Los autores quieren agradecer a Dagmar Dirvonskis por su excelente apoyo técnico.

Los experimentos de este protocolo fueron aprobados por el Comité Estatal e Institucional de Cuidado de Animales (Landesuntersuchungsamt Rheinland-Pfalz, Koblenz, Alemania, TVA G21-1-080). Los experimentos se llevaron a cabo de acuerdo con las directrices de ARRIVE. Para este estudio, se utilizaron seis cerdos Landrace alemanes machos sanos de 2-3 meses de edad y con un peso de 30-35 kg. La cronología experimental se resume en la Figura 1. Los detalles relacionados con todos los materiales e instrumentos utilizados en este protocolo se enumeran en la Tabla de Materiales.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66039/66039fig01.jpg"> Figura 1: Cronología experimental. Se realizaron mediciones sanitarias basales después de la preparación del animal y un período de estabilización de 30 min. La endotoxemia fue inducida por la inyección de LPS durante 30 min y se tomaron mediciones a las 0 h después de otros 30 min; Después de eso, las mediciones horarias continuaron durante 4 h. Abreviaturas: BLH = línea de base saludable; LPS = lipopolisacárido. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66039/66039fig01large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
1. Preparación animal
<ol><li>Mantenga a los animales en su entorno habitual durante el mayor tiempo posible para minimizar el estrés. Suspenda los alimentos durante 6 h antes de la administración de la anestesia, permitiendo el libre acceso al agua.</li>
	<li>Sedar a los animales con una inyección intramuscular de azaperona (3 mg∙kg-1) y midazolam (0,5 mg kg-1) mientras aún están en su entorno normal.</li>
	<li>Una vez que la sedación surta efecto, lo que generalmente ocurre dentro de aproximadamente 15-20 minutos después de la administración, transporte a los cerdos al laboratorio. NOTA: Es crucial asegurarse de que se mantenga una sedación continua durante toda la transferencia; Dependiendo de la legislación regional, esto puede requerir la supervisión permanente de un veterinario.</li>
	<li>Preste mucha atención a mantener la temperatura corporal normal de los cerdos (~38 °C) durante el transporte. Por ejemplo, considera cubrir al animal con una manta para evitar la hipotermia. NOTA: Es importante limitar el tiempo de transporte para no exceder la duración de la sedación, que suele oscilar entre 30 min y 60 min.</li>
	<li>Después de la desinfección, establecer un acceso intravenoso mediante la inserción de un catéter de 22 G en la vena auricular. Antes de continuar con cualquier movimiento adicional del cerdo o la inducción de la anestesia, asegúrese de que el catéter esté bien fijado para evitar la dislocación por movimientos bruscos.</li>
	<li>Controle continuamente la saturación de oxígeno periférica mediante un sensor enganchado a la cola o a la oreja.</li>
</ol>2. Anestesia y ventilación mecánica
<ol><li>Administrar fentanilo intravenoso (4 μg kg-1) y propofol (3 mg kg-1) para inducir la anestesia.</li>
	<li>Coloca al cerdo en posición supina.</li>
	<li>Administrar atracurio (0,5 mg kg-1) como relajante muscular e iniciar inmediatamente la ventilación no invasiva con una máscara de ventilación para perros. Coloque la máscara sobre el hocico y aplique una presión firme con los pulgares mientras tira de la mandíbula inferior hacia adelante con el dedo medio/anular. Ajuste el ventilador a los siguientes parámetros: fracción inspiratoria de oxígeno (FiO2 ) = 100%, volumen corriente = 6-8 mL kg-1, presión positiva al final de la espiración (PEEP) = 5 mbar, presión inspiratoria máxima ≤ 20 mbar, frecuencia respiratoria = 18-20 min-1.</li>
	<li>Mantener la anestesia iniciando una infusión continua de una solución electrolítica balanceada (5 mL kg-1 h-1), fentanilo (10 μg kg-1 h-1) y propofol (6 mg kg-1 h-1).</li>
	<li>Realice la intubación endotraqueal utilizando un tubo endotraqueal estándar (diámetro interior de 6-7 mm), una guía y un laringoscopio equipado con una cuchilla Macintosh (tamaño 4).<ol><li>Pídele a un asistente que abra la boca y sostenga la lengua hacia el lado izquierdo.</li>
		<li>Inserte la cuchilla del Macintosh hasta que la epiglotis sea visible. Luego, levante el laringoscopio hacia arriba para mover la epiglotis ventralmente y visualizar las cuerdas vocales. Ocasionalmente, la epiglotis puede pegarse al paladar blando; En este caso, muévalo deslizando suavemente hacia los lados con el tubo o un bougie.</li>
		<li>Inserte con cuidado el tubo endotraqueal a través de las cuerdas vocales y retire el inductor. Si tiene dificultades, intente girar el tubo sin aplicar una fuerza excesiva. Si es necesario, use un tubo más pequeño. Una vez que el tubo esté en su lugar, infle el manguito con 10 ml de aire.</li>
	</ol></li>
	<li>Conecte el tubo endotraqueal al ventilador e inicie la ventilación. Confirme la colocación adecuada de la sonda detectando el CO2 al final de la espiración y realizando una auscultación bilateral. Utilice los siguientes ajustes de ventilación: FiO2 = 40%, volumen corriente = 6-8 mL kg-1, PEEP = 5 mbar, relación inspiración/espiración = 1:2, frecuencia respiratoria = ajustada para lograr un nivel de CO2 al final de la espiración de <45 mmHg, normalmente 30-40 min-1 . NOTA: Si el tubo se ha colocado incorrectamente en el esófago, el aire inflará el estómago, causando una protuberancia visible. En tales casos, retire inmediatamente el tubo, administre ventilación no invasiva durante 1-2 minutos y vuelva a colocar el tubo correctamente.</li>
	<li>Inserte una sonda gástrica para prevenir el reflujo o los vómitos. Si la inserción resulta difícil, utilice el laringoscopio para obtener una mejor visión de la entrada esofágica.</li>
</ol>3. Instrumentación
<ol><li>Colocar una vía arterial y una vena central en la arteria y la vena femoral, respectivamente, para la monitorización hemodinámica y la terapia de volumen intravenoso.</li>
	<li>Use vendajes para retraer y asegurar las patas traseras, proporcionando un mejor acceso a los vasos femorales.</li>
	<li>Prepare todos los materiales necesarios antes de la instrumentación. Llene todos los catéteres con solución salina y garantice un fácil acceso a los cables y catéteres para minimizar la necesidad de múltiples intentos de cateterismo y la pérdida innecesaria de sangre.</li>
