El uso de la pletismografía simplificada de cuerpo entero puede ayudar a arrojar luz sobre la relación entre la función pulmonar y la progresión de la enfermedad en animales de investigación. La principal ventaja de esta técnica es la capacidad de recopilar datos respiratorios de animales no restringidos. Comience con la configuración del sistema conectando la cámara de muestreo a un amplificador puente mediante un conector DIN de ocho pines y el amplificador de puente al dispositivo de adquisición de datos.
Conecte el dispositivo de adquisición de datos a una fuente de alimentación y una computadora con software de análisis de datos fisiológicos. Cuando esté conectado, inicie el software para interactuar con el sistema de adquisición de datos. Descargue el módulo de espirometría opcional en el software y vaya a la pestaña de espirometría para modificar la configuración predeterminada de la unidad de litro por segundo a microlitro por segundo en la ventana de configuración.
Para la calibración del sistema, cree una ventana de cuatro canales dentro del software. En el canal uno, establezca los datos de origen en una frecuencia de muestreo de 4.000 puntos de datos por segundo y un rango de milivoltios. El canal dos será el filtro digital del canal uno utilizando un filtro de ajuste automático de paso alto y un hercio.
Cree el canal tres en la pestaña de suavizado de los datos del canal dos con un promedio de 100 muestras. Y cree el canal cuatro en el flujo de espirometría de los datos del canal tres. A continuación, configure el análisis del panel de datos del canal cuatro con tres columnas.
Para la columna uno, vaya a los datos y comentarios del canal cuatro para acceder al texto completo del comentario. A continuación, configure la columna dos y canalice cuatro datos y mediciones cíclicas para seleccionar la frecuencia cíclica promedio Para los datos de la columna tres y el canal cuatro, seleccione mediciones cíclicas y altura cíclica promedio. Establezca la velocidad de fotogramas en 100 a 1 en la esquina inferior derecha de la pantalla del gráfico y guarde la configuración de la ventana como plantilla para futuros estudios.
Cuando haya terminado, cierre la tapa de la cámara de muestras y conecte una jeringa hermética al gas de 25 microlitros al conector del mamparo del señuelo. Luego coloque la jeringa con un adaptador Chaney para usar el tope de profundidad del adaptador Chaney para aspirar 20 microlitros de aire a la jeringa. A continuación, para poner a cero la pleth en el software, acceda a la pestaña de configuración y seleccione cero todas las entradas antes de iniciar una grabación.
Mientras graba, espere a que una línea de base se estabilice y luego presione y retire rápidamente el émbolo de la jeringa durante 10 repeticiones para replicar la respiración del sujeto con una respiración medida de 20 microlitros. Una vez hecho esto, detenga la grabación haciendo clic derecho en el comienzo de la grabación de pleth numerada y etiquete la identidad de la muestra medida haciendo clic en agregar comentario. Restablezca la jeringa y ponga a cero la entrada, y repita las mediciones de registro de pulsos de 20 microlitros dos veces.
Después de completar todas las mediciones en tres sesiones de grabación, use el mouse de la computadora para seleccionar una porción de la pleth respiratoria que represente con precisión las respiraciones artificiales de 20 microlitros. A continuación, revise los datos de la columna tres para la altura cíclica promedio y calcule el volumen de respiración promedio medido a partir de las tres grabaciones. Abra una plantilla maestra descrita como se describió anteriormente.
A continuación, coloque un ratón C57 negro 6J albino consciente de 4 a 12 semanas en la cámara de muestreo y cierre la tapa. Afloje brevemente la tapa del mamparo del señuelo para igualar la presión atmosférica en la cámara y vuelva a apretar la tapa nuevamente. Observe que el sujeto no se está moviendo activamente dentro de la cámara de muestreo antes de poner a cero todas las entradas e iniciar una grabación.
Etiquete la identidad del sujeto haciendo clic derecho al principio de la grabación de pleth numerada y haciendo clic en agregar comentario. Luego devuelva el mouse a la jaula. Seleccione una porción de la pleth de respiración que represente con precisión la respiración del sujeto.
En el módulo de panel de datos, los datos aparecerán en el encabezado de vista previa, proporcionando una lectura temporal de la frecuencia respiratoria y el volumen de respiración. La vista previa de datos se puede grabar en el panel de datos utilizando el icono Agregar al panel de datos. Continúe midiendo los parámetros de un ratón sujeto de uno en uno y registrando secciones representativas de la pleth de respiración en el panel de datos.
Después de la grabación de datos, exporte los datos del panel de datos a Excel y calcule el volumen minuto. En el uso clínico de la pletismografía de cuerpo entero, la propia temperatura corporal y la temperatura ambiental del sujeto, y la humedad afectan los cálculos complejos de la respiración. En el estudio, una pletismografía simplificada de cuerpo entero o SWBP controla la variación de la temperatura ambiental y la humedad, y se observó que la contribución a la temperatura y la humedad del huésped en sí no afecta significativamente la precisión de las mediciones de aliento de un volumen de calibración de 20 microlitros.
Se investigó el efecto de los anestésicos inhalados en la respiración de los ratones. La respiración de referencia antes de la anestesia y la respiración mientras el ratón se está recuperando de la anestesia se muestran aquí. El tratamiento con el anestésico preferido hizo que los ratones exhibieran una frecuencia respiratoria lenta con un gran volumen corriente de aire.
A medida que los ratones se recuperan de la sedación, la frecuencia respiratoria aumentó y el volumen de respiración disminuyó gradualmente. Del mismo modo, la frecuencia respiratoria aumentó constantemente hasta que la respiración basal se restableció a 2 a 2,5 minutos después de la retirada de la anestesia. El volumen minuto siguió de cerca los efectos de la frecuencia respiratoria alcanzando el volumen minuto basal a los 2,5 minutos después de la retirada de la anestesia.
Los cambios en la respiración durante las infecciones por melioidosis respiratoria se monitorearon en los ratones huéspedes. La frecuencia respiratoria y el aire inspirado total de los ratones disminuyeron rápidamente durante el primer día de infección y se mantuvieron bajos durante el resto del curso de la enfermedad. En contraste, el volumen de respiración no cae abruptamente durante las primeras 24 horas y, en cambio, tiene una disminución constante durante el curso de tres días de la enfermedad.
Estos datos sugieren que el volumen de aliento puede proporcionar una lectura biométrica de la gravedad de la enfermedad respiratoria en ratones. Lo más importante que debe recordar al intentar este procedimiento es esperar hasta que el mouse no se mueva antes de comenzar a grabar. A veces debes tener paciencia mientras un ratón curioso explora la cámara de muestreo.
Esta técnica allanará el camino para explorar cómo los mutantes bacterianos exhiben diferentes efectos sobre la función pulmonar del huésped durante su proceso de enfermedad alterado, y cómo la intervención terapéutica puede acelerar la restauración de la función pulmonar normal en ratones infectados.
