Este trabajo contó con el apoyo de R01 HL163065 y W81XWH1810518. Extendemos nuestro agradecimiento al dedicado personal del Centro de Investigación Animal. También queremos expresar nuestro agradecimiento a Carmen Arsuaga por su inestimable experiencia y cuidado vigilante durante todo el estudio.

El protocolo del estudio fue aprobado por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales del Instituto de Investigación Abigail Wexner del Hospital Nacional de Niños (AR22-0004). Todos los animales recibieron cuidados humanitarios de acuerdo con la Guía para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio, publicada por los Institutos Nacionales de Salud.
1. Preparación animal
<ol><li>Haga que un equipo veterinario evalúe a las ovejas 1 semana antes del cateterismo, incluido un examen físico y un análisis de los signos vitales, para garantizar que el animal pueda recibir anestesia de manera segura.</li>
	<li>Ayuna al animal durante la noche, o hasta 12 horas antes del procedimiento, para limitar el riesgo de aspiración del contenido del estómago tras la inducción de la anestesia.</li>
	<li>Presione el botón de encendido en el panel de control para encender el arco en C y el sistema de angiografía 3D (Figura 1A). Espere hasta que el sistema esté completamente cargado. NOTA: Asegúrese de que la fluoroscopia esté en pausa hasta que esté lista para tomar imágenes y de que todo el personal lleve puesto un cable protector.</li>
	<li>Prepare solución salina heparinizada para usar en el procedimiento agregando 1 mL de heparina (1,000 unidades USP/mL de concentración) a 1,000 mL de solución salina al 0.9%.</li>
	<li>Afeita el lado izquierdo del cuello y frota con alcohol. Administrar sedación inyectando una combinación de ketamina (4 mg/kg), butorfanol (0,1 mg/kg) y diazepam (0,5 mg/kg) en la vena yugular izquierda.</li>
	<li>Coloque a la oveja sedada en una cama de hospital y colóquela en decúbito esternal para la intubación. Intubar con un tubo endotraqueal (ET) de 9-14 mm, según el tamaño de la oveja, presionando la lengua y la epiglotis con un laringoscopio e insertando el tubo ET en la tráquea.</li>
	<li>Coloque la oveja en una posición lateral derecha. Conecte el tubo endotraqueal a un ventilador y ventile mecánicamente con oxígeno al 100% a 1-3 L/min.</li>
	<li>Mantener la anestesia con isoflurano inhalado al 1-3%. Ajuste la frecuencia respiratoria a 15-30 respiraciones/min y el volumen corriente final a 8-10 mL/kg.</li>
	<li>Coloque un equipo de monitoreo estándar, que incluye un manguito de presión arterial en la pata delantera derecha, una pinza para monitorear la saturación de oxígeno en el oído derecho, una sonda de temperatura en el esófago y un monitor de CO2 al final de la espiración en el tubo endotraqueal. Afeita la lana de la cara caudal de cada pezuña entre los espolones y el talón. Coloque los ganglios del electrocardiograma (ECG) y asegúrelos con cinta adhesiva.</li>
	<li>Lubrique ambos ojos aplicando una pomada oftálmica e inserte una sonda orogástrica para asegurar la evacuación de gases y alimentos.</li>
	<li>Establecer una vía intravenosa en el IJV izquierdo para permitir la administración de infusión de propofol a tasa constante (IRC) (20-40 mg∙kg-1∙h-1), líquidos de mantenimiento (10 mL∙kg-1∙h-1) y el bolo salino.</li>
	<li>Coloque la oveja en decúbito lateral izquierdo. Afeitar el lado derecho del cuello para acceder al sitio del cateterismo (Figura 2A). Limpie el área con un exfoliante de clorhexidina y alcohol.</li>
	<li>Desconéctelo del equipo de monitoreo y del ventilador y traslade las ovejas a la mesa del laboratorio de cateterismo. De nuevo, sitúe al animal en decúbito lateral izquierdo (Figura 3A).</li>
	<li>Vuelva a conectarlo al ventilador y al equipo de monitoreo (cables de ECG, sonda de temperatura, manguito de presión arterial, oxímetro de pulso).</li>
	<li>Mantener la anestesia durante el procedimiento administrando isoflurano inhalado al 1-3% con 100% deO2, y/o propofol CRI (20-40 mg∙kg-1∙h-1). NOTA: Evalúe el plano de la anestesia midiendo el movimiento del animal, la respuesta a estímulos dolorosos, la frecuencia respiratoria, la frecuencia del pulso y la presión arterial. Realice ajustes en la sedación según corresponda, como el uso de un bolo de 5 a 10 ml de propofol para inducir un plano más profundo de anestesia.</li>
	<li>Mida el ancho de la oveja en el área del corazón usando calibradores grandes. Divida el ancho por 2 para configurar el transductor de presión.</li>
	<li>Limpie asépticamente el sitio quirúrgico y cúbralo de manera estéril (Figura 2B,C).</li>
</ol>2. Cateterismo
<ol><li>Mueva el brazo en C de la posición de estacionamiento al pecho de la oveja y eleve la mesa según sea necesario. Presione los botones 7 y 3 en el panel de control y luego mantenga presionado el botón Inicio para usar los ajustes preprogramados para posicionar automáticamente la mesa y el arco en C en el lado izquierdo de la mesa (Figura 1A).</li>
	<li>Acceda al IJV correcto con una aguja de micropunción de 21 G y una jeringa Luer Slip de 10 cc; acceder al IJV en dirección craneal/caudal a través de la piel mientras tira hacia atrás del émbolo de la jeringa. Asegúrese de que se aspire sangre para confirmar que la aguja está en el vaso (Figura 2A, B).</li>
	<li>Desconecte con cuidado la jeringa mientras sostiene la aguja firmemente.</li>
	<li>Inserte una guía de alambre de acero inoxidable (SS) de 0.018 pulgadas a través de la aguja en el recipiente aproximadamente hasta la mitad. Retire la aguja de la parte superior del alambre de acero inoxidable.</li>
	<li>Coloque un dilatador de 5 French (Fr) sobre el alambre de acero inoxidable y dentro del vaso. Retire la pieza interior del dilatador y el alambre de acero inoxidable. Introduzca una guía de 0,038 pulgadas a través del dilatador en el vaso hasta aproximadamente la mitad y retire el dilatador.</li>
	<li>Use un bisturí de 11 hojas para cortar la piel por encima de la vena por donde entra el alambre. Introduzca una funda de 9 Fr sobre la guía y dentro del recipiente. Retire la sección interior de la funda y la guía.</li>
	<li>Confirme la colocación correcta de la vaina aspirando sangre y luego enjuagando la vaina con solución salina heparinizada.</li>
	<li>Repita los pasos 2.2-2.7 de modo que queden dos vainas de 9 Fr en el IJV derecho.</li>
	<li>Administrar 150 U/kg de heparina por vía intravenosa para prevenir la formación de coágulos.</li>
	<li>Utilice el pedal para iniciar la fluoroscopia (Figura 1B). Inserte un catéter Judkins Right (JR) a través de la vaina, siguiendo la VCI torácica a través del diafragma hasta la VCI abdominal.</li>
	<li>Pase un alambre de Rosen a través del catéter JR hasta que llegue a la VCI abdominal y la punta salga del catéter JR. Mientras sostiene el alambre Rosen en su lugar, retire suavemente el catéter JR.</li>
	<li>Repita los pasos 2.10-2.11 con la segunda funda.</li>
	<li>Pase un catéter Multitrack de 7 Fr sobre cada alambre Rosen.</li>
	<li>Bajo la guía de fluoroscopia, coloque un catéter angiográfico multipista en la VCI abdominal para la inyección de contraste.</li>
	<li>Mediante fluoroscopia, coloque otro catéter angiográfico multipista en la región específica de interés (p. ej., el centro del injerto) para medir la presión (Figura 2C).</li>
</ol><img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66724/66724fig01.jpg"> Figura 1: Panel de control. (A) Panel de control del sistema de angiografía 3D (B) Pedales de fluoroscopia <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66724/66724fig01large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66724/66724fig02v3.jpg"> Figura 2: Cateterismo animal. (A) El sitio quirúrgico clave, preparado para el cateterismo. (B) Técnica para visualizar la vena yugular interna derecha (flechas negras). (C) Se colocan dos catéteres angiográficos multipista a través de la vena yugular interna derecha (flecha azul: medición de la presión en el injerto; flecha roja: inyección de contraste en la VCI abdominal; flecha blanca: alambres rígidos). Abreviatura: IVC = vena cava inferior. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66724/66724fig02largev2.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
3. Recopilación de los datos previos