	<li>Aplique un desinfectante alcohólico en el área inguinal y límpiela con un hisopo estéril. Repite este proceso dos veces. Vuelva a aplicar el desinfectante sin limpiar y espere 3 min. Coloque un paño fenestrado estéril sobre el área inguinal.</li>
	<li>Use ultrasonido para identificar los vasos sanguíneos femorales. Utilice una técnica de Seldinger guiada por ultrasonido en el plano para el cateterismo a fin de minimizar el daño tisular y la pérdida de sangre.</li>
	<li>Visualiza la arteria femoral longitudinalmente. Punción de la arteria con una jeringa conectada a la aguja para una aspiración continua. La sangre pulsante de color rojo brillante confirma la punción arterial. Retire la jeringa e inserte el alambre preparado. Retire la aguja mientras deja el alambre en su lugar.</li>
	<li>Repita el mismo procedimiento para la vena femoral. La punción venosa se confirma por sangre de color rojo oscuro que fluye lentamente.</li>
	<li>Confirme la posición correcta de ambos cables visualizando ambos vasos femorales mediante ecografía.</li>
	<li>Utilice la técnica de Seldinger para insertar primero la vaina introductora arterial, seguida de la vaina introductora venosa. Confirme la posición correcta mediante el análisis de gases en sangre de las muestras de sangre extraídas de las dos líneas.</li>
	<li>Asegúrese de que la sangre pueda ser aspirada por todas las vías. Enjuague todas las líneas con solución salina para evitar la formación de coágulos.</li>
	<li>Fije firmemente las líneas a la piel con suturas quirúrgicas para evitar la dislocación.</li>
	<li>Conectar las vías venosas arteriales y centrales a transductores para la medición de parámetros hemodinámicos.</li>
	<li>Inserte un catéter de gasto cardíaco de contorno de pulso (PiCCO) en la vaina introductora arterial y conéctelo al transductor de presión arterial y al cable de interfaz de temperatura del monitor PiCCO.</li>
	<li>Conecte un catéter Swan-Ganz a un transductor.<ol><li>Mientras mide continuamente la presión, inserte el catéter en la vaina introductora venosa central. Infle el balón después de aproximadamente 30 cm, cuando se hace visible una curva de presión venosa central.</li>
		<li>Avance lentamente el catéter mientras monitorea la curva de presión. A medida que el catéter entra en el ventrículo derecho, busque una curva de pulso con un valor sistólico alto y diastólico bajo. Un mayor avance del catéter dará como resultado un valor sistólico constante y un aumento del valor diastólico, lo que indica la colocación en la arteria pulmonar.</li>
		<li>Fije el catéter en esta posición (generalmente entre 50 y 70 cm). Conecte el sensor de temperatura de inyección del sistema PiCCO a la luz proximal del catéter Swan-Ganz.</li>
	</ol></li>
	<li>Afeitar la frente del cerdo y aplicar el electrodo sensor adhesivo para medir la saturación de oxígeno regional cerebral.</li>
	<li>Después de la inducción de la anestesia y la instrumentación, dejar que el animal se estabilice durante 30 minutos o hasta que los parámetros hemodinámicos se hayan estabilizado antes de realizar mediciones basales e inducir un shock endotoxémico.</li>
</ol>4. Inducción de choque
NOTA: Cuando trabaje con LPS, siempre use guantes, gafas protectoras, una máscara y una bata de laboratorio. Evite el contacto directo con LPS.
<ol><li>Preparar una solución de LPS con una concentración de 100 μg mL-1 disolviendo 5 mg de LPS en 50 mL de NaCl al 0,9%.</li>
	<li>Obtener mediciones hemodinámicas basales inmediatamente antes de iniciar la infusión de LPS.</li>
	<li>Administrar una dosis de 150 μg kg-1 de LPS durante 30 min (equivalente a una velocidad de perfusión continua de 300 μg kg-1∙h-1 durante 30 min).</li>
	<li>Después de 30 minutos, reduzca la velocidad de infusión a 15 μg∙kg-1∙h-1 durante el resto del experimento.</li>
	<li>Monitorizar continuamente los parámetros hemodinámicos, incluyendo la presión arterial arterial y pulmonar, la frecuencia cardíaca y los parámetros de ventilación. Controle la temperatura corporal continuamente para mantener la normotermia.</li>
</ol>5. Tratamiento de la inestabilidad hemodinámica
<ol><li>Cuando la presión arterial media cae por debajo de 60 mmHg, utilice PiCCO para medir el índice cardíaco (IC), el índice global de volumen telediastólico (GEDI) y el índice de agua pulmonar extravascular (ELWI). Tratar la presión arterial baja de acuerdo con las recomendaciones del diagrama de flujo de la Figura 2.<ol><li>En el monitor PiCCO, presione el botón de termodilución (TD).</li>
		<li>Presione el botón de entrada de presión venosa central (CVP) e ingrese el valor actual de CVP .</li>
		<li>Presione el botón Inicio .</li>
		<li>Cuando se le indique que lo haga, inyecte 10 ml de solución salina fría en el sensor de temperatura de inyección conectado al catéter Swan-Ganz. NOTA: No inyecte nada más directamente antes o durante la medición de PiCCO, ya que esto comprometería la medición.</li>
	</ol></li>
	<li>Después de obtener las mediciones de IC, GEDI y ELWI, tratar la inestabilidad hemodinámica de acuerdo con el diagrama de flujo de la Figura 2. Si se recomienda la carga de volumen, infunda rápidamente 200 ml de solución electrolítica balanceada. Si se recomienda el tratamiento con catecolaminas, aumentar la velocidad de infusión de norepinefrina en 1 μg kg-1 h-1.</li>
	<li>Repita este proceso cada vez que la presión arterial media caiga por debajo de 60 mmHg. En caso de inestabilidad hemodinámica grave, se debe optar por una rápida escalada de la terapia.</li>
</ol><img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66039/66039fig02.jpg"> Figura 2: Terapia de inestabilidad hemodinámica guiada por PiCCO. Después de obtener las mediciones de IC, GEDI y ELWI, aplique el tratamiento de acuerdo con la tabla. Esta cifra fue adaptada de la guía del usuario de PiCCO12. Abreviaturas: PiCCO = gasto cardíaco en el contorno del pulso; V+ = carga de volumen; cat = terapia con catecolaminas; V- = reducción de volumen; IC = índice cardíaco; GEDI = índice global de volumen telediastólico; ELWI = índice de agua pulmonar extravascular. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66039/66039fig02large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
6. Fin del experimento y eutanasia
<ol><li>Inyectar 0,5 mg de fentanilo por vía intravenosa. Espere 5 min. Inyectar 200 mg de propofol.</li>
	<li>Sacrificar al cerdo con una inyección rápida de 40 mL de cloruro potásico 1 M a través de la vía venosa central.</li>
</ol>

