El trabajo de este manuscrito fue apoyado por el financiamiento al Dr. Neal por el Programa de Proyecto Piloto del Instituto de Medicina Vascular en Hemostasia y Biología Vascular (P3HVB) y la AAST Research Fellowship. Este trabajo es apoyado por los Institutos Nacionales de Salud de los EE.UU. concede 1 R35 GM119526-01 y UM1HL120877-01.

Los ratones se alojaron de acuerdo con las pautas de cuidado de animales de la Universidad de Pittsburgh (Pittsburgh, PA, EE.UU.) y de los Institutos Nacionales de Salud (NIH, Bethesda, MD, EUA) en condiciones libres de patógenos específicos con ciclos de luz y oscuridad de 12 h y libre acceso a Alimentación estándar y agua. Todos los experimentos con animales fueron aprobados y llevados a cabo de acuerdo con las directrices establecidas por el Animal Research and Care Committee en la Universidad de Pittsburgh. 1. Campo quirúrgico y configuración del instrumento <ol><li> Esterilice todos los instrumentos quirúrgicos, sutura, gasa, aplicadores de punta de algodón, tubería y conectores de tubería antes del procedimiento. <ol><li> Esterilizar instrumentos quirúrgicos, sutura, gasa y aplicadores de punta de algodón en un autoclave. Esterilice los conectores de tubería y tubos con óxido de etileno. </li></ol></li><li> Campo quirúrgico <ol><li> Encienda una almohadilla de calefacción de circulación de agua y ajuste a 37 ° C. Coloque un surgiCal azul encima de ella y luego un paño estéril en la parte superior de la almohadilla azul quirúrgica. </li><li> Abra todos los instrumentos esterilizados sobre el paño estéril. Utilice guantes estériles para evitar que se rompa la esterilidad durante este paso. </li><li> Llenar un recipiente de acero inoxidable con etanol al 70% y dejar de lado. Esto se usará para limpiar instrumentos entre animales. </li><li> Encender el esterilizador de microperlas y dejar calentar a 150 ° C. Esto también se utilizará para limpiar instrumentos entre animales. Si realiza la cirugía en más de 5 ratones, asegúrese de cambiar los instrumentos a un nuevo conjunto estéril. </li></ol></li><li> Configuración del Transductor <ol><li> Conecte un transductor estéril, tubería PE-50, dos agujas 23G y macho-macho luer, y una llave de paso de tres vías. 6 </li><li> Calibre y ajuste el transductor según las instrucciones del fabricante. </li></ol></li></ol> 2. Procedimiento quirúrgico de laceración del hígado <ol><li> Inducción y posicionamiento de la anestesia <li> Inyectar pentobarbital de sodio por vía intraperitoneal a una dosis de 70 mg / kg. La anestesia debe tener efecto entre 5-10 min; Evalúe la profundidad de la anestesia con un pellizco del dedo del pie. Si el ratón tiene respuesta a la pinza del dedo del pie, se necesita tiempo adicional o anestesia. Si se necesita anestesia adicional durante el procedimiento, suplemento de pentobarbital de sodio. No administre suplementos en cantidades mayores que 0,05 ml para prevenir la sobredosis. </li><li> Después de que el ratón esté completamente bajo anestesia, coloque el ratón en posición supina sobre una placa quirúrgica. Asegure los cuatro miembros del ratón a la tarjeta con cinta adhesiva. </li><li> Afeitar el abdomen y las inglesas bilaterales con una maquinilla de afeitar. </li><li> Remoje la gasa estéril con betadine y aplíquela en el abdomen y las inglesas bilaterales para la cirugía. Para los experimentos de supervivencia, preparar el abdomen y las ingles con betadina seguido de etanol para un total de tres ciclos de preparación. </li><li> Inserte una sonda de temperatura rectal para monitorear la temperatura central durante todo el procedimiento. Mantener el cLa temperatura del mineral entre 35-37 ° C. </li></ol></li><li> Arteria femoral y venosa <ol><li> Para la instalación de catéter venoso: rellene la tubería PE-10, una aguja de 30 G y una llave de tres vías con solución de lactato de Ringer de una bolsa intravenosa. </li><li> Para el montaje del catéter arterial: llenar el tubo de PE-10 y la aguja 30G con solución salina heparinizada (dilución 1:10 de 1.000 U de heparina). Se requiere heparina-solución salina para prevenir la coagulación. </li><li> Coloque el ratón debajo de un microscopio de disección. </li><li> Haga una incisión longitudinal de 4-5 mm sobre el músculo de la ingle usando tijeras quirúrgicas de Iris. El uso de fórceps Dumont agarra el tejido adiposo conectado al músculo adductor y tire lateralmente para una exposición limpia del haz femoral. No disecar a través del tejido adiposo ya que esto dará lugar a lesión vascular. </li><li> Cuidadosamente disecar el nervio lejos de la arteria y la vena con la pinza Dumont. Hay un cojín de grasa adyacente al nervio. Coge esto con un Dumont forcep anD tirar lateralmente; Esto extrae el nervio de la arteria creando un plano para la disección. Con otros Dumont forcep disección sin rodeos el tejido conectivo entre el nervio y la arteria. <ol><li> No tome el nervio durante esta parte de la disección. </li></ol></li><li> Bucle tres suturas de seda 6-0 alrededor de la arteria y la vena proximal a la femoral profunda despegue. <ol><li> Coloque la sutura 1 de forma más proximal y deje suelta. </li><li> Coloque la sutura 2 más distalmente y ate inmediatamente. </li><li> Coloque la sutura 3 entre la sutura 1 y 2 y deje suelta. </li></ol></li><li> Haga una arteriotomía en la superficie ventral del vaso. Se recomienda el uso de tijeras microvasculares para realizar la arteriotomía para evitar la transección del vaso. </li><li> Inserte el catéter de tres vías en la arteria. Empate inmediatamente la sutura 1 y 2 para asegurar el catéter en su lugar. </li><li> Conecte el catéter de tres vías al transductor y recoja los datos de la presión arterial basal. </li><li> Repita los pasos 2.2.4 a 2.2.6 en la ingle opuesta. Cannular la vena femoral de manera similar a la arteria. Realizar una venotomía en la superficie ventral del vaso seguido de la inserción del catéter. Este catéter puede utilizarse para la administración de fluidos o fármacos. </li></ol></li><li> Laceración del Hígado <ol><li> Pre-pesar un tubo que contiene 0,5 ml de PBS, tres triángulos de absorción, y un barco de pesada por ratón. </li><li> Haga una incisión de laparotomía de la línea media ventral comenzando en el proceso xifoide y extendiéndose caudalmente para permitir la exposición del hígado por completo. </li><li> Inserte un triángulo de absorción en el abdomen contra la pared abdominal derecha. Repita en el lado izquierdo. <ol><li> Asegúrese de que el triángulo de absorción está alejado del hígado para evitar un efecto hemostático después de que el hígado se laceró. </li></ol></li><li> Agarre cuidadosamente el lóbulo medio izquierdo del hígado y lacerar el 75% del lóbulo con tijeras quirúrgicas de Iris. Coloque el laceradoD en un tubo que contenía PBS. </li><li> Cierre la pared abdominal con grapas a través de un aplicador de grapas. Agarre la piel y los músculos y dispare la grapa. Hacer esto tan pronto como sea posible después de la laceración del hígado para evitar la pérdida de sangre fuera del abdomen. En experimentos de supervivencia, el abdomen se cierra en dos capas. Una sutura absorbible corriente para el músculo seguida por una capa de sutura no absorbible para la piel proporciona un cierre adecuado. </li><li> Para los ratones que son para los puntos de supervivencia más de 30 min los catéteres femorales deben ser removidos, la arteria y la vena atada con la sutura 3 de la etapa 2.2.6. Las arcadas bilaterales se cierran entonces en dos capas como se describe en el paso anterior. </li><li> Después de un tiempo específico de interés para la hemorragia (30 min a 72 h), retire las grapas. Retire los triángulos de absorción y póngalos en los correspondientes botes pesados ​​previamente pesados. Use triángulos de absorción adicionales para absorber cualquier sangre no absorbida. </li><li&gt; Pesar filtros de absorción para calcular la pérdida total de sangre. </li></ol></li><li> Cuidados postoperatorios <ol><li> Dejar los ratones que se deben sacrificar a los 30 min en el tablero quirúrgico y bajo supervisión constante y bajo anestesia completa hasta el momento del sacrificio. Los ratones son eutanasiados con una combinación de punción cardiaca y una sobredosis de isoflurano inhalado. </li><li> Coloque los ratones que son para los puntos de tiempo de supervivencia más larga en una jaula de recuperación en la parte superior de una almohadilla de calefacción de circulación de agua. Vigilar constantemente a los ratones durante la recuperación y no dejarlos desatendidos hasta que recuperen la conciencia para mantener la decúbito esternal. Devuelva el ratón a espacio en jaula con otros ratones sólo una vez que se ha recuperado de la anestesia. </li><li> Administrar analgesia postoperatoria con buprenex a 0,1 mg / kg por inyección subcutánea una vez despertado de la anestesia y cada 12 h después de la expiración del sacrificio. </li><li> Permitir a los ratones el libre acceso a los alimentos y el agua después de ser devueltos a suJaulas normales después de la operación. </li><li> En el momento del sacrificio para los ratones de supervivencia, la anestesia se realiza con isoflurano inhalado. Una vez bajo anestesia se recoge sangre a través de una punción cardiaca derecha, la pérdida de sangre se registra como se ha descrito anteriormente y finalmente se asegura la eutanasia con una sobredosis de isoflurano. </li></ol></li></ol>