<ol><li>Conecte la multipista centrada en la región de interés al transductor de presión mediante una llave de paso de tres vías. Con la llave de paso abierta a la multipista, tire hacia atrás con una jeringa de 10 ml hasta que se eliminen las burbujas de aire y se vea sangre.</li>
	<li>Con la jeringa de 10 ml volteada al revés, devuelva la sangre a las ovejas con cuidado de no empujar el aire de regreso a la multipista. Enjuague la multipista con solución salina heparinizada.</li>
	<li>Gire la posición de apagado de la llave de paso a la jeringa para que el transductor de presión y la multipista estén abiertos entre sí.</li>
	<li>Prepare el inyector de contraste agregando un agente de contraste. El volumen mínimo para una angiografía 3D es de 60 mL y el contraste total no puede exceder los 5 mL/kg o 250 mL.</li>
	<li>Conecte el inyector de contraste a la multipista centrada en la VCI abdominal. Con el inyector de contraste, gire la perilla lentamente en sentido contrario a las agujas del reloj para extraer las burbujas de aire de la multipista hasta que se vea sangre. Gire la perilla en el sentido de las agujas del reloj para empujar el contraste hacia adelante lentamente en la multipista.</li>
	<li>Utilice la fluoroscopia para confirmar cuándo el contraste ha alcanzado la punta de la multipista.</li>
	<li>Tome el contraste total utilizado para la angiografía 3D y divídalo por 5 para obtener mL/s. Establezca el aumento de velocidad en 0 y 600 psi.</li>
	<li>Configure el arco en C en el modo preprogramado haciendo clic en el botón Programa en la parte superior derecha de la pantalla y el botón 3D DSA 110 de 8'' (angiografía 3D con un SID de 110 cm y vista de campo a 8 pulgadas).</li>
	<li>Aleje todos los objetos y personas de la parte delantera o lateral de la mesa. Inicie el programa C-Arm haciendo clic en el botón numerado 3 en el panel de control. Coloque la región objetivo (por ejemplo, injerto medio) en el centro del plano x-y (Figura 3A-C).</li>
	<li>Avance al segundo programa haciendo clic en el botón numerado 4 en el panel de control. Ajuste la altura de la tabla en consecuencia para centrar la región de interés.</li>
	<li>Presione el botón número 5 y tome la imagen de prueba.</li>
	<li>Pruebe previamente el rango de movimiento del arco en C haciendo clic en el botón Confirmar condiciones | Inicio (Figura 3D,E).</li>
	<li>Pida al anestesiólogo que mantenga la ventilación y tome una angiografía rotacional 3D con inyección de contraste iniciando el programa con el pedal de adquisición central. Al mismo tiempo, mida y registre la presión media de la región objetivo.</li>
</ol><img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66724/66724fig03.jpg"> Figura 3: Posición del brazo en C y rango de movimiento. (A) Posicionamiento de las ovejas para el inicio del procedimiento (B) Primera posición para el programa de angiografía 3D (C) Brazo C movido en el eje xy (D) Brazo C movido en el eje z (E) Brazo C completando la prueba-giro con rango completo de movimiento. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66724/66724fig03large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
4. Administración del bolo salino y recogida de datos
<ol><li>Preparación 20 mL/kg de solución salina al 0,9%.</li>
	<li>Para preparar la bolsa presurizada en bolo, agregue una bolsa de 1,000 mL de solución salina al 0.9% en una unidad de bolsa presurizada. Utilice una segunda unidad si es necesario para alcanzar el volumen total a administrar.</li>
	<li>Apriete la bombilla de inflado hasta que el manómetro suba a la zona verde, inmediatamente antes de la línea roja (presión 250-300 mmHg). Enjuague la solución salina a través de la línea y elimine las burbujas de aire.</li>
	<li>Conecte la bolsa de solución salina presurizada a una funda de 9 Fr y mantenga 250-300 mmHg para mantener una velocidad constante del bolo. Deje que fluya hasta que la oveja haya recibido un bolo equivalente a 20 mL/kg o hasta que la presión media alcance los 15 mmHg.</li>
	<li>Mientras el bolo fluye, registre las presiones intravasculares de la región diana cada minuto.</li>
	<li>Tenga el arco en C listo para una segunda angiografía rotacional en 3D repitiendo los pasos 3.9-3.12. Tan pronto como termine el bolo, antes de que la presión comience a disminuir, tome la segunda angiografía 3D y la medición simultánea de la presión intravascular iniciando como se describe en el paso 3.13.</li>
</ol>5. Recuperación
<ol><li>Después de completar la imagen, vuelva a colocar el arco en C en la posición de estacionamiento preprogramada ingresando el número 77 y manteniendo presionado el botón de inicio hasta que el arco en C se posicione.</li>
	<li>Retire los catéteres de angiografía multipista y los alambres Rosen.</li>
	<li>Retire ambas vainas mientras aplica presión directa sobre los sitios de inserción con un parche de hemostasia durante al menos 7 minutos para detener el sangrado.</li>
	<li>Envuelva un rollo de gasa estéril alrededor de los parches y el cuello de manera que la envoltura esté segura para mantener la presión, pero no demasiado apretada para correr el riesgo de cortar la circulación o impedir la respiración.</li>
	<li>Apague los anestésicos (isoflurano y/o propofol CRI).</li>
	<li>Mantenga a las ovejas en el ventilador con 100% deO2 hasta que respiren constantemente por sí mismas. NOTA: Las señales de que la oveja se está despertando incluyen movimiento, parpadeo, respuesta a estímulos dolorosos, tono de la mandíbula o intentos de masticar, y respiración sin la ayuda de un ventilador.</li>
	<li>Una vez que la oveja sea capaz de respirar por sí misma, extubar (retirar la sonda endotraqueal) y retirar la sonda orogástrica.</li>
	<li>Retire todo el equipo de monitoreo y transfiera a las ovejas a una cama de hospital. Muévalo de regreso a la habitación de la vivienda.</li>
	<li>Ayude a las ovejas a permanecer en decúbito esternal o cuando intenten ponerse de pie hasta que la oveja pueda mantener el equilibrio por sí misma. Evita que se topen con las paredes.</li>
	<li>Una vez que parezcan lo suficientemente despiertos, dele pequeñas cantidades de heno o grano.</li>
</ol>6. Análisis de datos
<ol><li>Exporte los datos originales de angiografía 3D sin procesar del software de imágenes de angiografía en formato de archivo DICOM.</li>
	<li>Inicie el software de visualización DICOM. Arrastre y suelte el archivo de angiografía 3D en el visor para abrirlo (Figura 4A).</li>
	<li>Dentro del software de visualización DICOM, seleccione la herramienta 3D MPR (reconstrucción multiplanar) para generar una vista reconstruida en 3D de los datos de la angiografía. Esto presentará tres vistas 2D distintas desde tres ángulos diferentes: planos axial, sagital (Figura 4B) y coronal (Figura 4C).</li>
	<li>Ajuste la ubicación y la orientación de la región objetivo en los planos sagital y coronal para lograr la posición vertical deseada colocando la región objetivo en el centro y girando la dirección de las líneas de referencia en cada plano con una herramienta manual (Figura 4D).</li>
	<li>Utilice la herramienta de lápiz dentro del visor DICOM para delinear la pared del recipiente en la vista axial de la región objetivo (Figura 4E). El software calcula y muestra automáticamente tanto el área como el perímetro (circunferencia) de la región en el centro de la vista axial.</li>
	<li>Utilice la ecuación (1) para calcular el cumplimiento, donde A es el área de la sección transversal (cm2) y P es la presión (mmHg): <img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/66724/66724eq01.jpg" style="margin: auto;">(1)</li>
	<li>Emplee la ecuación (2) para calcular la distensibilidad donde C es la circunferencia (cm) y P es la presión (mmHg): <img alt="Equation 2" src="/files/ftp_upload/66724/66724eq02.jpg" style="margin: auto;">(2)</li>
</ol><img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66724/66724fig04.jpg"> Figura 4: Análisis de datos en el visor DICOM. (A) Datos brutos de angiografía 3D cargados en el visor DICOM. (B) La sección sagital del injerto. C) La sección coronal. (D) Se visualiza una sección transversal real después de ajustar el ángulo en las secciones sagital y coronal. (E) La herramienta de lápiz se utiliza para delinear el vaso objetivo para realizar mediciones de la circunferencia y el área de la sección transversal. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66724/66724fig04large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>

