Este trabajo fue apoyado por el #I01 BX000760 de Revisión de Méritos de VA (RFK) de los Estados Unidos (EE. UU.) El Departamento de Asuntos de Veteranos, BLR&D y el Departamento de Asuntos de Veteranos de EE. UU. subvención #I01 BX004146 (TAB). También agradecemos el apoyo del Instituto del Corazón Lillehei de la Universidad de Minnesota. El contenido de este trabajo no representa los puntos de vista del Departamento de Asuntos de Veteranos del Gobierno de los Estados Unidos.

Los Comités Institucionales de Cuidado y Uso de Animales (IACUC, por sus siglas en inglés) del Centro Médico VA de Minneapolis y la Universidad de Minnesota han aprobado todos los estudios con animales. Se siguieron las directrices actuales de los Institutos Nacionales de Salud (NIH, por sus siglas en inglés) para el uso y cuidado de animales de laboratorio.
1. Aislamiento de células madre mesenquimales y preparación y caracterización de exosomas
<ol><li>Aislamiento de células madre mesenquimales (MSC) derivadas de la médula ósea<ol><li>Obtener 30-50 ml de médula ósea estéril del esternón o la tibia de una hembra de cerdo Yorkshire-Landrace de 20 semanas de edad. Para ello, introducir una aguja interósea 15G de 25 mm en el esternón o la tibia y extraer la muestra en una jeringa de 60 mL con 10 mL de heparina. NOTA: Para más detalles sobre la recolección de médula ósea consultar Pittenger et al. y Hocum-Stone et al.12,16.</li>
		<li>En resumen, pase la muestra de médula ósea a través de un tubo Vacutainer CPT con heparina durante 30 min a 1800 x g.</li>
		<li>Retire la capa leucocitaria que contiene las células mononucleares y lávese con la solución salina equilibrada de Hank. Células mononucleares en gránulos por centrifugación y resuspensión en medio de crecimiento (10% de suero fetal bovino [FBS]).</li>
		<li>Transfiera las células mononucleares a matraces de cultivo celular para su crecimiento adherente. Aislar las MSCs de la fracción mononuclear por su naturaleza adherente.</li>
		<li>Lavar todas las MSC que no sean MSC dentro de las 24 h, dejando una monocapa de MSC en el matraz de cultivo de tejidos. Confirmar el fenotipo de MSC mediante citometría de flujo, asegurando negatividad para CD45, un marcador hematopoyético, y positividad para CD90 y CD105, marcadores de MSC.</li>
	</ol></li>
	<li>Preparación y caracterización de exosomas a partir de células madre mesenquimales porcinas<ol><li>Siembre 1 x 104 cardiomiocitos de rata H9C2 y cultivo en 1x DMEM+ 10% FBS y 1x Pen/estreptococo. Siembra 2 x 104 MSCs porcinas en DMEM avanzado + 5% FBS y 1x Pen/estreptococo.</li>
		<li>Una vez que ambas líneas celulares tengan al menos un 80% de confluencia, cambie el medio a medios H9C2 y MSC agotados en exosomas.</li>
		<li>Exponer los cardiomiocitos H9C2 a una hipoxia leve (1%O2 durante 24 h). Retire los matraces de hipoxia después de 24 h y pipetee los medios H9C2.</li>
		<li>Retire y deseche el medio MSC del matraz MSC. Agregue medios H9C2 purificados al matraz MSC. Incubar el matraz durante 6 h en condiciones normóxicas (5% CO2, 20% O2 y 37 °C).</li>
		<li>Extraiga los exosomas del medio condicionado cocultivado utilizando el reactivo de aislamiento total de exosomas siguiendo las instrucciones del fabricante.</li>
		<li>Verificar la identificación de exosomas mediante la detección por Western blot de proteínas exosomales comunes con anticuerpos contra CD-63 (1:1000)17.</li>
		<li>Realizar análisis de seguimiento de nanopartículas (NTA) para cuantificar los exosomas y la evaluación del tamaño de las nanopartículas y su distribución. Para ello, disuelva la proteína total (50 μg) de los exosomas en 500 μL de PBS para determinar la concentración y la distribución del tamaño de los exosomas mediante el uso de un analizador de seguimiento de nanopartículas.</li>
		<li>Analice los datos utilizando un software de seguimiento de nanopartículas.</li>
	</ol></li>
</ol>2. Cirugía de injerto de derivación de la arteria coronaria sin bomba
<ol><li>Preparación de los animales<ol><li>Pesar al animal (cerdas Yorkshire-Landrace hembras de 16 semanas de edad) 3 días antes de la hora programada para la cirugía. Ayunar al animal durante 12 h antes de la cirugía mientras tiene acceso a agua durante el ayuno.</li>
		<li>Administrar buprenorfina 0,18 mg/kg por vía intramuscular 2-4 h antes de la cirugía.</li>
	</ol></li>
	<li>Inducción del animal<ol><li>Sedar al animal mediante una inyección intramuscular de 6,6 mg/kg de tiletamina-zolazepam/xilacina.</li>
		<li>Espere 15 minutos para asegurar una sedación adecuada evaluando el tono de la mandíbula seguido de la colocación de un catéter 22G en la vena del oído central. NOTA: Se puede considerar otra vena periférica (es decir, una vena cefálica) si la vena del oído es inadecuada.</li>
		<li>Administre el ungüento oftálmico por vía tópica en cada ojo. Administrar 1-2 mg/kg de propofol por vía intravenosa para inducir anestesia general. El tono de la mandíbula refleja de manera más confiable la profundidad de la anestesia y debe evaluarse durante todo el procedimiento.</li>
		<li>Intubar al animal con un tubo endotraqueal de tamaño adecuado.</li>
	</ol></li>
	<li>Cirugía<ol><li>Afeitar el esternón y la ingle del animal en preparación para el procedimiento quirúrgico.</li>
		<li>Ajuste la ventilación mecánica a 10-15 respiraciones por minuto, oxígeno 1-4 L/min e isoflurano 1.0-3.0% según sea necesario para mantener la anestesia profunda para la cirugía. Verifique si hay ausencia de reflejo ocular o mandibular para confirmar la anestesia profunda.</li>
		<li>Equipo de monitoreo de posición (Electrocardiograma, CO2 al final de la espiración, frecuencia cardíaca, saturación de oxígeno, presión arterial y temperatura) en el animal.</li>
		<li>Conecte el catéter intravenoso a una bolsa de solución salina normal o de anillos de lactato para administrar líquidos de mantenimiento de forma continua.</li>
		<li>Preparar la piel mediante técnica aséptica con exfoliante de povidona yodada y solución 3x para una esterilidad adecuada y minimizar el riesgo de infección del sitio quirúrgico.</li>
		<li>Administre lidocaína por vía intravascular (dosis de carga de 2 mg/kg o infusión continua a dosis de 50 mcg/kg/min) para prevenir arritmias.</li>
		<li>Coloque al animal dorsalmente y cúbralo con toallas estériles.</li>
		<li>Realice un corte de la arteria femoral izquierda o derecha para la colocación de la línea arterial mediante la técnica de Seldinger y luego conecte el catéter al transductor para la monitorización continua de la presión arterial en el momento de la cirugía.</li>
		<li>Utilice la electrocauterización monopolar para hacer una incisión de 20 cm que se extienda desde la escotadura esternal proximalmente hasta la apófisis xifoidea distalmente, y para incidir capas de músculos, grasa subcutánea y tejido conectivo hasta el esternón.</li>
		<li>Realice la esternotomía mediana mediante el uso de una sierra oscilante. NOTA: Se evita la sierra estándar para la esternotomía repetida, ya que conlleva un mayor riesgo de lesión miocárdica debido a adherencias pericárdicas previas del procedimiento de toracotomía izquierda realizado para colocar el constrictor de la DA.</li>
		<li>Divida la placa esternal posterior con unas tijeras. Utilice un retractor torácico especializado para una visualización adecuada del mediastino.</li>
		<li>Diseccione las adherencias utilizando electrocauterización monopolar o las tijeras Metzenbaum. Diseccionar cuidadosamente el músculo periesternal y la grasa para exponer la arteria mamaria interna izquierda (LIMA).</li>
		<li>Una vez que LIMA esté expuesto lateralmente al borde esternal, sepárelo suavemente de la pared torácica mediante disección roma con punta de electrocauterización. Utilice el LIMA como un injerto esqueletizado.</li>
