Questo lavoro è stato sostenuto dal VA Merit Review #I01 BX000760 (RFK) degli Stati Uniti (U.S.) Dipartimento degli Affari dei Veterani BLR&D e Dipartimento degli Stati Uniti degli Affari dei Veterani #I01 BX004146 di sovvenzione (TAB). Riconosciamo inoltre con gratitudine il sostegno dell'Università del Minnesota Lillehei Heart Institute. Il contenuto di questo lavoro non rappresenta il punto di vista del Dipartimento degli Affari dei Veterani degli Stati Uniti del Governo degli Stati Uniti.

I comitati istituzionali per la cura e l'uso degli animali (IACUC) del Minneapolis VA Medical Center e dell'Università del Minnesota hanno approvato tutti gli studi sugli animali. Sono state seguite le attuali linee guida del National Institutes of Health (NIH) per l'uso e la cura degli animali da laboratorio.
1. Isolamento di cellule staminali mesenchimali e preparazione e caratterizzazione degli esosomi
<ol><li>Isolamento di cellule staminali mesenchimali (MSC) derivate dal midollo osseo<ol><li>Prelevare 30-50 ml di midollo osseo sterile dallo sterno o dalla tibia di una femmina di suino Yorkshire Landrace di 20 settimane. Per fare ciò, introdurre un ago interosseo da 25 mm 15G nello sterno o nella tibia e aspirare il campione in una siringa da 60 ml con 10 ml di eparina. NOTA: Per ulteriori dettagli sulla raccolta del midollo osseo fare riferimento a Pittenger et al. e Hocum-Stone et al.12,16.</li>
		<li>In breve, far passare il campione di midollo osseo attraverso una provetta Vacutainer CPT con eparina per 30 minuti a 1800 x g.</li>
		<li>Rimuovere il buffy coat contenente le cellule mononucleate e lavare con la soluzione salina bilanciata di Hank. Cellule mononucleate in pellet mediante centrifugazione e risospensione in terreno di crescita (10% siero fetale bovino [FBS]).</li>
		<li>Trasferire le cellule mononucleate in matracci di coltura cellulare per una crescita aderente. Isolare le MSC dalla frazione mononucleare per la loro natura aderente.</li>
		<li>Lavare tutte le non MSC entro 24 ore, lasciando un monostrato di MSC nel pallone di coltura tissutale. Confermare il fenotipo delle MSC mediante citometria a flusso, garantendo la negatività per CD45, un marcatore ematopoietico, e la positività per CD90 e CD105, marcatori delle MSC.</li>
	</ol></li>
	<li>Preparazione e caratterizzazione di esosomi da cellule staminali mesenchimali suine<ol><li>Seme 1 x 104 cardiomiociti di ratto H9C2 e coltura in 1x DMEM+ 10% FBS e 1x Pen/streptococco. Seme: 2 x 10,4 MSC suine in DMEM avanzato + 5% FBS e 1x Pen/streptococco.</li>
		<li>Una volta che entrambe le linee cellulari sono confluenti almeno all'80%, cambiare il terreno con terreno H9C2 e MSC impoverito di esosomi.</li>
		<li>Esporre i cardiomiociti H9C2 a una lieve ipossia (1% O2 per 24 ore). Rimuovere i flaconi dall'ipossia dopo 24 ore e pipettare il terreno H9C2.</li>
		<li>Rimuovere ed eliminare il terreno MSC dal pallone MSC. Aggiungere il terreno H9C2 purificato al pallone MSC. Incubare il matraccio per 6 ore in condizioni normossiche (5% CO2 , 20% O2 e 37 °C).</li>
		<li>Estrarre gli esosomi dal terreno condizionato in co-coltura utilizzando il reagente per l'isolamento totale degli esosomi seguendo le istruzioni del produttore.</li>
		<li>Verificare l'identificazione degli esosomi mediante rilevamento western blot di proteine esosomiali comuni con anticorpi contro CD-63 (1:1000)17.</li>
		<li>Eseguire l'analisi di tracciamento delle nanoparticelle (NTA) per quantificare gli esosomi e la valutazione delle dimensioni delle nanoparticelle e della loro distribuzione. Per fare ciò, sciogliere la proteina totale (50 μg) degli esosomi in 500 μL di PBS per determinare la concentrazione e la distribuzione dimensionale degli esosomi utilizzando l'analizzatore di tracciamento delle nanoparticelle.</li>
		<li>Analizza i dati utilizzando un software di tracciamento delle nanoparticelle.</li>
	</ol></li>
</ol>2. Intervento chirurgico di bypass aortocoronarico fuori dalla pompa
<ol><li>Preparazione degli animali<ol><li>Pesare l'animale (maiali femmina Yorkshire-Landrace di 16 settimane) 3 giorni prima dell'intervento chirurgico. Digiunare l'animale per 12 ore prima dell'intervento chirurgico e avere accesso all'acqua durante il digiuno.</li>
		<li>Somministrare buprenorfina 0,18 mg/kg per via intramuscolare 2-4 ore prima dell'intervento.</li>
	</ol></li>
	<li>Induzione dell'animale<ol><li>Sedare l'animale somministrando un'iniezione intramuscolare di 6,6 mg/kg di tiletamina-zolazepam/xilazina.</li>
		<li>Attendere 15 minuti per garantire un'adeguata sedazione valutando il tono della mandibola seguito dal posizionamento del catetere 22G nella vena dell'orecchio centrale. NOTA: Un'altra vena periferica può essere presa in considerazione (cioè la vena cefalica) se la vena dell'orecchio è inadeguata.</li>
		<li>Somministrare un unguento oftalmico per via topica su ciascun occhio. Somministrare 1-2 mg/kg di propofol per via endovenosa per indurre l'anestesia generale. Il tono della mandibola riflette in modo più affidabile la profondità dell'anestesia e deve essere valutato durante tutta la procedura.</li>
		<li>Intubare l'animale con un tubo endotracheale di dimensioni adeguate.</li>
	</ol></li>
	<li>Chirurgia<ol><li>Radere lo sterno e l'inguine dell'animale in preparazione alla procedura chirurgica.</li>
		<li>Impostare la ventilazione meccanica a 10-15 respiri al minuto, ossigeno 1-4 L/min e isoflurano 1,0-3,0% secondo necessità per mantenere l'anestesia profonda per l'intervento chirurgico. Verificare l'assenza di riflesso oculare o mascellare per confermare l'anestesia profonda.</li>
		<li>Apparecchiature di monitoraggio della posizione (elettrocardiogramma, CO2 di fine espirazione, frequenza cardiaca, saturazione di ossigeno, pressione sanguigna e temperatura) sull'animale.</li>
		<li>Collegare il catetere endovenoso a una sacca di soluzione salina normale o di ringer del lattato per somministrare continuamente i liquidi di mantenimento.</li>
		<li>Preparare la pelle utilizzando una tecnica asettica con scrub allo iodio povidone e soluzione 3x per un'adeguata sterilità e per ridurre al minimo il rischio di infezione del sito chirurgico.</li>
		<li>Somministrare la lidocaina per via intravascolare (dose di carico di 2 mg/kg o infusione continua alla dose di 50 mcg/kg/min) per prevenire le aritmie.</li>
		<li>Posizionare l'animale dorsalmente e coprirlo con asciugamani sterili.</li>
		<li>Eseguire l'asportazione dell'arteria femorale sinistra o destra per il posizionamento della linea arteriosa con la tecnica Seldinger, quindi collegare il catetere al trasduttore per il monitoraggio continuo della pressione sanguigna al momento dell'intervento chirurgico.</li>
		<li>Utilizzare l'elettrocauterizzazione monopolare per eseguire un'incisione di 20 cm che si estende dalla tacca sternale prossimalmente fino al processo xifoide distalmente e per incidere strati di muscoli, grasso sottocutaneo e tessuto connettivo fino allo sterno.</li>
		<li>Eseguire la sternotomia mediana utilizzando una sega oscillante. NOTA: La sega standard viene evitata per la sternotomia ripetuta in quanto comporta un rischio maggiore di lesioni miocardiche dovute a precedenti aderenze pericardiche dalla procedura di toracotomia sinistra eseguita per posizionare il costrittore LAD.</li>
		<li>Dividere la placca sternale posteriore usando un paio di forbici. Utilizzare un divaricatore toracico specializzato per un'adeguata visualizzazione del mediastino.</li>
		<li>Sezionare le aderenze utilizzando l'elettrocauterizzazione monopolare o le forbici Metzenbaum. Sezionare con cura il muscolo peristernale e il grasso per esporre l'arteria mammaria interna sinistra (LIMA).</li>
		<li>Una volta che LIMA è esposto lateralmente al bordo sternale, separarlo delicatamente dalla parete toracica utilizzando una dissezione smussata con punta per elettrocauterizzazione. Utilizzare il LIMA come innesto scheletrato.</li>