Angiografía 3D para la evaluación de la distensibilidad venosa en ovejas

<ol>
	<li>Hagler, D. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fate+of+the+Fontan+connection:+Mechanisms+of+stenosis+and+management.">Fate of the Fontan connection: Mechanisms of stenosis and management.</a> Congenit Heart Dis. 14 (4), 571-581 (2019).</li><li>Nezerati, R. M., Eifert, M. B., Dempsey, D. K., Cosgriff-Hernandez, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrospun+vascular+grafts+with+improved+compliance+matching+to+native+vessels.">Electrospun vascular grafts with improved compliance matching to native vessels.</a> J Biomed Mater Res B Appl Biomater. 103 (2), 313-323 (2015).</li><li>Bates, O., Semple, T., Krupickova, S., Bautisa-Rodriguez, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Case+report+of+a+Gore-Tex+TCPC+conduit+dissection+causing+severe+stenosis.">Case report of a Gore-Tex TCPC conduit dissection causing severe stenosis.</a> Eur Heart J Case Rep. 5 (11), 1-6 (2021).</li><li>Sathananthan, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Clinical+importance+of+Fontan+Circuit+thrombus+in+the+adult+population:+Significant+association+with+increased+risk+of+cardiovascular+events.">Clinical importance of Fontan Circuit thrombus in the adult population: Significant association with increased risk of cardiovascular events.</a> Can J Cardiol. 35 (12), 1807-1814 (2019).</li><li>Kumar, P., Bhatia, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Computed+tomography+in+the+evaluation+of+Fontan+Circulation.">Computed tomography in the evaluation of Fontan Circulation.</a> J Cardiovasc Imaging. 29 (2), 108-122 (2021).</li><li>Abbott, W. M., Megerman, J., Hasson, J. E., L'Italien, G., Warnock, D. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+compliance+mismatch+on+graft+patency.">Effect of compliance mismatch on graft patency.</a> J Vasc Surg. 5 (2), 376-382 (1987).</li><li>Weston, M. W., Rhee, K., Tarbell, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Compliance+and+diameter+mismatch+affect+the+wall+shear+rate+distribution+near+an+end-to-end+anastomosis.">Compliance and diameter mismatch affect the wall shear rate distribution near an end-to-end anastomosis.</a> J Biomech. 29 (2), 187-198 (1996).</li><li>Ballyk, P. D., Walsh, C., Butany, J., Ojha, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Compliance+mismatch+may+promote+graft-artery+intimal+hyperplasia+by+altering+suture-line+stress.">Compliance mismatch may promote graft-artery intimal hyperplasia by altering suture-line stress.</a> J Biomech. 31 (3), 229-237 (1997).</li><li>Lemson, M. S., Tordoir, J. H. M., Daemen, M. J. A. P., Kitslaar, P. J. E. H. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intimal+hyperplasia+in+vascular+grafts.">Intimal hyperplasia in vascular grafts.</a> Eur J Vasc Endovasc Surg. 19 (4), 336-350 (2000).</li><li>Blum, K. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tissue+engineered+vascular+grafts+transform+into+autologous+neovessels+capable+of+native+function+and+growth.">Tissue engineered vascular grafts transform into autologous neovessels capable of native function and growth.</a> Commun Med. 2, 3 (2022).</li><li>Turner, M. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tissue+engineered+vascular+grafts+are+resistant+to+the+formation+of+dystrophic+calcification.">Tissue engineered vascular grafts are resistant to the formation of dystrophic calcification.</a> Nat Commun. 15, 2187 (2024).</li></ol>