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	<li>Chang, R., Cardenas, J. C., Wade, C. E., Holcomb, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Advances+in+the+understanding+of+trauma-induced+coagulopathy.">Advances in the understanding of trauma-induced coagulopathy.</a> Blood. 128 (8), 1043-1049 (2016).</li><li>Kutcher, M. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+paradigm+shift+in+trauma+resuscitation:+evaluation+of+evolving+massive+transfusion+practices.">A paradigm shift in trauma resuscitation: evaluation of evolving massive transfusion practices.</a> JAMA surgery. 148 (9), 834-840 (2013).</li><li>Tsukamoto, T., Pape, H. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+Models+for+Trauma+Research.">Animal Models for Trauma Research.</a> Shock. 31 (1), 3-10 (2009).</li><li>Darwiche, S. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pseudofracture:+an+acute+peripheral+tissue+trauma+model.">Pseudofracture: an acute peripheral tissue trauma model.</a> J Vis Exp. (50), (2011).</li><li>Lomas-Niera, J. L., Perl, M., Chung, C. -. S., Ayala, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Shock+and+Hemorrhage:+an+Overview+of+Animal+Models.">Shock and Hemorrhage: an Overview of Animal Models.</a> Shock. 24, 33-39 (2005).</li><li>Kohut, L. K., Darwiche, S. S., Brumfield, J. M., Frank, A. M., Billiar, T. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fixed+volume+or+fixed+pressure:+a+murine+model+of+hemorrhagic+shock.">Fixed volume or fixed pressure: a murine model of hemorrhagic shock.</a> J Vis Exp. (52), (2011).</li><li>Matsuoka, T., Hildreth, J., Wisner, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Liver+injury+as+a+model+of+uncontrolled+hemorrhagic+shock:+resuscitation+with+different+hypertonic+regimens.">Liver injury as a model of uncontrolled hemorrhagic shock: resuscitation with different hypertonic regimens.</a> J Trauma. 39 (4), 674-680 (1995).</li><li>Komachi, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adhesive+and+Robust+Multilayered+Poly(lactic+acid)+Nanosheets+for+Hemostatic+Dressing+in+Liver+Injury+Model.">Adhesive and Robust Multilayered Poly(lactic acid) Nanosheets for Hemostatic Dressing in Liver Injury Model.</a> J. Biomed. Mater. Res. Part B Appl. Biomater. , (2016).</li><li>Orfanos, N. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effects+of+antioxidants+on+a+porcine+model+of+liver+hemorrhage.">The effects of antioxidants on a porcine model of liver hemorrhage.</a> J Trauma Acute Care Surg. 80 (6), 964-971 (2016).</li><li>Morgan, C. E., Prakash, V. S., Vercammen, J. M., Pritts, T., Kibbe, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+and+validation+of+4+different+rat+models+of+uncontrolled+hemorrhage.">Development and validation of 4 different rat models of uncontrolled hemorrhage.</a> JAMA Surgery. 150 (4), 316-324 (2015).</li><li>Rosselli, D. D., Brainard, B. M., Schmiedt, C. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Efficacy+of+a+topical+bovine-derived+thrombin+solution+as+a+hemostatic+agent+in+a+rodent+model+of+hepatic+injury.">Efficacy of a topical bovine-derived thrombin solution as a hemostatic agent in a rodent model of hepatic injury.</a> Can J Vet Res. 14 (14), 303-308 (2015).</li><li>Sheppard, F. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+a+Nonhuman+Primate+(Rhesus+Macaque)+Model+of+Uncontrolled+Traumatic+Liver+Hemorrhage.">Development of a Nonhuman Primate (Rhesus Macaque) Model of Uncontrolled Traumatic Liver Hemorrhage.</a> Shock. 44, 114-122 (2015).</li><li>Nemzek-Hamlin, J. A., Hwang, H., Hampel, J. A., Yu, B., Raghavendran, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+a+murine+model+of+blunt+hepatic+trauma.">Development of a murine model of blunt hepatic trauma.</a> Comp Med. 63 (5), 398-408 (2013).</li><li>Vogel, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Platelet-derived+HMGB1+is+a+critical+mediator+of+thrombosis.">Platelet-derived HMGB1 is a critical mediator of thrombosis.</a> J Clin Invest. 125 (12), (2015).</li><li>Modery-Pawlowski, C. L., Tian, L. L., Ravikumar, M., Wong, T. L., Sen Gupta, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vitro+and+in+vivo+hemostatic+capabilities+of+a+functionally+integrated+platelet-mimetic+liposomal+nanoconstruct.">In vitro and in vivo hemostatic capabilities of a functionally integrated platelet-mimetic liposomal nanoconstruct.</a> Biomaterials. 34 (12), 3031-3041 (2013).</li></ol>

