El shock hemorrágico es la principal causa de muerte en niños en el mundo desarrollado. Este estudio brinda la oportunidad de comparar la respuesta a diferentes terapias para el shock hemorrágico. Se trata de un modelo sencillo y altamente reproducible que permite la activación de mecanismos en respuesta a hemorragias graves en un sujeto inmaduro.
En este protocolo, la traducción de los resultados es alta, y con ayuda a identificar mejor la elección de líquidos y reposo para la reanimación en términos de menor efecto adverso. Este modelo permite estudiar el efecto de diferentes fluidos de reanimación y fármacos vasoactivos en diversos sistemas como la microcirculación, la coagulación, el endotelio y el glicocálix. Comience colocando al animal anestesiado en una mesa quirúrgica con una manta caliente.
A continuación, mida la saturación periférica de oxígeno con un sensor enganchado a la oreja del cerdo. Iniciar la monitorización electrocardiográfica continua de tres derivaciones. Inserte un catéter venoso periférico en la vena del oído, desinfectando la piel con al menos tres rondas alternas de povidona yodada o clorhexidina y alcohol de antemano.
A continuación, coloque al animal en decúbito dorsal e inicie inmediatamente la ventilación de la máscara de bolso con una máscara de perro. Para comenzar el procedimiento de intubación endotraqueal, asegúrese de que el equipo y las herramientas quirúrgicas necesarias estén esterilizados y listos para usar. Saque ligeramente la lengua y mantenga la mandíbula abierta con una gasa de amarre colocada detrás de los dientes caninos superiores e inferiores.
Inserte el laringoscopio. Y una vez que la epiglotis sea visible, presiónela hacia arriba, hacia la lengua, con la punta del laringoscopio. Una vez que se visualicen las cuerdas vocales, avance suavemente el tubo con una ligera rotación hacia la tráquea.
Retire el estilete y use una jeringa de cinco mililitros para inflar el brazalete. Para asegurar la colocación correcta del tubo endotraqueal, observe la elevación simétrica del tórax, la saturación adecuada de oxígeno entre el 95 y el 100% y una forma de onda adecuada y una lectura de dióxido de carbono al final de la espiración. Una vez confirmada la intubación, iniciar la ventilación mecánica con una frecuencia respiratoria de 20 respiraciones por minuto.
Volumen de título de ocho mililitros por kilogramo, fracción de oxígeno inspirado del 40% y presión positiva final espiratoria de cuatro centímetros de agua. Ajuste la ventilación para lograr una presión parcial de dióxido de carbono entre 35 y 45 milímetros de mercurio. Mantenga la anestesia profunda durante todo el experimento mediante una infusión continua de fentanilo, propofol y atracurio.
Para preparar el área femoral para el cateterismo vascular, desinfecte el área inguinal con al menos tres rondas alternas de povidona yodada o clorhexidina y alcohol. A continuación, evalúe los vasos femorales con ecografía y utilice la técnica Doppler para distinguir entre la arteria y la vena. Bajo ecografía continua y utilizando la técnica de Seldinger, insertar una aguja de catéter venoso central francés de 5,5 a 7,5 en una de las venas femorales.
Luego perfore la vena y obtenga la sangre. Retire la jeringa e introduzca la guía en la aguja. Cuando la guía esté en su lugar en la vena, retire la guía e introduzca el catéter hasta llegar a la vena.
Inmediatamente después de la colocación del catéter, conéctelo al sistema de transductores para medir la presión venosa central. A continuación, asegúrese de que un electrolito con una tasa de infusión de glucosa de 20 mililitros por hora esté conectado a uno de los puertos de la línea central. Y luego se infunde solución salina de mantenimiento a través del puerto restante para evitar la oclusión del catéter.
A continuación, inserte una aguja de catéter arterial de 4 French en la arteria femoral. A continuación, inserte la guía bajo la guía por ultrasonido y, a continuación, inserte el catéter. Una vez insertado el catéter arterial, conecte el cable arterial del sistema de monitorización del gasto cardíaco y el transductor arterial directamente al puerto del monitor.
Al mismo tiempo, conecte la unidad de medición venosa del monitor al transductor venoso central. A continuación, desinfecte el área del cuello con al menos tres rondas alternas de exfoliante de povidona yodada o clorhexidina y alcohol. Haga una incisión paratraqueal izquierda de 10 centímetros dividiendo una línea entre el manubrio y el ángulo de la mandíbula.
Para exponer la vena yugular externa, diseccione el tejido lateral del músculo esternocleidomastoideo y aísle la vena de la fascia circundante. A continuación, utilice dos suturas de seda no absorbibles enrolladas alrededor de la vena para fijar el vaso antes de la punción. Incide la vena con una aguja de venflón de calibre 18.
Una vez dentro de la vena, retraiga la aguja e inserte el alambre guía a través del tubo de venflón. Retire el tubo de venflón e inserte la funda con el introductor de 5 French sobre el alambre. Una vez insertada la funda, retire tanto el introductor como el alambre.
Inmediatamente después de la inserción, enjuague las vainas con cloruro de sodio al 0,9% para evitar la formación de trombos. A continuación, ate la sutura de seda proximal alrededor de la vaina para asegurarla en su lugar. A continuación, fije el mango de la vaina al músculo esternocleidomastoideo y cierre la piel con grapas.
Para obtener los valores del índice cardíaco, se deben infundir cinco bolos mililitros de solución salina normal al 0,9% a través del catéter venoso central. Por último, registra el promedio de dos medidas consecutivas. Una vez que se alcanza un estado estacionario después de la instrumentación y la recopilación de datos basales, se induce un shock hipovolémico extrayendo 30 mililitros por kilogramo de sangre de la vena yugular durante 30 minutos.
Espere 30 minutos para la estabilización y no haga ningún esfuerzo de reanimación durante este período para emular la demora en la llegada de los equipos médicos de emergencia. Este modelo mostró que una hemorragia controlada producía cambios notables en los parámetros hemodinámicos, así como en la perfusión cerebral y tisular. Después de la retirada de volumen, se observó una taquicardia significativa y una disminución de la presión arterial media, el índice cardíaco, el índice de volumen sistólico, los parámetros de volumen sanguíneo y el flujo sanguíneo arterial carotídeo, mientras que el índice de resistencia vascular sistémica aumentó.
La infusión de albúmina más solución salina hipertónica produjo una expansión de volumen mayor y más prolongada que la solución salina normal o hipertónica sola con diferencias significativas en la frecuencia cardíaca, el índice de volumen sistólico y la variación del pulso de presión. La infusión de líquidos también mostró la ausencia de una caída progresiva después de la expansión del volumen en la presión arterial y el índice de volumen diastólico final global. Los parámetros de perfusión sistémica demostraron un aumento en la concentración de lactato, mientras que la saturación venosa central, el índice de oxigenación cutánea y de los tejidos cerebrales disminuyeron.
La albúmina hipertónica mejoró los parámetros de perfusión con un aumento del flujo sanguíneo carotídeo y del índice de oxigenación del tejido cerebral, y una disminución significativa de los niveles de lactato. Mantenga la anestesia profunda durante todo el experimento para lograr un estado estable antes de la inducción del choque, incluida la temperatura corporal y para mantener un ritmo constante durante la extracción de sangre. El registro y posterior análisis de la microcirculación sublingual es muy interesante para estudiar la diferencia entre macro y microcirculación.
Por otro lado, esta prueba escolástica para evaluar la coagulación es útil para analizar el deterioro inducido por la hemodilución después de la expansión de volumen.