		<li>Iniziare la dissezione a livello del 3° spazio intercostale. Sollevare delicatamente il bordo sternale sinistro per una visualizzazione ottimale.</li>
		<li>Utilizzare una trazione delicata sull'avventizia per esporre i rami arteriosi e venosi di LIMA. Tagliare il lato LIMA dei rami usando le emoclibi e cauterizzare il lato della parete toracica dei rami. NOTA: Prestare attenzione a non cauterizzare la clip sul LIMA, poiché ciò potrebbe causare il restringimento del condotto.</li>
		<li>Una volta che un segmento iniziale di LIMA è stato mobilizzato, continuare la dissezione prossimalmente verso il livello della vena succlavia e distalmente fino alla biforcazione LIMA.</li>
		<li>Una volta terminata la dissezione, somministrare eparina per via endovenosa alla dose di 100-300 U/kg. Attendere 3 minuti dopo la somministrazione dell'eparina.</li>
		<li>Dopo 3 minuti, tagliare l'estremità distale del LIMA, appena prima del livello della biforcazione del LIMA, e dividere il condotto. Cuci l'estremità distale con una fascetta di sutura in seta 2-0 gratuita.</li>
		<li>Preparare l'estremità prossimale per l'innesto. Ispezionare visivamente la qualità del flusso lasciando sanguinare l'innesto per alcuni secondi.</li>
		<li>Clamp delicatamente l'estremità distale del condotto LIMA con una pinza bulldog atraumatica per evitare sanguinamento. Aprire il pericardio con una T rovesciata praticando un'incisione di circa 5-6 cm. Posizionare le suture di misura 3-0 sul pericardio per la trazione su entrambi i lati della fessura.</li>
		<li>Stabilizzare il LAD con nastri di retrazione in silicone e stabilizzatore tissutale, che è fissato al divaricatore sternale. Eseguire un'arteriotomia nell'arteria LAD distale alla stenosi (causata dalla banda costrittrice) con una lama a 11 lame ed estendere con una forbice per iride.</li>
		<li>Posizionare uno shunt coronarico di dimensioni adeguate nel LAD. Eseguire l'anastomosi da LIMA a LAD con sutura non assorbibile 7-0 utilizzando una tecnica di bypass off-pump. Rilasciare l'occlusore bulldog sul LIMA e confermare l'emostasi.</li>
	</ol></li>
	<li>Preparazione di un cerotto esosomico derivato da cellule staminali mesenchimali (MSC)<ol><li>Dopo aver isolato con successo gli esosomi dalle MSC, sospendere circa 3 x 108 esosomi in 3 mL di soluzione fisiologica normale e aggiungerli alla spugna di collagene.</li>
		<li>Portare 3 mL di sospensione di esosomi a temperatura ambiente a circa 22 °C per 10 min. Metti 2 spugne collage riassorbibili (ciascuna 1,27 cm x 2,54 cm) in una capsula di Petri media.</li>
		<li>Utilizzare una siringa da 5 ml con un ago da 18 G per miscelare delicatamente la sospensione dell'esosoma. Pipettare lentamente 1,5 ml di sospensione su ciascuna spugna di collagene e attendere 5 minuti per il completo assorbimento.</li>
	</ol></li>
	<li>Posizionamento del cerotto dell'esosoma<ol><li>Posizionare la spugna carica di esosomi capovolta sulla regione di ibernazione del cuore, che è l'epicardio della regione del setto anteriore nella distribuzione della LAD.</li>
		<li>Posizionare delicatamente due spugne per coprire la regione di ibernazione del cuore. Usa una rete di polyglactin da 3,5 cm x 1,0 cm per coprire ogni spugna di collagene.</li>
		<li>Cuci la rete sull'epicardio con sottili suture interrotte 7-0.</li>
	</ol></li>
	<li>Posizionamento del tubo toracico<ol><li>Posizionare un tubo toracico attraverso un'incisione di pugnalata separata, vicino all'aspetto inferiore dell'incisione della sternotomia. Posizionare con cautela il tubo toracico sulla parte anteriore del cuore.</li>
		<li>Una volta che il tubo è in posizione, posizionare una sutura a corda di borsa con sutura 3-0 utilizzando un punto materasso orizzontale per consentire la chiusura della ferita al momento della rimozione del tubo.</li>
		<li>Il tubo toracico viene mantenuto fino alla completa chiusura del torace.</li>
	</ol></li>
	<li>Chiusura sul petto<ol><li>Approssimare lo sterno con punti di sutura non assorbibili utilizzando uno schema a forma di otto. Somministrare 1 mg/kg di bupivacaina per via intramuscolare lungo l'intera lunghezza dell'incisione. NOTA: La sutura viene utilizzata al posto dei fili per evitare interferenze con l'imaging MRI.</li>
		<li>Chiudere gli strati di muscoli e pelle nel modo standard utilizzando rispettivamente la sutura assorbibile 2-0 e 3-0.</li>
		<li>Eseguire l'apnea e l'aspirazione per evacuare tutta l'aria dalla cavità toracica. Monitorare con cautela la pressione delle vie aeree sul ventilatore e mantenere la pressione tra 15-22 mmHg e rilasciarla al termine.</li>
		<li>Una volta che tutta l'aria è stata evacuata, rimuovere il tubo toracico mentre si chiude la ferita utilizzando la sutura a corda della borsa. Applicare la colla adesiva localmente per coprire l'incisione sternale.</li>
	</ol></li>
	<li>Assistenza post-operatoria dopo l'intervento chirurgico<ol><li>Svezzare gradualmente l'animale dal ventilatore mentre l'incisione cutanea viene chiusa. Assicurarsi che l'animale sia in grado di respirare spontaneamente e proteggere i riflessi prima di scollegare l'animale dall'attrezzatura per anestesia.</li>
		<li>Rimuovere il tubo endotracheale dopo aver verificato che l'animale è in grado di proteggere le sue vie aeree. Coprire l'incisione cutanea con una medicazione sterile e non aderente incorporata con unguento antibiotico per ridurre al minimo l'infezione del sito chirurgico.</li>
		<li>Continuare a monitorare i segni vitali tra cui frequenza cardiaca, frequenza respiratoria, temperatura corporea ogni 15 minuti fino a quando l'animale non è in grado di mantenere la sua posizione senza assistenza.</li>
		<li>Assicurarsi che l'animale non venga lasciato incustodito fino a quando non è in grado di sollevare e tenere la testa alta e può stare in piedi senza assistenza. Somministrare meloxicam alla dose di 0,2 mg/kg per via sottocutanea prima di trasportare l'animale all'unità di recupero.</li>
		<li>Trasportare l'animale all'unità di recupero quando l'animale è stabile. Mantenere la medicazione del sito chirurgico sull'incisione fino al giorno 3 postoperatorio. Sostituire la medicazione se si sporca.</li>
		<li>Continuare a monitorare il livello del dolore, l'incisione cutanea e il benessere generale dell'animale per i primi 5 giorni dopo l'intervento. Somministrare mezza dose di meloxicam (0,1 mg/kg) al bisogno una volta al giorno per il dolore intenso.</li>
		<li>Alloggiare l'animale per i primi 5 giorni dopo l'intervento chirurgico mentre le incisioni guariscono per ridurre il rischio di infezione del sito chirurgico da parte di un altro animale. Rimettere l'animale in un alloggio di gruppo dopo 5 giorni.</li>
		<li>Segnalare eventuali complicazioni o cambiamenti nelle condizioni dell'animale (febbre, ascite, perdita di peso, inappetenza, ecc.) al veterinario o al personale competente.</li>
	</ol></li>
</ol>3. Angiografia coronarica con accesso femorale
<ol><li>Fissare l'animale sul tavolo operatorio in decubito dorsale. Iniziare la ventilazione meccanica a 10-15 respiri al minuto. Impostare l'ossigeno a 2-4 L/min, l'isoflurano all'1% e al 4%, secondo necessità per mantenere un piano di anestesia profondo.</li>
	<li>Posizionare gli elettrocateteri ECG sull'arto dell'animale per monitorare il ritmo cardiaco. Valutare l'animale per la profondità dell'anestesia. Considera l'animale profondamente anestetizzato quando il riflesso dell'occhio o della mandibola è assente.</li>
	<li>Pulisci la zona del torace e del collo con uno scrub allo iodio povidone e poi copri l'animale con degli asciugamani.</li>
	<li>Accedere all'arteria femorale tramite taglio chirurgico ed esporre l'arteria e la vena femorale. Praticare un'incisione longitudinale di 1-2 mm con una lama n. 11 nell'arteria femorale e incannulare l'arteria utilizzando una guaina introduttrice da 11 Fr nel lume del vaso.</li>
	<li>Dopo aver ottenuto l'accesso, far avanzare il catetere per eseguire l'angiografia coronarica per valutare la pervietà anatomica dell'innesto LIMA-LAD.</li>
</ol>