Inducción dosis-dependiente de la endotoxemia en cerdos mediante infusión de LPS

<ol>
	<li>Vincent, J. -. L., Jones, G., David, S., Olariu, E., Cadwell, K. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Frequency+and+mortality+of+septic+shock+in+Europe+and+North+America:+a+systematic+review+and+meta-analysis.">Frequency and mortality of septic shock in Europe and North America: a systematic review and meta-analysis.</a> Critical Care. 23 (1), 196 (2019).</li><li>Reinhart, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Recognizing+sepsis+as+a+Global+Health+Priority+-+A+WHO+Resolution.">Recognizing sepsis as a Global Health Priority - A WHO Resolution.</a> New England Journal of Medicine. 377 (5), 414-417 (2017).</li><li>Cecconi, M., Evans, L., Levy, M., Rhodes, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sepsis+and+septic+shock.">Sepsis and septic shock.</a> The Lancet. 392 (10141), 75-87 (2018).</li><li>Font, M. D., Thyagarajan, B., Khanna, A. 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S., Lowry, S. F., Calvano, S. E., Remick, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inflammation+and+the+host+response+to+injury+investigators+acute+inflammatory+response+to+endotoxin+in+mice+and+humans.">Inflammation and the host response to injury investigators acute inflammatory response to endotoxin in mice and humans.</a> Clinical and Diagnostic Laboratory Immunology. 12 (1), 60-67 (2005).</li><li>Dickson, K., Lehmann, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inflammatory+response+to+different+toxins+in+experimental+sepsis+models.">Inflammatory response to different toxins in experimental sepsis models.</a> International Journal of Molecular Sciences. 20 (18), 4341 (2019).</li><li>Bassols, A., Costa, C., Eckersall, P. 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Getinge Deutschland GmbH PiCCO Technologie Erweitertes h&#228;modynamisches Monitoring auf h&#246;chstem Niveau Available from: <a target="_blank" href="https://www.getinge.com/dam/hospital/documents/german/picco_haemodynamisches_monitoring_broschuere-de-non_us.pdf">https://www.getinge.com/dam/hospital/documents/german/picco_haemodynamisches_monitoring_broschuere-de-non_us.pdf</a> (2023)</li><li>Breslow, M. J., Miller, C. F., Parker, S. D., Walman, A. T., Traystman, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+vasopressors+on+organ+blood+flow+during+endotoxin+shock+in+pigs.">Effect of vasopressors on organ blood flow during endotoxin shock in pigs.</a> American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 252 (2), H291-H300 (1987).</li><li>Fink, M. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Systemic+and+mesenteric+O2+metabolism+in+endotoxic+pigs:+effect+of+ibuprofen+and+meclofenamate.">Systemic and mesenteric O2 metabolism in endotoxic pigs: effect of ibuprofen and meclofenamate.</a> Journal of Applied Physiology. 67 (5), 1950-1957 (1989).</li><li>Lado-Abeal, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lipopolysaccharide+(LPS)-induced+septic+shock+causes+profound+changes+in+myocardial+energy+metabolites+in+pigs.">Lipopolysaccharide (LPS)-induced septic shock causes profound changes in myocardial energy metabolites in pigs.</a> Metabolomics. 14 (10), 131 (2018).</li><li>Park, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+fecal+peritonitis-induced+sepsis+in+a+porcine+model.">Characterization of fecal peritonitis-induced sepsis in a porcine model.</a> The Journal of Surgical Research. 244, 492-501 (2019).</li><li>Jarkovska, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heart+rate+variability+in+porcine+progressive+peritonitis-induced+sepsis.">Heart rate variability in porcine progressive peritonitis-induced sepsis.</a> Frontiers in Physiology. 6, 412 (2015).</li><li>Kohoutova, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vagus+nerve+stimulation+attenuates+multiple+organ+dysfunction+in+resuscitated+porcine+progressive+sepsis.">Vagus nerve stimulation attenuates multiple organ dysfunction in resuscitated porcine progressive sepsis.</a> Critical Care Medicine. 47 (6), e461-e469 (2019).</li><li>Vintrych, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modeling+sepsis,+with+a+special+focus+on+large+animal+models+of+porcine+peritonitis+and+bacteremia.">Modeling sepsis, with a special focus on large animal models of porcine peritonitis and bacteremia.</a> Frontiers in Physiology. 13, 1094199 (2022).</li><li>Stengl, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reduced+L-type+calcium+current+in+ventricular+myocytes+from+pigs+with+hyperdynamic+septic+shock.">Reduced L-type calcium current in ventricular myocytes from pigs with hyperdynamic septic shock.</a> Critical Care Medicine. 38 (2), 579-587 (2010).</li></ol>

El dispositivo NIRS fue proporcionado incondicionalmente por Medtronic PLC, EE. UU., con fines de investigación experimental. Alexander Ziebart recibió una conferencia de Medtronic PLC. Ninguno de los autores informa de ningún conflicto de intereses financieros o de otro tipo. El manuscrito fue revisado y editado por ChatGPT® (Python Software, Versión: 24 de mayo de 2023).

Presentamos un protocolo para la inducción de endotoxemia experimental en cerdos a través de la infusión de LPS, con el objetivo de inducir de manera confiable los cambios comúnmente observados en la sepsis y el shock séptico. Es necesario tener en cuenta varios pasos críticos en este protocolo. La sedación adecuada de los cerdos antes del transporte es crucial para evitar la elevación de los niveles de catecolaminas inducida por el estrés, lo que podría comprometer los resultados. La intubación de los cerdos ...

