Este trabajo fue respaldado por la investigación básica JST 2022 (The Japanese Society for Transplantation).

El protocolo experimental fue aprobado por el Comité de Experimentación Animal de la Universidad de Kioto. En el estudio se utilizaron ratones C57BL/6, con más de 10 semanas de edad y un peso de entre 25 g y 30 g, obtenidos de una fuente comercial (véase la Tabla de Materiales). Todos los animales fueron anestesiados con isoflurano al 2,5% (siguiendo protocolos aprobados institucionalmente), mantenidos en condiciones específicas libres de patógenos, y todos los procedimientos experimentales se llevaron a cabo de acuerdo con las Regulaciones de Experimentación Animal de la Universidad de Kyoto. Los instrumentos apropiados utilizados para el estudio se enumeran en la Tabla de Materiales y se representan en la Figura 1 y la Figura 2.
1. Selección de animales
<ol><li>Utilice ratones con un peso corporal de 25-30 g. NOTA: Si bien los aloinjertos de hígado de ratón2 son generalmente aceptados a través de la barrera del complejo de histocompatibilidad principal, optamos por el modelo MOLT singénico en este estudio para centrarnos en el mecanismo detallado de la lesión por isquemia fría y reperfusión10. Los ratones que pesan menos de 25 g no se recomiendan porque es imposible insertar un stent interno en un conducto biliar delgado. Del mismo modo, no se recomiendan ratones que pesen más de 30 g debido a la presencia de una gran cantidad de grasa intraabdominal alrededor de los vasos.</li>
</ol>2. Fabricación de brazaletes
<ol><li>Preparar catéteres intravenosos de 20 G y 16 G para la VP y la IHIVC, respectivamente.</li>
	<li>Con un bisturí, corte el catéter para crear el manguito. El cuerpo principal del brazalete debe medir 2 mm de longitud, con un mango de extensión de 1 mm (Figura 3A). NOTA: Si el mango es demasiado grande, puede resultar difícil insertar el brazalete.</li>
	<li>En la superficie del brazalete, crea una ranura poco profunda para la fijación de la rosca con la parte posterior de la hoja del bisturí. NOTA: Cuando aplique la parte posterior de la hoja del bisturí al manguito, asegúrese de que la punta de la hoja esté en un ángulo de aproximadamente 60 grados (como se muestra en la Figura 3B). Después de hacer la primera ranura, asegure la hoja del bisturí y gire el manguito. Idealmente, se recomiendan dos ranuras, pero una sola ranura puede ser suficiente sin problemas.</li>
</ol>3. Fijación del brazalete
<ol><li>En un recipiente de plástico de forma rectangular, coloque pequeños cubitos de hielo y coloque un pequeño vaso de metal (6 cm de diámetro) encima. Llene la copa con líquido de preservación de órganos (consulte la Tabla de materiales) y coloque el injerto singénico dentro.</li>
	<li>Enrolle suavemente el injerto hepático singénico (extraído de otro ratón donante) con un hisopo de algodón, asegurándose de que la porta hepatis mire hacia arriba. Extraer completamente la sangre almacenada en la luz de la VCI con líquido de preservación de órganos.</li>
	<li>Pase el PV a través del manguito usando una rosca unida, por ejemplo, a la vena esplénica (ver Figura 4A).</li>
	<li>Con el mango del manguito en la posición de las 12 en punto, asegure tanto el mango como el manguito con una abrazadera de bulldog (consulte la Tabla de materiales), colocándolo de 2 a 3 mm del borde PV.</li>
	<li>Asegure aún más la pinza de bulldog con pinzas vasculares grandes y un molde de fijación para establecer el campo operatorio (consulte la figura 4B).</li>
	<li>Inspeccione cuidadosamente el lúmene PV con un aumento de aproximadamente 15 a 20x. Si es necesario, el goteo de agua puede mejorar la visibilidad del lumen.</li>
	<li>Sujete suavemente el lumen PV y exteriorícelo a través del brazalete.</li>
	<li>Una vez que esté completamente externalizado, asegúralo con una ligadura doble usando 8-0 hilo de seda a lo largo de la ranura del brazalete (Figura 4C, D). NOTA: Asegúrese de que la abrazadera no esté floja. Además, tenga cuidado de que la punta de la ligadura no sea demasiado grande, ya que puede interferir con la inserción del manguito. El punto de ligadura se puede colocar en cualquier dirección.</li>
