent unmet medical need as its incidence has increased while therapeutic options have remained palliative. Creating experimental animal models of brain metastasis via intracarotid arterial injection of cancer cells facilitates mechanistic studies of the disease biology and evaluation of novel intervention regimens.

Intracarotídea inyección de las células del cáncer para Producción de ratón Modelos de metástasis cerebral

Metastasis, the spread and growth of malignant cells at secondary sites within a patient&#39;s body, accounts for &#62; 90% of cancer-related mortality. ...

Micromanipulation of Circulating Tumor Cells for Downstream Molecular Analysis and Metastatic Potential Assessment

Blood-borne metastasis accounts for&#160;most cancer-related deaths and involves circulating tumor cells (CTCs) that are successful in establishing new tumors at distant sites. CTCs are found in the bloodstream of patients as single cells (single CTCs) or as multicellular aggregates (CTC clusters and CTC-white blood cell clusters), with the latter displaying a higher metastatic ability. Beyond enumeration, phenotypic and molecular analysis is extraordinarily important to dissect CTC biology and to identify actionable vulnerabilities. Here, we provide a detailed description of a workflow that includes CTC immunostaining and micromanipulation, ex vivo culture to assess&#160;proliferative and survival capabilities of individual cells, and in vivo metastasis-formation assays. Additionally, we provide a protocol to achieve the dissociation of CTC clusters into individual cells and the investigation of intra-cluster heterogeneity. With these approaches, for instance, we precisely quantify survival and proliferative potential of single CTCs and individual cells within CTC clusters, leading us to the observation that cells within clusters display better survival and proliferation in ex vivo cultures compared to single CTCs. Overall, our workflow offers a platform to dissect the characteristics of CTCs at the single cell level, aiming towards the identification of metastasis-relevant pathways and a better understanding of CTC biology.

Here, we present an integrated workflow to identify phenotypic and molecular features that characterize circulating tumor cells (CTCs). We combine live immunostaining and robotic micromanipulation of single and clustered CTCs with single cell-based techniques for downstream analysis and assessment of metastasis-seeding ability.

Micromanipulación de células tumorales circulantes para análisis molecular descendente y evaluación potencial metastásica

Blood-borne metastasis accounts for&#160;most cancer-related deaths and involves circulating tumor cells (CTCs) that are successful in establishing new ...

Pathological Analysis of Lung Metastasis Following Lateral Tail-Vein Injection of Tumor Cells

Metastasis, the primary cause of morbidity and mortality for most cancer patients, can be challenging to model preclinically in mice. Few spontaneous metastasis models are available. Thus, the experimental metastasis model involving tail-vein injection of suitable cell lines is a mainstay of metastasis research. When cancer cells are injected into the lateral tail-vein, the lung is their preferred site of colonization. A potential limitation of this technique is the accurate quantification of the metastatic lung tumor burden. While some investigators count macrometastases of a pre-defined size and/or include micrometastases following sectioning of tissue, others determine the area of metastatic lesions relative to normal tissue area. Both of these quantification methods can be exceedingly difficult when the metastatic burden is high. Herein, we demonstrate an intravenous injection model of lung metastasis followed by an advanced method for quantifying metastatic tumor burden using image analysis software. This process allows for investigation of multiple end-point parameters, including average metastasis size, total number of metastases, and total metastasis area, to provide a comprehensive analysis. Furthermore, this method has been reviewed by a veterinary pathologist board-certified by the American College of Veterinary Pathologists (SEK) to ensure accuracy.

Intravenous injection of cancer cells is often used in metastasis research, but the metastatic tumor burden can be difficult to analyze. Herein, we demonstrate a tail-vein injection model of metastasis and include a novel approach to analyze the resulting metastatic lung tumor burden.

Análisis patológico de metástasis pulmonares después de la inyección lateral de células tumorales en la vena de la cola

Metastasis, the primary cause of morbidity and mortality for most cancer patients, can be challenging to model preclinically in mice. Few spontaneous ...

Using Computer-based Image Analysis to Improve Quantification of Lung Metastasis in the 4T1 Breast Cancer Model

Breast cancer is a devastating malignancy, accounting for 40,000 female deaths and 30% of new female cancer diagnoses in the United States in 2019 alone. The leading cause of breast cancer related deaths is the metastatic burden. Therefore, preclinical models for breast cancer need to analyze metastatic burden to be clinically relevant. The 4T1 breast cancer model provides a spontaneously-metastasizing, quantifiable mouse model for stage IV human breast cancer. However, most 4T1 protocols quantify the metastatic burden by manually counting stained colonies on tissue culture plates. While this is sufficient for tissues with lower metastatic burden, human error in manual counting causes inconsistent and variable results when plates are confluent and difficult to count. This method offers a computer-based solution to human counting error. Here, we evaluate the protocol using the lung, a highly metastatic tissue in the 4T1 model. Images of methylene blue-stained plates are acquired and uploaded for analysis in Fiji-ImageJ. Fiji-ImageJ then determines the percentage of the selected area of the image that is blue, representing the percentage of the plate with metastatic burden. This computer-based approach offers more consistent and expeditious results than manual counting or histopathological evaluation for highly metastatic tissues. The consistency of Fiji-ImageJ results depends on the quality of the image. Slight variations in results between images can occur, thus it is recommended that multiple images are taken and results averaged. Despite its minimal limitations, this method is an improvement to quantifying metastatic burden in the lung by offering consistent and rapid results.

We describe a more consistent and expeditious method to quantify lung metastasis in the 4T1 breast cancer model by using Fiji-ImageJ.

Uso de análisis de imágenes por ordenador para mejorar la cuantificación de la metástasis pulmonar en el modelo de cáncer de mama 4T1

Breast cancer is a devastating malignancy, accounting for 40,000 female deaths and 30% of new female cancer diagnoses in the United States in 2019 alone. ...

Zebrafish Model of Neuroblastoma Metastasis

Zebrafish has emerged as an important animal model to study human diseases, especially cancer. Along with the robust transgenic and genome editing technologies applied in zebrafish modeling, the ease of maintenance, high-yield productivity, and powerful live imaging altogether make the zebrafish a valuable model system to study metastasis and cellular and molecular bases underlying this process in vivo. The first zebrafish neuroblastoma (NB) model of metastasis was developed by overexpressing two oncogenes, MYCN and LMO1, under control of the dopamine-beta-hydroxylase (d&#946;h) promoter. Co-overexpressed MYCN and LMO1 led to the reduced latency and increased penetrance of neuroblastomagenesis, as well as accelerated distant metastasis of tumor cells. This new model reliably reiterates many key features of human metastatic NB, including involvement of clinically relevant and metastasis-associated genetic alterations; natural and spontaneous development of metastasis in vivo; and conserved sites of metastases. Therefore, the zebrafish model possesses unique advantages to dissect the complex process of tumor metastasis in vivo.

This paper introduces the method of developing, characterizing, and tracking in real-time the tumor metastasis in zebrafish model of neuroblastoma, specifically in the transgenic zebrafish line with overexpression of MYCN and LMO1, which develops metastasis spontaneously.

Modelo de pulmón acelular y celular para el estudio de metástasis de Tumor

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