Este estudio fue patrocinado en parte por Gunze Ltd.

La distensibilidad y la distensibilidad son propiedades clave para la función de los vasos sanguíneos, que sirven como indicadores de posibles complicaciones e intervenciones. Cuantificar y comparar con precisión los cambios en estos parámetros es importante para evaluar la eficacia del injerto. Nuestro método in vivo supera las limitaciones del análisis ex vivo y mantiene resultados comparables. Comparando nuestros datos in vivo con los datos ex vivo presentados por Blum et al.,...

Los pacientes con anomalías cardíacas críticas requieren cirugía reconstructiva. La mayoría de las operaciones reconstructivas requieren el uso de materiales protésicos, incluidos los injertos vasculares. Los posibles conductos para salvar este espacio incluyen materiales sintéticos o biológicos. Inicialmente, los homoinjertos se utilizaron como conducto de Fontán, pero desde entonces se han abandonado debido a una alta incidencia de calcificación e incidentes de fase aguda1. En la actualidad, se utilizan injertos vasculares sintéticos derivados de polímeros inorgánicos. Sigue existiendo el reto de que estos injertos son menos dóciles que el vaso nativo en el que se implantan y tienen complicaciones a largo plazo, como estenosis, oclusión y calcificación 1,2,3,4,5.
La estructura de los injertos vasculares sintéticos se presta a la resistencia mecánica a la tracción, lo que lleva a su distensibilidad invariablemente menor en comparación con el tejido nativo2. La distensibilidad vascular, que define el cambio de volumen del vaso sobre un cambio en la presión, sirve como indicador de la capacidad de respuesta de un vaso a las cargas mecánicas. La diferencia entre el material del injerto y las propiedades del vaso nativo crea un desajuste de cumplimiento, que se ha demostrado que interrumpe los patrones de flujo sanguíneo, lo que resulta en áreas de recirculación y separación de flujo 2,6,7,8,9. Este fenómeno altera el esfuerzo cortante en la pared endotelial e induce hiperplasia íntima 2,7,8,9. Tales respuestas pueden conducir a complicaciones relacionadas con el injerto, que requieren reemplazo o reintervención del injerto6.
Dado que la distensibilidad vascular asume un papel clave en la determinación de los resultados del injerto, la medición precisa de esta propiedad es esencial. El estándar de oro actual para medir la distensibilidad vascular son las pruebas mecánicas biaxiales tubulares ex vivo . Este método consiste en extirpar un injerto o vaso de interés, conectarlo a tubos de látex y presurizarlo para evaluar el comportamiento circunferencial de tensión-estiramiento a través de varias presiones. La conformidad se determina comparando la presión con una medición del diámetro interior10. Sin embargo, los métodos ex vivo tienen algunas desventajas. Al evaluar la funcionalidad de los injertos implantados mediante el método ex vivo , es necesario sacrificar los animales y explantar los injertos, lo que imposibilita la realización de exámenes prolongados. Por lo tanto, hemos desarrollado un protocolo de medición de cumplimiento in vivo .
Nuestro grupo se centra en el desarrollo de injertos vasculares de ingeniería tisular (TEVG) para su uso en la cirugía de Fontan con el fin de mejorar el defecto cardíaco congénito del síndrome del corazón izquierdo hipoplásico (HLHS). Los avances recientes en el campo de la cirugía cardíaca congénita han mejorado los resultados postoperatorios, lo que ha llevado a una mayor esperanza de vida. Esto hace que las propiedades a largo plazo y el éxito del conducto vascular implantado sean cada vez más cruciales. Actualmente, no existe un modelo animal de HLHS, por lo que evaluamos nuestros injertos en un modelo de injerto de interposición acelerada de vena cava inferior (IVC) de animales grandes. Si bien este modelo no intenta crear el flujo de la circulación de Fontan, recapitula efectivamente las condiciones hemodinámicas únicas. Nuestro uso reciente de este protocolo in vivo demostró diferencias significativas en el cumplimiento del injerto entre nuestro TEVG y los injertos convencionales de politetrafluoroetileno expandido (PTFE)11. Como este estudio previo no se centró en la metodología, hemos realizado experimentos adicionales que detallan este novedoso método in vivo .
Implantamos el injerto sintético que actualmente sirve como estándar de atención, compuesto por politetrafluoroetileno expandido (PTFE), en animales de estudio de ovejas Dorset y lo comparamos con la VCI nativa en animales de control ingenuos quirúrgicamente. Este protocolo se realizó en el grupo de PTFE 5-7 años después de la implantación de un conducto de PTFE y animales control no operados de diferentes edades. Por lo tanto, en las secciones posteriores que describen el protocolo y los resultados representativos, ocasionalmente nos referiremos a la región de interés como, por ejemplo, la región media del injerto (injerto medio) del injerto de interposición IVC.
Este protocolo nos permite analizar la conformidad in vivo del conducto de PTFE, conocido por ser no conforme a largo plazo, con la veta nativa. Se optó por comparar el material clínico estándar, PTFE, con la vena nativa no operada. Seleccionamos un punto de tiempo a largo plazo porque se sabe que el conducto de PTFE sigue siendo inconforme y es propenso a calcificarse, lo que reduce aún más su cumplimiento11. Se optó por realizar todas las comparaciones in vivo, ya que los cambios hemodinámicos sistémicos se reflejan con precisión en las mediciones obtenidas mediante métodos in vivo. A partir de esta comparación, encontramos que este protocolo es capaz de confirmar la no conformidad del PTFE y obtener medidas de la distensibilidad venosa in vivo de una manera segura y reproducible. Este método se ha implementado con éxito en un estudio publicado para demostrar diferencias estadísticamente significativas entre los conductos de PTFE y los injertos vasculares de ingeniería tisular (TEVG) in vivo11.
El objetivo general de este protocolo es calcular la distensibilidad y la distensibilidad de la VCI torácica en un modelo de animal grande ovino utilizando mediciones in vivo de un procedimiento de supervivencia. Para ello, visualizamos y medimos los cambios en la circunferencia y el área transversal de la VCI torácica a un bolo líquido. Medimos simultáneamente el cambio intravascular en la presión y utilizamos estas mediciones para calcular la distensibilidad y la distensibilidad. El uso de imágenes de angiografía 3D nos permite múltiples ventajas, incluida la capacidad de ajustar la vista de la imagen después de la captura para garantizar que nuestras mediciones se tomen de una sección transversal de la vena, así como permitirnos medir múltiples ubicaciones a lo largo del vaso. Las tres áreas de interés en este estudio fueron la región del injerto medio, así como los dos sitios de anastomosis adyacentes del injerto de PTFE y las áreas comparables en la VCI nativa. Al realizar experimentos in vivo, existen ventajas en la evaluación de la funcionalidad de los injertos dentro del flujo real de sangre y rodeados de tejidos y órganos. Se cree que las mediciones obtenidas a través de este método reflejan la funcionalidad real de los injertos en un organismo vivo.