La sepsis y el shock séptico se encuentran entre las principales causas de mortalidad en pacientes que reciben tratamiento de cuidados intensivos 1,2,3. La sepsis surge cuando una infección desencadena una respuesta inmunitaria desregulada que resulta en una falla multiorgánica. Se caracteriza por síntomas potencialmente mortales, como inestabilidad hemodinámica, dificultad respiratoria, insuficiencia hepática y renal, así como deterioro cognitivo 4,5. El shock séptico representa un subconjunto de sepsis con síntomas particularmente graves que aumentan significativamente la mortalidad. Estos síntomas incluyen hipotensión persistente que requiere terapia vasopresora y un nivel de lactato sérico superior a 2 mmol∙L-1 4,5. Las tasas de mortalidad en pacientes con shock séptico se han estimado en hasta el 40%, incluso con tratamiento hospitalario 1,3,5. 
Las bacterias gramnegativas, como Pseudomonas y Escherichia coli, a menudo causan infecciones que desencadenan esta respuesta inmunitaria desregulada4. Los mecanismos fisiopatológicos subyacentes son complejos y aún no se comprenden completamente. Un aspecto bien descrito es la activación de los receptores tipo Toll en las células inmunitarias mediante patrones moleculares asociados a patógenos (PAMPs), lo que conduce a la liberación de citocinas como el factor de necrosis tumoral alfa (TNFα) o la interleucina 1 (IL 1)4. Uno de estos PAMPs es el lipopolisacárido (LPS), que constituye un componente de la membrana celular en bacterias gramnegativas6. El LPS se ha empleado en modelos animales para inducir endotoxemia y shock endotoxémico 7,8.
Los modelos animales proporcionan un entorno controlado y estandarizado para desarrollar e investigar nuevas estrategias de tratamiento. Debido a su anatomía similar, fisiología inmunológica y parámetros hemodinámicos comparables, el modelo porcino es particularmente adecuado para estudiar los efectos del shock endotoxémico 9,10. Además, los equipos médicos estándar comúnmente utilizados en pacientes humanos se pueden aplicar fácilmente en cerdos debido al tamaño similar de sus vías respiratorias y vasos sanguíneos, lo que facilita la instrumentación y el monitoreo hemodinámico.
Con este protocolo, proporcionamos un modelo experimental para el shock endotoxémico en cerdos mediante la infusión intravenosa de LPS derivado de E. coli. Para monitorizar los efectos, se midieron parámetros hemodinámicos y pulmonares, como la presión arterial, la frecuencia cardíaca, la saturación periférica de oxígeno, la presión arterial pulmonar y la presión de las vías respiratorias. Para evaluar la influencia de la endotoxemia en el suministro de oxígeno cerebral, se utilizó espectrometría de infrarrojo cercano (NIRS). Con este método, la saturación de oxígeno cerebral puede ser evaluada a través de un electrodo adhesivo aplicado en la frente11.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Atracurium Hikma 50 mg/5mL</td>
			<td>Hikma Pharma GmbH, Martinsried</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Azaperone (Stresnil) 40 mg/mL</td>
			<td>Lilly Deutschland GmbH, Bad Homburg, Germany</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BD Discardit II Spritze 2, 5, 10, 20 mL</td>
			<td>Becton Dickinson S.A. Carretera, Mequinenza Fraga, Spain</td>
			<td>syringe</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BD Luer Connecta&#160;</td>
			<td>Becton Dickinson Infusion Therapy, AB Helsingborg, Schweden</td>
			<td>3-way-stopcock</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Curafix i.v. classics</td>
			<td>Lohmann &#38; Rauscher International GmbH &#38; Co. KG, Rengsdorf, Germany</td>
			<td>Cannula retention dressing</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Datex Ohmeda S5</td>
			<td>GE Healthcare Finland Oy, Helsinki, Finland</td>
			<td>hemodynamic monitor</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Engstr&#246;m Carestation</td>
			<td>GE Heathcare, Madison USA</td>
			<td>ventilator</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fentanyl-Janssen 0.05 mg/mL</td>
			<td>Janssen-Cilag GmbH, Neuss</td>
			<td>fentanyl</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>F&#252;hrungsstab, Durchmesser 4.3</td>
			<td>R&#252;sch</td>
			<td>endotracheal tube introducer</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Incetomat-line 150 cm</td>
			<td>Fresenius, Kabi Deutschland, GmbH</td>
			<td>perfusor line</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Intrafix Primeline</td>
			<td>B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany</td>
			<td>Infusion line</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Introducer sheath 5 Fr.</td>
			<td>Terumo Healthcare</td>