	<li>Coloque el manguito en el IHIVC utilizando un procedimiento similar al utilizado para la VP (Figura 4E). NOTA: Al sujetar el IHIVC con el manguito, evite morder el parénquima hepático. Dado que el cuello es más corto que el PV, determine cuidadosamente la posición de sujeción.</li>
	<li>Cree un nudo corredizo pasando la rosca alrededor de la base del IHIVC para ligarlo temporalmente (Figura 5). Este hilo se retirará después de la reperfusión.</li>
</ol>4. Reconstrucción de la vena porta
<ol><li>Anestesiar al ratón receptor mediante la inducción de anestesia con isoflurano al 2,5% y reducirlo al 0,6% antes de extraer el hígado nativo como se describe en la literatura publicada2. Desinfecte el área quirúrgica al menos tres veces con rondas alternas de yodoforo y etanol al 70% antes de la laparotomía.</li>
	<li>Asegúrese de que el lóbulo hepático esté colocado correctamente y de que el PV con manguito esté libre de torceduras y torsiones.</li>
	<li>Sujete suavemente el borde PV del receptor con pinzas de Pean y asegúrelo con un tornillo de banco. NOTA: En este artículo, un tornillo de banco se refiere a un aparato mecánico utilizado para asegurar pinzas de Pean en la mesa. Para obtener más información sobre el tornillo de banco, consulte Tabla de materiales.</li>
	<li>Aplique una pinza vascular en la VP del receptor y pase un 8-0 hilo de seda a su alrededor.</li>
	<li>Cree una sección circunferencial de 1/4 aproximadamente 0,5 mm desde el borde PV (Figura 6A). Amplíe el orificio mientras pasa la solución salina a través del lumen con un instrumento especializado (una aguja de 27 G con la punta cortada y doblada en forma de L).</li>
	<li>Use pinzas rectas para agarrar el mango del manguito e insertarlo en el lumen.</li>
	<li>Una vez que esté completamente insertado, asegure el brazalete con un 8-0 hilo de seda. Una sola ligadura es suficiente para la fijación.</li>
	<li>Retire la pinza vascular y reperfunda el hígado.</li>
	<li>Libere con cuidado las pinzas de Pean y complete la reconstrucción de la vena porta. Todo el proceso de reconstrucción fotovoltaica debería durar aproximadamente 5 minutos.</li>
</ol>5. Reconstrucción de la vena cava inferior infrahepática
<ol><li>Coloque el lóbulo hepático de manera adecuada y mueva las pinzas de Pean unidas a la dorsal del IHIVC del receptor al lóbulo inferior derecho del injerto, asegurándolo con un tornillo de banco.</li>
	<li>Elimine cualquier resto de tejido hepático alrededor de la IVIHC del receptor frotando suavemente con un hisopo de algodón.</li>
	<li>Pasa un 8-0 hilo de seda alrededor de la IVIHC del receptor.</li>
	<li>Cree una sección circunferencial de 1/4 a aproximadamente 0,5 mm del borde de la IVIHC del receptor (Figura 6B).</li>
	<li>Después de introducir una solución salina normal en el lumen, inserte el manguito en el lumen. NOTA: Debido al cuello corto, el brazalete a menudo se inserta de manera más superficial que en el PV.</li>
	<li>Asegure cuidadosamente el brazalete con un 8-0 hilo de seda y luego retire la pinza vascular y las pinzas de Pean.</li>
</ol>6. Cuidados postoperatorios
<ol><li>Utilice una almohadilla térmica y una lámpara de calentamiento para facilitar la recuperación postoperatoria.</li>
	<li>Controle continuamente la presión arterial, la frecuencia cardíaca, la frecuencia respiratoria, la temperatura corporal, así como el consumo de alimentos y agua.</li>
	<li>Adminsiter inyección subcutánea de carprofeno (5 mg/kg, cada 6 h o hasta que sea necesario) para aliviar el dolor postoperatorio. Siga los lineamientos institucionales locales. NOTA: Si la condición de los ratones se deteriora, el experimento se detendrá inmediatamente y los ratones fueron sacrificados por inhalación de dióxido de carbono.</li>
	<li>Para recolectar la muestra de tejido, vuelva a anestesiar a los ratones y eutanasiarlos mediante un método aprobado por la IACUC.</li>
</ol>

