Наши исследования сосредоточены на разработке биоэлектроники, которая интегрирует бактериальный внеклеточный перенос электронов или EET для расширения биосенсорных и биокомпьютерных приложений. Мы ищем ответы на вопросы о том, как ЭЭТ взаимодействует с электронными материалами, как генетически регулировать ЭЭТ для оптимизации электрических характеристик и есть ли новые новые особенности в этих электрохимических системах, содержащих живые клетки. Достижения в области бактериальных исследований HR-клеток или переноса электронов используют синтетическую биологию для инженерии путей ЭЭТ, электрохимическую систему для окислительно-восстановительного мониторинга, например, и микроскопию для активности клеток, проведение атомно-силовой микроскопии и макроэлектродов для анализа потока электронов, а также передовую спектроскопию, такую как БПЛА Raman, для характеристики интерфейса материаловедения.
Мы демонстрируем, что генно-инженерные исследования, показанные на заболеваниях, могут модулировать выходы OECT, обеспечивая биологически обусловленные электрические реакции. Полученные данные включают в себя иллюстрацию прямых и косвенных путей ЭЭТ, влияющих на производительность биоэлектроники, связывание генетической логики с электрическими результатами и настройку генетической пластичности с помощью ЭОТ. По сравнению с традиционной работой OECT, живые клетки обладают такими преимуществами, как динамическое генетически программируемое управление за счет внеклеточного переноса электронов и возможность использовать клеточный метаболизм для реакции в реальном времени.
По сравнению с традиционными биологическими схемами, в которых используются флуоресцентные репортеры, пользователи OECT обеспечивают более быстрые прямые электрические результаты с высокой чувствительностью. Наша будущая работа включает в себя расширение генетических схем для управления ЭЭТ и развитие эпигенетики или оптогенетики, позволяющей электронике модулировать экспрессию генов ЭЭТ. Мы также заинтересованы в создании циклов управления для таких приложений, как обучение нейронных сетей.
Наконец, мы изучаем различные материалы каналов OECT и включение микрофлюидики и синтеза кислорода для дальнейшего управления производительностью устройства. Начать автоклавирование органического электрохимического транзистора или предметного стекла OECT, полидиметилсилоксана или листов PDMS и серебра, хлорида серебра и электрода сравнения. Выпекайте компоненты автоклава при температуре 80 градусов Цельсия, чтобы они высохли.
Перенесите предметные стекла автоклава OECT и электрод сравнения из серебра, хлорида серебра в бардачок. Подвергните листы PDMS воздействию вакуума в антикамере перчаточного ящика на четыре часа, чтобы десорбировать захваченный кислород. Затем, чтобы собрать устройство OECT, поместите листы PDMS на слайды OECT.
Введите 45 микролитров базальной среды Shewanella, или SBM, в каждую камеру OECT. Закройте отверстия камеры OECT листами PDMS, чтобы предотвратить испарение и загрязнение среды. Начните первоначальное электрохимическое измерение OECT с измерения тока в канале IDS для шага напряжения затвора от нуля до 0,2 вольта.
Контролируйте ток тока тока стока канала OECT или IDS при постоянном канале стока, напряжение источника или VDS минус 0,05 вольт и напряжение затвора VGS 0,2 вольта до тех пор, пока ток не стабилизируется. Настройте первый канал прибора для измерения текущего IDS канала OECT. Задайте для параметра название метода «Быстрая амперометрия», время уравновешивания — одну секунду, напряжение уравновешивания — минус 0,05 вольта, напряжение смещения — минус 0,05 вольта, время выполнения — 14 секунд, а интервал дискретизации — 0,5 миллисекунды.
Далее настройте второй канал прибора для управления напряжением затвора VGS. Установите имя метода на Смешанный режим, время условия — на одну секунду, напряжение на ноль вольт, режим на первом этапе — на постоянную E, напряжение смещения на первом этапе — на ноль вольт. Время выполнения одной ступени до четырех секунд.
Вторая ступень в режиме постоянной E, вторая ступень напряжение смещения в 0,2 вольта. Время выполнения второго этапа до 10 секунд и интервал дискретизации до 0,5 миллисекунды. Подайте постоянное напряжение канала VDS минус 0,05 вольт и напряжение затвора VGS 0,2 вольта на все устройства OECT.