		<li>Iniciar la disección a nivel del3er espacio intercostal. Eleve suavemente el borde esternal izquierdo para una visualización óptima.</li>
		<li>Use una tracción suave sobre la adventicia para exponer las ramas arteriales y venosas de LIMA. Corta el lado LIMA de las ramas con hemoclips y cauteriza el lado de la pared torácica de las ramas. NOTA: Se debe tener cuidado de no cauterizar el clip en el LIMA, ya que esto puede causar el estrechamiento del conducto.</li>
		<li>Una vez movilizado un segmento inicial de LIMA, continuar la disección proximalmente hacia el nivel de la vena subclavia y distalmente hasta la bifurcación de LIMA.</li>
		<li>Una vez finalizada la disección, administrar heparina por vía intravenosa a una dosis de 100-300 U/kg. Espere 3 minutos después de la administración de la heparina.</li>
		<li>Después de 3 minutos, corte el extremo distal de la LIMA, justo antes del nivel de la bifurcación de LIMA, y divida el conducto. Cose el extremo distal con un lazo de sutura de seda 2-0 libre.</li>
		<li>Prepare el extremo proximal para el injerto. Inspeccione visualmente la calidad del flujo dejando que el injerto sangre durante unos segundos.</li>
		<li>Pinza suavemente el extremo distal del conducto LIMA con una pinza bulldog atraumática para evitar el sangrado. Abrir el pericardio con una T invertida haciendo una incisión de aproximadamente 5-6 cm. Coloque suturas de tamaño 3-0 en el pericardio para tracción a ambos lados de la hendidura.</li>
		<li>Estabilice la DA con cintas de retracción de silicona y estabilizador de tejido, que se fija al retractor esternal. Realizar una arteriotomía en la arteria LAD distal a la estenosis (causada por la banda constrictora) con una cuchilla de 11 hojas y extender con una tijera de iris.</li>
		<li>Coloque una derivación coronaria del tamaño adecuado en el DA. Realice la anastomosis de LIMA a LAD con sutura no absorbible 7-0 utilizando una técnica de derivación fuera de la bomba. Suelte el oclusor bulldog en el LIMA y confirme la hemostasia.</li>
	</ol></li>
	<li>Preparación del parche de exosomas derivado de células madre mesenquimales (MSC)<ol><li>Después de aislar con éxito los exosomas de las MSC, suspenda aproximadamente 3 x 108 exosomas en 3 ml de solución salina normal y agréguelos a la esponja de colágeno.</li>
		<li>Llevar 3 ml de suspensión de exosomas a temperatura ambiente a unos 22 °C durante 10 min. Coloque 2 esponjas de collage absorbibles (cada una de 1,27 cm x 2,54 cm) en una placa de Petri mediana.</li>
		<li>Use una jeringa de 5 ml con una aguja de 18G para mezclar suavemente la suspensión de exosomas. Pipetee lentamente 1,5 ml de suspensión en cada esponja de colágeno y espere 5 minutos para que se absorba por completo.</li>
	</ol></li>
	<li>Colocación del parche de exosomas<ol><li>Coloque la esponja cargada de exosomas boca abajo sobre la región de hibernación del corazón, que es el epicardio de la región septal anterior en la distribución de la DA.</li>
		<li>Coloque suavemente dos esponjas para cubrir la región de hibernación del corazón. Utilice una malla de poliglactina de 3,5 cm x 1,0 cm para cubrir cada esponja de colágeno.</li>
		<li>Cose la malla en el epicardio con suturas finas interrumpidas 7-0.</li>
	</ol></li>
	<li>Colocación de una sonda torácica<ol><li>Coloque un tubo torácico a través de una incisión de puñalada separada, cerca de la cara inferior de la incisión de esternotomía. Coloque el tubo torácico con cuidado sobre la cara anterior del corazón.</li>
		<li>Una vez que el tubo esté en su lugar, coloque una sutura de cuerda de bolso con sutura 3-0 usando una sutura de colchón horizontal para permitir el cierre de la herida al retirar el tubo.</li>
		<li>El tubo torácico se mantiene hasta el cierre torácico completo.</li>
	</ol></li>
	<li>Cierre de pecho<ol><li>Aproximar el esternón con suturas no absorbibles usando un patrón en forma de ocho. Administrar 1 mg/kg de bupivacaína por vía intramuscular a lo largo de toda la incisión. NOTA: Se utiliza sutura en lugar de alambres para evitar interferencias con las imágenes de resonancia magnética.</li>
		<li>Cierre las capas de músculo y piel de la manera estándar utilizando sutura absorbible 2-0 y 3-0, respectivamente.</li>
		<li>Realice una retención de la respiración y succión para evacuar todo el aire de la cavidad torácica. Controle la presión de las vías respiratorias en el ventilador con precaución y mantenga la presión entre 15 y 22 mmHg y suéltela cuando haya terminado.</li>
		<li>Una vez evacuado todo el aire, retire el tubo torácico mientras cierra la herida con la sutura del cordón del bolso. Aplique pegamento adhesivo tópicamente para cubrir la incisión esternal.</li>
	</ol></li>
	<li>Cuidados postoperatorios después de la cirugía<ol><li>Retire gradualmente al animal del respirador a medida que se cierra la incisión en la piel. Asegúrese de que el animal sea capaz de respirar espontáneamente y proteja los reflejos antes de desconectar al animal del equipo de anestesia.</li>
		<li>Retire el tubo endotraqueal después de confirmar que el animal es capaz de proteger sus vías respiratorias. Cubra la incisión en la piel con un apósito estéril y no adherente incrustado con ungüento antibiótico para minimizar la infección del sitio quirúrgico.</li>
		<li>Continúe monitoreando los signos vitales, incluida la frecuencia cardíaca, la frecuencia respiratoria y la temperatura corporal cada 15 minutos hasta que el animal pueda mantener su posición sin ayuda.</li>
		<li>Asegúrese de que el animal no se quede desatendido hasta que pueda levantar y mantener la cabeza erguida y pueda pararse sin ayuda. Administrar meloxicam a una dosis de 0,2 mg/kg por vía subcutánea antes de transportar al animal a la unidad de recuperación.</li>
		<li>Transportar al animal a la unidad de recuperación cuando el animal esté estable. Mantenga el apósito del sitio quirúrgico en la incisión hasta el día 3 del postoperatorio. Reemplace el apósito si se ensucia.</li>
		<li>Continúe monitoreando el nivel del dolor, la incisión en la piel y el bienestar general del animal durante los primeros 5 días después de la cirugía. Administrar media dosis de meloxicam (0,1 mg/kg) según sea necesario una vez al día para el dolor irruptivo.</li>
		<li>Aloje al animal durante los primeros 5 días después de la cirugía mientras las incisiones cicatrizan para reducir el riesgo de infección del sitio quirúrgico por parte de otro animal. Regrese el animal al alojamiento grupal después de 5 días.</li>
		<li>Informar al veterinario o al personal correspondiente de cualquier complicación o cambio en el estado del animal (fiebre, ascitis, pérdida de peso, inapetencia, etc.).</li>
	</ol></li>
</ol>3. Angiografía coronaria mediante acceso femoral
<ol><li>Asegure al animal en la mesa de operaciones en decúbito dorsal. Inicie la ventilación mecánica a 10-15 respiraciones por minuto. Ajuste el oxígeno a 2-4 L/min, el isoflurano al 1% y al 4%, según sea necesario para mantener un plano profundo de anestesia.</li>
	<li>Coloque cables de ECG en la extremidad del animal para controlar el ritmo cardíaco. Evalúe al animal para determinar la profundidad de la anestesia. Considere al animal profundamente anestesiado cuando el reflejo ocular o mandibular está ausente.</li>
	<li>Limpie el área del pecho y el cuello con un exfoliante de povidona yodada y luego cubra al animal con toallas.</li>
	<li>Acceda a la arteria femoral a través de un corte quirúrgico y exponga la arteria y la vena femoral. Realizar una incisión longitudinal de 1-2 mm con una cuchilla n.º 11 en la arteria femoral y canular la arteria utilizando una vaina introductora de 11 Fr en la luz del vaso.</li>
	<li>Después de obtener el acceso, avanzar el catéter para realizar una angiografía coronaria para evaluar la permeabilidad anatómica del injerto LIMA-LAD.</li>
</ol>