Los autores no tienen intereses financieros que compitan para declarar.

El modelo de laceración de hígado murino descrito aquí proporciona un modelo fiable y consistente de hemorragia no controlada. Este modelo es sencillo de realizar, pero hay pasos importantes que requieren consideración meticulosa. La parte más difícil técnicamente del modelo es la canulación de los vasos femorales para la monitorización hemodinámica y la administración de fluidos / fármacos. Se debe tener cuidado durante la disección del nervio y la arteriotomía / venotomía. Es importante no tocar el nerv...

El trauma es la principal causa de muerte y discapacidad entre los jóvenes de todo el mundo. 1 La hemorragia incontrolada sigue siendo una de las principales causas de mortalidad entre los pacientes traumatizados gravemente heridos. 2 El tratamiento del paciente con trauma hemorrágico es doble: control de la hemorragia quirúrgica y reanimación y reemplazo de sangre perdida. Los modelos animales de choque hemorrágico han sido la piedra angular en la investigación de trauma y pueden ser utilizados en la evaluación de la fisiopatología y el tratamiento del shock traumático / hemorrágico. 3 , 4 El shock en los modelos animales puede lograrse ampliamente por dos métodos: hemorragia controlada y hemorragia incontrolada. 5 , 6 La hemorragia controlada se realiza mediante la extirpación de un volumen fijo de sangre o por extracción de sangre para lograr una determinada presión sanguínea (presión fija). Mientras que laAlgunos modelos son útiles en la evaluación de los mecanismos y alteraciones inmunitarias en el choque hemorrágico, no son aplicables a la prueba de agentes hemostáticos y no imitan el escenario clínico de hemorragia tras un traumatismo. En este sentido, se buscó desarrollar un modelo de hemorragia incontrolada que nos permitiera probar los cambios hemostáticos y los agentes procoagulantes en un modelo murino. El hígado es una opción atractiva para la hemorragia incontrolada en parte debido a la doble fuente de sangre al hígado y es uno de los órganos intrabdominal más comúnmente lesionados en el trauma romo y penetrante. Dada la alta relevancia clínica, el hígado se ha utilizado como modelo de hemorragia incontrolada, más comúnmente en modelos de ratas y porcinos, pero recientemente también en primates. 7 , 8 , 9 , 10 , 11 , 12 </suLos modelos murinos también han incorporado lesiones hepáticas, como un modelo de aplastamiento o un traumatismo cerrado; Sin embargo, estos modelos no resultan en choque hemorrágico secundario a la lesión hepática. 13 , 14 Los modelos de hemorragia hepática no controlada por ratas y porcinos, aunque valiosos en la observación de prácticas de reanimación y monitorización hemodinámica, son menos ventajosos que un modelo murino por diversas razones, tales como el costo, el número de animales utilizados y lo importante es la falta relativa de líneas transgénicas disponibles para el análisis De señalización celular y molecular específica. El presente modelo murino comparte similitudes importantes con los modelos de hemorragia hepática existentes, incluyendo la laceración estandarizada del hígado, la cuantificación de la pérdida de sangre, el monitoreo hemodinámico y la capacidad para realizar el análisis de supervivencia. Muchos modelos existentes sólo incorporan algunos de estos aspectos mientras que nuestro modelo fue desarrollado para medir muchas de las variaciones fisiológicasBles simultáneamente y en ratones múltiples. Además, el desarrollo de un modelo murino abre la puerta a investigaciones más allá de la reanimación ya mecanismos fisiopatológicos más grandes en hemorragia incontrolada con el potencial de un modelo rentable y de alto rendimiento usando técnicas moleculares avanzadas.