Terapia aggiuntiva con esosomi: miglioramento del recupero miocardico dopo l'intervento chirurgico CABG

<ol>
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J., Kwak, Y. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Carbon+dioxide+embolism+induced+right+coronary+artery+ischaemia+during+off-pump+obtuse+marginalis+artery+grafting.">Carbon dioxide embolism induced right coronary artery ischaemia during off-pump obtuse marginalis artery grafting.</a> European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 36 (3), 598-599 (2009).</li><li>Aklog, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Future+technology+for+off-pump+coronary+artery+bypass+(OPCAB).">Future technology for off-pump coronary artery bypass (OPCAB).</a> Seminars in Thoracic and Cardiovascular Surgery. 15 (1), 92-102 (2003).</li><li>Hou, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Radiolabeled+cell+distribution+after+intramyocardial,+intracoronary,+and+interstitial+retrograde+coronary+venous+delivery:+implications+for+current+clinical+trials.">Radiolabeled cell distribution after intramyocardial, intracoronary, and interstitial retrograde coronary venous delivery: implications for current clinical trials.</a> Circulation. 112 (9 Suppl), I150-I156 (2005).</li><li>Gallet, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Exosomes+secreted+by+cardiosphere-derived+cells+reduce+scarring,+attenuate+adverse+remodelling,+and+improve+function+in+acute+and+chronic+porcine+myocardial+infarction.">Exosomes secreted by cardiosphere-derived cells reduce scarring, attenuate adverse remodelling, and improve function in acute and chronic porcine myocardial infarction.</a> European Heart Journal. 38 (3), 201-211 (2017).</li></ol>

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Questo studio presenta il primo modello suino di miocardio cronicamente ischemico, in cui è stato dimostrato che il trattamento con un cerotto di collagene carico di esosomi derivato da MSC durante la rivascolarizzazione chirurgica recupera la funzione diastolica e sistolica dopo la stimolazione inotropa, potenzialmente mirando al recupero mitocondriale. In precedenza, è stato dimostrato che in un modello animale di HIB di grandi dimensioni la funzione diastolica e sistolica, misurata mediante risonanza magnetica cardi...