Estrategias para una anastomosis vascular eficiente en el trasplante hepático de ratón

<ol>
	<li>Qian, S. G., Fung, J. J., Demetris, A. V., Ildstad, S. T., Starzl, T. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Orthotopic+liver+transplantation+in+the+mouse.">Orthotopic liver transplantation in the mouse.</a> Transplantation. 52 (3), 562-564 (1991).</li><li>Yokota, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Orthotopic+mouse+liver+transplantation+to+study+liver+biology+and+allograft+tolerance.">Orthotopic mouse liver transplantation to study liver biology and allograft tolerance.</a> Nat Protoc. 11 (7), 1163-1174 (2016).</li><li>Shen, X. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inflammatory+responses+in+a+new+mouse+model+of+prolonged+hepatic+cold+ischemia+followed+by+arterialized+orthotopic+liver+transplantation.">Inflammatory responses in a new mouse model of prolonged hepatic cold ischemia followed by arterialized orthotopic liver transplantation.</a> Liver Transpl. 11 (10), 1273-1281 (2005).</li><li>Kageyama, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ischemia-reperfusion+injury+in+allogeneic+liver+transplantation:+A+role+of+CD4+T+cells+in+early+allograft+injury.">Ischemia-reperfusion injury in allogeneic liver transplantation: A role of CD4 T cells in early allograft injury.</a> Transplantation. 105 (9), 1989-1997 (2021).</li><li>Li, T., Hu, Z., Wang, L., Lv, G. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Details+determining+the+success+in+establishing+a+mouse+orthotopic+liver+transplantation+model.">Details determining the success in establishing a mouse orthotopic liver transplantation model.</a> World J Gastroenterol. 26 (27), 3889-3898 (2020).</li><li>Tian, Y., R&#252;diger, H. A., Jochum, W., Clavien, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+arterialized+and+nonarterialized+orthotopic+liver+transplantation+in+mice:+Prowess+or+relevant+model.">Comparison of arterialized and nonarterialized orthotopic liver transplantation in mice: Prowess or relevant model.</a> Transplantation. 74 (9), 1242-1246 (2002).</li><li>Steger, U., Sawitzki, B., Gassel, A. M., Gassel, H. J., Wood, K. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Impact+of+hepatic+rearterialization+on+reperfusion+injury+and+outcome+after+mouse+liver+transplantation.">Impact of hepatic rearterialization on reperfusion injury and outcome after mouse liver transplantation.</a> Transplantation. 76 (2), 327-332 (2003).</li><li>Chen, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+review+of+various+techniques+of+mouse+liver+transplantation.">A review of various techniques of mouse liver transplantation.</a> Transplant Proc. 45 (6), 2517-2521 (2013).</li><li>Kojima, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=T+cell+carcinoembryonic+antigen-related+cell+adhesion+molecule+1-T+cell+immunoglobulin+domain+and+mucin+domain-containing+protein+3+cross+talk+alleviates+liver+transplant+injury+in+mice+and+humans.">T cell carcinoembryonic antigen-related cell adhesion molecule 1-T cell immunoglobulin domain and mucin domain-containing protein 3 cross talk alleviates liver transplant injury in mice and humans.</a> Gastroenterology. 165 (5), 1233-1248 (2023).</li><li>Yokota, S., Yoshida, O., Ono, Y., Geller, D. A., Thomson, A. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Liver+transplantation+in+the+mouse:+Insights+into+liver+immunobiology,+tissue+injury,+and+allograft+tolerance.">Liver transplantation in the mouse: Insights into liver immunobiology, tissue injury, and allograft tolerance.</a> Liver Transpl. 22 (4), 536-546 (2016).</li></ol>

Ningún autor tiene conflictos de interés que revelar.

El aprendizaje de la reconstrucción vascular es el aspecto más desafiante para lograr un MOLT exitoso. La calidad del manguito influye significativamente en la dificultad de la reconstrucción, dado el pequeño tamaño de los ratones5. Este artículo proporciona un protocolo detallado para la preparación, fijación y reconstrucción del manguito.
Si bien no hay diferencias importantes con respecto a los informes anteriores con respecto a la pr...