Terapia adyuvante con exosomas: mejora de la recuperación miocárdica después de la cirugía de revascularización coronaria

<ol>
	<li>Dai, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Global,+regional,+and+burden+of+ischaemic+heart+disease+and+its+attributable+risk+factors,+1990-2017:+results+from+the+Global+Burden+of+Disease+Study+2017.">Global, regional, and burden of ischaemic heart disease and its attributable risk factors, 1990-2017: results from the Global Burden of Disease Study 2017.</a> European heart journal. Quality of care &amp; clinical outcomes. 8 (1), 50-60 (2022).</li><li>Tsao, C. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heart+Disease+and+Stroke+Statistics-2022+Update:+A+Report+From+the+American+Heart+Association.">Heart Disease and Stroke Statistics-2022 Update: A Report From the American Heart Association.</a> Circulation. 145 (8), e153-e639 (2022).</li><li>Rahimtoola, S. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+hibernating+myocardium.">The hibernating myocardium.</a> American Heart Journal. 117 (1), 211-221 (1989).</li><li>Canty, J. M., Fallavollita, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hibernating+myocardium.">Hibernating myocardium.</a> Journal of Nuclear Cardiology. 12 (1), 104-119 (2005).</li><li>Page, B. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Revascularization+of+chronic+hibernating+myocardium+stimulates+myocyte+proliferation+and+partially+reverses+chronic+adaptations+to+ischemia.">Revascularization of chronic hibernating myocardium stimulates myocyte proliferation and partially reverses chronic adaptations to ischemia.</a> Journal of the American College of Cardiology. 65 (7), 684-697 (2015).</li><li>Aggarwal, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Persistent+diastolic+dysfunction+in+chronically+ischemic+hearts+following+coronary+artery+bypass+graft.">Persistent diastolic dysfunction in chronically ischemic hearts following coronary artery bypass graft.</a> The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 165 (6), e269-e279 (2023).</li><li>Olsen, F. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prognostic+Value+and+Interplay+Between+Myocardial+Tissue+Velocities+in+Patients+Undergoing+Coronary+Artery+Bypass+Grafting.">Prognostic Value and Interplay Between Myocardial Tissue Velocities in Patients Undergoing Coronary Artery Bypass Grafting.</a> The American Journal of Cardiology. 144, 37-45 (2021).</li><li>Virani, S. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heart+Disease+and+Stroke+Statistics-2021+Update:+A+Report+From+the+American+Heart+Association.">Heart Disease and Stroke Statistics-2021 Update: A Report From the American Heart Association.</a> Circulation. 143 (8), e254-e743 (2021).</li><li>Hocum Stone, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Surgical+Swine+Model+of+Chronic+Cardiac+Ischemia+Treated+by+Off-Pump+Coronary+Artery+Bypass+Graft+Surgery.">Surgical Swine Model of Chronic Cardiac Ischemia Treated by Off-Pump Coronary Artery Bypass Graft Surgery.</a> Journal of Visualized Experiments:JoVE. (133), e57229 (2018).</li><li>White, F. C., Carroll, S. M., Magnet, A., Bloor, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Coronary+collateral+development+in+swine+after+coronary+artery+occlusion.">Coronary collateral development in swine after coronary artery occlusion.</a> Circulation Research. 71 (6), 1490-1500 (1992).</li><li>Righetti, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Interventricular+septal+motion+and+left+ventricular+function+after+coronary+bypass+surgery:+evaluation+with+echocardiography+and+radionuclide+angiography.">Interventricular septal motion and left ventricular function after coronary bypass surgery: evaluation with echocardiography and radionuclide angiography.</a> The American Journal of Cardiology. 39 (3), 372-377 (1977).</li><li>Hocum Stone, L. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Recovery+of+hibernating+myocardium+using+stem+cell+patch+with+coronary+bypass+surgery.">Recovery of hibernating myocardium using stem cell patch with coronary bypass surgery.</a> The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 62 (1), e3-e16 (2021).</li><li>Puigserver, P., Spiegelman, B. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Peroxisome+proliferator-activated+receptor-gamma+coactivator+1+alpha+(PGC-1+alpha):+transcriptional+coactivator+and+metabolic+regulator.">Peroxisome proliferator-activated receptor-gamma coactivator 1 alpha (PGC-1 alpha): transcriptional coactivator and metabolic regulator.</a> Endocrine Reviews. 24 (1), 78-90 (2003).</li><li>Henning, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cardiovascular+Exosomes+and+MicroRNAs+in+Cardiovascular+Physiology+and+Pathophysiology.">Cardiovascular Exosomes and MicroRNAs in Cardiovascular Physiology and Pathophysiology.</a> Journal of Cardiovascular Translational Research. 14 (2), 195-212 (2021).</li><li>Chen, Y., Liu, Y., Dorn, G. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=2nd.+Mitochondrial+fusion+is+essential+for+organelle+function+and+cardiac+homeostasis.">2nd. Mitochondrial fusion is essential for organelle function and cardiac homeostasis.</a> Circulation Research. 109 (12), 1327-1331 (2011).</li><li>Pittenger, M. F., Martin, B. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mesenchymal+stem+cells+and+their+potential+as+cardiac+therapeutics.">Mesenchymal stem cells and their potential as cardiac therapeutics.</a> Circulation Research. 95 (1), 9-20 (2004).</li><li>Campos-Silva, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High+sensitivity+detection+of+extracellular+vesicles+immune-captured+from+urine+by+conventional+flow+cytometry.">High sensitivity detection of extracellular vesicles immune-captured from urine by conventional flow cytometry.</a> Scientific Reports. 9 (1), 2042 (2019).</li><li>Hocum Stone, L. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Magnetic+resonance+imaging+assessment+of+cardiac+function+in+a+swine+model+of+hibernating+myocardium+3+months+following+bypass+surgery.">Magnetic resonance imaging assessment of cardiac function in a swine model of hibernating myocardium 3 months following bypass surgery.</a> The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 153 (3), 582-590 (2017).</li><li>Stone, L. L. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mitochondrial+Respiratory+Capacity+is+Restored+in+Hibernating+Cardiomyocytes+Following+Co-Culture+with+Mesenchymal+Stem+Cells.">Mitochondrial Respiratory Capacity is Restored in Hibernating Cardiomyocytes Following Co-Culture with Mesenchymal Stem Cells.</a> Cell Medicine. 11, 2155179019834938 (2019).</li><li>Lamy, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Skeletonized+vs+Pedicled+Internal+Mammary+Artery+Graft+Harvesting+in+Coronary+Artery+Bypass+Surgery:+A+Post+Hoc+Analysis+From+the+COMPASS+Trial.">Skeletonized vs Pedicled Internal Mammary Artery Graft Harvesting in Coronary Artery Bypass Surgery: A Post Hoc Analysis From the COMPASS Trial.</a> JAMA Cardiology. 6 (9), 1042-1049 (2021).</li><li>Shim, J. K., Choi, Y. S., Yoo, K. J., Kwak, Y. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Carbon+dioxide+embolism+induced+right+coronary+artery+ischaemia+during+off-pump+obtuse+marginalis+artery+grafting.">Carbon dioxide embolism induced right coronary artery ischaemia during off-pump obtuse marginalis artery grafting.</a> European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 36 (3), 598-599 (2009).</li><li>Aklog, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Future+technology+for+off-pump+coronary+artery+bypass+(OPCAB).">Future technology for off-pump coronary artery bypass (OPCAB).</a> Seminars in Thoracic and Cardiovascular Surgery. 15 (1), 92-102 (2003).</li><li>Hou, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Radiolabeled+cell+distribution+after+intramyocardial,+intracoronary,+and+interstitial+retrograde+coronary+venous+delivery:+implications+for+current+clinical+trials.">Radiolabeled cell distribution after intramyocardial, intracoronary, and interstitial retrograde coronary venous delivery: implications for current clinical trials.</a> Circulation. 112 (9 Suppl), I150-I156 (2005).</li><li>Gallet, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Exosomes+secreted+by+cardiosphere-derived+cells+reduce+scarring,+attenuate+adverse+remodelling,+and+improve+function+in+acute+and+chronic+porcine+myocardial+infarction.">Exosomes secreted by cardiosphere-derived cells reduce scarring, attenuate adverse remodelling, and improve function in acute and chronic porcine myocardial infarction.</a> European Heart Journal. 38 (3), 201-211 (2017).</li></ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