			<td>arterial introducer&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>INVOS</td>
			<td>Medtronic, Dublin, Ireland</td>
			<td>near infrared spectrometry</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>JOZA Einmal Nitril Untersuchungshandschuhe&#160;</td>
			<td>JOZA, M&#252;nchen, Germany</td>
			<td>disposable gloves</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Laryngoscope, 45.48.50, KL 2000</td>
			<td>Medicon</td>
			<td>Laryngoscope handle</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Littmann Classic III Stethoscope</td>
			<td>3M Deutschland GmbH, Neuss, Germany</td>
			<td>stethoscope</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LPS (E. coli; Serotype O111:B4)</td>
			<td>Sigma-Aldrich, Switzerland</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MAC Two-Lumen Central venous access set</td>
			<td>Arrow international inc. Reading, PA, USA</td>
			<td>venous introducer</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Maimed Vlieskompresse</td>
			<td>Maimed GmbH, Neuenkirchen, Germany</td>
			<td>Fleece compress to fix the tongue</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Masimo LNCS Adtx SpO2 sensor</td>
			<td>Masimo Corporation Irvine, Ca 92618 USA</td>
			<td>saturation clip for the tail</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Masimo LNCS TC-I SpO2 ear clip sensor</td>
			<td>Masimo Corporation Irvine, Ca 92618 USA</td>
			<td>Saturation clip for the ear</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Masimo Radical 7</td>
			<td>Masimo Corporation Irvine, Ca 92618 USA</td>
			<td>periphereal oxygen saturation&#160;&#160;&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Midazolam 15 mg/3 mL</td>
			<td>B.Braun Melsungen AG, Germany</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Midmark Canine Mask Small Plastic with Diaphragm FRSCM-0005</td>
			<td>Midmark Corp., Dayton, Ohio, USA</td>
			<td>dog ventilation mask</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Monocryl surgical suture</td>
			<td>Johnson &#38; Johnson, Belgium</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td>B.Braun Melsungen AG, Germany</td>
			<td>saline solution</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaCl 0.9 %</td>
			<td>Sanofi- Aventis, Seutschland GmbH</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Octeniderm farblos</td>
			<td>Sch&#252;lke &#38; Mayr GmbH, Nordenstedt, Germany</td>
			<td>Alcoholic disinfectant</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Original Perfusor syringe 50 mL</td>
			<td>B.Braun Melsungen AG, Germany</td>
			<td>perfusor syringe</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PA-Katheter Swan Ganz 7.5 Fr 110 cm</td>
			<td>Edwards Lifesciences LLC, Irvine CA, USA</td>
			<td>Swan-Ganz catheter</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Perfusor FM Braun</td>
			<td>B.Braun Melsungen AG, Germany</td>
			<td>syringe pump</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PiCCO catheter</td>
			<td>PULSION Medical Systems SE, Feldkirchen, DE</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Potassium chloride 1 M</td>
			<td>Fresenius, Kabi Germany GmbH</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Propofol 2% 20 mg/mL (50 mL flasks)</td>
			<td>Fresenius, Kabi Deutschland, GmbH</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pulse-contour continous cardiac output System PiCCO2</td>
			<td>PULSION Medical Systems SE, Feldkirchen, DE</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>R&#252;schelit Super Safety Clear &#62;ID 6/6.5 /7.0 mm</td>
			<td>Teleflex Medical Sdn. Bhd, Malaysia</td>
			<td>endotracheal tube</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sonosite Micromaxx Ultrasoundsystem</td>
			<td>Sonosite Bothell, WA, USA&#160;</td>
			<td>ultrasound&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stainless Macintosh Gr&#246;&#223;e 4</td>
			<td>Welch Allyn69604</td>
			<td>blade for laryngoscope</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterofundin</td>
			<td>B.Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany</td>
			<td>Balanced electrolyte solution</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vasco OP sensitive&#160;</td>
			<td>B.Braun Melsungen AG, Germany</td>
			<td>sterile gloves</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vasofix Safety 22 G-16 G</td>
			<td>B.Braun Melsungen AG, Germany</td>
			<td>venous catheter</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>VBM Cuff Manometer</td>
			<td>VBM Medizintechnik GmbH, Sulz a.N., Germany&#160;</td>
			<td>cuff pressure gauge</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

