L’utilisation de la pléthysmographie simplifiée du corps entier peut aider à faire la lumière sur la relation entre la fonction pulmonaire et la progression de la maladie chez les animaux de recherche. Le principal avantage de cette technique est la possibilité de collecter des données respiratoires auprès d’animaux non immobilisés. Commencez par la configuration du système en connectant la chambre d’échantillonnage à un amplificateur de pont à l’aide d’un connecteur DIN à huit broches et l’amplificateur de pont au périphérique d’acquisition de données.
Connectez le dispositif d’acquisition de données à une alimentation et à un ordinateur avec un logiciel d’analyse de données physiologiques. Une fois connecté, lancez le logiciel pour qu’il s’interface avec le système d’acquisition de données. Téléchargez le module de spirométrie optionnel dans le logiciel et accédez à l’onglet spirométrie pour modifier les paramètres d’unité par défaut du litre par seconde au microlitre par seconde dans la fenêtre des paramètres.
Pour l’étalonnage du système, créez une fenêtre à quatre canaux dans le logiciel. Dans le premier canal, définissez les données source sur une fréquence d’échantillonnage de 4 000 points de données par seconde et une plage de millivolts. Le canal deux sera le filtre numérique du canal un utilisant un filtre passe-haut, un hertz, à réglage automatique.
Créez le canal trois dans l’onglet lissage des données du canal deux en faisant la moyenne de 100 échantillons. Et créer le canal quatre dans le flux de spirométrie des données du canal trois. Ensuite, configurez l’analyse du bloc de données du canal quatre avec trois colonnes.
Pour la première colonne, accédez aux données et commentaires du canal quatre pour accéder au texte intégral des commentaires. Configurez ensuite les données de la colonne deux et du canal quatre et les mesures cycliques pour sélectionner la fréquence cyclique moyenne Pour les données de la colonne trois et du canal quatre, sélectionnez les mesures cycliques et la hauteur cyclique moyenne. Réglez la fréquence d’images sur 100 à 1 dans le coin inférieur droit de l’affichage du graphique et enregistrez la configuration de la fenêtre en tant que modèle pour les études futures.
Lorsque vous avez terminé, fermez le couvercle de la chambre d’échantillonnage et fixez une seringue étanche aux gaz de 25 microlitres au connecteur de cloison du leurre. Installez ensuite la seringue avec un adaptateur Chaney pour utiliser la butée de profondeur de l’adaptateur Chaney pour aspirer 20 microlitres d’air dans la seringue. Ensuite, pour mettre à zéro le pléth dans le logiciel, accédez à l’onglet de configuration et sélectionnez zéro toutes les entrées avant de commencer un enregistrement.
Pendant l’enregistrement, attendez qu’une ligne de base se stabilise, puis appuyez rapidement et retirez le piston de la seringue pendant 10 répétitions pour reproduire la respiration du sujet avec une respiration mesurée de 20 microlitres. Une fois terminé, arrêtez l’enregistrement en cliquant avec le bouton droit de la souris sur le début de l’enregistrement numéroté et étiquetez l’identité de l’échantillon mesuré en cliquant sur ajouter un commentaire. Réinitialisez la seringue et mettez à zéro l’entrée, puis répétez deux fois les mesures d’enregistrement d’impulsions de 20 microlitres.
Après avoir terminé toutes les mesures en trois sessions d’enregistrement, utilisez la souris de l’ordinateur pour sélectionner une partie de la respiration qui représente avec précision les respirations artificielles de 20 microlitres. Ensuite, passez en revue les données de la troisième colonne pour la hauteur cyclique moyenne et calculez le volume moyen mesuré de l’haleine à partir des trois enregistrements. Ouvrez un modèle principal décrit comme décrit précédemment.
Ensuite, placez une souris noire 6J albinos C57 albinos consciente de 4 à 12 semaines dans la chambre d’échantillonnage et verrouillez le couvercle. Desserrez brièvement le capuchon de cloison du leurre pour égaliser la pression atmosphérique dans la chambre et serrez à nouveau le capuchon. Observez que le sujet ne se déplace pas activement dans la chambre d’échantillonnage avant de mettre à zéro toutes les entrées et de lancer un enregistrement.
Étiquetez l’identité du sujet en cliquant avec le bouton droit de la souris au début de l’enregistrement numéroté et en cliquant sur ajouter un commentaire. Remettez ensuite la souris dans la cage. Sélectionnez une partie de la plénitude respiratoire qui représente avec précision la respiration du sujet.
Dans le module de pavé de données, les données apparaîtront dans l’en-tête d’aperçu fournissant une lecture temporaire de la fréquence respiratoire et du volume de respiration. L’aperçu des données peut être enregistré dans le pavé de données à l’aide de l’icône Ajouter au pavé de données. Continuez à mesurer les paramètres d’une souris sujette un à la fois et enregistrez des sections représentatives du socle respiratoire sur le pavé de données.
Après l’enregistrement des données, exportez les données du pavé de données vers Excel et calculez le volume minute. Dans l’utilisation clinique de la pléthysmographie du corps entier, la température corporelle et la température ambiante du sujet, ainsi que l’humidité affectent les calculs complexes de respiration. Dans l’étude, une pléthysmographie simplifiée du corps entier ou une approche SWBP contrôle la variation de la température et de l’humidité ambiantes, et il a été observé que la contribution à la température et à l’humidité de l’hôte lui-même n’a pas d’impact significatif sur la précision des mesures de l’haleine d’un volume d’étalonnage de 20 microlitres.
L’effet des anesthésiques inhalés sur la respiration des souris a été étudié. La respiration de base avant l’anesthésie et la respiration pendant que la souris se remet de l’anesthésie sont montrées ici. Le traitement avec l’anesthésique préféré a provoqué chez les souris une respiration lente avec un grand volume d’air courant.
Au fur et à mesure que les souris se remettent de la sédation, le rythme respiratoire a augmenté et le volume de la respiration a diminué progressivement. De même, le rythme respiratoire a augmenté régulièrement jusqu’à ce que la respiration de base soit rétablie 2 à 2,5 minutes après le retrait de l’anesthésie. Le volume minute suivait de près les effets de la fréquence respiratoire atteignant le volume minute de base 2,5 minutes après le retrait de l’anesthésie.
Les changements respiratoires au cours des infections respiratoires mélioïdose ont été surveillés chez les souris hôtes. Le rythme respiratoire et l’air total inspiré des souris ont diminué rapidement au cours du premier jour de l’infection et sont restés faibles pour le reste de l’évolution de la maladie. En revanche, le volume de la respiration ne diminue pas fortement au cours des premières 24 heures et a plutôt une diminution constante au cours des trois jours de la maladie.
Ces données suggèrent que le volume respiratoire peut fournir une lecture biométrique de la gravité de la maladie respiratoire chez la souris. La chose la plus importante à retenir lors de la tentative de cette procédure est d’attendre que la souris ne bouge pas avant de commencer l’enregistrement. Parfois, vous devez faire preuve de patience pendant qu’une souris curieuse explore la chambre d’échantillonnage.
Cette technique ouvrira la voie à l’exploration de la façon dont les mutants bactériens présentent différents effets sur la fonction pulmonaire de l’hôte au cours de leur processus pathologique altéré, et comment l’intervention thérapeutique peut accélérer la restauration de la fonction pulmonaire normale chez les souris infectées.