Este estudio presenta el primer modelo porcino de miocardio crónicamente isquémico, en el que se demostró que el tratamiento con un parche de colágeno cargado de exosomas derivado de MSC durante la revascularización quirúrgica recupera la función diastólica y sistólica tras la estimulación inotrópica, potencialmente al dirigirse a la recuperación mitocondrial. Previamente, se demostró que en un modelo animal grande de HIB la función diastólica y sistólica, medida por resonancia magnética cardíaca, perma...

A nivel mundial, la enfermedad coronaria grave afecta a más de cien millones de pacientes y, aunque la tasa de mortalidad ha disminuido, sigue siendo una de las principales causas de muerte 1,2. La EAC tiene un amplio espectro clínico desde el infarto de miocardio (IM) hasta la isquemia con viabilidad preservada. La mayor parte de la investigación preclínica se centra en el infarto de miocardio, caracterizado por la presencia de tejido infartado, como es posible estudiar en modelos animales pequeños y grandes. Sin embargo, ese modelo no aborda a los pacientes con viabilidad preservada y susceptibles de revascularización. La mayoría de los pacientes sometidos a cirugía de revascularización coronaria tienen un suministro sanguíneo disminuido y una función limitada, al tiempo que mantienen la variabilidad en la reserva contráctil y la viabilidad3. Sin tratamiento, estos pacientes pueden progresar a insuficiencia cardíaca avanzada y muerte súbita, especialmente durante el aumento de la carga de trabajo4. Entre estos pacientes, el injerto de revascularización coronaria (CABG) es una terapia eficaz, pero puede no resultar en una recuperación funcional completa5. Es importante destacar que la disfunción diastólica, que es un marcador de peores resultados clínicos, no se recupera después de la revascularización, lo que sugiere la necesidad de nuevas terapias adyuvantes durante la cirugía de revascularización coronaria 6,7. En la actualidad, no hay intervenciones adyuvantes clínicamente disponibles que se utilicen con la cirugía de revascularización coronaria para restaurar la capacidad funcional completa de los cardiomiocitos. Se trata de una laguna terapéutica importante, ya que muchos pacientes evolucionan a insuficiencia cardiaca avanzada a pesar de una adecuada revascularización8.
Se creó un innovador modelo porcino de isquemia miocárdica crónica susceptible de cirugía de revascularización coronaria, para imitar la experiencia clínica de la EAC9. Los cerdos proporcionan un buen modelo de enfermedad cardíaca sobre otros animales grandes, ya que no tienen colaterales puente epicárdicos, por lo que la estenosis de la DA por sí sola da lugar a una isquemia regional10. En este estudio, se utilizaron cerdos hembras Yorkshire-Landrace de 16 semanas de edad. En este modelo, la DA se revascularizó con cirugía de revascularización coronaria sin bomba utilizando el injerto de arteria mamaria interna izquierda (LIMA) (Tabla suplementaria 1). La intervención coronaria percutánea (ICP) no es posible para abrir la estenosis ya que el constrictor es un dispositivo rígido. La resonancia magnética cardíaca (RM) se utiliza para evaluar la función global y regional, la anatomía coronaria y la viabilidad de los tejidos. El análisis de la resonancia magnética cardíaca mostró que la función diastólica, caracterizada por la tasa de llenado máximo (PFR), permanece alterada a pesar de la cirugía de revascularización coronaria6. Es probable que el mecanismo de la disfunción diastólica se relacione con la alteración de la bioenergética mitocondrial y la formación de colágeno en la HIB que persisten después de la cirugía de revascularización coronaria11.
Las células madre mesenquimales (MSC) proporcionan señalización terapéutica a través de exosomas para mejorar la recuperación miocárdica cuando se aplican durante la cirugía de revascularización coronaria. En este modelo porcino y en estudios paralelos in vitro , se demostró que la colocación de un parche epicárdico de MSC vicryl durante la cirugía de revascularización coronaria recupera la función contráctil con un aumento de las proteínas mitocondriales clave, a saber, PGC-1α12, un importante regulador del metabolismo energético mitocondrial13. El modelo in vitro nos permitió investigar el mecanismo de señalización de las MSC sobre el deterioro de la función mitocondrial. Los exosomas son microvesículas estables secretadas (50-150 nm) que contienen proteínas o ácidos nucleicos, incluido el microARN (miARN)14. Datos recientes in vitro sugieren que los exosomas derivados de MSC son un importante mecanismo de señalización necesario para la recuperación de la respiración mitocondrial.
Los exosomas derivados de células madre son terapias complementarias prometedoras, ya que son fácilmente accesibles, pueden producirse comercialmente y carecen de conflictos éticos. Teniendo en cuenta la traslación clínica, se creó un parche de colágeno incrustado con exosomas derivados de MSC que se puede suturar quirúrgicamente a la región de hibernación del miocardio. Se demostró que hay una entrega sostenida de exosomas utilizando este parche y proporciona una terapia regenerativa libre de células con un mecanismo de señalización paracrina que se dirige a la recuperación mitocondrial y mejora la biogénesis mitocondrial15. Este procedimiento proporciona el modelo preclínico para estudiar el impacto de las terapias derivadas de MSC para mejorar la función cardíaca mediante la mejora de la función mitocondrial y la reducción de la inflamación en el momento de la revascularización y revertir las adaptaciones de los miocitos a la isquemia crónica.
En este estudio, se muestra un método quirúrgico de cirugía de revascularización coronaria sin bomba que utiliza anastomosis de LIMA a DA para derivar el área de estenosis de la DA proximal, imitando el tratamiento estándar para pacientes con EAC. Como terapia adyuvante con cirugía de revascularización coronaria, se demostró la aplicación quirúrgica de un parche de colágeno incluido en exosomas derivado de MSC en la región isquémica del miocardio. Este modelo quirúrgico se puede utilizar para estudiar las respuestas fisiológicas al efecto paracrino observado con el uso de un parche de exosomas, así como los mecanismos moleculares de recuperación.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>5 Ethibond</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>MG46G</td>
			<td>Suture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td># 40 clipper blade</td>
			<td>Oster</td>
			<td>078919-016-701</td>
			<td>Remove hair from surgery sites</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0 Vicryl</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>J208H</td>
			<td>Suture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 mL Syringe</td>
			<td>Medtronic/Covidien</td>
			<td>1188100777</td>
			<td>Administer injectable agents</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1&#34; medical tape</td>
			<td>Medline</td>
			<td>MMM15271Z</td>
			<td>Secure wound dressing and IV catheters</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1000mL 0.9% Sodium chloride</td>
			<td>Baxter</td>
			<td>2B1324X</td>
			<td>IV replacement fluid</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>12 mL Syringe</td>
			<td>Medtronic/Covidien</td>
			<td>8881512878</td>
			<td>Administer injectable agents</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>18 ga needles</td>
			<td>BD</td>
			<td>305185</td>
			<td>Administration of injectable agents</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>20 ga needles</td>
			<td>BD</td>
			<td>305175</td>
			<td>Administration of injectable agents</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>20 mL Syringe</td>
			<td>Medtronic/Covidien</td>
			<td>8881520657</td>