El trasplante ortotópico de hígado en ratón (MOLT) es un método experimental eficaz descrito por primera vez en 19911. Este modelo experimental, que utiliza ratones modificados genéticamente y varios reactivos de investigación, ha desempeñado un papel fundamental en la investigación de la isquemia fría y caliente y las lesiones por reperfusión. Sin embargo, la alta complejidad técnica del modelo ha dificultado el desarrollo de medicamentos básicos para el trasplante hepático2. La MOLT implica tres pasos principales: (1) recuperación del hígado del ratón donante, (2) cirugía de la mesa posterior y (3) implantación del hígado en el receptor. Entre estos procedimientos receptores, la anastomosis vascular presenta el mayor desafío. Mientras que la anastomosis suprahepática de la vena cava inferior generalmente se completa con sutura a mano2, la vena cava inferior infrahepática (IHIVC) y la vena porta (VP) se pueden reconstruir de manera más eficiente utilizando manguitos de plástico en lugar de suturas cosidas a mano.
El período anhepático significa el intervalo entre la extracción del hígado nativo del receptor y la implantación del injerto. Para garantizar resultados consistentes, es imperativo limitar el tiempo anhepático a menos de 20 minutos. En consecuencia, los estudios que emplean este modelo se han limitado a instituciones específicas 3,4,5,6,7,8,9. Entre las diversas etapas de la MOLT, lograr una reconstrucción fluida de la PV y la IHIVC es crucial para minimizar el tiempo de anhepática y garantizar el éxito del trasplante.
La reconstrucción de la VP y de la VCI se realiza generalmente con manguitos vasculares, ya que la técnica del manguito simplifica la anastomosis vascular en comparación con las suturas cosidas a mano 2,5,8. La técnica involucrada en la preparación del manguito vascular y la fijación segura del manguito tiene un impacto significativo en la complejidad de la reconstrucción vascular del receptor. Nuestro objetivo es proporcionar una guía visual detallada para numerosos consejos técnicos relacionados con el método del manguito, reduciendo así la curva de aprendizaje. Estos clips de video proporcionarán una comprensión clara de cómo conectar el manguito a los vasos y reconstruir la VP y la IHIVC durante la cirugía del receptor.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>16 G intravenous catheter</td>
			<td>TERUMO</td>
			<td>SR-FF2032</td>
			<td>IHIVC cuff</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>20 G intravenous catheter</td>
			<td>TERUMO</td>
			<td>SR-FF1651</td>
			<td>PV cuff</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>8-0 braid silk</td>
			<td>Natsume Seisakusho</td>
			<td>CR9-80B2</td>
			<td>8-0 silk</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Belzer UW Cold Storage Solution&#160;</td>
			<td>Astellas</td>
			<td></td>
			<td>Organ preservation fluid</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bulldog clamp</td>
			<td>B BRAUN</td>
			<td>FB329R</td>
			<td>Bulldog clamp</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>C57BL/6 mice&#160;&#160;</td>
			<td>Oriental Bio Service</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane inhalation solution</td>
			<td>Viatris</td>
			<td></td>
			<td>Anesthesic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro Blunted Tips 0.1 mm x 0.06 mm&#160;</td>
			<td>F.S.T</td>
			<td>11253-20</td>
			<td>Straight microforceps</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro Serrefine Clamp Applicator with Lock</td>
			<td>F.S.T</td>
			<td>18056-14</td>
			<td>Vessel clip applicator</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro Serrefines&#160;</td>
			<td>F.S.T</td>
			<td>18055-4</td>
			<td>Vessel clip</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>No.11 Spare Blades</td>
			<td>FEATHER Safety Razor</td>
			<td>11</td>
			<td>Blades</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ophthalmic scissor, round handle</td>
			<td>B BRAUN</td>
			<td>FD103R</td>
			<td>Microscissor</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plastic rectangular-shaped container&#160;&#160;</td>
			<td>Daiso</td>
			<td></td>
			<td>10 cm long, 15 cm wide and 6 cm high</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SuperGrip Tips</td>
			<td>F.S.T</td>
			<td>00649-11&#160;</td>
			<td>Curved microforceps</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SZX7</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>SZX7</td>
			<td>Microscope</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

vascular reconstruction with the cuff technique in mouse orthotopic liver transplantation

El trasplante ortotópico de hígado en ratón es una metodología eficaz para investigar los mecanismos subyacentes de la isquemia hepática y la lesión por reperfusión. Sin embargo, los desafíos técnicos plantean una barrera para utilizar este valioso modelo experimental y transmitir estas habilidades a la próxima generación. El aspecto más desafiante de este procedimiento es la reconstrucción vascular, que incluye la vena porta (VP), la vena cava inferior infrahepática (IHIVC) y la vena cava inferior suprahepática. El uso de manguitos de plástico, en lugar de suturas, permite una reconstrucción más suave de la PV y la IHIVC. Los vasos se reconstruyen conectando un manguito hecho con un catéter intravenoso a la punta del vaso del injerto e interponiendo el manguito en el vaso receptor. Los dos aspectos más cruciales son visualizar correctamente el lumen interno del vaso y evitar el uso de fuerza excesiva. Nuestro objetivo es proporcionar una visión técnica de las reconstrucciones vasculares mediante la técnica del manguito en la cirugía del receptor. Se espera que estos consejos técnicos para la técnica del manguito ayuden a los microcirujanos a facilitar la reconstrucción vascular y avanzar en sus investigaciones.