Центрифугируйте суспензию Shewanella oneidensis при 1500 3G в течение четырех минут и трижды промойте клеточную гранулу одним миллилитром свежей питательной среды. После последней промывки ресуспендируют клетки в 0,5 миллилитре или половине исходного объема культуры для получения концентрированной клеточной суспензии с оптической плотностью 600 от одного до 3,5. Переложите концентрированную клеточную суспензию в бардачок.
Приготовьте инокулюм, разбавив клетки до предполагаемой оптической плотности 0,1, используя SBM+, дополненный лактатом, приготовленным только что в бардачке с продувочными материалами. Остановите прием потенциостата. Введите пять микролитров приготовленного инокулюма в камеру OECT, содержащую 45 микролитров SBM, чтобы достичь окончательной абсорбции 0,01.
Накройте отверстия камеры OECT листами PDMS, чтобы избежать испарения среды и загрязнения. Для анаэробных культур культуру клеток Shewanella разбавляют в десять раз, используя разбавляющую среду с тем же составом, что и питательная среда. После остановки приема потенциостата введите пять микролитров анаэробного инокулюма в камеру OECT, содержащую 45 микролитров среды SBM.
Закройте порты камеры OECT листами PDMS. Подайте постоянное напряжение смещения на каналы OECT с канальным напряжением VDS минус 0,05 вольт и напряжением затвора VGS 0,2 вольта в течение 24 часов. Отключайте характеристики потенциала от отдельных устройств OECT только во время измерений временных точек для определения характеристик.
Отслеживайте значительные изменения в состоянии легирования канала OECT в течение первых восьми часов. Через 24 часа вставьте электрод сравнения из серебра и хлорида серебра в камеру OECT, осторожно поворачивая и проталкивая его через отверстие для обмена жидкости. Измерьте передаточные кривые OECT путем развертки напряжения затвора от минус 0,1 вольт до 0,6 вольт при контроле тока в канале IDS с постоянным смещением напряжения VDS минус 0,05 вольт.
Одновременно с этим необходимо с высокой точностью измерить потенциалы затвора и электрода источника относительно электрода сравнения. Настройте первый канал прибора для измерения IDS тока в канале OECT с помощью метода хроноамперометрии. Установите время уравновешивания равным пяти секундам, напряжению уравновешивания значение минус 0,05 вольт, напряжению смещения равным минус 0,05 вольта, времени работы равным 35 секундам и интервалу дискретизации равным 0,09915 секунды.
Затем настройте второй канал прибора для управления напряжением затвора OECT VGS с помощью линейной вольтамперометрии. Установите время уравновешивания на пять секунд, напряжение уравновешивания на минус 0,1 вольта. Начните напряжение до минус 0,1 вольта.
Конечное напряжение до 0,6 вольта. Шаг напряжения до 0,002 вольт и частота сканирования до 0,02 вольт в секунду. Настройте третий канал прибора для измерения VS потенциала источника OECT относительно электрода сравнения из серебра и хлорида серебра с помощью потенциометрии с открытой цепью.
Установите время выполнения равным 40 секундам, а интервал выборки — 0,09915 секунды. Настройте четвертый канал прибора для измерения потенциала затвора OECT VG относительно электрода сравнения с помощью потенциометрии с открытым контуром. Установите время выполнения на 40 секунд и интервал дискретизации на 0,09915 секунды.
После каждого измерения промывайте электрод сравнения с 70% этанолом и протирайте его новым полотенцем с низким ворсом. Подогнанные константы скорости для активности переноса электронов показали значительные различия между штаммами с мутантами Delta MtrC и Delta MTR, демонстрирующими сниженные константы по сравнению с S.oneidensis MR-1 дикого типа. Комплементация мутантов с MtrC или MTRC AB восстанавливала показатели до уровней дикого типа в индукторных условиях.
Ток канала OECT продемонстрировал быстрое обнаружение активности переноса электронов с током источника стока и нормализованным током источника стока, показав статистически значимые различия между штаммами в течение 1,5 часов после инокуляции. Абиотический контроль и неиндуцированные мутанты показали минимальные изменения, усиливающие чувствительность гибридной системы.