			<td>Administer injectable agents</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2-0 Vicryl</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>J317H</td>
			<td>Suture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>250 mL 0.9% saline</td>
			<td>Baxter</td>
			<td>&#160;UE1322D</td>
			<td>Replacement IV Fluid</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3 mL Syinge</td>
			<td>Medtronic/Covidien</td>
			<td>1180300555</td>
			<td>Administer injectable agents</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3-0 Vicryl</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>VCP824G</td>
			<td>Suture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>36&#8221; Pressure monitoring tubing</td>
			<td>Smith&#8217;s Medical</td>
			<td>MX563</td>
			<td>Connect art. Line&#160; to transducer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4.0 mm ID endotracheal tube</td>
			<td>Medline</td>
			<td>DYND43040</td>
			<td>Establish airway for Hibernation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4-0 Tevdek II Strands</td>
			<td>Deknatel</td>
			<td>7-922</td>
			<td>Suture to secure constrictor around LAD</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>48&#8221; Pressure monitoring tubing</td>
			<td>Smith&#8217;s Medical</td>
			<td>MX564</td>
			<td>Connect art. Line&#160; to transducer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>500mL 0.9% Sodium chloride</td>
			<td>Baxter</td>
			<td>2B1323Q</td>
			<td>Drug delivery, Provide mist for Blower Mister</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6&#160; mL Syringe</td>
			<td>Medtronic/Covidien</td>
			<td>1180600777</td>
			<td>Administer injectable agents</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6.0 mm ID endotracheal tube</td>
			<td>Mallinckrodt</td>
			<td>86049</td>
			<td>Establish airway for Revasc,MRI and Termination</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6.5 mm ID endotracheal tube</td>
			<td>Medline</td>
			<td>DYND43065</td>
			<td>Establish airway for Revasc,MRI and Termination</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6&#8221; pressure tubing line</td>
			<td>Smith&#8217;s Medical</td>
			<td>MX560</td>
			<td>Collect bone marrow</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>60 mL Syringe</td>
			<td>Medtronic/Covidien</td>
			<td>8881560125</td>
			<td>Administer injectable agents</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>7.0 mm ID endotracheal tube</td>
			<td>Medline</td>
			<td>DYND43070</td>
			<td>Establish airway for Revasc,MRI and Termination</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>7-0 Prolene</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>M8702</td>
			<td>Suture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Advanced DMEM (1X)</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>12491023</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Alcohol Prep pads</td>
			<td>MedSource</td>
			<td>MS-17402</td>
			<td>Skin disinfectant</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Amicon Ultra-15 Centrifugal Filter Unit</td>
			<td>Millipore Sigma</td>
			<td>UFC910024</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anesthesia Machine</td>
			<td>Drager</td>
			<td>Fabious Trio</td>
			<td>maintains general anesthesia</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anesthesia Machine + ventilator</td>
			<td>DRE Drager- Fabius Tiro</td>
			<td>DRE0603FT</td>
			<td>Deliver Oxygen and inhalant to patient</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anesthesia Monitor</td>
			<td>Phillips&#160; Intellivue</td>
			<td>MP70</td>
			<td>Multiparameter for patient safety</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Arterial Line Kit</td>
			<td>Arrow</td>
			<td>ASK-04510-HF</td>
			<td>Femoral catheter for blood pressure monitoring</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Artificial Tears</td>
			<td>Rugby</td>
			<td>0536-1086-91</td>
			<td>Lubricate eyes to prevent corneal drying</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bair Hugger</td>
			<td>3M</td>
			<td>Model 505</td>
			<td>Patient Warming system</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Basic pack</td>
			<td>Medline</td>
			<td>DYNJP1000</td>
			<td>Sterile drapes and table cover</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Blood Collection Tubes- green top</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>02-689-7</td>
			<td>Collect microsphere blood samples</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Blower Mister Kit</td>
			<td>Medtronic/Covidien</td>
			<td>22120</td>
			<td>Clears surgical field for vessel anastomosis</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BODIPY TR Ceramide</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>D7540</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bone marrow needle- 25mm 15 ga IO needle</td>
			<td>Vidacare</td>
			<td>9001-VC-005</td>
			<td>Collect bone marrow</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bone Wax</td>
			<td>Medline</td>
			<td>ETHW31G</td>
			<td>Hemostasis of cut bone</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bovie Cautery hand piece</td>
			<td>Covidien</td>
			<td>E2516</td>
			<td>Hemostasis</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bupivicaine</td>
			<td>Pfizer</td>
			<td>00409-1161-01</td>
			<td>Local Anesthetic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buprenorphine 0.3 mg/mL</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>B9275</td>
			<td>Pre operative Analgesic for survivial procedures</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cell Scrapers</td>
			<td>Corning</td>
			<td>353085</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cephazolin 1 gr</td>
			<td>Pfizer</td>
			<td>00409-0805-01</td>
			<td>Antibiotic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Chest Tube</td>
			<td>Covidien</td>
			<td>8888561043</td>
			<td>Evacuates air from chest cavity</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cloroprep</td>
			<td>Becton Dickenson</td>
			<td>260815</td>
			<td>Surgical skin prep</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Corning bottle-top vacuum Filter System (500mL)</td>
			<td>Millipore Sigma</td>
			<td>430758</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CPT tube</td>
			<td>BD</td>
			<td>362753</td>
			<td>MSC isolation from bone marrow</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Delrin Constrictor</td>
			<td>U of MN</td>
			<td>Custom made</td>
			<td>Creates stenosis of LAD</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dermabond</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>DNX12</td>
			<td>Skin adhesive</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DMEM (1X) Dulbecco&#39;s Modified Eagle Medium, HEPES</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>12430062</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dobutamine 12.5 mg/mL</td>
			<td>Pfizer</td>
			<td>00409-2344-01</td>
			<td>Increases blood pressure and heart rate during the second microsphere blood collection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ECG Pads</td>
			<td>DRE</td>
			<td>1496</td>
			<td>Monitor heart rhythm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Exosome-Depleted FBS</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>A2720801</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Falcon Disposable Polystyrene Serological Pipets, Sterile, 10mL</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>13-675-20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Femoral and carotid introducer</td>
			<td>Cordis- J&#38;J</td>
			<td>504606P</td>
			<td>femoral and carotis cannulas</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fetal Bovine Serum, Heat Inactivated, Gibco FBS</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>16140089</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Flo-thru 1.0</td>