A livello globale, la CAD grave colpisce oltre cento milioni di pazienti e, sebbene il tasso di mortalità sia diminuito, rimane una delle principali cause di morte 1,2. La CAD ha un ampio spettro clinico, dall'infarto del miocardio (IM) all'ischemia, con vitalità preservata. La maggior parte della ricerca pre-clinica si concentra sull'infarto miocardico, caratterizzato dalla presenza di tessuto infartuato come è possibile studiare in modelli animali di piccole e grandi dimensioni. Tuttavia, tale modello non si rivolge ai pazienti con vitalità conservata e suscettibili di rivascolarizzazione. La maggior parte dei pazienti sottoposti a CABG ha una diminuzione dell'afflusso di sangue e una funzione limitata, pur mantenendo la variabilità nella riserva contrattile e nella vitalità3. Senza trattamento, questi pazienti possono progredire verso l'insufficienza cardiaca avanzata e la morte improvvisa, specialmente durante l'aumento del carico di lavoro4. Tra questi pazienti, l'innesto di bypass aortocoronarico (CABG) è una terapia efficace, ma potrebbe non portare a un recupero funzionale completo5. È importante sottolineare che la disfunzione diastolica, che è un marker per esiti clinici peggiori, non riesce a riprendersi dopo la rivascolarizzazione, suggerendo la necessità di nuove terapie adiuvanti durante il CABG 6,7. Attualmente, non ci sono interventi adiuvanti clinicamente disponibili utilizzati con CABG per ripristinare i cardiomiociti alla piena capacità funzionale. Si tratta di una grave lacuna terapeutica, dato che molti pazienti progrediscono verso un'insufficienza cardiaca avanzata nonostante un'appropriata rivascolarizzazione8.
È stato creato un modello suino innovativo di ischemia miocardica cronica suscettibile di CABG, per imitare l'esperienza clinica della CAD9. I suini forniscono un buon modello di cardiopatia rispetto ad altri animali di grandi dimensioni in quanto non hanno collaterali di ponte epicardico, quindi la stenosi del LAD da sola provoca ischemia regionale10. In questo studio sono state utilizzate femmine di maiali Yorkshire di 16 settimane. In questo modello, il LAD è stato rivascolarizzato con CABG off-pump utilizzando l'innesto dell'arteria mammaria interna sinistra (LIMA) (Tabella supplementare 1). L'intervento coronarico percutaneo (PCI) non è possibile aprire la stenosi poiché il costrittore è un dispositivo rigido. La risonanza magnetica cardiaca (MRI) viene utilizzata per valutare la funzione globale e regionale, l'anatomia coronarica e la vitalità tissutale. L'analisi della risonanza magnetica cardiaca ha mostrato che la funzione diastolica, caratterizzata da un picco di riempimento (PFR), rimane compromessa nonostante il CABG6. Il meccanismo della disfunzione diastolica è probabilmente correlato alla compromissione della bioenergetica mitocondriale e alla formazione di collagene nell'HIB che persistono dopo CABG11.
Le cellule staminali mesenchimali (MSC) forniscono una segnalazione terapeutica attraverso gli esosomi per migliorare il recupero miocardico quando applicate durante il CABG. In questo modello suino e in studi paralleli in vitro , è stato dimostrato che il posizionamento di un cerotto epicardico MSC vicryl durante il CABG recupera la funzione contrattile con l'aumento delle proteine mitocondriali chiave, vale a dire PGC-1α12, un importante regolatore del metabolismo energetico mitocondriale13. Il modello in vitro ci ha permesso di studiare il meccanismo di segnalazione delle MSC sulla compromissione della funzione mitocondriale. Gli esosomi sono microvescicole stabili secrete (50-150 nm) che contengono proteine o acidi nucleici, inclusi i microRNA (miRNA)14. Recenti dati in vitro suggeriscono che gli esosomi derivati da MSC sono un importante meccanismo di segnalazione necessario per il recupero della respirazione mitocondriale.
Gli esosomi derivati da cellule staminali sono promettenti per terapie aggiuntive in quanto sono facilmente accessibili, possono essere prodotti commercialmente e mancano di conflitti etici. In considerazione della traduzione clinica, è stato creato un cerotto di collagene incorporato con esosomi derivati da MSC che può essere suturato chirurgicamente nella regione di ibernazione del miocardio. È stato dimostrato che c'è una consegna sostenuta di esosomi utilizzando questo cerotto e fornisce una terapia rigenerativa senza cellule con meccanismo di segnalazione paracrina che mira al recupero mitocondriale e migliora la biogenesi mitocondriale15. Questa procedura fornisce il modello pre-clinico per studiare l'impatto delle terapie derivate dalle MSC per migliorare la funzione cardiaca attraverso il potenziamento della funzione mitocondriale e la riduzione dell'infiammazione al momento della rivascolarizzazione e invertire gli adattamenti miocitari all'ischemia cronica.
In questo studio, viene mostrato un metodo chirurgico di CABG off-pump che utilizza l'anastomosi da LIMA a LAD per bypassare l'area della stenosi prossimale LAD che imita il trattamento standard per i pazienti con CAD. Come terapia aggiuntiva con CABG, è stata dimostrata l'applicazione chirurgica di un cerotto di collagene incorporato in esosomi derivati da MSC sulla regione ischemica del miocardio. Questo modello chirurgico può essere utilizzato per studiare le risposte fisiologiche all'effetto paracrino osservate con l'uso di un cerotto esosomiale e i meccanismi molecolari di recupero.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>5 Ethibond</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>MG46G</td>
			<td>Suture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td># 40 clipper blade</td>
			<td>Oster</td>
			<td>078919-016-701</td>
			<td>Remove hair from surgery sites</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0 Vicryl</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>J208H</td>
			<td>Suture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 mL Syringe</td>
			<td>Medtronic/Covidien</td>
			<td>1188100777</td>
			<td>Administer injectable agents</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1&#34; medical tape</td>
			<td>Medline</td>
			<td>MMM15271Z</td>
			<td>Secure wound dressing and IV catheters</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1000mL 0.9% Sodium chloride</td>
			<td>Baxter</td>
			<td>2B1324X</td>
			<td>IV replacement fluid</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>12 mL Syringe</td>
			<td>Medtronic/Covidien</td>
			<td>8881512878</td>
			<td>Administer injectable agents</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>18 ga needles</td>
			<td>BD</td>
			<td>305185</td>
			<td>Administration of injectable agents</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>20 ga needles</td>
			<td>BD</td>
			<td>305175</td>
			<td>Administration of injectable agents</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>20 mL Syringe</td>
			<td>Medtronic/Covidien</td>
			<td>8881520657</td>
			<td>Administer injectable agents</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2-0 Vicryl</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>J317H</td>
			<td>Suture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>250 mL 0.9% saline</td>
			<td>Baxter</td>
			<td>&#160;UE1322D</td>
			<td>Replacement IV Fluid</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3 mL Syinge</td>
			<td>Medtronic/Covidien</td>
			<td>1180300555</td>
			<td>Administer injectable agents</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3-0 Vicryl</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>VCP824G</td>
			<td>Suture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>36&#8221; Pressure monitoring tubing</td>
			<td>Smith&#8217;s Medical</td>
			<td>MX563</td>
			<td>Connect art. Line&#160; to transducer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4.0 mm ID endotracheal tube</td>
			<td>Medline</td>
			<td>DYND43040</td>
			<td>Establish airway for Hibernation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4-0 Tevdek II Strands</td>
			<td>Deknatel</td>
			<td>7-922</td>
			<td>Suture to secure constrictor around LAD</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>48&#8221; Pressure monitoring tubing</td>
			<td>Smith&#8217;s Medical</td>
			<td>MX564</td>
			<td>Connect art. Line&#160; to transducer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>500mL 0.9% Sodium chloride</td>
			<td>Baxter</td>
			<td>2B1323Q</td>
			<td>Drug delivery, Provide mist for Blower Mister</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6&#160; mL Syringe</td>
			<td>Medtronic/Covidien</td>
			<td>1180600777</td>
			<td>Administer injectable agents</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6.0 mm ID endotracheal tube</td>
			<td>Mallinckrodt</td>
			<td>86049</td>
			<td>Establish airway for Revasc,MRI and Termination</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6.5 mm ID endotracheal tube</td>
			<td>Medline</td>
			<td>DYND43065</td>
			<td>Establish airway for Revasc,MRI and Termination</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6&#8221; pressure tubing line</td>
			<td>Smith&#8217;s Medical</td>
			<td>MX560</td>
			<td>Collect bone marrow</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>60 mL Syringe</td>
			<td>Medtronic/Covidien</td>
			<td>8881560125</td>
			<td>Administer injectable agents</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>7.0 mm ID endotracheal tube</td>
			<td>Medline</td>
			<td>DYND43070</td>
			<td>Establish airway for Revasc,MRI and Termination</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>7-0 Prolene</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>M8702</td>
			<td>Suture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Advanced DMEM (1X)</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>12491023</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Alcohol Prep pads</td>
			<td>MedSource</td>
			<td>MS-17402</td>
			<td>Skin disinfectant</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Amicon Ultra-15 Centrifugal Filter Unit</td>
			<td>Millipore Sigma</td>
			<td>UFC910024</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anesthesia Machine</td>
			<td>Drager</td>
			<td>Fabious Trio</td>
			<td>maintains general anesthesia</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anesthesia Machine + ventilator</td>
			<td>DRE Drager- Fabius Tiro</td>
			<td>DRE0603FT</td>
			<td>Deliver Oxygen and inhalant to patient</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anesthesia Monitor</td>
			<td>Phillips&#160; Intellivue</td>
			<td>MP70</td>
			<td>Multiparameter for patient safety</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Arterial Line Kit</td>
			<td>Arrow</td>
			<td>ASK-04510-HF</td>
			<td>Femoral catheter for blood pressure monitoring</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Artificial Tears</td>
			<td>Rugby</td>
			<td>0536-1086-91</td>
			<td>Lubricate eyes to prevent corneal drying</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bair Hugger</td>
			<td>3M</td>
			<td>Model 505</td>
			<td>Patient Warming system</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Basic pack</td>
			<td>Medline</td>
			<td>DYNJP1000</td>
			<td>Sterile drapes and table cover</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Blood Collection Tubes- green top</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>02-689-7</td>
