Este protocolo es uno de los primeros estudios que permite a los científicos realizar entrenamiento de resistencia ajustado a la dosis en ratones similar a cómo se realiza en humanos. La principal ventaja de esta técnica es que permite a los investigadores ajustar con precisión la resistencia contra la que los músculos tibiales anteriores del ratón tienen que trabajar durante el entrenamiento de resistencia. Además, dado que las contracciones musculares están excéntricamente sesgadas, hay una menor probabilidad de lesión muscular inducida por la contracción.
Nuestra técnica de entrenamiento de resistencia ajustada a la dosis se puede incorporar en estudios básicos y preclínicos en ratones para desarrollar intervenciones para la mejora o el mantenimiento de la masa muscular y la fuerza en una amplia gama de enfermedades. El aspecto más desafiante del protocolo es estimular con precisión la rama fibular del nervio ciático, que inerva los músculos tibiales anteriores. Para reducir la estimulación eléctrica imprecisa, ajuste la posición del electrodo y la amplitud de la estimulación hasta que un dinamómetro registre el par máximo de contracción.
Para comenzar, proporcione soporte térmico al mouse utilizando una almohadilla térmica de gel isotérmico y coloque una lámpara de calor 1 metro por encima del mouse. Para preparar la piel para DART o ISOM, retire el pelaje de la extremidad posterior izquierda aplicando una crema depilatoria. Después de 2 minutos, limpie la pierna con toallitas empapadas en agua destilada para eliminar el pelaje y toda la crema residual de la piel.
Desinfecte la piel con una solución de lavado de povidona yodada y etanol al 70%, luego use un hisopo de algodón limpio para aplicar un protector sobre los ojos y la piel depilada para evitar que se seque. A continuación, aplique crema de lidocaína al 5% sobre la tibia para adormecer el área. Pase una aguja hipodérmica estéril de calibre 26 de 1/2 pulgada a través de la parte más ancha de la porción proximal del hueso tibial.
Una vez que el pasador estabilizador esté asegurado, sostenga la aguja con un hemostático estéril y doble la parte de plástico hasta que se rompa, luego coloque el mouse en posición supina. Asegúrese de que el ratón todavía esté conectado de forma segura al cono de la nariz para mantener la anestesia. Con un par de pinzas de punta estéril, alimente el pasador tibial en un clip de cocodrilo de metal, de modo que el extremo del pasador tibial sea sostenido por la pinza de cocodrilo.
Mueva el brazo ajustable de la abrazadera de cocodrilo para asegurarse de que el pie del ratón esté colocado en la placa del dispositivo DART. Sujete el pie del ratón a la placa del dispositivo DART con cinta adhesiva de laboratorio. Asegúrese de que el pie se coloca en un ángulo de 90 grados en relación con el eje largo del hueso tibial del ratón.
Coloque una aguja hipodérmica de calibre 18 de 1.5 = pulgada de largo a través de los orificios previamente perforados en el transportador del dispositivo DART para crear un tope de flexión de la planta, luego apoye la placa del pie en el tope de flexión de la planta. Para optimizar la colocación del electrodo, coloque un electrodo bipolar, transcutáneo y NMES en el aspecto inferolateral de la articulación de la rodilla del ratón. Use un estimulador eléctrico de laboratorio para aplicar pulsos individuales de 1 hertz para estimular la rama fibular del nervio ciático.
Observe el tibial anterior, o el músculo abdominal y el tendón TA, en busca de evidencia de contracciones de contracción provocadas eléctricamente. Ahora, sujete la sutura a la placa del piso del dinamómetro, luego optimice la amplitud de la salida de voltaje del estimulador NMES para que NMES se limite al nervio fibular común y al músculo TA. Para configurar el estimulador para producir trenes de pulsos repetidos, ajuste los diales para la frecuencia de pulso a 125 hercios, la duración del tren a 500 milisegundos y los trenes por segundo a 1.
Encienda el interruptor de palanca para repetir trenes de pulsos. Configure el estimulador para producir trenes de pulsos de 500 milisegundos de duración intercalados con 500 milisegundos de descanso entre trenes de pulsos. Mueva el tope de flexión plantar al orificio en el transportador que corresponde a 160 grados en el eje largo de la tibia.
En DART, para que el músculo TA trabaje concéntricamente, aplique resistencia colgando un peso adecuado, como 5 gramos, con una sutura de seda no elástica atada a la placa del dispositivo DART. Ajusta la resistencia aplicando el 50% de peso del máximo de 1 repetición. Asegúrese de que el pie tire a través de al menos la mitad del rango activo disponible de dorsiflexión.
Realice una sola sesión de entrenamiento DART que implique 1 serie de 10 repeticiones de contracciones concéntricas y 2 minutos de descanso entre las series. Para el entrenamiento ISOM, coloque el pie del ratón a 160 grados con respecto al eje largo de la tibia. Mantenga la posición estática pegando la sutura de seda a la placa del dinamómetro robótico.
Realice una sola sesión de entrenamiento ISOM que involucre 4 series de 10 repeticiones a contracciones isométricas y 2 minutos de descanso entre series. Como cuidado posterior al procedimiento para ratones, tome precauciones para mantener la higiene de la extremidad posterior ejercitada y reducir el dolor en el sitio de la aguja. Los cambios histológicos en el músculo TA se estudiaron después de 3 días de entrenamiento DART o ISOM.
La tinción con hematoxilina y eosina indicó que la extensión del daño muscular fue baja en los grupos DART e ISOM, pero el daño muscular fue ligeramente más obvio en el grupo ISOM. Es importante estimular específicamente las contracciones en los músculos tibiales anteriores y ajustar con precisión la resistencia contra la que estos músculos tienen que trabajar durante el entrenamiento de resistencia ajustado a la dosis. Después de este procedimiento, los investigadores podrán evaluar la tolerancia al ejercicio en forma de susceptibilidad a la fatiga y las lesiones por contracciones musculares repetidas contra la resistencia.
Esta técnica se puede incorporar en una amplia variedad de aplicaciones de investigación básica y preclínica, como estudios en modelos de ratón, de enfermedades neuromusculares como distrofias musculares y modelos de ratón de lesiones deportivas.