El protocolo se divide en seis secciones principales que incluyen la preparación previa al procedimiento de las ovejas, el cateterismo, la recopilación de datos iniciales previos al bolo, la recopilación de datos del estudio, la recuperación de los animales y el análisis de datos. En la sección de preparación de animales, discutimos la sedación, el inicio de la anestesia y la colocación del equipo de monitoreo utilizado durante el procedimiento de cateterismo. En la segunda sección, explicamos el proceso de colocación de las dos vainas del catéter necesarias para la adquisición de datos. Para este protocolo, ambas vainas se colocan en la vena yugular interna derecha (IJV) para permitir la introducción de dos catéteres multipista en el vaso. Uno se colocará en la región de interés para registrar el cambio en la presión, y el otro se colocará más abajo en la vena para la inyección de contraste. Una vez colocados los catéteres, se toma un angiógrafo 3D prebolo basal para comparar. La recopilación de datos del estudio comienza con la preparación del bolo de solución salina en un sistema de bolsa presurizada para su administración, el suministro al bolo de solución salina con el registro de las presiones intravasculares y la toma de la angiografía 3D posterior al bolo. A continuación, describimos el proceso para facilitar la recuperación de las ovejas después del protocolo. Por último, se discute el método para obtener las imágenes y mediciones transversales adecuadas para el análisis y la comparación estadística.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>0.035&#34; x 260 cm Rosen Curved Wire Guide</td>
			<td>Cook Medical</td>
			<td>G01253</td>
			<td>Guide for holding placement swapping caths (Multi-track, IVUS, etc)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0.035&#34;x 150 cm Glidewire</td>
			<td>Terumo</td>
			<td>GR3507</td>
			<td>Guide for JR cath</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0.9% Sodium Chloride Saline</td>
			<td>Baxter Healthcare Corporation</td>
			<td>NCH pharmacy</td>
			<td>For diluting norepinpherine, pressure monitoring</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10.0 Endotracheal tube</td>
			<td>Coviden</td>
			<td>86117</td>
			<td>To secure airway</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>16 G IV catheter</td>
			<td>BD</td>
			<td>382259</td>
			<td>To administer fluids and anesthetic drugs</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>22 G IV catheter</td>
			<td>BD</td>
			<td>381423</td>
			<td>For invasive blood pressure</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5Fr x .35&#34; JR2.5</td>
			<td>Cook Medical&#160;</td>
			<td>G05035</td>
			<td>Guide for rosen wire</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>70% isopropyl alcohol</td>
			<td>Aspen Vet</td>
			<td>11795782</td>
			<td>Topical cleaning solution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>7Fr x 100 cm Multi-track</td>
			<td>B. Braun</td>
			<td>615001</td>
			<td>Collecting pressure, Administering contrast to specific intravascular location</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>9Fr Introducer sheath</td>
			<td>Terumo</td>
			<td>RSS901</td>
			<td>Access catheter through skin into vessel for wires to pass through</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ACT cartridge</td>
			<td>Abbot Diagnostics</td>
			<td>03P86-25</td>
			<td>Activated Clotting Time</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Angiographic syringe w/ filling spike</td>
			<td>Guerbet</td>
			<td>900103S</td>
			<td>For contrast injector</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bag decanter</td>
			<td>Advance Medical Designs, LLC</td>
			<td>10-102</td>
			<td>Punctures saline bag to pour and fill sterile bowl with saline</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Butorphanol</td>
			<td>Zoetis</td>
			<td>NCH pharmacy</td>
			<td>Sedation drug: Concentration 10 mg/mL, Dosage 0.1 mg/kg</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cath Research Pack</td>
			<td>Cardinal Health</td>
			<td>SAN33RTCH6</td>
			<td>Cath pack with misc. supplies</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cetacaine</td>
			<td>Cetylite</td>
			<td>220</td>
			<td>Topical anesthetic spray</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Chloraprep</td>
			<td>BD</td>
			<td>930825</td>
			<td>Topical cleaning solution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Chlorhexidine 2% solution</td>
			<td>Vedco INC</td>
			<td>VINV-CLOR-SOLN</td>
			<td>Topical cleaning solution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Conform stretch bandage</td>
			<td>Coviden</td>
			<td>2232</td>
			<td>Neck wrap to prevent bleeding</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Connection tubing</td>
			<td>Deroyal</td>
			<td>77-301713</td>
			<td>Connects t-port to fluid/drug lines</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Diazepam</td>
			<td>Hospira Pharmaceuticals</td>
			<td>NCH pharmacy</td>
			<td>Sedation drug: Concentration 5 mg/mL, Dosage 0.5 mg/kg</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EKG monitoring dots</td>
			<td>3M</td>
			<td>2570</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fluid administration set</td>
			<td>Alaris</td>
			<td>2420-0007</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fluid warming set</td>
			<td>Carefusion</td>
			<td>50056</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hemcon Patch</td>
			<td>Tricol Biomedical</td>
			<td>1102</td>
			<td>Patch for hemostasis</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin</td>
			<td>Hospira, Inc</td>
			<td>NCH pharmacy</td>
			<td>Angicoagulant: 1,000 USP units/mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Infinix-i INFX-8000C</td>
			<td>Toshiba Medical Systems</td>
			<td>2B308-124EN*E</td>
			<td>Interventional angiography system</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Invasive pressure transducer</td>
			<td>Medline</td>
			<td>23DBB538</td>
			<td>For invasive blood pressure</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane</td>
			<td>Baxter Healthcare Corporation</td>
			<td>NCH pharmacy</td>
			<td>Anesthetic used in prep room</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ketamine</td>
			<td>Hospira Pharmaceuticals</td>
			<td>NCH pharmacy</td>
			<td>Sedation drug: Concentration 100 mg/mL, Dosage 4 mg/kg</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lubricating Jelly</td>
			<td>MedLine</td>
			<td>MDS0322273Z</td>
			<td>ET tube lubricant</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micropuncture Introducer Set</td>
			<td>Cook Medical</td>
			<td>G47945</td>
			<td>Access through skin into vessel</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Needle &#38; syringes</td>
			<td>Cardinal Health</td>
			<td>309604</td>
			<td>For sedation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Norepinpherine Bitartrate Injection, USP</td>
			<td>Baxter Healthcare Corporation</td>
			<td>NCH pharmacy</td>
			<td>1 mg/mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Optiray 320</td>
			<td>Liebel-Flarsheim Company, LLC</td>
			<td>NCH pharmacy</td>
			<td>Contrast&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Optixcare</td>
			<td>Aventix</td>
			<td>OPX-4252</td>
			<td>Corneal lubricant</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>OsiriX MD</td>
			<td>Pixmeo SARL</td>
			<td>-</td>
			<td>DICOM Viewer and Analysis software</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pressure infusor bag</td>
			<td>Carefusion</td>
			<td>64-10029</td>
			<td>To maintain invasive blood pressure</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Propofol</td>
			<td>Fresenius Kabi</td>
			<td>NCH pharmacy</td>
			<td>Anesthetic drug: Concentration 10 mg/mL, Dosage 20-45 mg&#183;kg-1&#183;h-1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silk suture 3-0</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>C013D</td>
			<td>To secure IV catheter&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SoftCarry Stretcher</td>
			<td>Four Flags Over Aspen</td>
			<td>SSTR-4</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stomach tube</td>
			<td>Jorgensen Lab, INC</td>
			<td>J0348R</td>
			<td>To release gastric juices and gas and prevent bloat</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>T-port</td>
			<td>Medline</td>
			<td>DYNDTN0001</td>
			<td>Connects to IV catheter</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Urine drainage bag</td>
			<td>Coviden</td>
			<td>3512</td>
			<td>Connects to stomach tube to collect gastric juices</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Warming blanket</td>
			<td>Jorgensen Lab, INC</td>
			<td>J1034B</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

