Nuestra investigación se centra en el desarrollo de bioelectrónica que integre la transferencia de electrones extracelulares bacterianos o EET para ampliar las aplicaciones de biodetección y bioinformática. Estamos buscando respuestas sobre cómo la EET interactúa con los materiales electrónicos, cómo regular la EET genéticamente para optimizar el rendimiento eléctrico y si hay nuevas características emergentes en estos sistemas electroquímicos que contienen células vivas. Los avances en la investigación de la transferencia de electrones o células HR bacterianas utilizan la biología sintética para diseñar vías de EET, sistemas electroquímicos para el monitoreo redox, por ejemplo, y microscopía para actividades de celdas, microscopía de fuerza atómica y macroelectrodos para el análisis de flujo de electrones y espectroscopía avanzada como los UAV Raman para la caracterización de interfaces de biología de materiales.
Demostramos que la ingeniería genética mostrada en la enfermedad podría modular las salidas de OECT, lo que permite respuestas eléctricas impulsadas por la biología. Los hallazgos incluyen ilustrar las vías directas e indirectas de EET que afectan el rendimiento de la bioelectrónica, acoplar la lógica genética a los resultados eléctricos y ajustar la plasticidad genética a través de EET. En comparación con el trabajo tradicional de OECT, las células vivas ofrecen ventajas como controles dinámicos genéticamente programables a través de la transferencia de electrones extracelulares y la capacidad de aprovechar los metabolismos celulares para respuestas en tiempo real.
En comparación con los circuitos biológicos tradicionales que utilizan reporteros de fluorescencia, los usuarios de OECT proporcionan resultados eléctricos directos más rápidos con alta sensibilidad. Nuestro trabajo futuro incluye la expansión de los circuitos genéticos para impulsar la EET y el desarrollo de la epigenética u optogenética para permitir que la electrónica module la expresión génica de la EET. También estamos interesados en crear bucles de control para aplicaciones como el entrenamiento de redes neuronales.
Por último, estamos explorando diversos materiales de canales OECT y la inclusión de la microfluídica e instituyendo la generación de oxígeno para controlar aún más el rendimiento del dispositivo. Para iniciar el autoclave se corretea el transistor electroquímico orgánico o OECT, láminas de polidimetilsiloxano o PDMS y plata, electrodo de referencia de cloruro de plata. Hornee los componentes del autoclave a 80 grados centígrados para secarlos.
Transfiera las correderas OECT del autoclave y el electrodo de referencia de plata, cloruro de plata a la guantera. Someta las láminas de PDMS al vacío en la anticámara de la guantera durante cuatro horas para dessorber el oxígeno atrapado. A continuación, para montar el dispositivo OECT, coloque las hojas de PDMS sobre las diapositivas OECT.
Inyecte 45 microlitros de medio basal Shewanella, o SBM, en cada cámara OECT. Cubra los puertos de la cámara OECT con láminas de PDMS para evitar la evaporación del medio y la contaminación. Comience la medición electroquímica inicial de OECT midiendo la corriente de canal IDS para un paso de voltaje de puerta de cero a 0,2 voltios.
Monitoree la corriente del curso de drenaje del canal OECT o IDS bajo un voltaje de fuente de drenaje de canal constante o VDS de menos 0.05 voltios y voltaje de puerta VGS de 0.2 voltios hasta que la corriente se estabilice. Configure el canal de instrumento uno para medir el IDS de corriente del canal OECT. Establezca el nombre de la técnica en Amperometría rápida, el tiempo de equilibrio en un segundo, el voltaje de equilibrio en menos 0,05 voltios, el voltaje de polarización en menos 0,05 voltios, el tiempo de ejecución en 14 segundos y el intervalo de muestreo en 0,5 milisegundos.
A continuación, configure el canal de instrumento dos para controlar el voltaje de la puerta VGS. Establezca el nombre de la técnica en Modo mixto, el tiempo de condición en un segundo, el voltaje de condición en cero voltios, el modo de la etapa uno en E constante, el voltaje de polarización de la etapa uno en cero voltios. Tiempo de ejecución de la primera etapa a cuatro segundos.
Modo de la etapa dos a E constante, voltaje de polarización de la etapa dos a 0,2 voltios. El tiempo de ejecución de la segunda etapa es de 10 segundos y el intervalo de muestreo es de 0,5 milisegundos. Aplique un voltaje de canal constante VDS de menos 0,05 voltios y un voltaje de puerta VGS de 0,2 voltios a todos los dispositivos OECT.