Mouse orthotopic liver transplantation (MOLT) is an effective experimental method first reported in 19911. This experimental model, which utilizes genetically modified mice and various research reagents, has played a pivotal role in investigating warm and cold ischemia and reperfusion injuries. However, the model&#39;s high technical complexity has hindered the development of basic medicine for liver transplantation2. MOLT involves three major steps: (1) retrieval of the liver from the donor mouse, (2) back table surgery, and (3) implantation of the liver into the recipient. Among these recipient procedures, vascular anastomosis poses the greatest challenge. While the suprahepatic inferior vena cava anastomosis is typically completed by hand stitching2, the infrahepatic inferior vena cava (IHIVC) and portal vein (PV) can be reconstructed more efficiently using plastic cuffs in place of hand-sewn sutures.
The anhepatic period signifies the interval between the removal of the recipient&#39;s native liver and the graft implantation. To ensure consistent results, it is imperative to limit the anhepatic time to less than 20 min. Consequently, studies employing this model have been confined to specific institutions3,4,5,6,7,8,9. Among the various stages of MOLT, achieving smooth PV and IHIVC reconstruction is crucial for minimizing anhepatic time and ensuring successful transplantation.
PV and IVC reconstruction is generally carried out using vascular cuffs since the cuff technique simplifies vascular anastomosis compared to hand-sewn sutures2,5,8. The technique involved in vascular cuff preparation and secure attachment of the cuff significantly impacts the complexity of recipient vascular reconstruction. Our objective is to provide detailed visual guidance for numerous technical tips related to the cuff method, thereby reducing the learning curve. These video clips will provide a clear understanding of how to attach the cuff to the vessels and reconstruct the PV and IHIVC during recipient surgery.

Autor destacado: Explorando la isquemia fría y la lesión por reperfusión caliente en el trasplante de hígado graso

Reconstrucción vascular con la técnica del manguito en el trasplante hepático ortotópico de ratón

We focus our research on liver transplantation, in particular on cold ischemia and warm reperfusion injury. We use mouse liver transplantation model as a research tool for this purpose. Because the technique is difficult, so it can take a long time to learn and to achieve consistent results.In the future, we'd like to conduct research on fatty liver transplantation. This is still a problem to overcome on clinical liver transplantation.

La reconstrucción con VP es exitosa cuando, al desenganchar la vena porta, no hay tortuosidad y el hígado se perfunde uniformemente. El tiempo anhepático debe ser inferior a 20 min, ya que los tiempos anhepáticos superiores a 25 min aumentan el riesgo de mortalidad del ratón. La reconstrucción con IHIVC se considera exitosa si no hay regurgitación sanguínea del injerto.
El almacenamiento del injerto a temperaturas frías durante 1 h utilizando una solución de preservación de órganos...

Watch this Scientific Journal Video about Author Spotlight: Exploring Cold Ischemia and Warm Reperfusion Injury in Fatty Liver Transplantation at JoVE.com

Este protocolo proporciona información técnica para la reconstrucción de vasos mediante la técnica del manguito en el trasplante hepático ortotópico de ratón.

Mouse orthotopic liver transplantation is an effective methodology for investigating the underlying mechanisms of liver ischemia and reperfusion injury. ...

Centramos nuestra investigación en el trasplante hepático, en particular en la isquemia fría y la lesión por reperfusión caliente. Utilizamos el modelo de trasplante de hígado de ratón como herramienta de investigación para este propósito. Debido a que la técnica es difícil, puede llevar mucho tiempo aprender y lograr resultados consistentes.En el futuro, nos gustaría realizar investigaciones sobre el trasplante de hígado graso. Este sigue siendo un problema a superar en el trasplante hepático clínico.

vascular-reconstruction-with-cuff-technique-mouse-orthotopic-liver

Research

JoVE Journal

Medicine

Vascular Reconstruction with the Cuff Technique in Mouse Orthotopic Liver Transplantation

833 vistas.  Kyoto University. Centramos nuestra investigación en el trasplante hepático, en particular en la isquemia fría y la lesión por reperfusión caliente. Utilizamos el modelo de trasplante de hígado de ratón como herramienta de investigación para este propósito. Debido a que la técnica es difícil, puede llevar mucho tiempo aprender y lograr resultados consistentes.En el futuro, nos gustaría realizar investigaciones sobre el trasplante de hígado graso. Este sigue siendo un problema a superar en e...