<table><tbody><tr><td>SS/45 dumonts</td><td>Fine Science Tools</td><td>11203-25</td><td></td></tr><tr><td>surgical scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>14068-12</td><td></td></tr><tr><td>hemostats</td><td>Fine Science Tools</td><td>13009-12</td><td></td></tr><tr><td>microscissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>15000-08</td><td></td></tr><tr><td>0.8 mm curved forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11009-13</td><td></td></tr><tr><td>suture reel 6-0</td><td>Fine Science Tools</td><td>18020-60</td><td></td></tr><tr><td>suture 4-0 silk w/ needle</td><td>Owens Minor</td><td>K188H</td><td></td></tr><tr><td>gauze 4 x 4</td><td>can be purchased through any global vendor</td><td></td><td></td></tr><tr><td>cotton-tip applicator</td><td>can be purchased through any global vendor</td><td></td><td></td></tr><tr><td>30 G needle</td><td>can be purchased through any global vendor</td><td></td><td></td></tr><tr><td>23 G needle</td><td>can be purchased through any global vendor</td><td></td><td></td></tr><tr><td>10 cc syringe</td><td>can be purchased through any global vendor</td><td></td><td></td></tr><tr><td>50 cc conical tube</td><td>can be purchased through any global vendor</td><td></td><td></td></tr><tr><td>1 cc syringe w/ 25G needle</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-826-88</td><td></td></tr><tr><td>Polyethylene 10 tubing 100`(PE-10)</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-170-12P</td><td></td></tr><tr><td>Polyethylene 50 tubing 100`(PE-50)</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-170-12B</td><td></td></tr><tr><td>3-way stopcock</td><td>Fisher Scientific</td><td>NC9779127</td><td></td></tr><tr><td>surgical blue pad</td><td>Fisher Scientific</td><td>50-7105</td><td></td></tr><tr><td>Sterile Field dressings</td><td>Fisher Scientific</td><td>NC9517505</td><td></td></tr><tr><td>tape rolls 1&quot;</td><td>Corporate Express</td><td>MMM26001</td><td></td></tr><tr><td>straight side wide mouth jars</td><td>VWR</td><td>159000-058</td><td></td></tr><tr><td>stainless steel tray 8&quot; x 11&quot;</td><td>VWR</td><td>62687-049</td><td></td></tr><tr><td>male-male leur lock 3-way</td><td>VWR</td><td>20068-909</td><td></td></tr><tr><td>sterilization pouch 3&quot; x 8&quot;</td><td>VWR</td><td>24008</td><td></td></tr><tr><td>sterilization pouch 5&quot; x 10&quot;</td><td>VWR</td><td>24010</td><td></td></tr><tr><td>absorption triangles</td><td>Fine Science Tools</td><td>18105-03</td><td></td></tr><tr><td>7 mm wound clip applier</td><td>Fisher Scientific</td><td>E0522687</td><td></td></tr><tr><td>1,000 7 mm wound clips</td><td>Fisher Scientific</td><td>E0522687</td><td></td></tr><tr><td>betadine (4 oz)</td><td>can be purchased through any global vendor</td><td></td><td></td></tr><tr><td>sterile gloves</td><td>can be purchased through any global vendor</td><td></td><td></td></tr><tr><td>eppendorfs&amp;nbsp;</td><td>can be purchased through any global vendor</td><td></td><td></td></tr><tr><td>1/2 cc Lo-Dose insulin syringe</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-826-79</td><td></td></tr><tr><td>small weigh boat</td><td>can be purchased through any global vendor</td><td></td><td></td></tr><tr><td>lactated ringers</td><td>can be purchased through any global vendor</td><td></td><td></td></tr><tr><td>hepranized saline solution (.1 &amp;microL; hep + 9.9 &amp;microL; NaCl)</td><td>can be purchased through any global vendor</td><td></td><td></td></tr><tr><td>phosphate buffered saline&amp;nbsp;</td><td>can be purchased through any global vendor</td><td></td><td></td></tr><tr><td>pentobarbital&amp;nbsp;</td><td>can be purchased through any global vendor</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Wild M650 microscope w/ boom stand</td><td>Leica</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Digi-Med BPA-400 analyzer &amp;amp; systems integrator</td><td>Micro-Med</td><td>SYS-400</td><td></td></tr><tr><td>TXD-310 (Digi-Med Transducer)&amp;nbsp;</td><td>Micro-Med</td><td>TXD-300</td><td></td></tr><tr><td>Computer</td><td>Dell</td><td></td><td></td></tr><tr><td>microbead instrument sterilizer</td><td>VWR</td><td>11156-002</td><td></td></tr><tr><td>Oster A5 clippers w. size 40 blade</td><td>VWR</td><td>10749-020</td><td></td></tr><tr><td>circulating heating pad 18 x 26</td><td>Harvard</td><td>py872-5272</td><td></td></tr><tr><td>rectal thermometer</td><td>Kent Scientific</td><td>RET-3</td><td></td></tr></tbody></table>