			<td>Collect microsphere blood samples</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Blower Mister Kit</td>
			<td>Medtronic/Covidien</td>
			<td>22120</td>
			<td>Clears surgical field for vessel anastomosis</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BODIPY TR Ceramide</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>D7540</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bone marrow needle- 25mm 15 ga IO needle</td>
			<td>Vidacare</td>
			<td>9001-VC-005</td>
			<td>Collect bone marrow</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bone Wax</td>
			<td>Medline</td>
			<td>ETHW31G</td>
			<td>Hemostasis of cut bone</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bovie Cautery hand piece</td>
			<td>Covidien</td>
			<td>E2516</td>
			<td>Hemostasis</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bupivicaine</td>
			<td>Pfizer</td>
			<td>00409-1161-01</td>
			<td>Local Anesthetic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buprenorphine 0.3 mg/mL</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>B9275</td>
			<td>Pre operative Analgesic for survivial procedures</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cell Scrapers</td>
			<td>Corning</td>
			<td>353085</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cephazolin 1 gr</td>
			<td>Pfizer</td>
			<td>00409-0805-01</td>
			<td>Antibiotic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Chest Tube</td>
			<td>Covidien</td>
			<td>8888561043</td>
			<td>Evacuates air from chest cavity</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cloroprep</td>
			<td>Becton Dickenson</td>
			<td>260815</td>
			<td>Surgical skin prep</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Corning bottle-top vacuum Filter System (500mL)</td>
			<td>Millipore Sigma</td>
			<td>430758</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CPT tube</td>
			<td>BD</td>
			<td>362753</td>
			<td>MSC isolation from bone marrow</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Delrin Constrictor</td>
			<td>U of MN</td>
			<td>Custom made</td>
			<td>Creates stenosis of LAD</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dermabond</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>DNX12</td>
			<td>Skin adhesive</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DMEM (1X) Dulbecco&#39;s Modified Eagle Medium, HEPES</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>12430062</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dobutamine 12.5 mg/mL</td>
			<td>Pfizer</td>
			<td>00409-2344-01</td>
			<td>Increases blood pressure and heart rate during the second microsphere blood collection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ECG Pads</td>
			<td>DRE</td>
			<td>1496</td>
			<td>Monitor heart rhythm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Exosome-Depleted FBS</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>A2720801</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Falcon Disposable Polystyrene Serological Pipets, Sterile, 10mL</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>13-675-20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Femoral and carotid introducer</td>
			<td>Cordis- J&#38;J</td>
			<td>504606P</td>
			<td>femoral and carotis cannulas</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fetal Bovine Serum, Heat Inactivated, Gibco FBS</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>16140089</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Flo-thru 1.0</td>
			<td>Baxter</td>
			<td>FT-12100</td>
			<td>used to anastomos LIMA to L</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Flo-thru 1.25</td>
			<td>Baxter</td>
			<td>FT-12125</td>
			<td>FT-12125</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Flo-thru 1.5</td>
			<td>Baxter</td>
			<td>FT-12150</td>
			<td>FT-12150</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Flo-thru 2.0</td>
			<td>Baxter</td>
			<td>FT-12200</td>
			<td>FT-12200</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>GlutaMAX Supplement</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>35050061</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hair Clipper</td>
			<td>Oster</td>
			<td>078566-011-002</td>
			<td>Remove hair from surgery sites</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Helistat collagen sponge</td>
			<td>McKesson</td>
			<td>570973 1690ZZ</td>
			<td>Sponge for embedding exosomes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin</td>
			<td>Pfizer</td>
			<td>&#160;0409-2720-03</td>
			<td>anticoaggulant</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Histology Jars</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>316-154</td>
			<td>Formalin for tissue samples</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HyClone Characterized Fetal Bovine Serum (FBS)</td>
			<td>Cytiva</td>
			<td>SH30071.03</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hypafix</td>
			<td>BSN Medical</td>
			<td>4210</td>
			<td>Secure wound dressing and IV catheters</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>CDS019936</td>
			<td>General Anesthestic- Inhalant</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>IV Tubing for Blower Mister</td>
			<td>Carefusion</td>
			<td>42493E</td>
			<td>Adapts to IV Fluids for Blower/Mister</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Jelco 18 ga IV catheter</td>
			<td>Smiths medical</td>
			<td>4054</td>
			<td>IV access in Revasc, MRI and Term</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lidocaine 2%</td>
			<td>Pfizer</td>
			<td>00409-4277-01</td>
			<td>Local Anesthetic/ antiarrthymic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ligaclips</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>MSC20</td>
			<td>Surgical Staples for LIMA takedown</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Long blade for laryngoscope</td>
			<td>DRE</td>
			<td>12521</td>
			<td>Allows for visualization of trachea for intubation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Meloxicam 5 mg/mL</td>
			<td>Boehringer Ingelheim</td>
			<td>141-219</td>
			<td>Post operative Analgesic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microsphere pump</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Collect blood samples from femoral introducer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Monopolar Cautery</td>
			<td>Covidien</td>
			<td>Valleylab&#8482; FT10</td>
			<td>Hemostasis</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nanosight NS 300</td>
			<td>Malvern Panalytical</td>
			<td>MAN0541-03-EN</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NTA 3.1.54 software</td>
			<td>Malvern Panalytical</td>
			<td>MAN0520-01-EN-00</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>OPVAC Synergy II</td>
			<td>Terumo Cardiovascular System</td>
			<td>401-230</td>
			<td>Heart positioner and Stabilizer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Oxygen Tank E cylinder</td>
			<td>various</td>
			<td>various</td>
			<td>Used for Blower Mister if anesthesia machine doesn&#39;t have auxiliary flow meter</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PBS, pH 7.2</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>20012050</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Penicillin-Streptomycin-Neomycin (PSN) Antibiotic Mixture</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>15640055</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pigtail 145 catheter 6 French</td>
			<td>Boston Scientific</td>
			<td>08641-41</td>
			<td>Measure LV pressures</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pressure Transducer</td>
			<td>various</td>
			<td>Must adapt to anesthesia monitor</td>
			<td>Monitor direct arterial pressures</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Propofol</td>
			<td>Diprivan</td>
			<td>269-29</td>
			<td>Induction agent</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Roncuronium</td>
			<td>Mylan</td>
			<td>67457-228-05</td>
			<td>Neuromuscular blocking agent</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SR Buprenorphine 10 mg/mL</td>
			<td>Abbott Labs</td>
			<td>NADA 141-434</td>
			<td>Post operative Analgesic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile Saline 20 mL</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>20T700220</td>
			<td>Flush for IV catheters</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sternal Saw/ Necropsy Saw</td>
			<td>Thermo Fisher</td>
			<td>812822</td>
			<td>Used to open chest cavity</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stop Cocks</td>
			<td>Smith Medical</td>
			<td>MX5311L</td>
			<td>2 to connect to pig tail</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Succinylcholine 20 mg/mL</td>
			<td>Pfizer</td>
			<td>00409-6629-02</td>
			<td>Neuromuscular blocking agent</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Suction&#160; tubing</td>
			<td>Medline</td>
			<td>DYND50223</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Suction Container</td>
			<td>Medline</td>
			<td>DYNDCL03000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgery pack with chest retractor</td>
			<td>various</td>
			<td>See pack list</td>
			<td>Femoral cut down and median sternotomy</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical Instruments</td>
			<td>various</td>
			<td>See pack list</td>
			<td>Femoral and carotid cutdowns and sternotomy</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical Spring Clip</td>
			<td>Applied Medical</td>
			<td>A1801</td>
			<td>Clamp end of LIMA after takedown</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe pump</td>
			<td>Harvard</td>
			<td></td>
			<td>Delivers IV Dobutamine infusion</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SYTO RNASelect Green Fluorescent cell Stain - 5 mM Solution in DMSO</td>
			<td>Millipore Sigma</td>
			<td>S32703</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Telazol 100 mg/mL</td>
			<td>Fort Dodge</td>
			<td>01L60030</td>
			<td>Pre operative Sedative</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Telpha pad</td>
			<td>Covidien</td>
			<td>2132</td>
			<td>Sterile wound dressing</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Timer</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Time collection of blood samples</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Total Exosome Isolation Reagent (from cell culture media)</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>4478359</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TPP Tissue Culture Flask, T75, Filter Cap w/ 0.22uM PTFE</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>TP90076</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Triple Antibiotic Ointment</td>
			<td>Johnson &#38; Johnson</td>
			<td>23734</td>
			<td>Topical over wound</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vicryl mesh</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>VKML</td>
			<td>Patch for epicardial cell application</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vortex</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Mix microspheres</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Xylazine 100 mg/mL</td>
			<td>Vedco</td>
			<td>468RX</td>
			<td>Pre operative Sedative/ analgesic</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