Video: Autor destacado: Explorando la isquemia fría y la lesión por reperfusión caliente en el trasplante de hígado graso

Mouse orthotopic liver transplantation is an effective methodology for investigating the underlying mechanisms of liver ischemia and reperfusion injury. However, the technical challenges pose a barrier to utilizing this valuable experimental model and passing on these skills to the next generation. The most challenging aspect of this procedure is vascular reconstruction, including the portal vein (PV), infrahepatic inferior vena cava (IHIVC), and suprahepatic inferior vena cava. The use of plastic cuffs, rather than sutures, allows for smoother PV and IHIVC reconstruction. Vessels are reconstructed by attaching a cuff made from an intravenous catheter to the tip of the graft vessel and interposing the cuff into the recipient vessel. The two most crucial aspects are properly visualizing the inner lumen of the vessel and avoiding the use of excessive force. Our aim is to provide a technical overview of vascular reconstructions using the cuff technique in recipient surgery. These technical tips for the cuff technique are expected to help microsurgeons facilitate vascular reconstruction and advance their research.

This protocol provides technical information for vessel reconstruction using the cuff technique in mouse orthotopic liver transplantation.

Investigación

Medicina

Preparation and Attachment of Vascular Cuffs for Syngeneic Liver Grafting

To begin, prepare 16-gauge and 20-gauge intravenous catheters for the portal vein, or PV, and the infra hepatic inferior vena cava, or IHIVC, respectively. Using a scalpel, cut the catheter to create the cuff. Then with the back of the scalpel, create a shallow groove on the cuff's surface for thread fixation.Place small ice cubes in a rectangular-shaped plastic container, and position a small metal cup on top of the container. Fill the cup with organ preservation fluid and place the syngeneic liver graft in it. Under eight to 10 X magnification, gently roll the liver graft using a cotton swab, ensuring that the porta hepatis faces upwards.Thread the PV through the cuff, using a thread attached to the splenic vein. With the cuff handle at the 12:00 position, secure the handle and cuff with a bulldog clamp, positioning it two to three millimeters from the PV edge. Further secure the bulldog clamp using large vascular forceps and a fixation mold to establish the operative field.Next, increase the magnification to 15 to 20 X and carefully inspect the PV lumen. After grasping the PV lumen, externalize the thin wall of PV through the inner lumen of the cuff. Secure the fully externalized PV lumen with a double ligation using 8-O silk thread along the cuff's groove, and then cut the string.Similarly, attach the cuff to the IHIVC lumen, and fix it using 8-O silk thread. Then, to create a slipknot, pass the thread around the base of the IHIVC to temporarily ligate it.

Preparación y fijación de manguitos vasculares para el injerto hepático singénico

Portal Vein and Infrahepatic Inferior Vena Cava Reconstruction in Mouse Liver Transplantation

After extracting the native liver from the anesthetized recipient mouse, gently grasp the recipient's liver portal vein or PV edge using pen forceps and secure it with a vice. Pass an eight oh silk thread around the PV and place a vascular clamp on it. Create a one fourth circumferential section approximately 0.5 millimeters from the PV edge.While passing saline through the hole, use a specialized instrument to enlarge the hole. Grip the cuff handle using straight forceps and insert it into the lumen. Then secure the cuff with an 8.0 silk thread.Remove the vascular clamp from PV to allow reperfusion of the liver. Finally, carefully release the pen forceps to complete the PV reconstruction. After positioning the liver lobe, Move the pen forceps attached to the recipient IHIVC dorsal to the graft's right lower lobe.Then secure the IHIVC with a vice. Rub away any remaining liver tissue around the recipient's IHIVC with a cotton swab. Pass an 8.0 silk thread around the recipient's IHIVC.Create a one fourth circumferential section, approximately 0.5 millimeters from the recipient's IHIVC edge. After flushing the lumen with saline, insert the cuff into the IHIVC lumen. Carefully secure the cuff with an 8.0 silk thread.Finally, remove the vascular clamp and pen forceps. The preservation of the graft at cold temperatures for one hour resulted in serum alanine aminotransferase levels, averaging approximately 2000 units per liter at six hours post reperfusion. A survival rate of 100%was observed at seven days following transplantation.