quantifying inferior vena cava compliance and distensibility in an in vivo ovine model using 3d angiography

Los injertos vasculares sintéticos superan algunos desafíos de los aloinjertos, autoinjertos y xenoinjertos, pero a menudo son más rígidos y menos flexibles que el vaso nativo en el que se implantan. La coincidencia de la distensibilidad con el vaso nativo está emergiendo como una propiedad clave para el éxito del injerto. El estándar de oro actual para evaluar la conformidad de los buques implica la escisión del buque y las pruebas mecánicas biaxiales ex vivo . Desarrollamos un método in vivo para evaluar la distensibilidad y distensibilidad venosa que refleja mejor la fisiología natural y tiene en cuenta el impacto de un cambio de presión causado por el flujo de sangre y por cualquier cambio morfológico presente. 
Este método está diseñado como un procedimiento de supervivencia, lo que facilita los estudios longitudinales y reduce potencialmente la necesidad de uso animal. Nuestro método consiste en inyectar un bolo de solución salina de 20 mL/kg en la vasculatura venosa, seguido de la adquisición de angiografías 3D pre y post bolo para observar las alteraciones inducidas por el bolo, simultáneamente con las mediciones de la presión intravascular en las regiones diana. A continuación, podemos medir la circunferencia y el área de la sección transversal del vaso antes y después del bolo. 
Con estos datos y la presión intravascular, somos capaces de calcular la distensibilidad y la distensibilidad con ecuaciones específicas. Este método se utilizó para comparar la distensibilidad y distensibilidad de la vena cava inferior en ovejas nativas no operadas con el conducto de ovejas implantadas con un injerto de politetrafluoretileno expandido (PTFE) a largo plazo. Se encontró que el vaso nativo era más distensible y distensible que el injerto de PTFE en todas las localizaciones medidas. Concluimos que este método proporciona de manera segura mediciones in vivo de la distensibilidad y distensibilidad de las venas.