uncontrolled hemorrhagic shock modeled via liver laceration in mice with real time hemodynamic monitoring

La hemorragia no controlada es una causa importante de muertes evitables entre los pacientes traumatizados. Hemos desarrollado un modelo murino de hemorragia no controlada a través de una laceración hepática que da como resultado pérdida de sangre consistente, alteraciones hemodinámicas y supervivencia. Los ratones se someten a una resección normalizada del lóbulo medio izquierdo del hígado. Se les permite sangrar sin intervención mecánica. Los agentes hemostáticos se pueden administrar como terapia de pretratamiento o de rescate dependiendo del interés del investigador. Durante el tiempo de la hemorragia, se realiza monitorización hemodinámica en tiempo real a través de una línea arterial femoral izquierda. Luego se sacrifican los ratones, se cuantifica la pérdida de sangre, se recoge sangre para un análisis posterior y se recogen los órganos para el análisis de la lesión. El diseño experimental se describe para permitir la prueba simultánea de múltiples animales. Existe hemorragia hepática como modelo de hemorragia incontroladaN en la literatura, principalmente en modelos de ratas y porcinos. Algunos de estos modelos utilizan la monitorización hemodinámica o cuantifican la pérdida de sangre pero carecen de consistencia. El presente modelo incorpora la cuantificación de la pérdida de sangre, monitoreo hemodinámico en tiempo real en un modelo murino que ofrece la ventaja de usar líneas transgénicas y un mecanismo de alto rendimiento para investigar más a fondo los mecanismos fisiopatológicos en la hemorragia no controlada.

El modelo de laceración hepática produce una pérdida de sangre reproducible y consistente en ratones. La Figura 1A demuestra el peso consistente del hígado lacerado que se puede obtener con una desviación estándar de sólo 0,02 g. Esta consistencia en el peso del hígado lacerado permite la capacidad de reproducir el modelo entre los ratones y en diferentes configuraciones experimentales tales como diferentes protocolos de resucitación. Además, el peso reproducib...

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Uncontrolled Hemorrhagic Shock Modeled via Liver Laceration in Mice with Real Time Hemodynamic Monitoring

La hemorragia incontrolada, una importante causa de mortalidad entre los pacientes con traumatismo, puede ser modelada usando una laceración hepática estándar en un modelo murino. Este modelo resulta en pérdida de sangre consistente, supervivencia, y permite la prueba de agentes hemostáticos. Este artículo proporciona el proceso paso a paso para realizar este valioso modelo.

El shock hemorrágico no controlado se modela a través de la laceración hepática en ratones con monitorización hemodinámica en tiempo real

Uncontrolled hemorrhage is an important cause of preventable deaths among trauma patients. We have developed a murine model of uncontrolled hemorrhage via ...

uncontrolled-hemorrhagic-shock-modeled-via-liver-laceration-mice-with

Research

JoVE Journal

Medicine

8.5K vistas.  University of Pittsburgh.  La hemorragia incontrolada, una importante causa de mortalidad entre los pacientes con traumatismo, puede ser modelada usando una laceración hepática estándar en un modelo murino. Este modelo resulta en pérdida de sangre consistente, supervivencia, y permite la prueba de agentes hemostáticos. Este artículo proporciona el proceso paso a paso para realizar este valioso modelo. 

Video: Uncontrolled Hemorrhagic Shock Modeled via Liver Laceration in Mice with Real Time Hemodynamic Monitoring

Fixed Volume or Fixed Pressure: A Murine Model of Hemorrhagic Shock

It is common knowledge that severe blood loss and traumatic injury can lead to a cascade of detrimental signaling events often resulting in mortality. 1, 2, 3, 4, 5 These signaling events can also lead to sepsis and/or multiple organ dysfunction (MOD). 6, 7, 8, 9 It is critical then to investigate the causes of suppressed immune function and detrimental signaling cascades in order to develop more effective ways to help patients who suffer from traumatic injuries. 10 This fixed pressure Hemorrhagic Shock (HS) procedure, although technically challenging, is an excellent resource for investigation of these pathophysiologic conditions. 11, 12, 13 Advances in the assessment of biological systems, i.e. Systems Biology have enabled the scientific community to further understand complex physiologic networks and cellular communication patterns. 14 Hemorrhagic Shock has proven to be a vital tool for unveiling these cellular communication patterns as they relate to immune function. 15, 16, 17, 18 This procedure can be mastered! This procedure can also be used as either a fixed volume or fixed pressure approach. We adapted this technique in the murine model to enhance research in innate and adaptive immune function. 19, 20, 21 Due to their small size HS in mice presents unique challenges. However due to the many available mouse strains, this species represents an unparalleled resource for the study of the biologic responses. The HS model is an important model for studying cellular communication patterns and the responses of systems such as hormonal and inflammatory mediator systems, and danger signals, i.e. DAMP and PAMP upregulation as it elicits distinct responses that differ from other forms of shock. 22, 23, 24, 25 The development of transgenic murine strains and the induction of biologic agents to inhibit specific signaling have presented valuable opportunities to further elucidate our understanding of the up and down regulation of signal transduction after severe blood loss, i.e. HS and trauma 26, 27, 28, 29, 30. 
There are numerous resuscitation methods (R) in association with HS and trauma. 31, 32, 33, 34 A fixed volume resuscitation method of solely lactated ringer solution (LR), equal to three times the shed blood volume, is used in this model to study endogenous mechanisms such as remote organ injury and systemic inflammation. 35, 36, 38 This method of resuscitation is proven to be effective in evaluating the effects of HS and trauma 38, 39.