			<td>Baxter</td>
			<td>FT-12100</td>
			<td>used to anastomos LIMA to L</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Flo-thru 1.25</td>
			<td>Baxter</td>
			<td>FT-12125</td>
			<td>FT-12125</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Flo-thru 1.5</td>
			<td>Baxter</td>
			<td>FT-12150</td>
			<td>FT-12150</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Flo-thru 2.0</td>
			<td>Baxter</td>
			<td>FT-12200</td>
			<td>FT-12200</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>GlutaMAX Supplement</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>35050061</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hair Clipper</td>
			<td>Oster</td>
			<td>078566-011-002</td>
			<td>Remove hair from surgery sites</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Helistat collagen sponge</td>
			<td>McKesson</td>
			<td>570973 1690ZZ</td>
			<td>Sponge for embedding exosomes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin</td>
			<td>Pfizer</td>
			<td>&#160;0409-2720-03</td>
			<td>anticoaggulant</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Histology Jars</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>316-154</td>
			<td>Formalin for tissue samples</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HyClone Characterized Fetal Bovine Serum (FBS)</td>
			<td>Cytiva</td>
			<td>SH30071.03</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hypafix</td>
			<td>BSN Medical</td>
			<td>4210</td>
			<td>Secure wound dressing and IV catheters</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>CDS019936</td>
			<td>General Anesthestic- Inhalant</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>IV Tubing for Blower Mister</td>
			<td>Carefusion</td>
			<td>42493E</td>
			<td>Adapts to IV Fluids for Blower/Mister</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Jelco 18 ga IV catheter</td>
			<td>Smiths medical</td>
			<td>4054</td>
			<td>IV access in Revasc, MRI and Term</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lidocaine 2%</td>
			<td>Pfizer</td>
			<td>00409-4277-01</td>
			<td>Local Anesthetic/ antiarrthymic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ligaclips</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>MSC20</td>
			<td>Surgical Staples for LIMA takedown</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Long blade for laryngoscope</td>
			<td>DRE</td>
			<td>12521</td>
			<td>Allows for visualization of trachea for intubation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Meloxicam 5 mg/mL</td>
			<td>Boehringer Ingelheim</td>
			<td>141-219</td>
			<td>Post operative Analgesic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microsphere pump</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Collect blood samples from femoral introducer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Monopolar Cautery</td>
			<td>Covidien</td>
			<td>Valleylab&#8482; FT10</td>
			<td>Hemostasis</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nanosight NS 300</td>
			<td>Malvern Panalytical</td>
			<td>MAN0541-03-EN</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NTA 3.1.54 software</td>
			<td>Malvern Panalytical</td>
			<td>MAN0520-01-EN-00</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>OPVAC Synergy II</td>
			<td>Terumo Cardiovascular System</td>
			<td>401-230</td>
			<td>Heart positioner and Stabilizer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Oxygen Tank E cylinder</td>
			<td>various</td>
			<td>various</td>
			<td>Used for Blower Mister if anesthesia machine doesn&#39;t have auxiliary flow meter</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PBS, pH 7.2</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>20012050</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Penicillin-Streptomycin-Neomycin (PSN) Antibiotic Mixture</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>15640055</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pigtail 145 catheter 6 French</td>
			<td>Boston Scientific</td>
			<td>08641-41</td>
			<td>Measure LV pressures</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pressure Transducer</td>
			<td>various</td>
			<td>Must adapt to anesthesia monitor</td>
			<td>Monitor direct arterial pressures</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Propofol</td>
			<td>Diprivan</td>
			<td>269-29</td>
			<td>Induction agent</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Roncuronium</td>
			<td>Mylan</td>
			<td>67457-228-05</td>
			<td>Neuromuscular blocking agent</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SR Buprenorphine 10 mg/mL</td>
			<td>Abbott Labs</td>
			<td>NADA 141-434</td>
			<td>Post operative Analgesic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile Saline 20 mL</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>20T700220</td>
			<td>Flush for IV catheters</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sternal Saw/ Necropsy Saw</td>
			<td>Thermo Fisher</td>
			<td>812822</td>
			<td>Used to open chest cavity</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stop Cocks</td>
			<td>Smith Medical</td>
			<td>MX5311L</td>
			<td>2 to connect to pig tail</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Succinylcholine 20 mg/mL</td>
			<td>Pfizer</td>
			<td>00409-6629-02</td>
			<td>Neuromuscular blocking agent</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Suction&#160; tubing</td>
			<td>Medline</td>
			<td>DYND50223</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Suction Container</td>
			<td>Medline</td>
			<td>DYNDCL03000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgery pack with chest retractor</td>
			<td>various</td>
			<td>See pack list</td>
			<td>Femoral cut down and median sternotomy</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical Instruments</td>
			<td>various</td>
			<td>See pack list</td>
			<td>Femoral and carotid cutdowns and sternotomy</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical Spring Clip</td>
			<td>Applied Medical</td>
			<td>A1801</td>
			<td>Clamp end of LIMA after takedown</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe pump</td>
			<td>Harvard</td>
			<td></td>
			<td>Delivers IV Dobutamine infusion</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SYTO RNASelect Green Fluorescent cell Stain - 5 mM Solution in DMSO</td>
			<td>Millipore Sigma</td>
			<td>S32703</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Telazol 100 mg/mL</td>
			<td>Fort Dodge</td>
			<td>01L60030</td>
			<td>Pre operative Sedative</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Telpha pad</td>
			<td>Covidien</td>
			<td>2132</td>
			<td>Sterile wound dressing</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Timer</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Time collection of blood samples</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Total Exosome Isolation Reagent (from cell culture media)</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>4478359</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TPP Tissue Culture Flask, T75, Filter Cap w/ 0.22uM PTFE</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>TP90076</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Triple Antibiotic Ointment</td>
			<td>Johnson &#38; Johnson</td>
			<td>23734</td>
			<td>Topical over wound</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vicryl mesh</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>VKML</td>
			<td>Patch for epicardial cell application</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vortex</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Mix microspheres</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Xylazine 100 mg/mL</td>
			<td>Vedco</td>
			<td>468RX</td>
			<td>Pre operative Sedative/ analgesic</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