Centrifugar la suspensión de Shewanella oneidensis a 1500 3G durante cuatro minutos y lavar el pellet celular tres veces con un mililitro de medio de crecimiento fresco. Después del último lavado, vuelva a suspender las células en 0,5 mililitros o la mitad del volumen de cultivo original para obtener una suspensión celular concentrada con una densidad óptica de 600 de uno a 3,5. Transfiera la suspensión de celda concentrada a la guantera.
Prepare el inóculo diluyendo las células hasta una densidad óptica prevista de 0,1, utilizando el SBM+ suplementado con lactato preparado recién en la guantera con culatas de medios purgados. Detenga el potenciostato. Inyecte cinco microlitros del inóculo preparado en la cámara OECT que contiene 45 microlitros de SBM para lograr una absorbancia final de 0,01.
Cubra los puertos de la cámara OECT con láminas de PDMS para evitar la evaporación del medio y la contaminación. Para cultivos anaeróbicos, diluir el cultivo celular de Shewanella diez veces utilizando un medio de dilución con la misma constitución que el medio de crecimiento. Después de suspender el potenciostato, inyecte cinco microlitros del inóculo anaeróbico en la cámara OECT, que contiene 45 microlitros de medio SBM.
Cubra los puertos de la cámara OECT con láminas de PDMS. Aplique voltajes de polarización constantes a los canales OECT con un voltaje de canal VDS de menos 0,05 voltios y voltaje de puerta VGS de 0,2 voltios durante 24 horas. Desconecte la estadística potencial de los dispositivos OECT individuales solo durante las mediciones de puntos de tiempo para la caracterización.
Monitorear los cambios significativos en el estado de dopaje del canal OECT durante las primeras ocho horas. Después de 24 horas, inserte el electrodo de referencia de plata, cloruro de plata en la cámara OECT girándolo suavemente y empujándolo a través del puerto de intercambio de fluido. Mida las curvas de transferencia del OECT barriendo el voltaje de la puerta de menos 0,1 voltios a 0,6 voltios mientras monitorea el IDS de corriente del canal con un voltaje de polarización constante VDS de menos 0,05 voltios.
Al mismo tiempo, mida los potenciales precisos de los electrodos de puerta y fuente contra el electrodo de referencia. Configure el canal uno del instrumento para medir el IDS de corriente del canal OECT utilizando la técnica de cronoamperometría. Establezca el tiempo de equilibrio en cinco segundos, el voltaje de equilibrio en menos 0,05 voltios, el voltaje de polarización en menos 0,05 voltios, el tiempo de ejecución en 35 segundos y el intervalo de muestreo en 0,09915 segundos.
A continuación, configure el canal de instrumento dos para controlar el voltaje de puerta OECT VGS mediante voltamperometría de barrido lineal. Ajuste el tiempo de equilibrio a cinco segundos, el voltaje de equilibrio a menos 0,1 voltios. Comience el voltaje a menos 0.1 voltios.
Voltaje final a 0,6 voltios. Paso de voltaje a 0,002 voltios y velocidad de escaneo a 0,02 voltios por segundo. Configure el canal tres del instrumento para medir el potencial de la fuente OECT VS contra el electrodo de referencia de plata, cloruro de plata mediante potenciometría de circuito abierto.
Establezca el tiempo de ejecución en 40 segundos y el intervalo de muestreo en 0,09915 segundos. Configure el canal cuatro del instrumento para medir el potencial de puerta OECT VG contra el electrodo de referencia utilizando potenciometría de circuito abierto. Establezca el tiempo de ejecución en 40 segundos y el intervalo de muestreo en 0,09915 segundos.
Después de cada medición, enjuague el electrodo de referencia con etanol al 70% y límpielo con una toalla nueva con poca pelusa. Las constantes de velocidad ajustadas para la actividad de transferencia de electrones mostraron diferencias significativas entre las cepas, con los mutantes Delta MtrC y Delta MTR mostrando constantes reducidas en comparación con S.oneidensis MR-1 de tipo salvaje. La complementación de mutantes con MtrC o MTRC AB restauró las tasas a niveles de tipo salvaje en condiciones inductoras.
La corriente del canal OECT demostró una detección rápida de la actividad de transferencia de electrones con la corriente de la fuente de drenaje y la corriente de la fuente de drenaje normalizada, mostrando diferencias estadísticamente significativas entre las cepas dentro de las 1,5 horas posteriores a la inoculación. Los controles abióticos y los mutantes no inducidos mostraron cambios mínimos, lo que refuerza la sensibilidad del sistema híbrido.