surgical porcine model of chronic myocardial ischemia treated by exosome-laden collagen patch and off-pump coronary artery bypass graft

L'ischemia miocardica cronica derivante dalla stenosi progressiva dell'arteria coronaria porta al miocardio in letargo (HIB), definito come miocardio che si adatta alla ridotta disponibilità di ossigeno riducendo l'attività metabolica, prevenendo così il danno irreversibile dei cardiomiociti e l'infarto. Questo è distinto dall'infarto del miocardio, poiché l'HIB ha il potenziale per il recupero con la rivascolarizzazione. I pazienti con malattia coronarica significativa (CAD) soffrono di ischemia cronica, che li mette a rischio di insufficienza cardiaca e morte improvvisa. L'intervento chirurgico standard per la CAD grave è la chirurgia di bypass aortocoronarico (CABG), ma è stato dimostrato che è una terapia imperfetta, ma non esistono terapie aggiuntive per recuperare i miociti adattati all'ischemia cronica. Per colmare questa lacuna, è stato utilizzato un modello chirurgico di HIB che utilizza carne suina che è suscettibile di CABG e imita lo scenario clinico. Il modello prevede due interventi chirurgici. Il primo intervento prevede l'impianto di un costrittore rigido di 1,5 mm sull'arteria discendente anteriore sinistra (LAD). Man mano che l'animale cresce, il costrittore provoca gradualmente una stenosi significativa con conseguente riduzione della funzione sistolica regionale. Una volta che la stenosi raggiunge l'80%, il flusso e la funzione del miocardio sono compromessi, creando HIB. Viene quindi eseguita una CABG off-pump con l'arteria mammaria interna sinistra (LIMA) per rivascolarizzare la regione ischemica. L'animale si riprende per un mese per consentire un miglioramento ottimale del miocardio prima del sacrificio. Ciò consente studi fisiologici e tissutali di diversi gruppi di trattamento. Questo modello animale dimostra che la funzione cardiaca rimane compromessa nonostante il CABG, suggerendo la necessità di nuovi interventi aggiuntivi. In questo studio, è stato sviluppato un cerotto di collagene incorporato con esosomi derivati da cellule staminali mesenchimali (MSC), che può essere applicato chirurgicamente alla superficie epicardica distale all'anastomosi LIMA. Il materiale è conforme all'epicardio, è assorbibile e fornisce l'impalcatura per il rilascio prolungato dei fattori di segnalazione. Questa terapia rigenerativa può stimolare il recupero miocardico che non risponde alla sola rivascolarizzazione. Questo modello si traduce in ambito clinico fornendo mezzi di esplorazione fisiologica e meccanicistica per quanto riguarda il recupero nell'HIB.