surgical porcine model of chronic myocardial ischemia treated by exosome-laden collagen patch and off-pump coronary artery bypass graft

La isquemia miocárdica crónica resultante de la estenosis progresiva de la arteria coronaria conduce a la hibernación del miocardio (HIB), definido como el miocardio que se adapta a la disponibilidad reducida de oxígeno mediante la reducción de la actividad metabólica, evitando así la lesión irreversible de los cardiomiocitos y el infarto. Esto es distinto del infarto de miocardio, ya que el HIB tiene el potencial de recuperación con revascularización. Los pacientes con enfermedad arterial coronaria (EAC) significativa experimentan isquemia crónica, lo que los pone en riesgo de insuficiencia cardíaca y muerte súbita. La intervención quirúrgica estándar para la EAC grave es la cirugía de revascularización coronaria (CABG), pero se ha demostrado que es una terapia imperfecta, sin embargo, no existen terapias complementarias para recuperar miocitos adaptados a la isquemia crónica. Para abordar esta brecha, se utilizó un modelo quirúrgico de HIB que utiliza porcino que es susceptible a la cirugía de revascularización coronaria e imita el escenario clínico. El modelo incluye dos cirugías. La primera operación consiste en implantar un constrictor rígido de 1,5 mm en la arteria descendente anterior izquierda (DA). A medida que el animal crece, el constrictor causa gradualmente una estenosis significativa que resulta en una reducción de la función sistólica regional. Una vez que la estenosis alcanza el 80%, el flujo y la función miocárdica se ven afectados, creando HIB. A continuación, se realiza una cirugía de revascularización coronaria sin bomba con la arteria mamaria interna izquierda (LIMA) para revascularizar la región isquémica. El animal se recupera durante un mes para permitir una mejoría miocárdica óptima antes del sacrificio. Esto permite realizar estudios fisiológicos y tisulares de diferentes grupos de tratamiento. Este modelo animal demuestra que la función cardíaca sigue deteriorada a pesar de la cirugía de revascularización coronaria, lo que sugiere la necesidad de nuevas intervenciones complementarias. En este estudio, se desarrolló un parche de colágeno incrustado con exosomas derivados de células madre mesenquimales (MSC), que se puede aplicar quirúrgicamente a la superficie epicárdica distal a la anastomosis LIMA. El material se ajusta al epicardio, es absorbible y proporciona el andamio para la liberación sostenida de factores de señalización. Esta terapia regenerativa puede estimular la recuperación miocárdica que no responde solo a la revascularización. Este modelo se traslada al ámbito clínico al proporcionar medios de exploración fisiológica y mecanicista con respecto a la recuperación en HIB.

Globally, severe CAD affects over a hundred million patients, and although the mortality rate has decreased, it remains one of the leading causes of death1,2. CAD has a wide clinical spectrum from myocardial infarction (MI) to ischemia with preserved viability. Most pre-clinical research focuses on MI, characterized by the presence of infarcted tissue as it is possible to study in small and large animal models. However, that model does not address patients with preserved viability and amenable to revascularization. Most patients undergoing CABG have decreased blood supply and limited function while maintaining variability in contractile reserve and viability3. Without treatment, these patients can progress to advanced heart failure and sudden death, especially during increased workload4. Among these patients, coronary artery bypass graft (CABG) is an effective therapy but may not result in complete functional recovery5. Importantly, diastolic dysfunction, which is a marker for worse clinical outcomes, fails to recover after revascularization suggesting the need for novel adjuvant therapies during CABG6,7. Currently, there are no clinically available adjuvant interventions used with CABG to restore cardiomyocytes to full functional capacity. This is a major therapeutic gap given that many patients progress to advanced heart failure despite appropriate revascularization8.
An innovative porcine model of chronic myocardial ischemia that is amenable to CABG, to mimic clinical CAD experience was created9. Swine provide a good model of heart disease over other large animals as they do not have epicardial bridging collaterals so stenosis of the LAD alone results in regional ischemia10. In this study, 16-week-old female Yorkshire-Landrace pigs were used. In this model, the LAD was revascularized with off-pump CABG using the left internal mammary artery (LIMA) graft (Supplementary Table 1). Percutaneous coronary intervention (PCI) is not possible to open the stenosis as the constrictor is a rigid device. Cardiac magnetic resonance imaging (MRI) is used to assess global and regional function, coronary anatomy, and tissue viability. Cardiac MRI analysis showed diastolic function, characterized by peak filling rate (PFR) remains impaired despite CABG6. The mechanism of diastolic dysfunction likely relates to impaired mitochondrial bioenergetics and collagen formation in HIB that persist following CABG11.
Mesenchymal stem cells (MSC) provide therapeutic signaling through exosomes to improve myocardial recovery when applied during CABG. In this swine model and parallel in vitro studies, it was shown that placement of an epicardial MSC vicryl patch during CABG recovers contractile function with increase in key mitochondrial proteins namely PGC-1&#945;12, an important regulator of mitochondrial energy metabolism13. The in vitro model allowed us to investigate the signaling mechanism of MSCs on impaired mitochondrial function. Exosomes are secreted stable microvesicles (50-150 nm) that contain protein or nucleic acids including microRNA (miRNA)14. Recent in vitro data suggest that MSC-derived exosomes are an important signaling mechanism necessary for recovery of mitochondrial respiration.
Stem cell derived exosomes are promising adjunctive therapeutics as they are readily accessible, can be commercially produced, and lack ethical conflicts. In consideration of clinical translation, a collagen patch embedded with MSC-derived exosomes was created that can be surgically sutured to the hibernating region of myocardium. It was demonstrated that there is sustained delivery of exosomes using this patch and it provides a cell-free regenerative therapy with paracrine signaling mechanism that targets mitochondrial recovery and enhance mitochondrial biogenesis15. This procedure provides the pre-clinical model to study the impact of MSC-derived therapies to improve cardiac function by means of enhancing mitochondrial function and reducing inflammation at the time of revascularization and reverse the myocyte adaptations to chronic ischemia.
In this study, a surgical method of off-pump CABG using LIMA to LAD anastomosis to bypass the area of proximal LAD stenosis mimicking the standard treatment for patients with CAD is shown. As an adjunctive therapy with CABG, the surgical application of MSC-derived exosome embedded collagen patch on the ischemic region of the myocardium was demonstrated. This surgical model can be used to study the physiologic responses to the paracrine effect seen with use of an exosome patch as well as the molecular mechanisms of recovery.

Autor destacado: Mejora de la revascularización de las arterias coronarias

Modelo porcino quirúrgico de isquemia miocárdica crónica tratado con parche de colágeno cargado de exosomas e injerto de derivación de la arteria coronaria sin bomba

The overall goal of this surgical procedure is to create a surgical model of coronary artery revascularization using LIMA to LAD bypass, and the use of exosome-laden collagen patch as an adjunct to demonstrate physiological improvement in cardiac function. Our in-vivo model is a single-vessel model that does not include any comorbidities, which is not representative of the typical clinical situation for patients undergoing treatment for multi-vessel disease. However, despite this limitation, our model has consistently produced reliable results and has maintained low mortality rates.We developed a clinically relevant adjuvant therapy to be used during CABG and aim to understand the cellular mechanisms driving the myocardial functional improvement in chronic myocardial ischemia. Complete recovery of ischemic tissue appears to hinge on restoration of mitochondrial capabilities and reduced inflammation;representing a novel area of study.

Tras la revascularización, se realiza una angiografía coronaria para evaluar la estenosis de la DA (mayor del 80%) y la permeabilidad del injerto LIMA-DA (Figura 1). Cuatro semanas después de la cirugía de revascularización y la colocación del parche de colágeno cargado de exosomas, se realiza una resonancia magnética cardíaca para evaluar la función sistólica y diastólica del corazón en reposo y bajo estrés utilizando una infusión de dobutamina en dosis bajas a 5 μg/kg/min. ...

Watch this Scientific Journal Video about Surgical Porcine Model of Chronic Myocardial Ischemia Treated by Exosome-laden Collagen Patch and Off-pump Coronary Artery Bypass Graft at JoVE.com

Este estudio presenta un modelo quirúrgico porcino de isquemia miocárdica crónica por estenosis progresiva de la arteria coronaria, que resulta en deterioro de la función cardíaca sin infarto. Después de la isquemia, los animales se someten a un injerto de derivación de la arteria coronaria sin bomba con colocación epicárdica de un parche de colágeno cargado de exosomas derivados de células madre. Esta terapia adyuvante mejora la función miocárdica y la recuperación.