Patients with critical cardiac anomalies require reconstructive surgery. Most reconstructive operations require the use of prosthetic materials, including vascular grafts. Potential conduits to bridge this space include synthetic or biologic materials. Initially, homografts were used as the Fontan conduit but have since been abandoned due to a high incidence of calcification and acute phase incidents1. Currently, synthetic vascular grafts derived from inorganic polymers are used. There remains a challenge that these grafts are less compliant than the native vessel into which they are implanted and have long-term complications, such as stenosis, occlusion, and calcification1,2,3,4,5.
The structure of synthetic vascular grafts lends itself to mechanical tensile strength, leading to their invariably lower compliance compared to native tissue2. Vascular compliance, which defines the vessel&#39;s change in volume over a change in pressure, serves as an indicator of a vessel&#39;s responsiveness to mechanical loads. The difference between the graft material and native vessel properties creates a compliance mismatch, which has been demonstrated to disrupt blood flow patterns, resulting in areas of recirculation and flow separation2,6,7,8,9. This phenomenon alters the shear stress on the endothelial wall and induces intimal hyperplasia2,7,8,9. Such responses can lead to graft-related complications, necessitating graft replacement or re-intervention6.
As vascular compliance assumes a key role in determining graft outcomes, the accurate measurement of this property is essential. The current gold standard for measuring vascular compliance is ex vivo tubular biaxial mechanical testing. This method involves excising a graft or vessel of interest, connecting it to latex tubes, and pressurizing it to assess circumferential stress-stretch behavior across various pressures. Compliance is determined by comparing the pressure with a measurement of the inner diameter10. However, ex vivo methods have some disadvantages. When evaluating the functionality of implanted grafts using the ex vivo method, sacrificing the animals and explanting the grafts are necessary, making it impossible to conduct prolonged examinations. Therefore, we have developed an in vivo compliance measurement protocol.
Our group focuses on developing tissue-engineered vascular grafts (TEVGs) for use in the Fontan surgery to ameliorate the congenital heart defect hypoplastic left heart syndrome (HLHS). Recent developments in the field of congenital heart surgery have improved postoperative outcomes, leading to longer life expectancies. This makes the long-term properties and success of the implanted vascular conduit increasingly crucial. Currently, no animal model of HLHS exists so we evaluate our grafts in an accelerated large animal inferior vena cava (IVC) interposition graft model. While this model does not attempt to create the flow of the Fontan circulation, it effectively recapitulates the unique hemodynamic conditions. Our recent use of this in vivo protocol demonstrated significant differences in graft compliance between our TEVG and conventional expanded polytetrafluoroethylene (PTFE) grafts11. As this previous study did not focus on methodology, we have conducted additional experiments detailing this novel in vivo method.
We implanted the synthetic graft currently serving as the standard of care, comprised of expanded polytetrafluoroethylene (PTFE), in Dorset sheep study animals and compared it to the native IVC in surgically na&#239;ve control animals. This protocol was performed on the PTFE group 5-7 years postimplantation of a PTFE conduit and unoperated control animals of varying ages. Thus, in subsequent sections describing the protocol and representative results, we will occasionally refer to the region of interest as, for example, the middle of the graft (midgraft) region of the IVC interposition graft.
This protocol allows us to analyze the in vivo compliance of the PTFE conduit, known to be non-compliant at a long-term time point, with the native vein. We chose to compare the clinical standard material, PTFE, with the native unoperated vein. We selected a long-term time point because the PTFE conduit is known to remain non-compliant and is prone to calcify, further reducing its compliance11. We opted to conduct all comparisons in vivo as systemic hemodynamic changes are accurately reflected in measurements obtained through in vivo methods. From this comparison, we found that this protocol is able to confirm the non-compliance of PTFE and obtain measurements of in vivo venous compliance in a safe and reproducible manner. This method has been successfully implemented in a published study to demonstrate statistically significant differences between PTFE conduits and tissue-engineered vascular grafts (TEVGs) in vivo11.
The overall goal of this protocol is to calculate compliance and distensibility of the thoracic IVC in an ovine large animal model using in vivo measurements from a survival procedure. To this end, we visualized and measured the changes in circumference and cross-sectional area of thoracic IVC to a fluid bolus. We simultaneously measured the intravascular change in pressure and used these measurements to calculate compliance and distensibility. Using 3D angiography imaging allows us multiple advantages, including the ability to adjust the view of the image post capture to ensure our measurements are taken from a cross-section of the vein, as well as allow us to measure multiple locations along the vessel. The three areas of interest in this study were the midgraft region, as well as the two adjacent anastomosis sites of the PTFE graft, and the comparable areas in the native IVC. By conducting experiments in vivo, there are advantages in evaluating the functionality of grafts within the actual flow of blood and surrounded by tissues and organs. The measurements obtained through this method are believed to reflect the actual functionality of the grafts in a living organism.
The protocol is divided into six main sections including preprocedure preparation of the sheep, catheterization, collection of baseline pre bolus data, collection of study data, animal recovery, and data analysis. In the animal preparation section, we discuss sedation, initiating anesthesia, and the placement of monitoring equipment used during the catheterization procedure. In the second section, we explain the process of placing the two catheter sheaths needed for data acquisition. For this protocol, both sheaths are placed in the right internal jugular vein (IJV) to allow two multitrack catheters to be introduced into the vessel. One will be positioned in the region of interest to record the change in pressure, and the other will be placed lower in the vein for contrast injection. Once the catheters are placed, a baseline pre bolus 3D angiograph is taken for comparison. Study data collection begins with preparing the saline bolus in a pressurized bag system for administration, providing the saline bolus with recording intravascular pressures, and taking the post bolus 3D angiograph. We then describe the process to facilitate the recovery of the sheep after the protocol. Lastly, we discuss the method to obtain the proper images and cross-sectional measurements for analysis and statistical comparison.

Autor destacado: Imágenes mejoradas para el desarrollo neovascular en la investigación de cardiopatías congénitas

Cuantificación de la distensibilidad y distensibilidad de la vena cava inferior en un modelo ovino in vivo mediante angiografía 3D

We aim to improve long-term outcomes for congenital-heart-disease patients using a regenerative medicine approach. Our tissue-engineered vascular graft develops into a neo vessel comprised of the patient's own cells. Our goal is to make comparisons between our graft, the native vein, and the clinical standard polytetrafluoroethylene or PTFE.We have established that our neo vessel displays growth capacity and that it approaches native vessel functionality. Using this method, we've also recently demonstrated that the neo vessel retains compliance and distensibility at a long-term time point, and is resistant to the formation of dystrophic calcification. Using 3D angiography allows us to image the entire path of the thoracic inferior vena cava in our ovine large-animal model.In addition to allowing us to view the morphology of the vessel, it also allows for post-capture orientation adjustments to ensure we're obtaining measurements from a true cross-section. Our in-vivo method allows us to determine the capacity for vessel compliance and distensibility in its native context. Additionally, it allows us to take longitudinal measurements of the same study animal, which is necessary to track changes in neo-vessel development and remodeling.

Hemos realizado con éxito este procedimiento con más de 25 ovejas. Es importante destacar que no hubo casos de morbilidad y mortalidad relacionados con este procedimiento. Todas las ovejas exhibieron recuperaciones sin complicaciones. Estos resultados representativos se obtuvieron de tres ovejas a las que se les implantaron injertos de PTFE y tres ovejas autóctonas no operadas. En la Figura 5 se muestran las mediciones de la presión intravascular tomadas de ambos grupos de animales de es...

Read this Scientific Article Protocol about Author Spotlight: Improved Imaging for Neovascular Development in Congenital Heart Disease Research at JoVE.com

Este protocolo permite la cuantificación in vivo de la distensibilidad y distensibilidad venosa mediante cateterismo y angiografía 3D como procedimiento de supervivencia, lo que permite una variedad de aplicaciones potenciales.

Synthetic vascular grafts overcome some challenges of allografts, autografts, and xenografts but are often more rigid and less compliant than the native ...

quantifying-inferior-vena-cava-compliance-distensibility-an-vivo

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Quantifying Inferior Vena Cava Compliance and Distensibility in an In Vivo Ovine Model Using 3D Angiography

369 vistas.  Nationwide Children's Hospital. Nuestro objetivo es mejorar los resultados a largo plazo para los pacientes con cardiopatías congénitas utilizando un enfoque de medicina regenerativa. Nuestro injerto vascular de ingeniería tisular se convierte en un neovaso compuesto por las propias células del paciente. Nuestro objetivo es hacer comparaciones entre nuestro injerto, la vena nativa y el estándar clínico politetrafluoroetileno o PTFE.Hemos establecido que nuestro neo vaso muestra...