Globally, severe CAD affects over a hundred million patients, and although the mortality rate has decreased, it remains one of the leading causes of death1,2. CAD has a wide clinical spectrum from myocardial infarction (MI) to ischemia with preserved viability. Most pre-clinical research focuses on MI, characterized by the presence of infarcted tissue as it is possible to study in small and large animal models. However, that model does not address patients with preserved viability and amenable to revascularization. Most patients undergoing CABG have decreased blood supply and limited function while maintaining variability in contractile reserve and viability3. Without treatment, these patients can progress to advanced heart failure and sudden death, especially during increased workload4. Among these patients, coronary artery bypass graft (CABG) is an effective therapy but may not result in complete functional recovery5. Importantly, diastolic dysfunction, which is a marker for worse clinical outcomes, fails to recover after revascularization suggesting the need for novel adjuvant therapies during CABG6,7. Currently, there are no clinically available adjuvant interventions used with CABG to restore cardiomyocytes to full functional capacity. This is a major therapeutic gap given that many patients progress to advanced heart failure despite appropriate revascularization8.
An innovative porcine model of chronic myocardial ischemia that is amenable to CABG, to mimic clinical CAD experience was created9. Swine provide a good model of heart disease over other large animals as they do not have epicardial bridging collaterals so stenosis of the LAD alone results in regional ischemia10. In this study, 16-week-old female Yorkshire-Landrace pigs were used. In this model, the LAD was revascularized with off-pump CABG using the left internal mammary artery (LIMA) graft (Supplementary Table 1). Percutaneous coronary intervention (PCI) is not possible to open the stenosis as the constrictor is a rigid device. Cardiac magnetic resonance imaging (MRI) is used to assess global and regional function, coronary anatomy, and tissue viability. Cardiac MRI analysis showed diastolic function, characterized by peak filling rate (PFR) remains impaired despite CABG6. The mechanism of diastolic dysfunction likely relates to impaired mitochondrial bioenergetics and collagen formation in HIB that persist following CABG11.
Mesenchymal stem cells (MSC) provide therapeutic signaling through exosomes to improve myocardial recovery when applied during CABG. In this swine model and parallel in vitro studies, it was shown that placement of an epicardial MSC vicryl patch during CABG recovers contractile function with increase in key mitochondrial proteins namely PGC-1&#945;12, an important regulator of mitochondrial energy metabolism13. The in vitro model allowed us to investigate the signaling mechanism of MSCs on impaired mitochondrial function. Exosomes are secreted stable microvesicles (50-150 nm) that contain protein or nucleic acids including microRNA (miRNA)14. Recent in vitro data suggest that MSC-derived exosomes are an important signaling mechanism necessary for recovery of mitochondrial respiration.
Stem cell derived exosomes are promising adjunctive therapeutics as they are readily accessible, can be commercially produced, and lack ethical conflicts. In consideration of clinical translation, a collagen patch embedded with MSC-derived exosomes was created that can be surgically sutured to the hibernating region of myocardium. It was demonstrated that there is sustained delivery of exosomes using this patch and it provides a cell-free regenerative therapy with paracrine signaling mechanism that targets mitochondrial recovery and enhance mitochondrial biogenesis15. This procedure provides the pre-clinical model to study the impact of MSC-derived therapies to improve cardiac function by means of enhancing mitochondrial function and reducing inflammation at the time of revascularization and reverse the myocyte adaptations to chronic ischemia.
In this study, a surgical method of off-pump CABG using LIMA to LAD anastomosis to bypass the area of proximal LAD stenosis mimicking the standard treatment for patients with CAD is shown. As an adjunctive therapy with CABG, the surgical application of MSC-derived exosome embedded collagen patch on the ischemic region of the myocardium was demonstrated. This surgical model can be used to study the physiologic responses to the paracrine effect seen with use of an exosome patch as well as the molecular mechanisms of recovery.