lipopolysaccharide infusion as a porcine endotoxemic shock model

La sepsis y el shock séptico se encuentran con frecuencia en pacientes tratados en unidades de cuidados intensivos (UCI) y se encuentran entre las principales causas de muerte en estos pacientes. Es causada por una respuesta inmunitaria desregulada a una infección. Incluso con un tratamiento optimizado, las tasas de mortalidad siguen siendo altas, lo que hace necesario obtener más información sobre la fisiopatología y nuevas opciones de tratamiento. El lipopolisacárido (LPS) es un componente de la membrana celular de las bacterias gramnegativas, que a menudo son responsables de infecciones que causan sepsis y shock séptico. 
La gravedad y la alta mortalidad de la sepsis y el shock séptico hacen que los estudios experimentales estandarizados en humanos sean imposibles. Por lo tanto, se necesita un modelo animal para futuros estudios. El cerdo es especialmente adecuado para este propósito, ya que se parece mucho a los humanos en anatomía, fisiología y tamaño. 
Este protocolo proporciona un modelo experimental para el shock endotoxémico en cerdos por infusión de LPS. Pudimos inducir de manera confiable los cambios que se observan con frecuencia en los pacientes con shock séptico, incluida la inestabilidad hemodinámica, la insuficiencia respiratoria y la acidosis. Esto permitirá a los investigadores obtener información valiosa sobre esta afección tan relevante y evaluar nuevos enfoques terapéuticos en un entorno experimental.