Chronic myocardial ischemia resulting from progressive coronary artery stenosis leads to hibernating myocardium (HIB), defined as myocardium that adapts ...

El objetivo general de este procedimiento quirúrgico es crear un modelo quirúrgico de revascularización de la arteria coronaria utilizando la derivación de LIMA a DA, y el uso de un parche de colágeno cargado de exosomas como complemento para demostrar la mejora fisiológica de la función cardíaca. Nuestro modelo in vivo es un modelo de un solo vaso que no incluye ninguna comorbilidad, lo que no es representativo de la situación clínica típica de los pacientes sometidos a tratamiento para la enfermedad de múltiples vasos. Sin embargo, a pesar de esta limitación, nuestro modelo ha producido resultados confiables de manera consistente y ha mantenido bajas tasas de mortalidad.Desarrollamos una terapia adyuvante clínicamente relevante para ser utilizada durante la cirugía de revascularización coronaria y nuestro objetivo es comprender los mecanismos celulares que impulsan la mejora funcional miocárdica en la isquemia miocárdica crónica. La recuperación completa del tejido isquémico parece depender de la restauración de las capacidades mitocondriales y de la reducción de la inflamación; representando un área de estudio novedosa.

surgical-porcine-model-chronic-myocardial-ischemia-treated-exosome

Research

JoVE Journal

Medicine

Surgical Porcine Model of Chronic Myocardial Ischemia Treated by Exosome-laden Collagen Patch and Off-pump Coronary Artery Bypass Graft

496 vistas.  University of Minnesota. El objetivo general de este procedimiento quirúrgico es crear un modelo quirúrgico de revascularización de la arteria coronaria utilizando la derivación de LIMA a DA, y el uso de un parche de colágeno cargado de exosomas como complemento para demostrar la mejora fisiológica de la función cardíaca. Nuestro modelo in vivo es un modelo de un solo vaso que no incluye ninguna comorbilidad, lo que no es representativo de la situación clínica típica de los pacientes sometidos a tratamient...

Video: Autor destacado: Mejora de la revascularización de las arterias coronarias

Chronic myocardial ischemia resulting from progressive coronary artery stenosis leads to hibernating myocardium (HIB), defined as myocardium that adapts to reduced oxygen availability by reducing metabolic activity, thereby preventing irreversible cardiomyocyte injury and infarction. This is distinct from myocardial infarction, as HIB has the potential for recovery with revascularization. Patients with significant coronary artery disease (CAD) experience chronic ischemia, which puts them at risk for heart failure and sudden death. The standard surgical intervention for severe CAD is coronary artery bypass graft surgery (CABG), but it has been shown to be an imperfect therapy, yet no adjunctive therapies exist to recover myocytes adapted to chronic ischemia. To address this gap, a surgical model of HIB using porcine that is amenable to CABG and mimics the clinical scenario was used. The model involves two surgeries. The first operation involves implanting a 1.5 mm rigid constrictor on the left anterior descending (LAD) artery. As the animal grows, the constrictor gradually causes significant stenosis resulting in reduced regional systolic function. Once the stenosis reaches 80%, the myocardial flow and function are impaired, creating HIB. An off-pump CABG is then performed with the left internal mammary artery (LIMA) to revascularize the ischemic region. The animal recovers for one month to allow for optimal myocardial improvement prior to sacrifice. This allows for physiologic and tissue studies of different treatment groups. This animal model demonstrates that cardiac function remains impaired despite CABG, suggesting the need for novel adjunctive interventions. In this study, a collagen patch embedded with mesenchymal stem cell (MSC)-derived exosomes was developed, which can be surgically applied to the epicardial surface distal to LIMA anastomosis. The material conforms to the epicardium, is absorbable, and provides the scaffold for the sustained release of signaling factors. This regenerative therapy can stimulate myocardial recovery that does not respond to revascularization alone. This model translates to the clinical arena by providing means of physiological and mechanistic explorations regarding recovery in HIB.

This study presents a surgical porcine model of chronic myocardial ischemia due to progressive coronary artery stenosis, resulting in impaired cardiac function without infarction. Following ischemia, animals undergo off-pump coronary artery bypass graft with epicardial placement of stem cells-derived exosomes-laden collagen patch. This adjunctive therapy improves myocardial function and recovery.

Investigación

Medicina

Off-Pump Coronary Artery Bypass Graft Surgery for Preparing a Porcine Model of Chronic Myocardial Ischemia

To begin, position the anesthetized and intubated animal on its back and cover it with sterile towels. Use monopolar electrocautery to make a 20 centimeter incision, extending from the sternal notch proximally down to the xiphoid process distally, and to incise layers of muscles, subcutaneous fat and connective tissue down to the sternum. Then carry out a medium sternotomy, employing an oscillating saw.For efficient visualization of the mediastinum, use a specialized chest retractor. Dissect adhesions using monopolar electrocautery or Metzenbaum scissors. Then expose LIMA by dissecting the parasternal muscle and fat.Next, start the dissection of the LIMA by elevating the left sternal border to ensure optimal visualization. Apply gentle traction to the adventitia and expose the arterial and venous branches of the LIMA. Employ blunt dissection using electrocautery tip to carefully separate it from the chest wall.Use hemo clips on the branches and cauterize the chest wall side of these branches. Then clip the distal end of the LIMA just before the point of bifurcation and divide the conduit. Secure the distal end with a freely tied 2-O silk suture.After preparing the proximal end for grafting, evaluate the flow quality manually by allowing the graft to bleed briefly. Now clamp the distal end of the LIMA conduit with an atraumatic bulldog clamp to prevent bleeding. Stabilize the left anterior descending, or LAD artery, using silicone retraction tape and a tissue stabilizer that's secured to the sternal retractor.Perform an arteriotomy in the LAD artery distal to the stenosis, using an 11 blade, and extend it with iris scissors. Position an appropriately sized coronary shunt in the LAD artery. Conduct the LIMA to LAD anastomosis using a 7-O running, non-absorbable suture in an off-pump bypass technique.Take a three millimeter exosome suspension and use a five milliliter syringe equipped with an 18 gauge needle to mix it. Then gradually pipette 1.5 milliliters of this suspension onto two absorbable collagen sponges, placed in a medium sized Petri dish. To target the hibernating region of the heart, place the exosome sponge upside down on the epicardium of the anterior septal region in the distribution of the LAD artery.Carefully arrange two sponges to fully cover the hibernating region. Use a polyglactin mesh on each collagen sponge to ensure proper coverage and sew the mesh onto the epicardium with fine 7-O interrupted sutures. Make a separate stab incision near the inferior aspect of the sternotomy incision and place the chest tube carefully on the anterior aspect of the heart.Approximate the sternum using non-absorbable sutures, employing a figure eight pattern. Close layers of muscle and skin using 2-O and 3-O absorbable sutures, respectively, following the standard procedure. After evacuating the chest cavity with a chest tube, seal the wound using a purse string suture.Once the wound is closed, remove the chest tube. At rest, the peak filling rate over end diastolic volume is compared among four animal groups. In low dose dobutamine infusion, the group with hibernating myocardium had a decrease in peak filling rate.The coronary artery bypass graft surgery group showed improvement, while the coronary artery bypass graft, plus mesenchymal stem cell group, saw a significant increase. MRI analysis revealed that coronary artery bypass graft, plus mesenchymal stem cell group does not alter regional systolic function at rest. However, under stress this group showed significant improvement in regional systolic function compared to coronary artery bypass graft.