The Hemorrhagic Shock model has been a reliable and reproducible resource facilitating the identification and understanding of signaling cascades associated with inflammation and end-organ damage after trauma. This article provides a step-by-step description of surgical and mechanical aspects associated with the Hemorrhagic Shock experimental procedure in mice.

Volumen fijo o fijado a presión: un modelo murino de shock hemorrágico

It is common knowledge that severe blood loss and traumatic injury can lead to a cascade of detrimental signaling events often resulting in mortality. 1, ...

Investigación

Medicina

Controlled Cervical Laceration Injury in Mice

Use of genetically modified mice enhances our understanding of molecular mechanisms underlying several neurological disorders such as a spinal cord injury (SCI). Freehand manual control used to produce a laceration model of SCI creates inconsistent injuries often associated with a crush or contusion component and, therefore, a novel technique was developed. Our model of cervical laceration SCI has resolved inherent difficulties with the freehand method by incorporating 1) cervical vertebral stabilization by vertebral facet fixation, 2) enhanced spinal cord exposure, and 3) creation of a reproducible laceration of the spinal cord using an oscillating blade with an accuracy of &plusmn;0.01 mm in depth without associated contusion. Compared to the standard methods of creating a SCI laceration such as freehand use of a scalpel or scissors, our method has produced a consistent lesion. This method is useful for studies on axonal regeneration of corticospinal, rubrospinal, and dorsal ascending tracts.

A novel technique to create a reproducible in vivo model of cervical spinal cord laceration injury in the mouse is described. This technique is based on spine stabilization by fixation of the cervical facets and laceration of the spinal cord using an oscillating blade with an accuracy of &plusmn;0.01 mm.

Controlado lesiones laceración cervical en ratones

Use of genetically modified mice enhances our  understanding of molecular mechanisms underlying several neurological disorders  such as a spinal cord ...

A Murine Model of Subarachnoid Hemorrhage

In this video publication a standardized mouse model of subarachnoid hemorrhage (SAH) is presented. Bleeding is induced by endovascular Circle of Willis perforation (CWp) and proven by intracranial pressure (ICP) monitoring. Thereby a homogenous blood distribution in subarachnoid spaces surrounding the arterial circulation and cerebellar fissures is achieved. Animal physiology is maintained by intubation, mechanical ventilation, and continuous on-line monitoring of various physiological and cardiovascular parameters: body temperature, systemic blood pressure, heart rate, and hemoglobin saturation. Thereby the cerebral perfusion pressure can be tightly monitored resulting in a less variable volume of extravasated blood. This allows a better standardization of endovascular filament perforation in mice and makes the whole model highly reproducible. Thus it is readily available for pharmacological and pathophysiological studies in wild type and genetically altered mice.

A standardized mouse model of subarachnoid hemorrhage by intraluminal Circle of Willis perforation is described. Vessel perforation and subarachnoid bleeding are monitored by intracranial pressure monitoring. In addition various vital parameters are recorded and controlled to maintain physiologic conditions.

Un modelo murino de hemorragia subaracnoidea

In this video publication a standardized mouse model of subarachnoid  hemorrhage (SAH) is presented. Bleeding is induced by endovascular Circle of  Willis ...

Monitoring of Systemic and Hepatic Hemodynamic Parameters in Mice

The use of mouse models in experimental research is of enormous importance for the study of hepatic physiology and pathophysiological disturbances. However, due to the small size of the mouse, technical details of the intraoperative monitoring procedure suitable for the mouse were rarely described. Previously we have reported a monitoring procedure to obtain hemodynamic parameters for rats. Now, we adapted the procedure to acquire systemic and hepatic hemodynamic parameters in mice, a species ten-fold smaller than rats. This film demonstrates the instrumentation of the animals as well as the data acquisition process needed to assess systemic and hepatic hemodynamics in mice. Vital parameters, including body temperature, respiratory&#160;rate&#160;and heart&#160;rate were recorded throughout the whole procedure. Systemic hemodynamic parameters consist of carotid artery pressure (CAP) and central venous pressure (CVP). Hepatic perfusion parameters include portal vein pressure (PVP), portal flow rate as well as the flow rate of the common hepatic artery (table 1). Instrumentation and data acquisition to record the normal values was completed within 1.5 h. Systemic and hepatic hemodynamic parameters remained within normal ranges during this procedure.
This procedure is challenging but feasible. We have already applied this procedure to assess hepatic hemodynamics in normal mice as well as during 70% partial hepatectomy and in liver lobe clamping experiments. Mean PVP after resection (n= 20), was 11.41&#177;2.94 cmH2O which was significantly higher (P&#60;0.05) than before resection (6.87&#177;2.39 cmH2O). The results of liver lobe clamping experiment indicated that this monitoring procedure is sensitive and suitable for detecting small changes in portal pressure and portal flow rate. In conclusion, this procedure is reliable in the hands of an experienced micro-surgeon but should be limited to experiments where mice are absolutely needed.