Video: Autor destacado: Imágenes mejoradas para el desarrollo neovascular en la investigación de cardiopatías congénitas

Synthetic vascular grafts overcome some challenges of allografts, autografts, and xenografts but are often more rigid and less compliant than the native vessel into which they are implanted. Compliance matching with the native vessel is emerging as a key property for graft success. The current gold standard for assessing vessel compliance involves the vessel's excision and ex vivo biaxial mechanical testing. We developed an in vivo method to assess venous compliance and distensibility that better reflects natural physiology and takes into consideration the impact of a pressure change caused by flowing blood and by any morphologic changes present. 
This method is designed as a survival procedure, facilitating longitudinal studies while potentially reducing the need for animal use. Our method involves injecting a 20 mL/kg saline bolus into the venous vasculature, followed by the acquisition of pre and post bolus 3D angiograms to observe alterations induced by the bolus, concurrently with intravascular pressure measurements in target regions. We are then able to measure the circumference and the cross-sectional area of the vessel pre and post bolus. 
With these data and the intravascular pressure, we are able to calculate the compliance and distensibility with specific equations. This method was used to compare the inferior vena cava's compliance and distensibility in native unoperated sheep to the conduit of sheep implanted with a long-term expanded polytetrafluorethylene (PTFE) graft. The native vessel was found to be more compliant and distensible than the PTFE graft at all measured locations. We conclude that this method safely provides in vivo measurements of vein compliance and distensibility.

This protocol allows for the in vivo quantification of venous compliance and distensibility using catheterization and 3D angiography as a survival procedure allowing for a variety of potential applications.

Investigación

Bioingeniería

Catheterization of an Anesthetized Sheep for 3D Angiogram Analysis

To begin, place a sedated sheep in the left lateral recumbency position on the catheterization table. Press buttons 7 and 3 on the control panel to move the C-arm to the sheep and adjust the table. Then auto-position the C-arm towards the left side of the table.Next, use a 21-gauge puncture needle on a 10-cubic centimeter Luer syringe to access the internal jugular vein. Carefully disconnect the syringe while holding the needle steady. Now insert a 0.018-inch stainless steel wire guide through the needle into the vessel.Remove the needle from over the wire. Place a 5 French dilator over the wire and into the vessel. After removing the inner piece of the dilator and wire, feed a 0.038-inch guide wire through the dilator into the vessel and remove the dilator.With an 11 blade scalpel, cut the skin above the vein just where the wire enters. Feed a 9 French sheath over the guide wire and into the vessel. Then remove the inner sheath section and guide wire.Aspirate the blood to confirm sheath placement. Flush the sheath with heparinized saline. After inserting two 9 French sheaths in the right internal jugular vein, inject 150 units per kilogram of heparin through the IV to prevent clotting.Now, use the foot pedal to start fluoroscopy. Insert a JR catheter through the sheath, following the thoracic IVC across the diaphragm into the abdominal IVC. Thread a Rosen wire through the JR catheter until it reaches the abdominal IVC and the tip emerges from the JR catheter.While holding the Rosen wire in place, gently remove the JR catheter. When the second sheath has similarly been inserted, thread a 7 French multi-track catheter over each Rosen wire. Now place one multi-track angiographic catheter in the abdominal IVC for contrast injection.Place another multi-track angiographic catheter into the specific region of interest for pressure measurement.

Cateterismo de una oveja anestesiada para el análisis de angiografía 3D

Acquisition of  Pre&#45;and Post&#45;Bolus 3D Angiograms and Intravascular Pressure from a Catheterized Sheep for Measurement of the Vessel Circumference

To begin, connect a multi-track angiographic catheter in the region of interest of an anesthetized catheterized sheep to a pressure transducer with a three-way stopcock. Then flush the multi-track with heparinized saline. Flip the off position on the stopcock to the syringe so that the pressure transducer and the multi-track are open to each other.Connect the contrast injector to the multi-track centered in the abdominal IVC. Turn the knob of the contrast injector counterclockwise slowly to pull air bubbles from the multi-track until blood is seen. Then turn the knob clockwise to push contrast forward slowly into the multi-track.Confirm when the contrast has reached the tip of the multi-track with a fluoroscope. Divide the total contrast used for the 3D angiogram by five to obtain the rate of injection in milliliters per second. Then set the rate rise to 0 in 600 pounds per square inch.Next, to set the C-arm to the pre-programmed mode, click the Program button, then press the 3D-110 8"button. Move all objects and people away from the front or sides of the table. Click on button 3 on the control panel to initiate the C-arm.Position the target at the center of the xy plane. Click button 4 on the control panel to move onto the second program. Then adjust the height of the table to center the region of interest.Next, press button 5 to take the test image. click on the Confirm Conditions icon, followed by Start to pretest the C-arm's range of motion. Use the middle acquisition pedal to initiate the program and take a 3D rotational angiogram.Simultaneously, measure and record the mean pressure of the target region. Connect a pressurized saline bag to a 9 French sheath. Allow it to flow until the sheep has received a bolus equivalent to 20 milliliters per kilogram.Record the intravascular pressures of the target region every minute while the bolus is flowing. Perform the second 3D angiography with concurrent intravascular pressure measurement. Once imaging is complete, press the number 77 and hold the Start button to place the C-arm back in its pre-programmed to position.Remove the multi-track angiography catheters and Rosen wires from the sheep. Then remove both sheaths. Apply pressure with a hemostasis patch over the insertion sites for at least seven minutes to control bleeding.For data analysis, export the original raw 3D angiography data from the angiography imaging software in a DICOM file format. Launch the DICOM Viewer software. Then drag and drop the 3D angiography file into the Viewer to open.Select the 3D Multiplanar Reconstruction tool to generate a 3D reconstructed view of the angiography data. Three distinct 2D views from the axial, sagittal, and coronal planes can now be seen. Now adjust the placement and orientation of the target region in the sagittal and coronal planes to place the target region at the center.Use the Hand tool to rotate the direction of the reference lines on each page. With the Pencil tool, outline the vessel wall in the axial view of the target region. The software will automatically calculate and show both the area and perimeter of the region in the middle of the axial view.The intravascular pressures of sheep with and without PTFE grafts were obtained. A change in circumference was seen in the native sheep in response to bolus. The native sheep vessels were more compliant and distensible than the PTFE grafts.