Sepsis and septic shock rank among the leading causes of mortality in patients receiving intensive care treatment1,2,3. Sepsis arises when an infection triggers a dysregulated immune response resulting in multiorgan failure. It is characterized by life-threatening symptoms, including hemodynamic instability, respiratory distress, hepatic and renal failure, as well as cognitive impairment4,5. Septic shock represents a subset of sepsis with particularly severe symptoms that significantly increase mortality. These symptoms include persistent hypotension requiring vasopressor therapy and a serum lactate level exceeding 2 mmol&#8729;L-1&#160;4,5. Mortality rates in patients with septic shock have been estimated as high as 40%, even with hospital treatment1,3,5.
Gram-negative bacteria, such as Pseudomonas and Escherichia coli, often cause infections triggering this dysregulated immune response4. The underlying pathophysiological mechanisms are complex and not yet fully understood. One well-described aspect involves the activation of Toll-like receptors on immune cells by pathogen-associated molecular patterns (PAMPs), leading to the release of cytokines such as tumor necrosis factor-alpha (TNF&#945;) or Interleukin 1 (IL 1)4. One of these PAMPs is lipopolysaccharide (LPS), which constitutes a component of the cell membrane in gram-negative bacteria6. LPS has been employed in animal models to induce endotoxemia and endotoxemic shock7,8.
Animal models provide a controlled and standardized setting to develop and investigate novel treatment strategies. Due to its similar anatomy, immunological physiology, and comparable hemodynamic parameters, the pig model is particularly well-suited for studying the effects of endotoxemic shock9,10. Furthermore, standard medical equipment commonly used in human patients can be readily applied in pigs due to the similar size of their airways and blood vessels, facilitating instrumentation and hemodynamic monitoring.
With this protocol, we provide an experimental model for endotoxemic shock in pigs by intravenously infusing LPS derived from E. coli. To monitor the effects, we measured hemodynamic and pulmonary parameters, including arterial blood pressure, heart rate, peripheral oxygen saturation, pulmonary arterial pressure, and airway pressure. To evaluate the influence of endotoxemia on cerebral oxygen supply, we used near-infrared spectrometry (NIRS). With this method, the cerebral oxygen saturation can be evaluated via an adhesive electrode applied to the forehead11.

Autor destacado: Inducción de shock endotoxémico experimental en cerdos para el estudio de la insuficiencia hemodinámica y respiratoria

Infusión de lipopolisacáridos como modelo de choque endotoxémico porcino

With this protocol, we induce experimental endotoxemic shock in pigs. We were able to reliably cause symptoms of endotoxemia, such as hemodynamic instability and respiratory failure. Lipopolysaccharide is a toxic substance.When working with lipopolysaccharide, it is essential always to wear gloves, protective goggles, a mask, and a lab coat. This protocol provides an easy and reliable way to induce endotoxemia. Because of their similar anatomy and physiology, pigs are particularly well-suited for this kind of research as standard medical equipment may be used.Using this protocol, we will be able to study the effects of different ventilation strategies in respiratory failure and lung damage during endotoxemic shock.

Para este estudio, seis cerdos machos sanos de 2-3 meses de edad y con un peso de 30-35 kg fueron anestesiados y recibieron una infusión de lipopolisacárido (LPS) para inducir endotoxemia. Para determinar la dosis apropiada de LPS requerida para inducir consistentemente los síntomas de shock, a los cerdos se les administraron varias dosis de inducción de LPS que oscilaban entre 100 μg kg-1 y 200 μg kg-1 durante un período de 30 minutos, seguidas de una dosis de mantenimiento de 1/10 de la dos...

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Proporcionamos un protocolo para un modelo experimental de shock endotoxémico en cerdos mediante infusión de lipopolisacáridos.

Sepsis and septic shock are frequently encountered in patients treated in intensive care units (ICUs) and are among the leading causes of death in these ...

Con este protocolo, inducimos un shock endotoxémico experimental en cerdos. Pudimos causar de manera confiable los síntomas de la endotoxemia, como la inestabilidad hemodinámica y la insuficiencia respiratoria. El lipopolisacárido es una sustancia tóxica.Cuando se trabaja con lipopolisacáridos, es esencial usar siempre guantes, gafas protectoras, una máscara y una bata de laboratorio. Este protocolo proporciona una manera fácil y confiable de inducir endotoxemia. Debido a su anatomía y fisiología similares, los cerdos son especialmente adecuados para este tipo de investigación, ya que se pueden utilizar equipos médicos estándar.Con este protocolo, podremos estudiar los efectos de diferentes estrategias de ventilación en la insuficiencia respiratoria y el daño pulmonar durante el shock endotoxémico.

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Research

JoVE Journal

Medicine

Lipopolysaccharide Infusion as a Porcine Endotoxemic Shock Model

561 vistas.  University Medical Center of the Johannes Gutenberg-University. Con este protocolo, inducimos un shock endotoxémico experimental en cerdos. Pudimos causar de manera confiable los síntomas de la endotoxemia, como la inestabilidad hemodinámica y la insuficiencia respiratoria. El lipopolisacárido es una sustancia tóxica.Cuando se trabaja con lipopolisacáridos, es esencial usar siempre guantes, gafas protectoras, una máscara y una bata de laboratorio. Este protocolo proporciona una manera fácil y confiable de inducir endotoxemia. Debido a su an...