This film demonstrates how to acquire systemic and hepatic hemodynamics in mice. The whole monitoring includes acquisition of vital parameters, systemic blood pressure, central venous pressure, common hepatic artery flow rate, and portal vein pressure as well as the portal flow rate in mice.

Monitoreo de Parámetros sistémicos y hemodinámicos hepática en ratones

The use of mouse models in experimental research is of enormous importance for the study of hepatic physiology and pathophysiological disturbances. ...

Noninvasive and Invasive Renal Hypoxia Monitoring in a Porcine Model of Hemorrhagic Shock

Up to 50% of patients with trauma develop acute kidney injury (AKI), in part due to poor renal perfusion after severe blood loss. AKI is currently diagnosed based on a change in serum creatinine concentration from baseline or prolonged periods of decreased urine output. Unfortunately, baseline serum creatinine concentration data is unavailable in most patients with trauma, and current estimation methods are inaccurate. In addition, serum creatinine concentration may not change until 24-48 h after the injury. Lastly, oliguria must persist for a minimum of 6 h to diagnose AKI, making it impractical for early diagnosis. AKI diagnostic approaches available today are not useful for predicting risk during the resuscitation of patients with trauma. Studies suggest that urinary partial pressure of oxygen (PuO2) may be useful for assessing renal hypoxia. A monitor that connects the urinary catheter and the urine collection bag was developed to measure PuO2 noninvasively. The device incorporates an optical oxygen sensor that estimates PuO2 based on luminescence quenching principles. In addition, the device measures urinary flow and temperature, the latter to adjust for confounding effects of temperature changes. Urinary flow is measured to compensate for the effects of oxygen ingress during periods of low urine flow. This article describes a porcine model of hemorrhagic shock to study the relationship between noninvasive PuO2, renal hypoxia, and AKI development. A key element of the model is the ultrasound-guided surgical placement in the renal medulla of an oxygen probe, which is based on an unsheathed optical microfiber. PuO2 will also be measured in the bladder and compared to the kidney and noninvasive PuO2 measurements. This model can be used to test PuO2 as an early marker of AKI and assess PuO2 as a resuscitative endpoint after hemorrhage that is indicative of end-organ rather than systemic oxygenation.

Presented here is a protocol to measure renal oxygenation in the medulla and noninvasive urine oxygen partial pressure in a hemorrhagic shock porcine model to establish urine oxygen partial pressure as an early indicator of acute kidney injury (AKI) and a novel resuscitative endpoint.

Monitorización no invasiva e invasiva de la hipoxia renal en un modelo porcino de shock hemorrágico

Up to 50% of patients with trauma develop acute kidney injury (AKI), in part due to poor renal perfusion after severe blood loss. AKI is currently ...

Bioingeniería

Complete and Partial Aortic Occlusion for the Treatment of Hemorrhagic Shock in Swine

Hemorrhage remains the leading cause of preventable deaths in trauma. Endovascular management of non-compressible torso hemorrhage has been at the forefront of trauma care in recent years. Since complete aortic occlusion presents serious concerns, the concept of partial aortic occlusion has gained a growing attention. Here, we present a large animal model of hemorrhagic shock to investigate the effects of a novel partial aortic balloon occlusion catheter and compare it with a catheter that works on the principles of complete aortic occlusion. Swine are anesthetized and instrumented in order to conduct controlled fixed-volume hemorrhage, and hemodynamic and physiological parameters are monitored. Following hemorrhage, aortic balloon occlusion catheters are inserted and inflated in the supraceliac aorta for 60 min, during which the animals receive whole-blood resuscitation as 20% of the total blood volume (TBV). Following balloon deflation, the animals are monitored in a critical care setting for 4 h, during which they receive fluid resuscitation and vasopressors as needed. The partial aortic balloon occlusion demonstrated improved distal mean arterial pressures (MAPs) during the balloon inflation, decreased markers of ischemia, and decreased fluid resuscitation and vasopressor use. As swine physiology and homeostatic responses following hemorrhage have been well-documented and are like those in humans, a swine hemorrhagic shock model can be used to test various treatment strategies. In addition to treating hemorrhage, aortic balloon occlusion catheters have become popular for their role in cardiac arrest, cardiac and vascular surgery, and other high-risk elective surgical procedures.

Here, we present a protocol demonstrating a hemorrhagic shock model in swine that uses aortic occlusion as a bridge to definitive care in trauma. This model has application in testing a wide range of surgical and pharmacological therapeutic strategies.

Completa y parcial obstrucción aórtica para el tratamiento del choque hemorrágico en cerdos

Hemorrhage remains the leading cause of preventable deaths in trauma. Endovascular management of non-compressible torso hemorrhage has been at the ...

Standardized Hemorrhagic Shock Induction Guided by Cerebral Oximetry and Extended Hemodynamic Monitoring in Pigs

Hemorrhagic shock ranks among the main reasons for severe injury-related death. The loss of circulatory volume and oxygen carriers can lead to an insufficient oxygen supply and irreversible organ failure. The brain exerts only limited compensation capacities and is particularly at high risk of severe hypoxic damage.This article demonstrates the reproducible induction of life-threatening hemorrhagic shock in a porcine model by means of calculated blood withdrawal. We titrate shock induction guided by near-infrared spectroscopy&#160;and extended hemodynamic monitoring to display systemic circulatory failure, as well as cerebral microcirculatory oxygen depletion. In comparison to similar models that primarily focus on predefined removal volumes for shock induction, this approach highlights a titration by means of the resulting failure of macro- and microcirculation.