Autore in primo piano: Migliorare la rivascolarizzazione dell'arteria coronaria

Modello suino chirurgico di ischemia miocardica cronica trattata con cerotto di collagene carico di esosomi e innesto di bypass aortocoronarico off-pump

Dopo la rivascolarizzazione, viene eseguita un'angiografia coronarica per valutare la stenosi LAD (superiore all'80%) e la pervietà dell'innesto LIMA-LAD (Figura 1). Quattro settimane dopo l'intervento chirurgico di rivascolarizzazione e il posizionamento del cerotto di collagene carico di esosomi, viene eseguita la risonanza magnetica cardiaca per valutare la funzione sistolica e diastolica del cuore a riposo e sotto sforzo utilizzando un'infusione di dobutamina a basso dosaggio a 5 μg/kg...

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Questo studio presenta un modello suino chirurgico di ischemia miocardica cronica dovuta a stenosi progressiva dell'arteria coronaria, con conseguente compromissione della funzione cardiaca senza infarto. Dopo l'ischemia, gli animali vengono sottoposti a trapianto di bypass aortocoronarico off-pump con posizionamento epicardico di cerotti di collagene carichi di esosomi derivati da cellule staminali. Questa terapia aggiuntiva migliora la funzione miocardica e il recupero.

Chronic myocardial ischemia resulting from progressive coronary artery stenosis leads to hibernating myocardium (HIB), defined as myocardium that adapts ...

L'obiettivo generale di questa procedura chirurgica è quello di creare un modello chirurgico di rivascolarizzazione dell'arteria coronaria utilizzando il bypass da LIMA a LAD e l'uso di cerotti di collagene carichi di esosomi come aggiunta per dimostrare il miglioramento fisiologico della funzione cardiaca. Il nostro modello in vivo è un modello monovascolare che non include alcuna comorbidità, che non è rappresentativo della situazione clinica tipica per i pazienti sottoposti a trattamento per malattia multivascolare. Tuttavia, nonostante questa limitazione, il nostro modello ha costantemente prodotto risultati affidabili e ha mantenuto bassi tassi di mortalità.Abbiamo sviluppato una terapia adiuvante clinicamente rilevante da utilizzare durante la CABG e miriamo a comprendere i meccanismi cellulari che guidano il miglioramento funzionale miocardico nell'ischemia miocardica cronica. Il recupero completo del tessuto ischemico sembra dipendere dal ripristino delle capacità mitocondriali e dalla riduzione dell'infiammazione; che rappresenta una nuova area di studio.

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Research

JoVE Journal

Medicine

Surgical Porcine Model of Chronic Myocardial Ischemia Treated by Exosome-laden Collagen Patch and Off-pump Coronary Artery Bypass Graft

530 Views.  University of Minnesota. L'obiettivo generale di questa procedura chirurgica è quello di creare un modello chirurgico di rivascolarizzazione dell'arteria coronaria utilizzando il bypass da LIMA a LAD e l'uso di cerotti di collagene carichi di esosomi come aggiunta per dimostrare il miglioramento fisiologico della funzione cardiaca. Il nostro modello in vivo è un modello monovascolare che non include alcuna comorbidità, che non è rappresentativo della situazione clinica tipica per i pazienti sottoposti a trattamen...

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Chronic myocardial ischemia resulting from progressive coronary artery stenosis leads to hibernating myocardium (HIB), defined as myocardium that adapts to reduced oxygen availability by reducing metabolic activity, thereby preventing irreversible cardiomyocyte injury and infarction. This is distinct from myocardial infarction, as HIB has the potential for recovery with revascularization. Patients with significant coronary artery disease (CAD) experience chronic ischemia, which puts them at risk for heart failure and sudden death. The standard surgical intervention for severe CAD is coronary artery bypass graft surgery (CABG), but it has been shown to be an imperfect therapy, yet no adjunctive therapies exist to recover myocytes adapted to chronic ischemia. To address this gap, a surgical model of HIB using porcine that is amenable to CABG and mimics the clinical scenario was used. The model involves two surgeries. The first operation involves implanting a 1.5 mm rigid constrictor on the left anterior descending (LAD) artery. As the animal grows, the constrictor gradually causes significant stenosis resulting in reduced regional systolic function. Once the stenosis reaches 80%, the myocardial flow and function are impaired, creating HIB. An off-pump CABG is then performed with the left internal mammary artery (LIMA) to revascularize the ischemic region. The animal recovers for one month to allow for optimal myocardial improvement prior to sacrifice. This allows for physiologic and tissue studies of different treatment groups. This animal model demonstrates that cardiac function remains impaired despite CABG, suggesting the need for novel adjunctive interventions. In this study, a collagen patch embedded with mesenchymal stem cell (MSC)-derived exosomes was developed, which can be surgically applied to the epicardial surface distal to LIMA anastomosis. The material conforms to the epicardium, is absorbable, and provides the scaffold for the sustained release of signaling factors. This regenerative therapy can stimulate myocardial recovery that does not respond to revascularization alone. This model translates to the clinical arena by providing means of physiological and mechanistic explorations regarding recovery in HIB.

This study presents a surgical porcine model of chronic myocardial ischemia due to progressive coronary artery stenosis, resulting in impaired cardiac function without infarction. Following ischemia, animals undergo off-pump coronary artery bypass graft with epicardial placement of stem cells-derived exosomes-laden collagen patch. This adjunctive therapy improves myocardial function and recovery.