Video: Autor destacado: Inducción de shock endotoxémico experimental en cerdos para el estudio de la insuficiencia hemodinámica y respiratoria

Sepsis and septic shock are frequently encountered in patients treated in intensive care units (ICUs) and are among the leading causes of death in these patients. It is caused by a dysregulated immune response to an infection. Even with optimized treatment, mortality rates remain high, which makes further insights into the pathophysiology and new treatment options necessary. Lipopolysaccharide (LPS) is a component of the cell membrane of gram-negative bacteria, which are often responsible for infections causing sepsis and septic shock. 
The severity and high mortality of sepsis and septic shock make standardized experimental studies in humans impossible. Thus, an animal model is needed for further studies. The pig is especially well suited for this purpose as it closely resembles humans in anatomy, physiology, and size. 
This protocol provides an experimental model for endotoxemic shock in pigs by LPS infusion. We were able to reliably induce changes frequently observed in septic shock patients, including hemodynamic instability, respiratory failure, and acidosis. This will allow researchers to gain valuable insight into this highly relevant condition and evaluate new therapeutic approaches in an experimental setting.

We provide a protocol for an experimental endotoxemic shock model in pigs by infusion of lipopolysaccharide.

Investigación

Medicina

Instrumentation and Monitoring Techniques in Femoral Vascular Access for Hemodynamic Assessment in a Porcine Model

To begin, place the anesthetized pig supine on a working platform. Apply an alcoholic disinfectant to the inguinal area and wipe it with a sterile swab. Then apply disinfectant and wait three minutes before placing a sterile fenestrated drape over the inguinal area.Using ultrasound, identify the femoral blood vessels and visualize them longitudinally. Next, puncture the femoral vein with a syringe attached to the needle and confirm venous puncture with slow-flowing, dark red blood. Insert the wire into the vein and remove the needle while leaving the wire in place.Then puncture the artery with a syringe attached to the needle for continuous aspiration. Confirm the arterial puncture with bright red, pulsating blood. Remove the syringe from the artery and insert the prepared wire.Then remove the needle while leaving the wire in place. Using ultrasound, visualize the femoral vessels to confirm the correct positioning of both wires. Next, use Seldinger's technique to insert the arterial introducer sheath into the femoral artery, and the venous introducer sheath into the femoral vein.To confirm proper positioning, draw the blood from the arterial and central venous lines for blood gas analysis. Next, flush the lines with saline to prevent clot formation. Secure the lines to the skin using surgical sutures to prevent dislocation.Connect the arterial and central venous lines to transducers for hemodynamic measurements. Insert a pulse contour cardiac output, or PICO catheter, into the arterial introducer sheath. Connect the catheter to the arterial pressure transducer and the temperature interface cable of the PICO monitor.While continuously measuring pressure, insert the Swan-Ganz catheter into the central venous inducer sheath. Inflate the balloon once the catheter is inserted approximately 30 centimeters, and upon the appearance of a central venous pressure curve. Slowly advance the catheter into the central venous introducer sheath while monitoring the pressure curve.Once the catheter enters the right ventricle, examine for a pulse curve with a high systolic and low diastolic value. To confirm the placement of the catheter in the pulmonary artery, advance the catheter further and look for a consistent systolic and an increased diastolic value. Fix the catheter in position and connect the injectate temperature sensor of the PICO system to the proximal lumen of the Swan-Ganz catheter.

Técnicas de instrumentación y monitorización en el acceso vascular femoral para la evaluación hemodinámica en un modelo porcino

Shock Induction and Treatment of Hemodynamic Instability in a Porcine Model Using LPS Infusion and PiCCO Monitoring

After inserting the Swan-Ganz catheter into the pulmonary artery, allow the anesthetized pig to stabilize for 30 minutes. Then obtain the baseline hemodynamic measurements. Administer 150 micrograms per kilogram of lipopolysaccharide or LPS for 30 minutes.Monitor the hemodynamic parameters such as arterial and pulmonary arterial blood pressure, heart rate, and ventilation. Then monitor the hemodynamic parameters at an LPS infusion rate of 15 micrograms per kilogram per hour. On the PiCCO monitor, press the thermodilution button, then press the button for central venous pressure or CVP input, and enter the current CVP value before pressing the Start button.When prompted, inject 10 milliliters of cold saline solution into the injectate temperature sensor connected to the Swan-Ganz catheter. After measuring cardiac index, global end-diastolic index, and extravascular lung water index, apply hemodynamic instability treatment according to the flow chart. In case of volume loading, rapidly infuses 200 milliliters of balanced electrolyte solution.For catecholamine therapy, increase the norepinephrine infusion rate by one microgram per kilogram per hour. Mean arterial blood pressure decreased following LPS infusion, but was maintained above 60 millimeters of mercury through fluid resuscitation or norepinephrine infusion. The animals demonstrated a decrease in cardiac index and an increase in heart rate, indicating hemodynamic instability during the shock state.Lung damage was indicated by a decrease in the partial pressure of oxygen and the arterial blood inspiratory oxygen fraction ratio, and an increase in pulmonary artery pressure. Cerebral oxygenation also decreased following the induction of shock. The animals also exhibited acidosis and increasing lactate levels.