Hemorrhagic shock is a severe complication in seriously injured patients, which leads to life-threatening oxygen undersupply. We present a standardized method to induce hemorrhagic shock via blood withdrawal in pigs that is guided by hemodynamics and microcirculatory cerebral oxygenation.

Inducción de choque hemorrágico estandarizada guiada por oximetría cerebral y monitoreo hemodinámico extendido en cerdos

Hemorrhagic shock ranks among the main reasons for severe injury-related death. The loss of circulatory volume and oxygen carriers can lead to an ...

Description of a Swine Infant Model of Volume-Controlled Hemorrhagic Shock

Hemorrhagic shock is a leading cause of morbidity and mortality in pediatric patients. Interpretation of the clinical indicators validated in adults to guide resuscitation and comparison between different therapies is difficult in children due to the inherent heterogeneity of this population. As a result, compared to adults, appropriate management of pediatric hemorrhagic shock is still not well established. In addition, the scarcity of pediatric patients with hemorrhagic shock precludes the development of clinically relevant studies. For this reason, an experimental pediatric animal model is necessary to study the effects of hemorrhage in children as well as their response to different therapies. We present an infant animal model of volume-controlled hemorrhagic shock in anesthetized young pigs. Hemorrhage is induced by withdrawing a previously calculated blood volume, and the pig is subsequently monitored and resuscitated with different therapies. Here, we describe a precise and highly reproducible model of hemorrhagic shock in immature swine. The model yields hemodynamic data that characterizes compensatory mechanisms that are activated in response to severe hemorrhage.

This article aims to provide researchers with a detailed and accessible guide to set up an infant porcine model of hemorrhagic shock.

Descripción de un modelo de lactante porcino de shock hemorrágico controlado por volumen

Hemorrhagic shock is a leading cause of morbidity and mortality in pediatric patients. Interpretation of the clinical indicators validated in adults to ...

Canulación vascular con inducción de shock hemorrágico en ratas

Developing a Clinically Relevant Hemorrhagic Shock Model in Rats

Over the recent decades, the development of animal models allowed us to better understand various pathologies and identify new treatments. Hemorrhagic shock, i.e., organ failure due to rapid loss of a large volume of blood, is associated with a highly complex pathophysiology involving several pathways. Numerous existing animal models of hemorrhagic shock strive to replicate what happens in humans, but these models have limits in terms of clinical relevance, reproducibility, or standardization. The aim of this study was to refine these models to develop a new model of hemorrhagic shock. Briefly, hemorrhagic shock was induced in male Wistar Han rats (11-13 weeks old) by a controlled exsanguination responsible for a drop in the mean arterial pressure. The next phase of 75 min was to maintain a low mean arterial blood pressure, between 32 mmHg and 38 mmHg, to trigger the pathophysiological pathways of hemorrhagic shock. The final phase of the protocol mimicked patient care with an administration of intravenous fluids, Ringer Lactate solution, to elevate the blood pressure. Lactate and behavioral scores were assessed 16 h after the protocol started, while hemodynamics parameters and plasmatic markers were evaluated 24 h after injury. Twenty-four hours post-hemorrhagic shock induction, the mean arterial and diastolic blood pressure were decreased in the hemorrhagic shock group (p&#160;&#60; 0.05). Heart rate and systolic blood pressure remained unchanged. All organ damage markers were increased with the hemorrhagic shock (p &#60; 0.05). The lactatemia and behavioral scores were increased compared to the sham group (p &#60; 0.05). In conclusion, we demonstrated that the protocol described here is a relevant model of hemorrhagic shock that can be used in subsequent studies, particularly to evaluate the therapeutic potential of new molecules.

Autor destacado: Desarrollo de estrategias terapéuticas innovadoras para la investigación del shock hemorrágico

Hemorrhagic shock kills 1.9 million people worldwide every year. Small animals are frequently used as hemorrhagic shock models but are associated with issues of standardization, reproducibility, and clinical significance, thus limiting their relevance. This article describes developing a new clinically relevant hemorrhagic shock model in rats.

Desarrollo de un modelo de shock hemorrágico clínicamente relevante en ratas

Over the recent decades, the development of animal models allowed us to better understand various pathologies and identify new treatments. Hemorrhagic ...

El shock hemorrágico no controlado se modela a través de la laceración hepática en ratones con monitorización hemodinámica en tiempo real

Resumen

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Capítulos en este video

Volumen fijo o fijado a presión: un modelo murino de shock hemorrágico

Controlado lesiones laceración cervical en ratones

Un modelo murino de hemorragia subaracnoidea

Monitoreo de Parámetros sistémicos y hemodinámicos hepática en ratones

Monitorización no invasiva e invasiva de la hipoxia renal en un modelo porcino de shock hemorrágico

Completa y parcial obstrucción aórtica para el tratamiento del choque hemorrágico en cerdos

Inducción de choque hemorrágico estandarizada guiada por oximetría cerebral y monitoreo hemodinámico extendido en cerdos

Descripción de un modelo de lactante porcino de shock hemorrágico controlado por volumen

Desarrollo de un modelo de shock hemorrágico clínicamente relevante en ratas

Desarrollo de un modelo de shock hemorrágico clínicamente relevante en ratas